Name: Wstrzyknięcie do ściany pęcherza myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 48 s
Description: Naucz się mikrochirurgicznej techniki wstrzyknięcia komórek do ściany pęcherza myszy. Metoda umożliwia precyzyjną lokalizację implantacji komórek, co jest kluczowe dla badań nad komórkami macierzystymi i biologią raka pęcherza.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Z wdzięcznością potwierdzamy wsparcie w ramach grantu pilotażowego z Stanford Pediatric Research Fund oraz grantu K08DK087895-01 z NIDDK.

1. Iniekcja w ścianę pęcherza myszy
Wybór szczepu, wieku i płci myszy jest podyktowany potrzebami eksperymentalnymi. Stosujemy myszy w wieku od 8 do 12 tygodni, ponieważ jest to okres dojrzałości immunologicznej poprzedzający procesy starzenia. Jako ogólną wytyczną przyjmuje się, że myszy powinny trafić do laboratorium co najmniej tydzień przed manipulacjami eksperymentalnymi, aby uniknąć czynników zakłócających wywołanych stresem.
<ol>
<li>Oczyścić powierzchnię stołu operacyjnego wodą z mydłem.</li>
<li>Przetrzeć powierzchnię stołu operacyjnego chusteczkami Cide Swipes lub chusteczkami antyseptycznymi.</li>
<li>Wyklaweklać czyste instrumenty chirurgiczne przed użyciem w operacji.</li>
<li>Dodatkowo wysterylizować instrumenty chirurgiczne w sterylizatorze koralikowym bezpośrednio przed użyciem, a także pomiędzy zwierzętami w trakcie operacji.</li>
<li>Oczyścić strzykawki Hamiltona o pojemności 10 μL i igły o grubości 29 lub 30 G (długości 1/2 cala) poprzez wielokrotne zasysanie i wstrzykiwanie alkoholu absolutnego przed pierwszym użyciem oraz po zakończeniu ostatniej procedury chirurgicznej.</li>
<li>Myć i płukać strzykawki Hamiltona sterylnym roztworem soli fizjologicznej w buforze fosforanowym pomiędzy kolejnymi zwierzętami.</li>
<li>Zanurzyć myszy w znieczuleniu, umieszczając je w komorze indukcyjnej z izofluranem, przy ustawieniu stężenia izofluranu w zakresie 2-5%.</li>
<li>Po osiągnięciu znieczulenia ogólnego wyjąć mysz z komory i ułożyć ją w pozycji grzbietowej na ciepłej podkładce, aby pomóc w utrzymaniu normalnej temperatury ciała.</li>
<li>Utrzymać znieczulenie, umieszczając nos zwierzęcia w dyszy z odparowanym izofluranem (miareczkowanym od 1-3% w zależności od potrzeb, aby utrzymać odpowiednie znieczulenie).</li>
<li>Ogolić skórę brzucha za pomocą trymera.</li>
<li>Użyć jednorazowej, sterylnej draperii chirurgicznej do zakrycia odbytu, aby zapobiec zanieczyszczeniu kałem podczas operacji.</li>
<li>Użyć drugiej jednorazowej, sterylnej draperii chirurgicznej do zakrycia pola operacyjnego (dolna część brzucha).</li>
<li>Przygotować brzuch za pomocą trzech kawałków gazy nasączonej Betadyną. Powtórzyć ten krok trzy razy.</li>
<li>Używając mikroskopu sekcyjnego w celu powiększenia obrazu, wykonać nożyczkami nacięcie w linii środkowej w dolnej części brzucha.</li>
<li>Odsłonić pęcherz moczowy.</li>
<li>Jeśli pęcherz jest pełny, częściowo go odbarczyć, wywierając delikatny nacisk w dół w obrębie kopuły pęcherza.</li>
<li>Wstrzyknąć roztwór próbki (do 50 μL), używając igły o grubości 29 lub 30 G i strzykawki, w ścianę kopuły pęcherza moczowego (wtrysk wewnątrzścienny), z otworem igły skierowanym do góry.</li>
<li>Przesunąć tłok strzykawki, aby wstrzyknąć roztwór próbki do ściany pęcherza. Dobrze zlokalizowany pęcherzyk (bleb) świadczy o prawidłowym wstrzyknięciu komórek do ściany pęcherza.</li>
<li>Wyjąć strzykawkę, zamknąć nacięcie za pomocą klipsów chirurgicznych i pozwolić myszy dojść do siebie na podkładce grzejnej.</li>
</ol>
2. Reprezentatywne wyniki: 
Dobrze zlokalizowany pęcherzyk, który nie przecieka i zachowuje stabilną wielkość, świadczy o pomyślnym wstrzyknięciu komórek w ścianę pęcherza (Rysunek 1). W celu potwierdzenia obecności wstrzykniętych komórek w ścianie pęcherza można przeprowadzić analizę histologiczną.
<img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig1.jpg" alt="Sekcja zwierząt; aplikacja strzykawkową; badanie anatomiczne; metoda badawcza; eksperyment edukacyjny." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Przykład pomyślnego wstrzyknięcia w ścianę pęcherza moczowego z wykorzystaniem tuszu indyjskiego w celu ilustracji.
<img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig2.jpg" alt="Schemat procesu wstrzykiwania do ściany pęcherza myszy; laparotomia pośrodkowa, strzykawka, procedura podawania zawiesiny komórkowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Schemat procedur eksperymentalnych.

<ol><li>Dinney, C. P., Fishbeck, R., Singh, R. K., Eve, B., Pathak, S., Brown, N., Xie, B., Fan, D., Bucana, C., Fidler, I. J., Killion, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Characterization+of+Metastatic+Variants+from+Human+Transitional+Cell+Carcinoma+Passaged+by+Orthotopic+Implantation+in+Athymic+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Isolation and Characterization of Metastatic Variants from Human Transitional Cell Carcinoma Passaged by Orthotopic Implantation in Athymic Nude Mice.</a> The Journal of Urology. 154, 1532-1538 (1995).</li>
<li>Singh, A. V., Franke, A. A., Blackburn, G. L., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soy+Phytochemicals+Prevent+Orthotopic+Growth+and+Metastasis+of+Bladder+Cancer+in+Mice+by+Alterations+of+Cancer+Cell+Proliferation+and+Apoptosis+and+Tumor+Angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Soy Phytochemicals Prevent Orthotopic Growth and Metastasis of Bladder Cancer in Mice by Alterations of Cancer Cell Proliferation and Apoptosis and Tumor Angiogenesis.</a> Cancer Res. 66, 1851-1858 (2006).</li>
<li>Yanagiuchi, A., Miyake, H., Nomi, M., Takenaka, A., Fujisawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+Microenvironment+by+Growth+Factors+Regulates+the+In+Vivo+Growth+of+Skeletal+Myoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Modulation of the Microenvironment by Growth Factors Regulates the In Vivo Growth of Skeletal Myoblasts.</a> BJU International. 103, 1569-1573 (2009).</li>
<li>Miyake, H., Hara, I., Yamanaka, K., Gohji, K., Arakawa, S., Kamidono, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+Bcl-2+Enhances+Metastatic+Potential+of+Human+Bladder+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Overexpression of Bcl-2 Enhances Metastatic Potential of Human Bladder Cancer Cells.</a> British Journal of Cancer. 79, 1651-1656 (1999).</li>
<li>Chancellor, M. B., Yokoyama, T., Tirney, S., Mattes, C. E., Ozawa, H., Yoshimura, N., Groat, W. C. de, Huard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+Results+of+Myoblast+Injection+into+the+Urethra+and+Bladder+Wall%3A+a+Possible+method+for+the+Treatment+of+Stress+Urinary+Incontinence+and+Impaired+Detrusor+Contractility%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Preliminary Results of Myoblast Injection into the Urethra and Bladder Wall: a Possible method for the Treatment of Stress Urinary Incontinence and Impaired Detrusor Contractility.</a> Neurourol Urodyn. 19, 279-287 (2000).</li>
<li>Dinney, C. P., Tanguay, S., Bucana, C. D., Eve, B. Y., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravesical+Liposomal+Muramyl+Tripeptide+Phosphatidylethanolamine+Treatment+of+Human+Bladder+Carcinoma+Growing+in+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Interferon+Cytokine+Res%22%5BJournal%5D)">Intravesical Liposomal Muramyl Tripeptide Phosphatidylethanolamine Treatment of Human Bladder Carcinoma Growing in Nude Mice.</a> J Interferon Cytokine Res. 15, 585-592 (1995).</li>
<li>Mohamedali, K. A., Kedary, D., Sweeney, P., Kamaty, A., Davisy, D. W., Evey, B. Y., Huangy, S., Thorpez, P. E., Dinney, C. P., Rosenblum, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Vascular-targeting+Fusion+toxin+VEGF121%2FrGel+Inhibits+the+Growth+of+Orthotopic+Human+Bladder+Carcinoma+Tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">The Vascular-targeting Fusion toxin VEGF121/rGel Inhibits the Growth of Orthotopic Human Bladder Carcinoma Tumors.</a> Neoplasia. 7, 912-920 (2005).</li>
<li>Slaton, J. W., Perrotte, P., Inoue, K., Dinney, C. P., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-%CE%B1-mediated+Down-Regulation+of+Angiogenesis-related+Genes+and+Therapy+of+Bladder+Cancer+Are+Dependent+on+Optimization+of+Biological+Dose+and+Schedule%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Interferon-α-mediated Down-Regulation of Angiogenesis-related Genes and Therapy of Bladder Cancer Are Dependent on Optimization of Biological Dose and Schedule.</a> Clinical Cancer Research. 5, 2726-2734 (1999).</li>
<li>Yokoyama, T., Huard, J., Pruchnic, R., Yoshimura, N., Qu, Z., Cao, B., De Groat, W. C., Kumon, H., Chancellor, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle-Derived+Cell+Transplantation+and+Differentiation+into+Lower+Urinary+Tract+Smooth+Muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Muscle-Derived Cell Transplantation and Differentiation into Lower Urinary Tract Smooth Muscle.</a> Urology. 57, 826-831 (2001).</li>
<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Orthotopic+Models+for+Bladder+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Mouse Orthotopic Models for Bladder Cancer Research.</a> BJU International. 104, 1286-1291 (1988).</li>
<li>Russell, P. J., Jelbart, M., Wills, E., Singh, S., Wass, J., Witherspoon, J., Raghavan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+characterization+of+a+new+human+bladder+cancer+cell+line+showing+features+of+squamous+and+glandular+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Establishment and characterization of a new human bladder cancer cell line showing features of squamous and glandular differentiation.</a> Int. J. Cancer. 41, 74-74 (1988).</li>
<li>Ahlering, T. E., Dubeau, L., Jones, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+in+vivo+model+to+study+invasion+and+metastasis+of+human+bladder+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">A new in vivo model to study invasion and metastasis of human bladder carcinoma.</a> Cancer Res. 41, 6660-6660 (1987).</li>
<li>Heaney, J. A., Omellas, E. P., Daly, J. J., Lin, J. C., Rout, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+growth+of+human+bladder+cancer+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Urol%22%5BJournal%5D)">In vivo growth of human bladder cancer cell lines.</a> Invest. Urol. 15, 380-380 (1978).</li>
<li>Hadaschik, B., Black, P., Sea, J., Metwalli, A., Fazli, L., Dinney, C., Gleave, M., So, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumor+inoculation+and+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumor inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU International. 100, 1377-1384 (2007).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Wstrzyknięcie w ścianę pęcherza myszy umożliwia implantację określonych komórek do wyznaczonych obszarów ściany pęcherza. Technika ta ma szerokie zastosowanie w modelach mysich raka pęcherza moczowego, biologii mięśni gładkich oraz biologii komórek macierzystych. Z definicji wstrzyknięcie w ścianę pęcherza myszy ułatwia wprowadzenie komórek raka pęcherza lub komórek macierzystych do lokalizacji ortotopowej, co pozwala na badanie ich wzrostu i różnicowania w fizjologicznie istotnym kontekście anatomicznym. W rzeczywistośc...

<table><tbody><tr><td>Izofluran (Aerrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>NDC 10019-773-60</td><td></td></tr><tr><td>Igły o rozmiarze 29 lub 30 G</td><td>Hamilton Co</td><td>7803-06 lub 7803-07</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 100 µL</td><td>Hamilton Co</td><td>7656-01</td><td></td></tr></tbody></table>

iniekcja w ścianę pęcherza myszy

Mouse Bladder Wall Injection

Iniekcja w ścianę pęcherza myszy jest użyteczną techniką do ortotopowych badań zjawisk zachodzących w pęcherzu, w tym biologii komórek macierzystych, mięśni gładkich oraz nowotworów. Przed rozpoczęciem iniekcji obszar operacyjny należy oczyścić wodą z mydłem oraz roztworem antyseptycznym. Sprzęt chirurgiczny musi zostać wysterylizowany przed użyciem oraz pomiędzy każdym zwierzęciem. Każdą mysz poddaje się znieczuleniu wziewnemu izofluranem (2-5% do indukcji, 1-3% do podtrzymania), a pęcherz zostaje odsłonięty poprzez wykonanie nożyczkami nacięcia w linii środkowej brzucha. Jeśli pęcherz jest pełny, należy go częściowo zdekompresować, delikatnie ściskając go dwoma palcami. Odpowiednią zawiesinę komórek wstrzykuje się domięśniowo w ścianę kopuły pęcherza, używając igły o rozmiarze 29 lub 30 G oraz strzykawki o pojemności 1 cc lub mniejszej. Ranę zamyka się za pomocą klipsów chirurgicznych, a mysz zostawia się do wybudzenia na podkładce grzewczej. Iniekcja w ścianę pęcherza jest delikatną techniką mikrochirurgiczną, którą można opanować poprzez praktykę.

Wstrzykiwanie do ściany pęcherza moczowego myszy jest przydatnym podejściem do ortotopowych badań nad biologią komórek macierzystych pęcherza oraz biologią nowotworów. Tę precyzyjną metodę mikrochirurgiczną można opanować dzięki starannej technice i praktyce.

Iniekcja w ścianę pęcherza myszy

Wstrzykiwanie w ścianę pęcherza moczowego myszy jest użyteczną techniką do ortotopowych badań zjawisk zachodzących w pęcherzu, w tym biologii komórek macierzystych, mięśni gładkich oraz nowotworów. ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wprowadzenie komórek do określonych obszarów ściany pęcherza moczowego. Osiąga się to poprzez wykonanie nacięcia brzusznego w celu odsłonięcia pęcherza. Kolejnym krokiem procedury jest wprowadzenie ściętego końca igły wewnątrzściennie.Ostatnim etapem procedury jest naciśnięcie tłoka strzykawki w celu wstrzyknięcia badanych komórek do ściany pęcherza. Prawidłową implantację komórek świadczy obecność dobrze zlokalizowanego pęcherzyka, który nie przecieka i zachowuje stabilną wielkość. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak przezcewkowe wprowadzanie komórek u myszy, jest możliwość precyzyjnego określenia miejsca implantacji komórek w obrębie pęcherza.Wizualna demonstracja wstrzykiwania domięśniowego jest kluczowa, ponieważ opanowanie techniki iniekcji jest trudne. Znajomość prawidłowego kąta oraz miejsca wprowadzenia igły do pęcherza jest niezbędna dla powodzenia procedury. Wybierz wiek, płeć i szczep myszy w zależności od potrzeb przeprowadzanego eksperymentu.Do doświadczenia wykorzystuje się myszy w wieku od 8 do 12 tygodni. Należy rozpocząć od oczyszczenia powierzchni stołu operacyjnego za pomocą mydła i wody. Następnie powierzchnię stołu operacyjnego należy przetrzeć chusteczkami dezynfekującymi lub antyseptycznymi. Narzędzia chirurgiczne powinny zostać wysterylizowane w autoklawie przed rozpoczęciem zabiegu.Przed użyciem przetrzeć instrumenty 70% etanolem, a pomiędzy poszczególnymi zabiegami chirurgicznymi wysterylizować je ponownie w sterylizatorze koralikowym. Oczyścić strzykawkę Hamiltona o pojemności 100 µL z dołączoną igłą 30G poprzez wielokrotne zasysanie alkoholu absolutnego, a następnie sterylnego soli fizjologicznej w buforze fosforanowym. Umieścić znieczulone zwierzę w pozycji grzbietnej na ogrzewanej podkładce, aby pomóc w utrzymaniu prawidłowej temperatury ciała.Utrzymuj odpowiedni poziom znieczulenia, umieszczając pysk zwierzęcia w dyszy z odparowanym izofluranem. Następnie usuń sierść ze skóry brzucha za pomocą strzygarki. Użyj jednorazowej sterylnej draperii chirurgicznej do zakrycia odbytu, aby zapobiec zanieczyszczeniu kałem podczas operacji.Na dolną część brzucha nałóż drugą sterylną draperię chirurgiczną i wyznacz okno operacyjne. Miejsce operacyjne wysterylizuj, wielokrotnie aplikując Betadynę oraz alkohol, używając mikroskopu sekcyjnego w celu powiększenia obrazu. Nożyczkami wykonaj nacięcie w dolnej linii środkowej brzucha.Należy delikatnie uciskać brzuch, aby odsłonić pęcherz moczowy. Ponieważ pęcherz jest zazwyczaj częściowo lub całkowicie pełny, ucisk brzucha spowoduje przesunięcie innych organów, co pozwoli na wysunięcie się pęcherza przez nacięcie. Jeśli pęcherz jest pełny, należy delikatnie nacisnąć go w okolicy kopuły, aby go częściowo opróżnić.Napełnij sterylną strzykawkę Hamiltona 50 µL roztworu próbki. Wprowadź końcówkę igły ściętą stroną do góry w ścianę pęcherza i wstrzyknij roztwór próbki. Prawidłowe wstrzyknięcie objawia się powstaniem dobrze zlokalizowanego pęcherzyka, z którego nie wycieka płyn i który utrzymuje stałą wielkość.Po wstrzyknięciu zamknąć nacięcie za pomocą klipsów chirurgicznych. Pozostawić zwierzę do dojścia do siebie na podgrzewaczką. Technika ta, przy prawidłowym wykonaniu, zajmuje od 10 do 15 minut.Sukces można potwierdzić poprzez analizę histologiczną pęcherza w kolejnych punktach czasowych po wstrzyknięciu.

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wstrzyknięcie do ściany pęcherza myszego

Cystometria jest wydajną techniką pomiaru funkcji pęcherza moczowego u małych zwierząt in vivo. Do pęcherza prowadzona jest ciągła infuzja z szybkością kontrolowaną poprzez cewnik wewnątrz pęcherza, podczas gdy cewka moczowa pozostaje wolna, aby umożliwić mikcję. Pozwala to na wielokrotne napełnianie i opróżnianie pęcherza, przy jednoczesnym rejestrowaniu ciśnienia wewnątrz pęcherza oraz objętości wydalonego moczu.

Zastosowanie cystometrii u małych gryzoni: badanie chemosensytywności pęcherza moczowego

Ustanowienie ortotopowego modelu nowotworu pęcherza moczowego w celu oceny efektów przeciwnowotworowych wewnątrz pęcherzowo podanego saRNA oraz monitorowanie wzrostu guza za pomocą ultradźwięków i obrazowania bioluminescencyjnego.

Ortotopowy model nowotworu pęcherza moczowego oraz ocena leczenia wewnątrz pęcherzowego za pomocą saRNA

Źródło: O'Brien, V. P., i in., Nawracająca infekcja dróg moczowych Escherichia coli wywołana ekspozycją pęcherza pochwowego Gardnerella u myszy. J. Vis. Exp. (2020)Ten film demonstruje wykorzystanie skaningowej mikroskopii elektronowej do wizualizacji kolonizacji bakterii oraz interakcji gospodarz–patogen w nabłonku pęcherza moczowego modelu myszy przed zakażeniem.

Przygotowanie tkanek pęcherza myszy do wizualizacji infekcji bakteryjnej

W tym filmie opisujemy ortotopową transplantację hodowanych organoidów guza pęcherza moczowego do mysiego pęcherza moczowego, aby zbadać rolę środowiska narządu w rozwoju nowotworów.

Model organoidów guza pęcherza moczowego: metoda ortotopowego przeszczepu organoidów pęcherza moczowego do mysiego pęcherza biorcy

W tym filmie opisujemy dopęcherzową procedurę dostarczania komórek rakowych do pęcherza moczowego modelu mysiego. Procedura ta pomaga wygenerować ortotopowy model guza pęcherza moczowego, który można wykorzystać do opracowania strategii terapeutycznych.

Modelowanie ortotopowego guza pęcherza moczowego w modelu mysim: procedura dopęcherzowego podawania komórek rakowych do mysiego pęcherza moczowego

Sprawdzona technika szczepienia pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka ortotopowego pęcherza moczowego wymaga laparotomii i mobilizacji pęcherza. Procedura ta powoduje znaczną zachorowalność u myszy, jest technicznie trudna i czasochłonna. W związku z tym opracowaliśmy wysoce precyzyjne, przezskórne podejście wykorzystujące kontrolę ultrasonograficzną.

Małoinwazyjne założenie mysich ortotopowych ksenoprzeszczepów pęcherza moczowego

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się częściowo bólem miednicy. W celu zbadania udziału układu nerwowego w tym stanie, stosuje się fizjologiczny model bólu pęcherza moczowego u myszy i szczurów.

Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Ten protokół opisuje powstawanie mysich ortotopowych guzów pęcherza moczowego u samic myszy C57BL/6J oraz monitorowanie wzrostu guza.

Mysi ortotopowy model guza pęcherza moczowego i system wykrywania guzów

Inkraplanie przezcewkowe jest trudną procedurą i nie zostało dobrze opisane w literaturze. Celem pracy jest opisanie techniki przezcewkowego wprowadzania cewnika do dopęcherzowego podawania płynów z substancjami czynnymi do pęcherza moczowego i/lub prostaty u dorosłych samców myszy.

Procedura wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy

Opisujemy nowatorską metodę dostarczania plazmidu DNA do komórek urotelialnych pęcherza myszy in vivo poprzez cewnikowanie cewki moczowej i elektroporację. Oferuje szybki i wygodny sposób generowania autochtonicznych mysich modeli chorób pęcherza moczowego.

Nowa metoda dostarczania plazmidowego DNA do nabłonka moczowego myszy za pomocą elektroporacji

Naucz się mikrochirurgicznej techniki wstrzyknięcia komórek do ściany pęcherza myszy. Metoda umożliwia precyzyjną lokalizację implantacji komórek, co jest kluczowe dla badań nad komórkami macierzystymi i biologią raka pęcherza.

Iniekcja w ścianę pęcherza myszy

Przeglądaj więcej filmów