Name: Przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do stosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu metodą rezonansu magnetycznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 21 s
Description: Poznaj metodę syntezy, oczyszczania i charakteryzacji kompleksów lantanowców stosowanych jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym. Technika ta umożliwia etykietowanie makrocząsteczek biologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wyrażamy wdzięczność za fundusze startowe z Wayne State University (MJA), grant z American Foundation for Aging Research (SMV) oraz Pathway to Independence Career Transition Award (R00EB007129) z National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering w ramach National Institutes of Health (MJA).

1. Metalacja przy użyciu soli LnCl3
<ol>
	<li>Rozpuścić ligand w wodzie, aby otrzymać roztwór o stężeniu 30-265 mM. W tym filmie ligand kwas 2-(4-izotiocyjanobenzylo)-dietylenotriaminopentaoctowy 
	(p-SCN-Bn-DTPA) został użyty w stężeniu 73 mM.</li>
	<li>Dostosować pH roztworu ligandu do wartości od 5,5 do 7,0, dodając 1 M NH4OH. W tym filmie użyto 0,2 mL roztworu 1 M NH4OH.</li>
	<li>Rozpuścić 1-2 ekwiwalenty LnCl3 w wodzie, aby otrzymać roztwór o stężeniu 5-100 mM. W tym filmie użyto EuCl3 
	i GdCl3 w stężeniach 11 mM. Często stosuje się nadmiar metalu, aby doprowadzić metalację do końca i 
	w konsekwencji uprościć proces oczyszczania.</li>
	<li>Dodać roztwór LnCl3 do roztworu ligandu podczas mieszania.</li>
	<li>Po dodaniu LnCl3 dostosować pH otrzymanej mieszaniny reakcyjnej do wartości od 5,5 do 7,0, dodając 0,2 M NH4OH. W tym filmie 
	łącznie użyto 0,5 mL roztworu 0,2 M NH4OH. Jeśli ligand zawiera grupy funkcyjne wrażliwe na działanie kwasów, dostosowywać 
	pH wielokrotnie podczas tego etapu. OSTROŻNIE – jeśli roztwór stanie się zbyt zasadowy, wszelkie grupy funkcyjne wrażliwe na zasady, takie jak izotiocyjaniany, 
	staną się niezdatne do koniugacji.</li>
	<li>Monitorować reakcję poprzez pomiary pH. Reakcja jest zakończona, gdy wartość pH pozostaje stała.</li>
</ol>
2. Opracowanie z podwyższeniem pH (nieujęte w tym filmie, ale zalecane dla ligandów bez grup funkcyjnych wrażliwych na zasady)
<ol>
	<li>Do mieszaniny reakcyjnej dodać stężony NH4OH w celu dostosowania pH do wartości ≥1. Ten etap spowoduje wytrącenie wszelkich niezwiązanych metali w formie nierozpuszczalnego wodorotlenku.</li>
	<li>Przesączyć nadsącz przez filtr 0,2 μm. Jeśli mieszanina reakcyjna zapycha filtr, zaleca się odwirowanie i zdekantowanie przed filtrowaniem.</li>
	<li>W przypadku, gdy dializa nie będzie wykonywana, usunąć rozpuszczalnik pod zmniejszonym ciśnieniem (zaleca się odparowanie rotacyjne lub liofilizację).</li>
	<li>Kroki 2.1-2.3 można powtórzyć, jeśli w próbce pozostają wolne lantanowce.</li>
</ol>
3. Obróbka poprzez dializę
<ol>
	<li>Odciąć rurkę do dializy na odpowiednią długość (zgodnie z wytycznymi producenta), aby pomieścić objętość próbki, pozostawiając dodatkowy zapas (około 10% objętości próbki). W tym filmie zastosowano membranę z granicą odcięcia masy cząsteczkowej (MWCO) 10-50 daltonów, ale w razie potrzeby można zastosować rurki o większym MWCO, jeśli koniugacja zostanie przeprowadzona przed metalacją. Alternatywnie, zamiast rurek do dializy, można użyć kaset do dializy.</li>
	<li>Jeśli wytyczne producenta tak stanowią, namoczyć odciętą rurkę do dializy w wodzie przez 15 min w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Napełnić zbiornik do dializy (w tym filmie użyto zlewki o pojemności 1 L) wodą (dializatem). Objętość dializatu powinna być około 10-krotnie większa od objętości próbki.</li>
	<li>Złożyć dwukrotnie jeden koniec rurki i zabezpieczyć złożoną część zaciskiem do dializy. Owinąć koniec zamknięcia gumką recepturką, aby upewnić się, że pozostanie ono szczelne podczas dializy.</li>
	<li>Przefiltrować mieszaninę reakcyjną przez filtr 0,2 μm i wprowadzić filtrat do otwartego końca rurki, uważając, aby jej nie przerwać. Należy pozostawić wystarczającą przestrzeń nad próbką, aby móc zamknąć rurkę.</li>
	<li>Złożyć dwukrotnie pozostały otwarty koniec rurki, zabezpieczyć zaciskiem i owinąć gumką recepturką, zgodnie z krokiem 3.4.</li>
	<li>Do zacisku na jednym końcu rurki do dializy przymocować gumką recepturką szklaną fiolkę wypełnioną powietrzem. Do drugiego zacisku przymocować fiolkę z piaskiem. Fiolki te zapewniają, że rurka pozostanie zanurzona w dializacie.</li>
	<li>Umieścić wypełnioną rurkę w zbiorniku z dializatem.</li>
	<li>Mieszać dializat za pomocą mieszadła magnetycznego z małą prędkością (bez wirowania) w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wymienić dializat 3 razy w ciągu doby (w tym filmie dializat wymieniano po 2,5, 6,5 i 1,5 h), a następnie kontynuować dializę przez noc (łącznie przez 20-28 h).</li>
	<li>Wyjąć rurkę do dializy z dializatu i ostrożnie otworzyć jedno zamknięcie, aby usunąć próbkę. Przemyć rurkę do dializy 3 razy wodą i połączyć płukanki z próbką.</li>
	<li>Usunąć wodę pod zmniejszonym ciśnieniem. W tym filmie zastosowano liofilizację.</li>
</ol>
4. Ocena obecności wolnego metalu
<ol>
	<li>Rozpuścić kompleks metalu w buforze octanowym (przygotowanie buforu: rozpuścić 1,4 mL kwasu octowego w 40 mL wody, dostosować pH do 5,8 za pomocą 
	1 M NH4OH i dodać wodę do uzyskania objętości całkowitej 50 mL), a następnie dodać wskaźnik ksylenol pomarańczowy (16 μM w buforze o pH 5,8). W tym 
	filmie 0,3 mg kompleksu rozpuszczono w 0,3 mL buforu i dodano 3 mL roztworu wskaźnika.</li>
	<li>Wykryć obecność wolnego metalu poprzez obserwację zmiany barwy wskaźnika z żółtej na fioletową.</li>
	<li>W razie potrzeby ilość wolnego metalu można określić ilościowo, sporządzając krzywą kalibracyjną1. Alternatywnie zamiast ksylenolu pomarańczowego można 
	użyć barwnika arsenazo III2. Jeśli w próbce pozostał wolny metal, przed przeprowadzeniem charakterystyki należy ją dodatkowo oczyścić za pomocą dializy, kolumny odsalającej lub wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC).</li>
</ol>
5. Wyznaczenie liczby cząsteczek wody w sferze hydratacyjnej (q)
<ol>
	<li>Przygotować roztwór kompleksu zawierającego EuIII (~1 mM) w H2O oraz drugi roztwór o tym samym stężeniu w 
	D2O. Przed analizą roztwór w D2O należy odparować i rozpuścić w D2O trzykrotnie, aby usunąć resztkową 
	H2O.</li>
	<li>Wlać roztwór wodny do czystej kuwety i umieścić kuwetę w spektrofluorometrze.</li>
	<li>Wyonać skanowanie wzbudzenia i emisji w celu wyznaczenia maksimów dla każdego z nich (~395 nm i ~595 nm odpowiednio).</li>
	<li>Przeprowadzić eksperyment pomiaru czasu zaniku fosforescencji, stosując następujące parametry: długości fali wzbudzenia i emisji wyznaczone w 
	kroku 5.3, szerokości szczelin wzbudzenia i emisji (5 nm), liczbę błysków (10), opóźnienie początkowe (0.01 ms), opóźnienie maksymalne (13 ms) oraz 
	przyrost opóźnienia (0.1 ms). Warunki te są odpowiednie dla większości kompleksów, jednak wartości maksymalnego opóźnienia i przyrostu można zwiększyć 
	lub zmniejszyć w przypadku związków o ekstremalnie długich lub ekstremalnie krótkich czasach zaniku.</li>
	<li>Powtórzyć krok 5.4 z roztworem w D2O przygotowanym w kroku 5.1.</li>
	<li>Na podstawie danych o zaniku luminescencji uzyskanych w punktach 5.4 i 5.5, wykreślić logarytm naturalny intensywności w funkcji czasu. Nachylenie tych linii 
	odpowiada szybkościom zaniku (τ-1) (Rysunek 2). W tym filmie do wygenerowania wykresów logarytmu naturalnego z surowych danych użyto programu Microsoft Excel 207. Szybkości zaniku należy podstawić do równania opracowanego przez Horrocksa i współpracowników (równ. 1)3. Jeśli ligand zawiera grupy OH lub NH skoordynowane z metalem, równanie musi zostać zmodyfikowane przed użyciem3.</li>
</ol>
równ. 1:   <img src="/files/ftp_upload/2844/2844eq1.jpg" alt="Obliczenia wartości q w formule równowagi statycznej; równanie dla τ w H2O, D2O." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 1">
6. Pomiary relaksywności
<ol>
	<li>Wybierz żądany tryb aplikacji w analizatorze czasu relaksacji: T1 (czas relaksacji podłużnej) lub T2 (czas relaksacji poprzecznej).</li>
	<li>Przygotuj serię próbek zawierających różne stężenia Gd.IIIkompleks w rozpuszczalniku wodnym. W tym filmie jako rozpuszczalnik wykorzystano wodę i przygotowano roztwory o stężeniach 10,0, 5,0, 2,50, 1,25, 0,625 i 0 mM. Można zastosować inne wodne rozpuszczalniki lub bufory, jednak ważne jest użycie rozpuszczalnika jako próbki ślepej. Końcowa objętość próbki zależy od urządzenia, z którego się korzysta.</li>
	<li>Umieść próbkę w urządzeniu i odczekaj 5 min, aż wyrówna się ona z temperaturą instrumentu (37 °C w tym filmie).</li>
	<li>Wyznaczyć czas relaksacji (w jednostkach s), dostosowując parametry oprogramowania w celu uzyskania gładkiej krzywej wykładniczej dla T1 lub T2 (reprezentatywne krzywe dla T1 i T2 przedstawiono na rysunku 3).</li>
	<li>Powtórz kroki 6.3 i 6.4 dla wszystkich próbek, w tym dla próby ślepej.</li>
	<li>Oblicz wartość odwrotną zmierzonej T1 lub T2 wartości w jednostkach s-1.</li>
	<li>Nanieś na wykres T1-1 lub T2-1 wartości w stosunku do GdIII stężenie (w jednostkach mM). Ze względu na higroskopijną naturę GdIIIkompleksy zawierające Gd, potwierdź stężenie GdIII przy użyciu spektrometrii absorpcyjnej z atomizacji lub spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie. Wykreśloną zależność dopasowano do linii prostej. Reprezentatywny wykres przedstawiono na rysunku 4.</li>
	<li>Nachylenie dopasowanej prostej to relaksywność (r1 lub r2 dla T1 i T2odpowiednio) i posiada jednostkę mM-1s-1.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki
Reprezentatywne dane dla etapów opisanych w niniejszym protokole zostały zamieszczone w sekcji Tabele i Ryciny. Oprócz charakterystyki liczby koordynacyjnej wody i relaksywności opisanej w protokole, ważne jest scharakteryzowanie produktów końcowych przy użyciu standardowych technik chemicznych. Tożsamość związku można określić za pomocą spektrometrii mas; reprezentatywne widma masowe wykazujące diagnostyczne rozkłady izotopowe dla kompleksów zawierających GdIII i EuIII przedstawiono na Rycini 5. Ponadto w przypadku kompleksów zawierających lantanowce inne niż GdIII do identyfikacji produktu można wykorzystać spektroskopię NMR. Do oceny czystości kompleksu można zastosować HPLC, analizę elementarną lub obie te metody.
<img src="/files/ftp_upload/2844/2844fig1.jpg" alt="Schemat procesu syntezy chemicznej, tworzenie i oczyszczanie kompleksu LnCl3, z przedstawieniem usuwania próżniowego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Ogólny schemat metalacji i oczyszczania: Schemat przedstawiający ogólną procedurę metalacji oraz przyczyny wyboru różnych dróg oczyszczania.
<img src="/files/ftp_upload/2844/2844fig2.jpg" alt="Wykres zaniku wykładniczego, ln natężenia w funkcji czasu, dopasowanie liniowe, R²=0,99, wynik analizy danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rysunek 2. Wykres natężenia luminescencji: Reprezentatywny wykres naturalnego logarytmu natężenia w funkcji czasu z sekcji 5. Nachylenia linii wyznaczonych z podobnych krzywych uzyskanych dla wody i D2O2Roztwory O stosuje się wraz z równaniem 1 do wyznaczenia liczby koordynacyjnej cząsteczek wody dla EuIIIkompleksy zawierające.
<img src="/files/ftp_upload/2844/2844fig3.jpg" alt="Wykresy szybkości regeneracji w funkcji czasu; analiza odpowiedzi dynamicznej; diagramy dopasowania danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> Rycina 3. Krzywe czasu zaniku relaksacji: reprezentatywne dane dla (lewej) T1 oraz (prawo) T2 pozyskiwanie danych. Odchylenia od tych kształtów krzywych prowadziłyby do uzyskania niewiarygodnych danych.
<img src="/files/ftp_upload/2844/2844fig4.jpg" alt="Wykres zależności liniowej; stężenie względem odwrotności T1, równanie: y=4,33x-0,0129, dopasowanie danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> Rycina 4. Wyznaczanie relaksywności: Reprezentatywny wykres zależności 1/T1 w funkcji stężenia GdIIINachylenie dopasowanej linii jest relaksywnością i ma jednostkę mM⁻¹s⁻¹.-1s-1.
<img src="/files/ftp_upload/2844/2844fig5.jpg" alt="Wykres spektrometrii mas przedstawiający stosunek m/z do intensywności względnej; piki wskazują analizę rozkładu jonów." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> Rycina 5. Widma masowe: Reprezentatywne widma masowe przedstawiające diagnostyczne wzory izotopowe dla (po lewej) GdIIIkompleksy zawierające [substancję] i (po prawej) EuIIIkompleksy zawierające [element]. Czarne piki Gaussa reprezentują teoretyczny rozkład izotopowy, a czerwone linie są danymi rzeczywistymi.

<ol><li>Barge, A., Cravotto, G., Gianolio, E., Fedeli, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+determine+free+Gd+and+free+ligand+in+solution+of+Gd+chelates.+A+technical+note%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Med.+Mol.+Imaging%22%5BJournal%5D)">How to determine free Gd and free ligand in solution of Gd chelates. A technical note.</a> Contrast Med. Mol. Imaging. 1, 184-188 (2006).</li>
<li>Nagaraja, T. N., Croxen, R. L., Panda, S., Knight, R. A., Keenan, K. A., Brown, S. L., Fenstermacher, J. D., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+arsenazo+III+in+the+preparation+and+characterization+of+an+albumin-linked%2C+gadolinium-based+macromolecular+magnetic+resonance+contrast+agent%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Application of arsenazo III in the preparation and characterization of an albumin-linked, gadolinium-based macromolecular magnetic resonance contrast agent.</a> J. Neurosci. Methods. 157, 238-245 (2006).</li>
<li>Supkowski, R. M., Horrocks, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+determination+of+the+number+of+water+molecules%2C+q%2C+coordinated+to+europium%28III%29+ions+in+solution+from+luminescence+decay+lifetimes%5BTitle%5D)+AND+%22Inorg.+Chim.+Acta%22%5BJournal%5D)">On the determination of the number of water molecules, q, coordinated to europium(III) ions in solution from luminescence decay lifetimes.</a> Inorg. Chim. Acta. 340, 44-48 (2002).</li>
<li>Menjoge, A. R., Kannan, R. M., Tomalia, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrimer-based+drug+and+imaging+conjugates%3A+design+considerations+for+nanomedical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discovery+Today%22%5BJournal%5D)">Dendrimer-based drug and imaging conjugates: design considerations for nanomedical applications.</a> Drug Discovery Today. 15, 171-185 (2010).</li>
<li>Que, E. L., Chang, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsive+magnetic+resonance+imaging+contrast+agents+as+chemical+sensors+for+metals+in+biology+and+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Soc.+Rev%22%5BJournal%5D)">Responsive magnetic resonance imaging contrast agents as chemical sensors for metals in biology and medicine.</a> Chem. Soc. Rev. 39, 51-60 (2010).</li>
<li>Uppal, R., Caravan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+probes+for+cardiovascular+MR+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Med.+Chem%22%5BJournal%5D)">Targeted probes for cardiovascular MR imaging.</a> Future Med. Chem. 2, 451-470 (2010).</li>
<li>Major, J. L., Meade, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioresponsive%2C+cell-penetrating%2C+and+multimeric+MR+contrast+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Acc.+Chem.+Res%22%5BJournal%5D)">Bioresponsive, cell-penetrating, and multimeric MR contrast agents.</a> Acc. Chem. Res. 42, 893-903 (2009).</li>
<li>Datta, A., Raymond, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gd-hydroxypyridinone+%28HOPO%29-based+high-relaxivity+magnetic+resonance+imaging+%28MRI%29+contrast+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Acc.+Chem.+Res%22%5BJournal%5D)">Gd-hydroxypyridinone (HOPO)-based high-relaxivity magnetic resonance imaging (MRI) contrast agents.</a> Acc. Chem. Res. 42, 938-947 (2009).</li>
<li>León-Rodríguez, L. M. D., Lubag, A. J. M., Malloy, C. R., Martinez, G. V., Gillies, R. J., Sherry, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsive+MRI+agents+for+sensing+metabolism+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Acc.+Chem.+Res%22%5BJournal%5D)">Responsive MRI agents for sensing metabolism in vivo.</a> Acc. Chem. Res. 42, 948-957 (2009).</li>
<li>Castelli, D. D., Gianolio, E., Crich, S. G., Terreno, E., Aime, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metal+containing+nanosized+systems+for+MR-molecular+imaging+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Coord.+Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Metal containing nanosized systems for MR-molecular imaging applications.</a> Coord. Chem. Rev. 252, 2424-2443 (2008).</li>
<li>Caravan, P., Ellison, J. J., McMurry, T. J., Lauffer, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gadolinium%28III%29+chelates+as+MRI+contrast+agents%3A+structure%2C+dynamics%2C+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Gadolinium(III) chelates as MRI contrast agents: structure, dynamics, and applications.</a> Chem. Rev. 99, 2293-2352 (1999).</li>
<li>Lauffer, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paramagnetic+metal+complexes+as+water+proton+relaxation+agents+for+NMR+imaging%3A+theory+and+design%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Paramagnetic metal complexes as water proton relaxation agents for NMR imaging: theory and design.</a> Chem. Rev. 87, 901-927 (1987).</li>
<li>Yoo, B., Pagel, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+responsive+MRI+contrast+agents+for+molecular+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Biosci%22%5BJournal%5D)">An overview of responsive MRI contrast agents for molecular imaging.</a> Front. Biosci. 13, 1733-1752 (2008).</li>
<li>Pandya, S., Yu, J., Parker, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+emissive+europium+and+terbium+complexes+for+molecular+imaging+and+sensing%5BTitle%5D)+AND+%22Dalton+Trans%22%5BJournal%5D)">Engineering emissive europium and terbium complexes for molecular imaging and sensing.</a> Dalton Trans. 23, 2757-2766 (2006).</li>
<li>Nwe, K., Xu, H., Regino, C. A. S., Bernardo, M., Ileva, L., Riffle, L., Wong, K. J., Brechbiel, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+approach+in+the+preparation+of+dendrimer-based+bifunctional+diethylenetriaminepentaacetic+acid+MR+contrast+agent+derivatives%5BTitle%5D)+AND+%22Bioconjugate+Chem%22%5BJournal%5D)">A new approach in the preparation of dendrimer-based bifunctional diethylenetriaminepentaacetic acid MR contrast agent derivatives.</a> Bioconjugate Chem. 20, 1412-1418 (2009).</li>
<li>Nwe, K., Bernardo, M., Regino, C. A. S., Williams, M., Brechbiel, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+MRI+properties+between+derivatized+DTPA+and+DOTA+gadolinium-dendrimer+conjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorg.+Med.+Chem%22%5BJournal%5D)">Comparison of MRI properties between derivatized DTPA and DOTA gadolinium-dendrimer conjugates.</a> Bioorg. Med. Chem. 18, 5925-5931 (2010).</li>
<li>Caravan, P., Das, B., Deng, Q., Dumas, S., Jacques, V., Koerner, S. K., Kolodziej, A., Looby, R. J., Sun, W. -C., Zhang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+lysine+walk+to+high+relaxivity+collagen-targeted+MRI+contrast+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Commun%22%5BJournal%5D)">A lysine walk to high relaxivity collagen-targeted MRI contrast agents.</a> Chem. Commun. , 430-432 (2009).</li>
<li>León-Rodríguez, L. M. D., Kovacs, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+synthesis+and+chelation+chemistry+of+DOTA-peptide+conjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Bioconjugate+Chem%22%5BJournal%5D)">The synthesis and chelation chemistry of DOTA-peptide conjugates.</a> Bioconjugate Chem. 19, 391-402 (2008).</li>
<li>Boswell, C. A., Eck, P. K., Regino, C. A. S., Bernardo, M., Wong, K. J., Milenic, D. E., Choyke, P. L., Brechbiel, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis%2C+characterization%2C+and+biological+evaluation+of+integrin+%CE%B1V%CE%B23-targeted+PAMAM+dendrimers%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharm%22%5BJournal%5D)">Synthesis, characterization, and biological evaluation of integrin αVβ3-targeted PAMAM dendrimers.</a> Mol. Pharm. 5, 527-539 (2008).</li>
</ol>

Nie zgłoszono konfliktów interesów.

Biorąc pod uwagę rosnącą liczbę publikacji obejmujących środki kontrastowe oparte na lantanowcach4-14, istotne jest, aby zachować szczególną staranność podczas przygotowywania, oczyszczania i charakteryzacji produktów w celu zapewnienia powtarzalnych i porównywalnych wyników. Kompleksy te są często uznawane za trudniejsze do oczyszczenia i scharakteryzowania w porównaniu z cząsteczkami organicznymi ze względu na ich paramagnetyczny charakter oraz wrażliwość grup funkcyjnych, które mogłyby zostać wykorzystane d...

<table><tbody><tr><td>EuCl2&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;&amp;#8729;6 h&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>203254-5G</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;p&lt;/em&gt;-SCN-Bn-DTPA</td><td>Makrocykle</td><td>B-305</td><td></td></tr><tr><td>wodorostek amonu</td><td>EMD Millipore</td><td>AX1303-3</td><td></td></tr><tr><td>Membrana dializacyjna z estru celulozy (CE) Spectra/Por Biotech – 50 D MWCO</td><td>Fisher Scientific</td><td>68-671-24</td><td></td></tr><tr><td>Jednostki filtrujące Millipore IC Millex-LG</td><td>Fisher Scientific</td><td>SLLG C13 NL</td><td></td></tr><tr><td>tetrasodowa sól pomarańczowego ksylenolu</td><td>Alfa Aesar</td><td>41379</td><td></td></tr><tr><td>kwas octowy</td><td>Fluka</td><td>49199</td><td></td></tr><tr><td>D&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Cambridge Isotope Laboratories</td><td>DLM-4-25</td><td></td></tr><tr><td>oczyszczacz wody</td><td>ELGA</td><td>Purelab Ultra</td><td></td></tr><tr><td>wysokosprawna chromatografia cieczowa i spektrometria mas</td><td>Shimadzu Corporation</td><td>LCMS-2010EV</td><td></td></tr><tr><td>analizator czasu relaksacji</td><td>Bruker Corporation</td><td>MQ60 MiniSpec</td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr UV-Vis</td><td>Fisher Scientific</td><td>20-624-00092</td><td></td></tr><tr><td>liofilizator</td><td>Fisher Scientific</td><td>10-030-133</td><td></td></tr><tr><td>pH-metr</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI 21</td><td></td></tr><tr><td>spektrofluorometr</td><td>Horiba Instruments Inc</td><td>Fluoromax-4</td><td></td></tr><tr><td>Kalkulator masy cząsteczkowej wersja 6.46 autorstwa Matthew Monra&amp;#8211;, pobrano 17 października 209 r.</td><td><a href="http://ncrr.pnl.gov/software/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> http://ncrr.pnl.gov/software/</a></td><td>Kalkulator masy cząsteczkowej</td><td></td></tr></tbody></table>

przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do zastosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym

Preparation, Purification, and Characterization of Lanthanide Complexes for Use as Contrast Agents for Magnetic Resonance Imaging

Ligandy oparte na poliaminopolikarboksylanach są powszechnie stosowane do chelatowania jonów lantanowców, a otrzymane w ten sposób kompleksy są użyteczne jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym (MRI). Wiele dostępnych komercyjnie ligandów jest szczególnie przydatnych, ponieważ zawierają one grupy funkcyjne umożliwiające szybką, wysokiej czystości i wysokowydajną koniugację z makrocząsteczkami i biomolekułami za pomocą aktywowanych estrów reaktywnych wobec amin, grup izotiocyjanianowych lub maleimidów reaktywnych wobec tioli. Chociaż metalacja tych ligandów jest uważana za wiedzę powszechną w dziedzinie chemii biokoniugacji, przy wyborze substratów metalicznych należy wziąć pod uwagę subtelne różnice w procedurach metalacji. Ponadto istnieje wiele opcji oczyszczania i charakteryzacji, a wybór najskuteczniejszej procedury zależy częściowo od wyboru substratów. Te subtelne różnice są często pomijane w publikowanych protokołach. Naszym celem jest tutaj zaprezentowanie powszechnych metod metalacji, oczyszczania i charakteryzacji kompleksów lantanowców, które mogą być stosowane jako środki kontrastowe w MRI (Rysunek 1). Spodziewamy się, że niniejsza publikacja umożliwi naukowcom z obszaru nauk biomedycznych włączenie reakcji kompleksowania lantanowców do ich zestawu powszechnie stosowanych reakcji poprzez ułatwienie wyboru substratów i metod oczyszczania.

Prezentujemy proces metalacji, oczyszczania i charakterystyki kompleksów lantanowców. Opisane tutaj kompleksy mogą być sprzęgane z makrocząsteczkami, co umożliwia śledzenie tych cząsteczek za pomocą obrazowania rezonansem magnetycznym.

Przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do zastosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym

Ligandy oparte na poliaminopolikarboksylanach są powszechnie stosowane do chelatowania jonów lantanowców, a otrzymywane w ten sposób kompleksy znajdują zastosowanie jako środki kontrastowe do ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest synteza, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów zawierających lantanowce, które mogą być wykorzystywane do znakowania biologicznych makrocząsteczek. Osiąga się to poprzez wstępne zmieszanie materiału wyjściowego metalu z ligandem przy jednoczesnej kontroli pH roztworu. Drugim etapem procedury jest oczyszczenie otrzymanego kompleksu za pomocą dializy.Następnie należy zweryfikować brak wolnego metalu. Ostatnim etapem procedury jest charakterystyka właściwości kompleksu istotnych dla obrazowania. W końcowym etapie, poprzez pomiary aktywności relaksacyjnej, można uzyskać wyniki wykazujące, że zsyntetyzowane kompleksy będą zachowywać się jako środki kontrastowe.Ta metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie obrazowania, takie jak to, czy liczba koordynacyjna wody w środku kontrastowym ulega zmianie po związaniu z białkiem. Zazwyczaj osoby potrzebujące tej metody będą napotykać trudności, ponieważ brak starannej kontroli pH doprowadzi do uczynienia LI bezużytecznym w edukacji biologicznej. Demonstrację dializy oraz pomiarów aktywności przeprowadzą Buda i Sashi.Studenci studiów doktoranckich z mojego laboratorium, aby rozpocząć metylację przy użyciu soli lantanowców, najpierw rozpuśćcie jeden ekwiwalent ligandu w wodzie, aby otrzymać roztwór o stężeniu od 30 do 265 mM. Ligand Paraiso Benzyl DTPA jest tutaj stosowany w stężeniu 73 mM. Następnie dostosujcie pH roztworu ligandu do wartości od 5,5 do 7 poprzez dodanie 1 M wodorotlenku amonu.W tym filmie 0,2 mililitra jednomolowego roztworu wodorotlenku amonu jest wykorzystywanych do rozpuszczenia od jednego do dwóch ekwiwalentów chlorku lantanowca w wodzie, aby otrzymać roztwór o stężeniu od 5 do 1000 milimolarnych. Można zastosować chlorek eurobu lub chlorek gadolinu w stężeniach 111 milimolarnych. Często stosuje się nadmiar metalu, aby doprowadzić reakcję do końca i tym samym uprościć proces oczyszczania.Następnie, przy ciągłym mieszaniu, dodaj każdy z roztworów soli lantanowców do przygotowanego roztworu ligandu. Następnie dostosuj pH otrzymanych mieszanin reakcyjnych do wartości od 5,5 do 7, dodając 0,2 M wodorotlenek amonu. W tym celu do dostosowania roztworu wykorzystuje się łącznie 0,5 ml 0,2 M roztworu wodorotlenku amonu.Jeśli stosowany ligand zawiera grupy funkcyjne wrażliwe na kwas, należy wielokrotnie korygować pH podczas tego etapu. Należy zachować ostrożność przy regulacji pH, ponieważ jeśli roztwór stanie się zbyt zasadowy, wszelkie grupy funkcyjne wrażliwe na zasady, takie jak izotiocyjaniany, staną się bezużyteczne. Podczas koniugacji należy ściśle monitorować przebieg reakcji za pomocą pomiarów pH.Reakcja jest zakończona, gdy pH pozostaje stałe. W przypadku ligandów pozbawionych grup funkcyjnych wrażliwych na zasady przydatne może być również opracowanie próbki polegające na podniesieniu wartości pH. Aby rozpocząć proces dializy, należy wyznaczyć odpowiednią długość membrany dializacyjnej, która pomieści objętość próbki oraz dodatkową długość odpowiadającą 10% objętości próbki. Następnie, zgodnie z wytycznymi producenta, należy przyciąć membranę do tej długości.W tym filmie zastosowano membranę z progiem odcięcia masy cząsteczkowej od 100 do 500 Daltonów, jednak w zależności od potrzeb można użyć tubingów o większym progu odcięcia masy cząsteczkowej, jeśli konjugacja zostanie przeprowadzona przed metylacją. Jeśli jest to wymagane, zgodnie z wytycznymi producenta, należy namoczyć odcięty tubing do dializy w wodzie przez 15 minut w temperaturze otoczenia. Następnie należy napełnić zbiornik do dializy wodą, która będzie pełnić rolę dializatu. W tym przypadku wykorzystano zlewkę o pojemności jednego litra.Objętość dializatu powinna być około 100-krotnie większa od objętości próbki. Następnie należy dwukrotnie zagiąć jeden koniec rurki i zabezpieczyć zagiętą część za pomocą zacisku do dializy. Koniec zacisku należy owinąć gumką recepturką, aby upewnić się, że pozostanie on zamknięty podczas dializy.Przefiltruj wcześniej przygotowaną mieszaninę reakcyjną przez filtr 0,2 mikrona. Następnie wprowadź filtrat do otwartego końca rurki, uważając, aby nie przerwać jej ciągłości.Należy pozostawić wystarczającą ilość wolnej przestrzeni nad próbką, aby móc zamknąć rurkę. Pozostały otwarty koniec rurki należy złożyć dwukrotnie, a następnie zabezpieczyć zatyczką i owinąć ją gumką recepturką. Następnie, za pomocą kolejnej gumki recepturki, należy przymocować szklaną fiolkę zawierającą powietrze do zacisku na jednym z końców rurki dializacyjnej.Następnie do drugiego zacisku przymocuj fiolkę z piaskiem. Fiolki te zapewniają, że cewka pozostaje zanurzona w dializacie. Teraz umieść całą cewkę w zbiorniku do dializy zawierającym dializat.Mieszać dializat za pomocą mieszadła magnetycznego z małą prędkością w temperaturze pokojowej. Należy upewnić się, że prędkość mieszania pozostaje niska i że roztwór nie jest poddawany wstrząsaniu w wortexie. Wymienić dializat trzy razy w ciągu jednego dnia.W tym filmie dializat jest wymieniany w 2,5, 6,5 i 11,5 godzinie. Dializę należy kontynuować przez noc, przez łącznie od 20 do 28 godzin. Po zakończeniu dializy należy wyjąć rurki z dializatu i ostrożnie otworzyć jedno zamknięcie, aby wyjąć próbkę.Przepłucz membranę dializacyjną trzykrotnie wodą, a powstałe odcieki połącz z próbką. Na koniec usuń wodę z próbki w warunkach obniżonego ciśnienia. Zostaje to osiągnięte poprzez liofilizację.Próbkę zamraża się, a następnie umieszcza w aparaturze do liofilizacji. Aby ocenić obecność wolnych metali w próbce, w pierwszej kolejności należy przygotować bufor octanowy poprzez rozpuszczenie 1,4 milliliters kwasu octowego w 400 milliliters wody, dostosować pH do 5,8 za pomocą jedno molarnego wodorotlenku amonu, a następnie dodać wodę do uzyskania całkowitej objętości 500 milliliters. Następnie należy rozpuścić 0,3 milligrams każdego kompleksu w 0,3 milliliters buforu.Teraz należy przygotować wskaźnik xol orange, którego stężenie w buforze o pH 5.8 powinno wynosić 16 µM. Do wcześniej rozpuszczonych kompleksów metali należy dodać trzy ml tego roztworu wskaźnika. Obecność wolnego metalu wykrywa się poprzez obserwację zmiany barwy wskaźnika z żółtej na fioletową.W razie potrzeby ilość wolnego metalu można określić ilościowo poprzez sporządzenie krzywej kalibracyjnej. Jeśli w próbce pozostał wolny metal, należy ją dodatkowo oczyścić za pomocą dializy lub wysokosprawnej chromatografii cieczowej przed przeprowadzeniem charakterystyki. Następnie, aby wyznaczyć liczbę koordynacyjną cząsteczek wody dla próbki opium, należy przygotować roztwór kompleksu zawierającego opium o stężeniu około 1 mM w wodzie oraz drugi roztwór o tym samym stężeniu w tlenku deuteru.Przed przeprowadzeniem analizy roztwór wody ciężkiej należy odparować i ponownie rozpuścić w wodzie ciężkiej trzykrotnie, aby usunąć resztkową wodę. Następnie należy włączyć spektrofluorymetr, przelać roztwór wodny do czystej kuwety i umieścić kuwetę w spektrofluorymetrze. Należy teraz przeprowadzić pomiary wzbudzenia i emisji, aby wyznaczyć ich maksima, które wynoszą odpowiednio około 395 nanometrów i 595 nanometrów. Następnie należy przeprowadzić eksperyment badania czasu zaniku fosforescencji, wykorzystując właśnie wyznaczone długości fal wzbudzenia i emisji oraz parametry wyświetlone tutaj.Powtórz ten krok, używając przygotowanego roztworu tlenku deuteru. Na podstawie uzyskanych danych o zaniku luminescencji wykreśl logarytm naturalny natężenia w funkcji czasu. Nachylenie tych linii stanowi szybkość zaniku. W tym filmie do generowania wykresów logarytmu naturalnego z surowych danych wykorzystano program Microsoft Excel 2007.Należy zastosować szybkości rozpadu w równaniu opracowanym przez Horsa i współpracowników, przedstawionym tutaj. Jeśli ligand zawiera grupy OH lub NH skoordynowane z metalem, równanie musi zostać zmodyfikowane przed użyciem. Aby wyznaczyć pomiary relaksacyjne próbki, w pierwszej kolejności należy wybrać na analizatorze czasu relaksacji pożądany tryb aplikacji: T1 lub T2.W tym miejscu wybrano ustawienie T1. Następnie należy przygotować serię próbek zawierających różne stężenia kompleksu lantanowca w rozpuszczalniku wodnym. Jako rozpuszczalnika użyto wody, a roztwory przygotowano w stężeniach 5, 2, 0,5, 1,25, 0,625 oraz 0.Przygotowuje się roztwory milimolarne. Można stosować inne odpowiednie rozpuszczalniki lub bufory, jednak ważne jest, aby użyć danego rozpuszczalnika jako próbki ślepej. Końcowa objętość próbki zależy od używanego urządzenia.Umieść próbkę w urządzeniu i pozostaw ją na pięć minut, aby wyrównała temperaturę do temperatury instrumentu, która w przypadku jednostki użytej w tym filmie wynosi 37 °C. Następnie wyznacz czas relaksacji w sekundach, dostosowując parametry oprogramowania tak, aby uzyskać gładką krzywą wykładniczą dla T1 lub T2. Powtórz tę procedurę dla wszystkich próbek, w tym dla próbki ślepej.Następnie należy obliczyć odwrotności zmierzonych wartości relaksacji T1 lub T2 i nanieść je na wykres. Wartości te należy nanieść w funkcji stężenia lantanowca w jednostkach milimolarnych, a następnie dopasować do wykresu linię prostą. Nachylenie dopasowanej prostej stanowi aktywność relaksacyjną R1 lub R2 odpowiednio dla T1 i T2.Tutaj przedstawiono ogólny schemat mediacji i oczyszczania. Schemat ten obrazuje ogólną procedurę metylacji oraz powody wyboru różnych ścieżek oczyszczania. Widzimy tutaj reprezentatywny wykres zaniku luminescencji, na którym naturalny logarytm zaniku jest naniesiony w funkcji czasu; nachylenia linii wyznaczonych z podobnych krzywych dla roztworów wody i tlenku deuteru są wykorzystywane w równaniu jeden do wyznaczenia liczby koordynacyjnej cząsteczek wody w kompleksach zawierających opu.Reprezentatywny przykład pomiarów livity przedstawiono tutaj, gdzie nachylenie dopasowanej linii stanowi livity T1 próbki. Oprócz liczby koordynacyjnej wody i charakterystyki livity opisanej w protokole, ważne jest również scharakteryzowanie produktów końcowych przy użyciu standardowych technik chemicznych. Tożsamość związku można ustalić za pomocą spektrometrii mas; tutaj przedstawiono reprezentatywne widma masowe wykazujące diagnostyczne wzory izotopowe dla kompleksów zawierających gadolin i opium.Po przeprowadzeniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak spektroskopia IR, HPLC i analiza elementarna, w celu dalszej charakterystyki otrzymanych kompleksów. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać wiedzę na temat syntezy, oczyszczania i charakterystyki kompleksów zawierających lantanowce, które mogą być wykorzystywane do znakowania biologicznych makrocząsteczek.

preparation-purification-characterization-lanthanide-complexes-for

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do stosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym

W tym filmie pokazujemy, jak znakować ludzkie embrionalne komórki macierzyste (hESC) za pomocą chlorku manganu (MnCl2), który może wnikać do komórek poprzez napięciowo zależne kanały wapniowe, gdy komórki są biologicznie aktywne. Dodatkowo prezentujemy zastosowanie MnCl2 jako komórkowego środka kontrastowego w MRI w celu określenia żywotności hESC in vitro.

Znakowanie in vitro ludzkich embrionalnych komórek macierzystych do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego

Aby zademonstrować obrazowanie molekularne raka MR za pomocą środka kontrastowego MRI z małym peptydem specyficznym dla skrzepłych białek osocza w zrębie guza w modelu raka prostaty u myszy.

Obrazowanie molekularne MR raka prostaty z drobnocząsteczkowym środkiem kontrastowym ukierunkowanym na peptyd CLT1

Ten protokół opisuje syntezę biofunkcjonalizowanych pruskich niebieskich nanocząstek i ich zastosowanie jako multimodalnych, molekularnych środków obrazowania. Nanocząstki mają konstrukcję rdzeń-powłoka, w której jony gadolinu lub manganu w rdzeniu nanocząstki generują kontrast MRI. Otoczka biofunkcjonalna zawiera fluorofory do obrazowania fluorescencyjnego i ligandy celujące do celowania molekularnego.

Biofunkcjonalizowane nanocząstki błękitu pruskiego do zastosowań w multimodalnym obrazowaniu molekularnym

Ten protokół opisuje przygotowanie i charakterystykę dendrymerowego środka kontrastowego do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI), który przenosi makrocykliczne chelaty koordynujące paramagnetyczne jony gadolinu. W serii eksperymentów MRI in vitro środek ten wytwarzał wzmocniony sygnał MRI w porównaniu z dostępnym na rynku analogiem monomerycznym.

Przygotowanie i charakterystyka in vitro środków kontrastowych na bazie dendrymerów do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego

Tutaj opisujemy protokół znakowania radioaktywnego i testowania in vivo pochodnych chelatu tetrazyny tridentate 99mTc(I) do wstępnego celowania i chemii bioortogonalnej.

Przygotowanie i ocena chelatów trójzębnych znakowanych 99 mTc do wstępnego celowania przy użyciu chemii bioortogonalnej

Opisano zastosowanie cząsteczek polideoxynukleotydu (44-merowego aptameru) do wykrywania niechelatowanego jonu gadolinu(III) w roztworze wodnym. Obecność jonu jest wykrywana poprzez wzrost emisji fluorescencji czujnika.

Oparty na aptamierze czujnik do wykrywania niechelatowanego gadolinu(III)

Przedstawiono protokół syntezy nanokryształów (UCN) domieszkowanych lantanowców w skorupie rdzenia i ich komórkowych zastosowań do regulacji białek kanałowych przy oświetleniu światłem bliskiej podczerwieni (NIR).

Synteza nanokryształów konwersji w górę domieszkowanych lantanowców w otoczce do zastosowań komórkowych

Przedstawiono procedury wytwarzania wysoce reagujących magnetycznie zespołów polimolekularnych chelatujących jony lantanowców. Odpowiedź magnetyczna jest podyktowana rozmiarem zespołu, który jest dostosowywany przez wytłaczanie przez membrany nanoporowe. Podatność magnetyczna zespołów i zmiany strukturalne wywołane temperaturą są monitorowane za pomocą pomiarów dwójłomności, techniki uzupełniającej magnetyczny rezonans jądrowy i rozpraszanie neutronów pod małym kątem.

Procedury produkcyjne i pomiary dwójłomności do projektowania magnetycznie reagujących zespołów fosfolipidów chelatujących jony lantanowców

Tutaj prezentujemy protokół do uzyskania 68Ga domieszkowanych rdzeniem nanocząstek tlenku żelaza poprzez szybką syntezę mikrofalową. Metodologia ta pozwala uzyskać nanocząstki PET/(T1)MRI o skuteczności znakowania radioaktywnego wyższej niż 90% i czystości radiochemicznej 99% w 20-minutowej syntezie.

Synteza nanocząstek tlenku żelaza domieszkowanego rdzeniem 68Ga do podwójnej pozytonowej tomografii emisyjnej /(T1)Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego

W celu oceny nowych terapii komórkami macierzystymi istotne jest nieinwazyjne śledzenie wstrzykniętych komórek in vivo. W tym filmie dowiedzą się Państwo, jak znakować ludzkie mezenchymalne i embrionalne komórki macierzyste za pomocą środków kontrastowych opartych na tlenku żelaza w celu późniejszego obrazowania MR in vivo.

Znakowanie hESC i hMSC nanocząsteczkami tlenku żelaza w celu nieinwazyjnego śledzenia in vivo za pomocą obrazowania MR

Poznaj metodę syntezy, oczyszczania i charakteryzacji kompleksów lantanowców stosowanych jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym. Technika ta umożliwia etykietowanie makrocząsteczek biologicznych.

Przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do stosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu metodą rezonansu magnetycznego (Wideo) | JoVE Journal

Przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do zastosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym

Przeglądaj więcej filmów