Name: Multipleksowa detekcja bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych przy użyciu mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 9 s
Description: Poznaj metodę multipleksowej detekcji bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych przy użyciu mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami. Technika ta umożliwia szybką i półilościową analizę mikrobioty.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Alberto Severini oraz Vanessa Goleski za pomoc w opracowaniu testu i krytyczne uwagi do niniejszego manuskryptu. Praca ta była finansowana przez Public Health Agency of Canada oraz Industrial Research Assistance Program (National Research Council of Canada). Dodatkowe wsparcie uzyskano z University of Saskatchewan Publication Fund.

Metoda ta została zastosowana w badaniach opisanych w pracy Dumonceaux et al. J. Clin. Microbiol. 47, 4067-407, doi:10.128/jcm.012-09 (209).
Schematyczny rysunek przedstawiający ogólną procedurę zaprezentowano na Rysunku 1.
1. Sprzęganie kulek
W niniejszym rozdziale opisano metody sprzęgania sond oligonukleotydowych z polistyrenowymi kuleczkami Luminex (patrz Tabela 2). Objętości zostały nieznacznie dostosowane w celu oceny nowych sond wychwytujących w ramach prób; objętości te wskazano w nawiasach.
<ol>
 <li>Wyjąć proszek 1-etylo-3-(3-dimetylaminopropylo)karbodiimidu HCl (EDC) z -20°C eksykator i ogrzać do temperatury pokojowej.</li>
 <li>Resuspender mikrosfery poprzez sonikację w kąpieli ultradźwiękowej przez 20 sekund, a następnie mieszać na wortexie przez około 20 sekund.</li>
 <li>Transfer 400 μl (100 μl) mikrosfer do probówki Eppendorf (odpowiada to 5x106 lub 1,25x106 mikrosfery). Firma Luminex sugeruje stosowanie probówek do mikrowirowania o niskim wiązaniu białek (np. probówek Eppendorf Protein LoBind, numer katalogowy 030 108.094), aby zapobiec przywieraniu niepowiązanych kulek do ścianek probówek i zakłócaniu ich odzyskiwania. W naszym doświadczeniu nie stanowiło to problemu przy użyciu standardowych polipropylenowych probówek do mikrowirowania, których zazwyczaj używamy (np. VWR numer katalogowy 8703-298).</li>
 <li>Wirować z prędkością 14 00 x g przez 1 minutę. Zdjąć i odrzucić nadsącz.</li>
 <li>Resuspendować mikrosfery w 50 μl (12.5 μl) kwasu 2-(N-morfolino)etanosulfonowego (MES) o stężeniu 0,1 M o pH 4,5 w temperaturze pokojowej.</li>
 <li>Przygotuj świeży roztwór EDC o stężeniu 10 mg/ml w wodzie. 
 <ol>
 <li>Przygotować mniej niż 1 ml tego roztworu, odważając 5-10 mg EDC na wadze analitycznej, a następnie dodając wodę do uzyskania stężenia 10 mg/ml.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Do mikrosfer należy dodać 1 nmol 5'-amino-zmodyfikowanego C12 oligonukleotydu wychwytującego (Tabela 2) i wymieszać za pomocą wortexa. 1 nmol to 5 μl z 200 μM oligonukleotyd</li>
 <li>Dodaj 2.5 μl świeżego roztworu EDC do mikrosfer i wymieszać w wirówce typu vortex przez 5 sekund.</li>
 <li>Inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut w ciemności.</li>
 <li>Wylać roztwór EDC (krok 1.6) i przygotować nową próbkę EDC w wodzie o stężeniu 10 mg/ml zgodnie z powyższą instrukcją (krok 1.6).</li>
 <li>Dodaj kolejny 2.5 μl świeżego roztworu EDC do mikrosfer i mieszać wortexie przez 5 sekund.</li>
 <li>Inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut w ciemności.</li>
 <li>Wypłucz kuleczki, dodając 1 ml 0,02% Tween 20. Wymieszaj na wortexie (opcjonalnie można dodatkowo sonikować przez 20 sekund), aby resuspendować kuleczki.</li>
 <li>Wirować przy 14 0 x g przez 1 minutę. Zebrać i usunąć nadsącz.</li>
 <li>Ponownie przemyj kuleczki, dodając 1 ml 0,1% dodecylosiarczanu sodu (SDS). Wymieszaj w wstrząsarce Vortex (opcjonalnie można również sonikować przez 20 sekund), aby resuspender kuleczki.</li>
 <li>Wiruj przy 14 0 x g przez 1 minutę. Usuń i odrzuć supernatant.</li>
 <li>Resuspenduj kuleczki w 100 μl (25 μl) buforu Tris-EDTA (TE) [10 mM Tris-Cl pH 8,0, 1 mM EDTA, pH 8,0]. </li>
 <li>Policz kuleczki w komorze countingowej (hemocytometrze) lub w liczniku Coulter'a, aby określić stężenie roztworu matecznego.</li>
 <li>Przygotuj główną mieszaninę (Master Mix) mikrosfer, rozcieńczając każdą kuleczkę do końcowego stężenia 10 kuleczek/μl w buforze TE. Połączyć kuleczki sprzężone odpowiadające żądanej wielości (plex) testu (np. dla testu 10-plex zmieszać 10 różnych kuleczek sprzężonych do końcowego stężenia 10/μl każdej kuleczki).</li>
 <li>Przechowywać Microsphere Master Mix w temperaturze 4°C w ciemności. Mieszaninę można przechowywać przez wiele miesięcy, jeśli zostanie zachowane powyższe warunki.</li>
</ol>
2. Produkcja amplikonu uniwersalnego celu chaperoniny 60 (cpn60 UT) i generowanie pojedynczych nici.
<ol>
 <li>Przygotować produkt polimerazy łańcuchowej (PCR) dla każdej próbki. Należy zastosować zestaw starterów 5' zmodyfikowanych fosforotiolanem i biotyną (Tabela 1). Objętości do zmieszania oraz stężenia znajdują się w Tabeli 3.</li>
 <li>Niezwłocznie po zakończeniu PCR dodać 2 μl (20 jednostek) egzonukleazy T7 do każdej probówki PCR (bufor PCR będzie wystarczający dla reakcji T7). Inkubować reakcję w temperaturze pokojowej (~2-25°C) przez 40 minut.</li>
 <li>Po zakończeniu tej inkubacji dodać 12,5 μl 0,5 M kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) o pH 8,0 i wymieszać. Otrzymana zostanie całkowita objętość ~64,5 μl jednoniciowego produktu PCR.</li>
</ol>
3. Hybrydyzacja jednoniciowego produktu PCR z kuleczkami polistyrenowymi sprzężonymi z oligonukleotydami.
<ol>
 <li>Podgrzej urządzenie do 60°C, aby utrzymać temperaturę hybrydyzacji podczas analizy. Włącz grzałkę platformy za pomocą oprogramowania instrumentu, upewniając się, że użyto mosiężnego bloku grzejnego dopasowanego do płytki typu PCR zawierającej hybrydyzowaną mieszaninę kulek.</li>
 <li>Resuspenduj Microsphere Master Mix (krok 1.20) za pomocą pipety, odmień odpowiednią ilość do probówki Eppendorf, zakręć probówkę i poddaj sonikacji w sonicatorze kąpielowym przez 2 minuty. Alternatywnie, aby zapewnić absolutną spójność resuspensji kulek, można resuspendować microsphere master mix poprzez wortexowanie i pipetowanie, a następnie sonikację jak opisano powyżej i odmierzanie żądanej ilości do polipropylenowej probówki Eppendorf.</li>
 <li>Odmień 17 μl jednoniciowego produktu PCR (krok 2.2) do odpowiednich dołków niskoprofilowej 96-dołkowej płytki PCR Thermowell (Tabela 2). Dodaj 3 μl zresuspendowanej, poddanej sonikacji mieszaniny kulek do każdego dołka. Przykryj pokrywą silikonową (Tabela 2) i delikatnie stuknij.</li>
 <li>Włóż płytkę do termocyklera z następującym programem: 95°C przez 5 min, 60°C przez 10 min, utrzymanie 60°C, 60°C przez 5 min, koniec. Uruchom program.</li>
 <li>Przygotuj świeży roztwór streptawidyny-fikoerytryny (SA-PE); będziesz potrzebować 25 μl na dołek (przygotuj roztwór dla kilku dodatkowych dołków). Przygotuj roztwór SA-PE, rozcieńczając zapas SA-PE (1 mg/ml) w stosunku 1:50 do stężenia 20 μg/ml w buforze 1x tetrametylu chlorku amonu (TMAC) (3 M TMAC; 0.1% Sarkosyl; 50 mM Tris-HCl, pH 8.0; 4 mM EDTA, pH 8.0).</li>
 <li>Gdy termocykler dotrze do kroku utrzymania temperatury 60°C, otwórz pokrywę, zdejmij pokrywę silikonową i dodaj roztwór SA-PE bezpośrednio do każdego dołka (NIE wyjmuj płytki z termocyklera). Nałóż z powrotem pokrywę silikonową, zamknij pokrywę termocyklera i wznowij program.</li>
 <li>Po zakończeniu programu wyjmij płytkę i szybko przenieś ją do urządzenia BioPlex w celu odczytu. Płytkę należy odczytać w ciągu 10 minut. Odczytu należy dokonać w temperaturze 60°C; upewnij się, że BioPlex został uprzednio rozgrzany do tej temperatury. Upewnij się, że wysokość sondy została dostosowana do zastosowanej płytki, zgodnie z opisem w instrukcji obsługi użytego urządzenia.</li>
 <li>W celu dokładnej detekcji kulek i sygnału ustawienia bramki (gate settings) w BioPlex muszą być dostosowane do rodzaju używanych mikrosfer. Kulki polistyrenowe BioRad wymagają ustawienia bramki 4 35-10 0, natomiast mikrosfery magnetyczne wymagają ustawienia 5 00-25 0. Istnieje również możliwość odczytu płytki z użyciem ustawienia High PMT, które zwiększa wartość wzmocnienia reportera. Może to zwiększyć intensywność słabszych sygnałów, jednak ważne jest uwzględnienie odpowiedniej kontroli negatywnej, ponieważ wzrośnie również sygnał tła.</li>
</ol>
4. Reprezentatywne wyniki: 
Jednym z naszych celów podczas opracowywania i wdrażania tego testu było uczynienie go jak najprostszym i jak najbardziej usprawnionym. Zoptymalizowaliśmy zatem krytyczne etapy po amplifikacji, w tym czas traktowania egzonukleazą T7 oraz czas hybrydyzacji, aby opracować test, który można przeprowadzić w rozsądnym czasie. Jak pokazano na rysunku 2A, traktowanie amplikonu enzymem T7 jest niezbędne do generowania sygnału, ponieważ większość sond wykazywała słaby lub żaden sygnał przy krótkim czasie traktowania lub jego braku. Sygnał rósł liniowo do około 40 minut, po czym przyrost sygnału spowolnił. Nie zaobserwowano degradacji sygnału nawet przy 2-godzinnym czasie traktowania T7, co wskazuje, że modyfikacja fosforotiolanowa primerów jest wysoce skuteczna w zapobieganiu degradacji nici docelowej, zgodnie z opisem15. Wybraliśmy 40 minut jako czas traktowania T7, aby zminimalizować całkowity czas protokołu, jednak z rysunku 2A wynika jasno, że traktowanie T7 może trwać znacznie dłużej. Określiliśmy również wpływ czasu hybrydyzacji na generowanie sygnału (rysunek 2B) i stwierdziliśmy, że 10 minut jest wystarczające do uzyskania maksymalnego sygnału, ponieważ nie zaobserwowano dalszego wzrostu sygnału nawet po 4 godzinach hybrydyzacji. W związku z tym wybrano 10-minutowy etap hybrydyzacji, ponownie w celu zminimalizowania całkowitego czasu testu. Biorąc pod uwagę te wyniki oraz stosując szybkie techniki ekstrakcji DNA, takie jak InstaGene (Bio-Rad), cały test, obejmujący ekstrakcję DNA, PCR i analizę Luminex, można ukończyć w 4-5 godzin.
W ramach uwagi ostrzegawczej należy zaznaczyć, że poziom agregacji kulek polistyrenowych podczas analizy w systemach Luminex lub BioPlex może mieć istotny wpływ na wydajność testu. Oprogramowanie BioPlex wyświetla poziom agregacji kulek, która występuje, gdy w ścieżce lasera wykrytych zostanie więcej niż jedna kulka, co skutkuje odrzuceniem sygnału hybrydyzacji z agregatu. Pozorną agregację kulek mogą również powodować wszelkie cząstki stałe, które nie mają odpowiedniej wielkości pojedynczej kulki, a nawet pęcherzyki powietrza. W każdym z tych przypadków sygnał pochodzący z agregatu kulek, pęcherzyka powietrza lub cząstki jest odrzucany. W większości przypadków stwierdzamy, że agregacja kulek jest minimalna (Rysunek 3A), a założony poziom 10 zdarzeń zliczania dla każdej kulki jest łatwy do osiągnięcia. Sporadycznie jednak kulki wykazują umiarkowany (Rysunek 3B) lub silny (Rysunek 3C) stopień agregacji. W takich sytuacjach, ponieważ większość danych jest odrzucana, instrument może mieć trudności z osiągnięciem 10 zdarzeń na typ kulki, a wyniki mogą być wątpliwe. Krok sonikacji (krok 3.2) ma na celu zminimalizowanie agregacji kulek. Ponadto pomocne może być przechowywanie kulek w formie rozcieńczonego roztworu głównego mikrosfer (krok 1.20). Zauważyliśmy, że wykluczenie TMAC z buforu do hybrydyzacji – i dodanie go zamiast tego do rozcieńczalnika SA-PE (krok 3.5) – pomaga zminimalizować agregację kulek. Co więcej, choć nie zostało to przez nas przetestowane, uważa się, że nowsze kulki magnetyczne dostępne w ofercie Luminex lub BioRad wykazują mniejszą tendencję do agregacji.
Wyniki zastosowania macierzy Luminex 5-plex skierowanej przeciwko G. vaginalis, A. vaginae, L. iners, L. crispatus oraz L. gasseri wraz z odpowiadającymi im rozmazami z wymazów pochwowych barwionych metodą Grama przedstawiono na Rysunku 4. Próbki te pobrano od jednej osoby w kilku punktach czasowych. W punkcie czasowym 0 u pacjentki zdiagnozowano BV na podstawie barwienia metodą Grama (Rysunek 4A), a wyniki Luminex z tej samej próbki (Rysunek 4B) wykazują, że spośród organizmów reprezentowanych w macierzy, najliczniejszy był G. vaginalis, natomiast wyniki dla A. vaginae i L. iners były również dodatnie. Dziewięć dni później pacjentka nadal wykazywała obecność BV, a sygnał dla G. vaginalis znacznie wzrósł, podczas gdy A. vaginae i L. iners nadal były dodatnie. Co ważne, po tym czasie u pacjentki zaczął następować powrót do prawidłowej mikrobioty, gdyż w rozmazach wykrywalne stały się prątki Gram-dodatnie (Rysunek 4A), podczas gdy sygnał dla G. vaginalis słabł, a sygnał dla L. iners wzrastał (Rysunek 4B). Zgodnie z naszą pierwotną definicją BV przy zastosowaniu tej metody (próbki dodatnie w kierunku G. vaginalis i/lub A. vaginae uznawano za dodatnie pod kątem BV)13, osoba ta była dodatnia pod kątem BV we wszystkich punktach czasowych, mimo że barwienie metodą Grama nie wykryło G. vaginalis w dwóch ostatnich punktach czasowych. Dzięki opisanej tutaj metodzie Luminex trendy można łatwo porównać z metodami opartymi na sekwencjonowaniu, a wyniki testu Luminex zazwyczaj potwierdzają wyniki barwień metodą Grama13, dostarczając jednocześnie dodatkowych informacji o tożsamości i liczebności organizmów.
<img src="/files/ftp_upload/3344/3344fig1.jpg" alt="Schemat procesu detekcji DNA: metoda egzonukleazy TT; układ eksperymentalny i wyniki analizy." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rysunek 1. Schemat protokołu Luminex służącego do określania profilu mikrobioty złożonej próbki klinicznej lub środowiskowej. Protokół rozpoczyna się od matrycowego DNA wyekstrahowanego z analizowanej próbki. (1) Generowanie produktu PCR z matrycowego DNA przy użyciu specyficznych dla nici, biotinylowanych, modyfikowanych fosforotioatowymi cpn60 Startery do PCR UT połączone z niemodyfikowanymi cpn60 startery PCR UT (Tabela 1); (2) pozwala to na otrzymanie puli produktów PCR reprezentujących mikrobiotę z modyfikacją biotynowo-fosforotioanową na jednej nici; (3) poddaj dwuniciowy produkt PCR trawieniu egzonukleazą T7, która nie degraduje nici z modyfikacją fosforotioanową, co prowadzi do powstania jednoniciowego DNA z modyfikacją biotynową na końcu 5'; (4) połącz kuleczki polistyrenowe ze specyficznymi dla gatunków cpn60 Sondy UT – każdy koralik posiada unikalny adres spektralny (oznaczony kolorem koralika), który jest rozpoznawalny przez urządzenie Luminex lub Bio-Plex; (5) Przeprowadzić hybrydyzację jednoniciowego produktu PCR otrzymanego z analizowanej próbki z zestawem koralików sprzężonych z gatunkowo specyficznymi oligonukleotydami; (6) Dodać koniugat streptawidyna-fykoerytryna, który wiąże się z biotynylowanym jednoniciowym produktem PCR i pełni rolę wskaźnika hybrydyzacji; (7) Wyznaczyć adres spektralny (tożsamość koralika) oraz intensywność sygnału hybrydyzacji przy użyciu urządzenia Luminex lub Bio-Plex. Dla każdej tożsamości koralika przeliczanych jest co najmniej 10 koralików, a jako wynik podaje się medianę intensywności fluorescencji (MFI) sygnału fykoerytryny. Jednocześnie można ocenić do 100 różnych typów koralików, lecz zilustrowano test wykazujący rozróżnienie trzech typów koralików. (8) Jeśli MFI powtórzeń PCR otrzymanych z tej samej próbki jest istotnie wyższe niż w przypadku kontroli negatywnej dla danego koralika (jednostronny test t-Studenta, p&lt;0,05), próbkę uznaje się za dodatnią w kierunku obecności tego organizmu.
<img src="/files/ftp_upload/3344/3344fig2.jpg" alt="Wykres traktowania egzonukleazą T7 przedstawiający intensywność fluorescencji w funkcji czasu; poniżej przedstawiono hybrydyzację." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rysunek 2. Optymalizacja parametrów analizy Luminex. Pięć różnych sond skierowanych przeciwko Peptostreptococcus anaerobius wykorzystano z amplikonami otrzymanymi z mieszanego szablonu składającego się z plazmidów zawierających sklonowane cpn60 UT 20 bakterii znanych z występowania w pochwie, w tym *P. anaerobius*(A). Wpływ czasu traktowania egzonukleazą T7. Postępowano zgodnie z opisanym powyżej protokołem, zmieniając czas traktowania egzonukleazą T7 przed hybrydyzacją, a następnie określono medianę intensywności fluorescencji (MFI) dla wszystkich sond. (B). Wpływ czasu hybrydyzacji. Postępowano zgodnie z opisanym powyżej protokołem, stosując różne czasy hybrydyzacji. Wykorzystano te same zestawy sond z amplikonem otrzymanym z tego samego matrycy co w punkcie A, a następnie określono medianę intensywności fluorescencji (MFI) dla wszystkich sond.
<img src="/files/ftp_upload/3344/3344fig3.jpg" alt="Wykresy histogramowe przedstawiające zdarzenia dyskryminatora dubletów w analizie danych z cytometrii przepływowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rysunek 3. Oznaczanie agregacji kulek za pomocą oprogramowania BioPlex. Przedstawiono trzy przykłady pomiarów BioPlex, w których poziom agregacji kulek jest (A) dopuszczalny (5%); (B) graniczny (50%); oraz (C) niedopuszczalny (80%).
<img src="/files/ftp_upload/3344/3344fig4.jpg" alt="Obrazy mikroskopowe i wykres słupkowy przedstawiające postęp bakteryjnej pochmanowości oraz analizę fluorescencyjną." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> 
Rysunek 4. Zastosowanie macierzy Luminex 5-plex w diagnostyce BV w próbkach pobranych sekwencyjnie od tej samej osoby. (A). Preparaty barwione metodą Grama przedstawiające tradycyjną diagnostykę stosowaną do oceny każdej próbki pod kątem BV. (B). Zastosowanie macierzy Luminex 5-plex, przygotowanej i wykonanej zgodnie z opisem w niniejszym protokole, w tych samych czterech próbkach przedstawionych w punkcie (A). Cele bakteryjne, których sygnał MFI był istotnie dodatni zgodnie z naszą definicją (jednostronny test studenta) t-test, p&lt;0,05) są oznaczone gwiazdką (*).

<ol><li>Hale, L. P., Swidsinski, A., Mendling, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteria+associated+with+bacterial+vaginosis%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Bacteria associated with bacterial vaginosis.</a> N. Engl. J. Med. 354, 202-203 (2006).</li>
<li>Hay, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+in+the+littoral+zone%3A+lactobacilli+losing+the+plot%5BTitle%5D)+AND+%22Sex.+Transm.+Infect%22%5BJournal%5D)">Life in the littoral zone: lactobacilli losing the plot.</a> Sex. Transm. Infect. 81, 100-102 (2005).</li>
<li>Morris, M., Nicoll, A., Simms, I., Wilson, J., Catchpole, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+vaginosis%3A+a+public+health+review%5BTitle%5D)+AND+%22Brit.+J.+Obstet.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Bacterial vaginosis: a public health review.</a> Brit. J. Obstet. Gynecol. 108, 439-450 (2001).</li>
<li>Myer, L., Kuhn, L., Stein, Z. A., Wright, T. C., Denny, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravaginal+practices%2C+bacterial+vaginosis%2C+and+women%27s+susceptibility+to+HIV+infection%3A+epidemiological+evidence+and+biological+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Intravaginal practices, bacterial vaginosis, and women's susceptibility to HIV infection: epidemiological evidence and biological mechanisms.</a> Lancet. Infect. Dis. 5, 786-794 (2005).</li>
<li>Wilson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Managing+recurrent+bacterial+vaginosis%5BTitle%5D)+AND+%22Sex.+Transm.+Infect%22%5BJournal%5D)">Managing recurrent bacterial vaginosis.</a> Sex. Transm. Infect. 80, 8-11 (2004).</li>
<li>Nugent, R. P., Krohn, M. A., Hillier, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliability+of+diagnosing+bacterial+vaginosis+is+improved+by+a+standardized+method+of+gram+stain+interpretation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Reliability of diagnosing bacterial vaginosis is improved by a standardized method of gram stain interpretation.</a> J. Clin. Microbiol. 29, 297-301 (1991).</li>
<li>Ison, C. A., Hay, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+a+simplified+grading+of+Gram+stained+vaginal+smears+for+use+in+genitourinary+medicine+clinics%5BTitle%5D)+AND+%22Sex.+Transm.+Infect%22%5BJournal%5D)">Validation of a simplified grading of Gram stained vaginal smears for use in genitourinary medicine clinics.</a> Sex. Transm. Infect. 78, 413-415 (2002).</li>
<li>Money, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+laboratory+diagnosis+of+bacterial+vaginosis%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Infect.+Dis.+Med.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The laboratory diagnosis of bacterial vaginosis.</a> Can. J. Infect. Dis. Med. Microbiol. 16, 77-79 (2005).</li>
<li>Schellenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pyrosequencing+of+the+chaperonin-60+universal+target+as+a+tool+for+determining+microbial+community+composition%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Pyrosequencing of the chaperonin-60 universal target as a tool for determining microbial community composition.</a> Appl. Environ. Microbiol. 75, 2889-2898 (2009).</li>
<li>Spear, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+diversity+of+the+vaginal+microbiota+in+HIV-infected+and+HIV-uninfected+women+with+or+without+bacterial+vaginosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Comparison of the diversity of the vaginal microbiota in HIV-infected and HIV-uninfected women with or without bacterial vaginosis.</a> J. Infect. Dis. 198, 1131-1140 (2008).</li>
<li>Brotman, R. M., Ravel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ready+or+not%3A+the+molecular+diagnosis+of+bacterial+vaginosis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Ready or not: the molecular diagnosis of bacterial vaginosis.</a> Clin. Infect. Dis. 47, 44-46 (2008).</li>
<li>Fredricks, D. N., Fiedler, T. L., Marrazzo, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+identification+of+bacteria+associated+with+bacterial+vaginosis%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Molecular identification of bacteria associated with bacterial vaginosis.</a> N. Engl. J. Med. 353, 1899-1911 (2005).</li>
<li>Dumonceaux, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplex+detection+of+bacteria+associated+with+normal+microbiota+and+with+bacterial+vaginosis+in+vaginal+swabs+by+use+of+oligonucleotide-coupled+fluorescent+microspheres%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Multiplex detection of bacteria associated with normal microbiota and with bacterial vaginosis in vaginal swabs by use of oligonucleotide-coupled fluorescent microspheres.</a> J. Clin. Microbiol. 47, 4067-4077 (2009).</li>
<li>Molenkamp, R., van der Ham, A., Schinkel, J., Beld, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+detection+of+five+different+DNA+targets+by+real-time+Taqman+PCR+using+the+Roche+LightCycler480%3A+Application+in+viral+molecular+diagnostics%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol.+Meth%22%5BJournal%5D)">Simultaneous detection of five different DNA targets by real-time Taqman PCR using the Roche LightCycler480: Application in viral molecular diagnostics.</a> J. Virol. Meth. 141, 205-211 (2007).</li>
<li>Nikiforov, T. T., Rendle, R. B., Kotewicz, M. L., Rogers, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+phosphorothioate+primers+and+exonuclease+hydrolysis+for+the+preparation+of+single-stranded+PCR+products+and+their+detection+by+solid-phase+hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22PCR.+Methods.+Appl%22%5BJournal%5D)">The use of phosphorothioate primers and exonuclease hydrolysis for the preparation of single-stranded PCR products and their detection by solid-phase hybridization.</a> PCR. Methods. Appl. 3, 285-291 (1994).</li>
<li>Hill, J. E., Penny, S. L., Crowell, K. G., Goh, S. H., Hemmingsen, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cpnDB%3A+A+Chaperonin+Sequence+Database%5BTitle%5D)+AND+%22Genome.+Res%22%5BJournal%5D)">cpnDB: A Chaperonin Sequence Database.</a> Genome. Res. 14, 1669-1675 (2004).</li>
<li>Bradshaw, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+association+of+Atopobium+vaginae+and+Gardnerella+vaginalis+with+bacterial+vaginosis+and+recurrence+after+oral+metronidazole+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">The association of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis with bacterial vaginosis and recurrence after oral metronidazole therapy.</a> J. Infect. Dis. 194, 828-836 (2006).</li>
<li>Dumonceaux, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enumeration+of+specific+bacterial+populations+in+complex+intestinal+communities+using+quantitative+PCR+based+on+the+chaperonin-60+target%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Meth%22%5BJournal%5D)">Enumeration of specific bacterial populations in complex intestinal communities using quantitative PCR based on the chaperonin-60 target.</a> J. Microbiol. Meth. 64, 46-62 (2006).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Specyficzność generowania sygnału ma krytyczne znaczenie; należy mieć pewność, że obserwowany sygnał rzeczywiście odzwierciedla detekcję amplikonu wygenerowanego z danego organizmu. Oprogramowanie takie jak PrimerPlex (Premier Biosoft) może pomóc w projektowaniu sond, które będą hybrydyzować efektywnie, jednak mogą one, lub nie, wykazujeć hybrydyzację krzyżową z gatunkami niebędącymi celem. Przy zastosowaniu uniwersalnych starterów PCR, zgodnie z opisem w niniejszym protokole, należy pamiętać, że wygenerowany amplikon re...

multipleksowa detekcja bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych z wykorzystaniem mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami

Multiplex Detection of Bacteria in Complex Clinical and Environmental Samples using Oligonucleotide-coupled Fluorescent Microspheres

Bakteryjne zapalenie pochwy (BV) to nawracający zespół polimikrobiologiczny, który charakteryzuje się zmianą „normalnej” mikrobioty z dominacji Lactobacillus na mikrobiotę zdominowaną przez szereg gatunków bakteryjnych, w tym Gardnerella vaginalis, Atopobium vaginae i inne1-3. Stan ten wiąże się z szeregiem negatywnych skutków zdrowotnych, w tym z nabyciem wirusa HIV4, i może być trudny do opanowania klinicznie5. Ponadto diagnostyka BV opierała się na stosowaniu barwienia metodą Grama rozmazów z wymazów z pochwy, które oceniano według różnych kryteriów numerycznych6,7. Chociaż ta metoda diagnostyczna jest prosta, tania i odpowiednia dla warunków o ograniczonych zasobach, może ona obarczona być problemami związanymi z subiektywną interpretacją i nie dostarcza szczegółowego profilu składu mikrobioty pochwy8. Niedawne prace nad głębokim sekwencjonowaniem ujawniły bogatą i różnorodną mikrobiotę pochwy z wyraźnymi różnicami między próbkami pobranymi od osób zdiagnozowanych z BV a osobami uznanymi za zdrowe9,10, co doprowadziło do zidentyfikowania szeregu potencjalnych celów dla molekularnej diagnostyki BV11,12. Badania te dostarczyły bogatej i użytecznej wiedzy, jednak głębokie sekwencjonowanie nie jest jeszcze praktyczne jako metoda diagnostyczna w warunkach klinicznych. Ostatnio opisaliśmy metodę szybkiego profilowania mikrobioty pochwy w formacie multipleksowym z wykorzystaniem kulek fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami z detekcją na platformie Luminex13. Metoda ta, podobnie jak obecne metody oparte na barwieniu metodą Grama, jest szybka i prosta, ale daje dodatkową zaletę wykorzystania wiedzy molekularnej płynącej z badań sekwencyjnych przy projektowaniu sond. Zatem metoda ta zapewnia sposób profilowania głównych mikroorganizmów obecnych w wymazie z pochwy, który może być stosowany do diagnozowania BV z wysoką specyficznością i czułością w porównaniu do barwienia metodą Grama, dostarczając jednocześnie dodatkowych informacji o obecności i liczebności gatunków w sposób półilościowy i szybki. Ta metoda multipleksowa jest rozszerzalna daleko poza zakres obecnych testów ilościowego PCR dla konkretnych organizmów, które są obecnie ograniczone do 5 lub 6 różnych testów w jednej próbce14. Co istotne, metoda ta nie ogranicza się do wykrywania bakterii w wymazach z pochwy i może być łatwo zaadaptowana do szybkiego profilowania niemal każdej interesującej społeczności mikrobiologicznej. Na przykład niedawno zaczęliśmy stosować tę metodologię do opracowania narzędzi diagnostycznych do użytku w oczyszczalniach ścieków.

Opisujemy metodę multipleksową do wykrywania mikroorganizmów w próbce z wykorzystaniem kulek fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami. Amplikony wszystkich organizmów w próbce są hybrydyzowane z panelem kulek sprzężonych z sondami. Do analizy typu każdej kulki oraz sygnału hybrydyzacji wykorzystywany jest instrument Luminex lub Bio-Plex.

Multipleksowa detekcja bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych z wykorzystaniem mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami

Vaginoza bakteryjna (BV) jest nawracającym zespołem polimikrobowym, który charakteryzuje się zmianą „normalnej” mikrobioty z dominacją Lactobacillus na...

Witam, nazywam się Tim Duso z Agriculture and AgriFood Canada. W tym filmie zaprezentujemy protokół określania obecności i liczności określonych mikroorganizmów w złożonej próbce klinicznej lub środowiskowej przy użyciu instrumentu Bio-Plex. Protokół ten wykorzystuje fluorescencyjne kule polistyrenowe, które są chemicznie sprzężone ze specyficzną dla gatunku sondą oligonukleotydową.Z próbki generowany jest amplikon przy użyciu uniwersalnych starterów PCR, który następnie ulega hybrydyzacji z koralikami sprzężonymi z sondą. Przyrząd BioPlex generuje dwa sygnały: jeden służy do identyfikacji koralika, a drugi do ilościowego oznaczenia sygnału hybrydyzacji.Ogólnym celem procedury jest szybkie i półilościowe określenie profilu interesującej nas mikrobioty. Zastosowaliśmy tę technikę do określenia profili bakteryjnych w wymazach z pochwy i wykorzystania wygenerowanych danych do diagnozowania bakteryjnego zapalenia pochwy – stanu klinicznego charakteryzującego się zmianą mikrobioty, w której organizmy z rodzaju Lactobacillus stają się mniej rozpowszechnione, a w wymazach z pochwy można wykryć inne organizmy, takie jak Gardnerella, vais i apoian vae. Należy jednak pamiętać, że technikę tę można zastosować do każdej innej mikrobioty, dla której pożądane jest szybkie badanie typu multiplex.Zacznijmy od opisu działania procedury. Profil mikrobiologiczny jest generowany poprzez amplifikację genu białka opiekuńczego 60 ze wszystkich organizmów obecnych w ekstrakcie DNA z wymazu. Jeden z uniwersalnych starterów amplifikacyjnych został zmodyfikowany poprzez dodanie biotyny oraz wprowadzenie zasad z modyfikacją fosforanową.Na końcu 5', amplikon zostaje przekształcony w pojedynczą nić za pomocą egzonukleazy T7, która degraduje wyłącznie nić antysensowną. Ponieważ nić sensowna jest chroniona przez zmodyfikowany fosforanem starter PCR, sondy oligonukleotydowe komplementarne do pozostałej nici są kowalencyjnie łączone z fluorescencyjnymi kuleczkami polistyrenowymi. Ponieważ każdy unikalny kolor kuleczki zawiera sondę wykrywającą inny organizm, do jednej próbki można użyć do stu różnych kuleczek.Jednoniciowy produkt PCR z wymazu z pochwy jest hybrydyzowany z mieszaniną kuleczek sprzężonych z sondami dla wszystkich organizmów będących przedmiotem zainteresowania. Dodawany jest fluorescencyjny reporter FICO ethin, który wiąże się z biotynylowanymi sondami poprzez koniugat strep din. Na koniec mieszanina hybrydyzacyjna jest analizowana na urządzeniu Luminex lub Bio-Plex, które bada każdą kuleczkę indywidualnie pod kątem tożsamości i sygnału hybrydyzacji.Wyniki tej analizy wskazują na obecność konkretnych mikroorganizmów, a intensywność sygnału hybrydyzacji koreluje z liczebnością danego organizmu. W próbce obecność organizmów związanych z BV może być wykorzystana do diagnostyki bv. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak barwienie Grama, jest generowanie informacji o obecności konkretnych mikroorganizmów oraz ich liczebności.Procedurę zaprezentuje Jennifer Town, asystentka badawcza w naszym laboratorium. Resuspenduj mikrosfery, wirując je na vortexie przez około 20 sekund. Przenieś 400 µL mikrosfer do probówki typu Eppendorf i wiruj przy 14 000 ×g przez jedną minutę, a następnie usuń i odrzuć nadsącz. Resuspenduj mikrosfery w 50 µL 0,1 M MES pH 4,5.Dodaj jedną nmol oligonukleotydu wychwytującego do mikrosfer i wymieszaj za pomocą wortexa. Dodaj 2,5 µL świeżego roztworu EDC do mikrosfer. Inkubuj reakcję w temperaturze pokojowej przez 30 minut w ciemności.Wylej roztwór EDC przygotowany wcześniej i przygotuj świeżą próbkę EDC w wodzie o stężeniu 10 mg/mL. Podobnie jak wyżej, dodaj kolejne 2,5 µL świeżego roztworu EDC do mikrosfer i mieszaj w wstrząsarce typu vortex przez pięć sekund. Inkubuj ponownie w temperaturze pokojowej przez 30 minut w ciemności.Wypłucz kuleczki, dodając 1 ml 0,02% Tween 20, wymieszaj w wortexie, aby resuspendować kuleczki, a następnie odwiruj przy 14 000 ×g przez jedną minutę; usuń i odrzuć nadsącz. Ponownie wypłucz kuleczki, dodając 1 ml 0,1% SDS. Resuspenduj kuleczki w 100 µl buforu TE.Należy policzyć koraliki w cytometrze krwi w celu określenia stężenia zapasu. Przygotować master mix mikrosfer, rozcieńczając każdy rodzaj koralików do stężenia końcowego 100 koralików na µL w buforze TE. Połączyć koraliki zgodnie z pożądaną liczbą parametrów (plex) analizy. Przechowywać master mix mikrosfer w temperaturze 4°C w ciemności. Mieszanina ta może być przechowywana przez wiele miesięcy w tych warunkach. Następnie należy wygenerować produkt PCR dla każdej próbki.Bezpośrednio po zakończeniu PCR dodaj zestaw starterów pięcioprymowych modyfikowanych fosforanem i biotyną. Do każdej probówki PCR dodaj 2 µL egzonukleazy T7 i inkubuj w temperaturze pokojowej przez 40 minut. Po zakończeniu inkubacji dodaj 12,5 µL 0,5 M EDTA pH 8,0 do mieszaniny.Daje to łącznie około 64,5 µL jednoniciowego produktu PCR. Resuspender mieszankę reakcyjną Resus Bend Microsphere za pomocą pipety. Odmierzyć odpowiednią ilość do probówki typu Eppendorf.Zakręć probówkę i poddaj ją sonikacji w kąpieli wodnej sonikatora przez dwie minuty. Odmierz 17 µL jednoniciowego produktu PCR do odpowiednich dołków niskoprofilowej płytki 96-dołkowej, a następnie dodaj do każdego z nich 33 µL zawiesiny sonikowanych kulek.Następnie przykrywamy płytkę pokrywą silikonową i opukujemy ją. Ostrożnie wkładamy płytkę do termocyklera z zaprogramowanymi warunkami: 95 °C przez pięć minut, 60 °C przez 10 minut, a następnie utrzymanie temperatury 60 °C lub pauza w 60 °C przez pięć minut. Koniec, uruchamiamy program.Przygotuj świeży roztwór strep Aden FICO Ethin. Będziesz potrzebować 25 µL na każdą studzienkę. Przygotuj strep i FICO ethin poprzez rozcieńczenie stoku do stężenia 1 mg/mL.Od 50 do 20 mikrogramów na mililitr w jednokrotnym buforze tmac. Gdy termocykler dotrze do etapu podtrzymania w temperaturze 60 stopni, należy otworzyć pokrywę, zdjąć silikonową osłonę i dodać roztwór strep din FICO ethin bezpośrednio do każdej studzienki. Następnie należy założyć silikonową osłonę, zamknąć pokrywę termocyklera i wznowić program.Po zakończeniu programu wyjmij płytkę i szybko przenieś ją do urządzenia Bio-Plex w celu odczytu. Odczyt płytki należy przeprowadzić w ciągu 10 minut. Płytkę należy odczytać w temperaturze 60 °C.Upewnij się, że Bio-Plex został wstępnie podgrzany do tej temperatury. Tutaj przedstawiono wyniki odpowiadających im barwień metodą Grama oraz profile Luminex próbek podłużnych pobranych od jednej osoby w czasie zero. Barwienie metodą Grama jest zgodne z kliniczną diagnozą BV, co potwierdza test Fiveplex Luminex, wykazujący pozytywne sygnały hybrydyzacji dla organizmów związanych z BV, w tym *Gardnerella vaginalis*, *Atopobium vaginae* oraz *Prevotella ble Faraday*. Lactobacillus iners jest również wykrywany w niskich stężeniach w miarę upływu czasu. U tej osoby następuje przejście z mikrobioty BV do mikrobioty prawidłowej, co wykazano w barwieniach metodą Grama. Analiza Luminex tych samych próbek pokazuje, że liczebność Gardnerella vaginalis osiąga szczyt, a następnie spada, podczas gdy liczba lactobacillus iners rośnie, aż do momentu, gdy w ostatnim punkcie czasowym staje się ona organizmem dominującym.Wykorzystanie tej metody do profilowania mikrobioty pozwala na uzyskanie informacji o obecności konkretnych organizmów, a także o ich liczebności. Ponieważ metoda ta opiera się na sekwencjonowaniu, projektowanie sond może być poprzedzone analizą głębokiego sekwencjonowania, a mikroorganizmy zidentyfikowane za pomocą metod sekwencjonowania następnej generacji mogą być śledzone w próbkach w sposób szybki i stosunkowo niedrogi. Obejrzenie tego filmu powinno zapewnić dobre zrozumienie procesu generowania profilu mikrobiologicznego z próbki przy użyciu instrumentu Luminex lub Bio Plex.Przedstawiliśmy sposób sprzęgania sond oligonukleotydowych z fluorescencyjnymi kuleczkami, otrzymywania jednoniciowego alikonu z próbki klinicznej lub środowiskowej, przeprowadzania hybrydyzacji oraz analizy wyników na urządzeniu Luminex lub Bio Plex. Powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

multiplex-detection-bacteria-complex-clinical-environmental-samples

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Wielokrokowa detekcja bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych za pomocą kulek mikrofluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami

Wykorzystując technologię mikrosfer xMAP firmy Luminex Corporation, opracowaliśmy wielowiązkowy fluorometryczny test immunoenzymatyczny (MFIA) do nadzoru serologicznego różnych gatunków zwierząt laboratoryjnych. MFIA to zawiesinowa macierz mikrosfer, w której antygen, kontrola tkankowa lub immunoglobuliny są kowalencyjnie powiązane z kolorowo kodowanymi mikrosferami polistyrenowymi. Omówiono metodę testową MFIA oraz różne zagadnienia związane z rozwiązywaniem problemów.

Metodyka przeprowadzania i rozwiązywanie problemów w multipleksowym fluorometrycznym immunoprzebiegu

Ten film demonstruje multipleksowane ilościowe wykrywanie bakterii za pomocą karboksylowanych magnetycznych mikrosfer polistyrenowych barwionych w różne zestawy. Procedura obejmuje tworzenie kompleksów perełkowo-bakteryjnych, separację magnetyczną i analizę opartą na przepływie, umożliwiając precyzyjne i jednoczesne oznaczanie ilościowe wielu bakterii w tym samym dołku reakcyjnym.

Multipleksowa ilościowa detekcja bakterii przy użyciu mikrosfer magnetycznych znakowanych barwnikiem

Opisujemy procedurę profilowania białek śliny za pomocą multipleksowanych układów przeciwciał opartych na mikrosferach. Przeciwciała monoklonalne zostały kowalencyjnie połączone z mikrosferami polimerowymi o wielkości 4,5 μm kodowanymi barwnikiem fluorescencyjnym przy użyciu chemii karmodiimidu. Zmodyfikowane mikrosfery zdeponowano w mikrostudzienkach światłowodowych w celu zmierzenia poziomu białka w ślinie za pomocą fluorescencyjnych testów immunologicznych typu sandwich.

Multipleksowana mikromacierz fluorescencyjna do analizy ludzkich białek śliny przy użyciu mikrosfer polimerowych i wiązek światłowodowych

Wielokolorowa detekcja fluorescencji w mikrofluidyce kropelkowej zazwyczaj obejmuje nieporęczne i złożone systemy detekcji oparte na mikroskopie epifluorescencyjnym. Tutaj opisujemy kompaktowy i modułowy schemat detekcji wielokolorowej, który wykorzystuje szereg światłowodów do czasowego kodowania wielokolorowych danych zebranych przez pojedynczy fotodetektor.

Wielokolorowa detekcja fluorescencji dla mikrofluidyki kropelkowej z wykorzystaniem światłowodów

Ogólnym celem tego protokołu jest synteza funkcjonalnych nanosensorów do przenośnego, opłacalnego i szybkiego wykrywania specyficznie ukierunkowanych bakterii chorobotwórczych poprzez połączenie relaksacji magnetycznej i emisji fluorescencji.

Badania przesiewowe patogenów przenoszonych przez żywność przy użyciu nanoczujnika magnetofluorescencyjnego: szybkie wykrywanie E. coli O157:H7

Ten protokół opisuje produkcję małej, gotowej do użycia kasety, która może być zastosowana do wizualnego wykrywania wielu kwasów nukleinowych w jednym, łatwym w obsłudze teście. W tym podejściu wykorzystano matrycę kapilarną do multipleksu i wysoce skutecznego wykrywania celów GMO.

Wizualna detekcja wielu kwasów nukleinowych w układzie kapilarnym

Opisujemy metodę szybkiego barwienia do wykonywania obrazowania wielospektralnego na zamrożonych tkankach.

Szybka metoda wielospektralnego obrazowania fluorescencyjnego zamrożonych skrawków tkanek

Trzykanałowy system analizy przepływu fluorescencji z podwójnym reporterem został wykorzystany do opracowania multipleksowego testu immunologicznego opartego na koralikach, który jednocześnie ocenia próbki surowicy pod kątem IgG i IgM wywołanych przez wiele antygenów różnych gatunków Borrelia, które powodują boreliozę z Lyme w Europie i Ameryce Północnej.

Jednoczesne wykrywanie różnych klas przeciwciał w multipleksowanym teście serologicznym

Ten raport opisuje zautomatyzowany protokół do multipleksowych testów immunofluorescencyjnych (mIF) na automatycznym barwniku do szkiełek. Wykazano wysoką odtwarzalność proteomiki przestrzennej na standardowych autostainerach tkankowych o wysokiej przepustowości i obrazach fluorescencyjnych na całych szkiełkach, co jest idealne do niestandardowych testów mIF na dużej liczbie szkiełek tkankowych w badaniach translacyjnych.

Wysokowydajne zautomatyzowane multipleksowe testy immunofluorescencyjne do badań translacyjnych

Multipleksowe fluorescencyjne testy immunologiczne stają się źródłem informacji do badań serologicznych. Ich zastosowanie jest jednak ograniczone ze względu na złożoność i czasochłonne procesy sprzężenia kulki z analizą koralików. Raport ten przedstawia półautomatyczny, powtarzalny protokół multipleksowego mikrokulkowego sprzężenia kulek, który jest porównywalny ze standardową metodą, a jednocześnie znacznie skraca czas oczekiwania na uzyskanie rezultatów.

Multipleksowy test serologiczny do wykrywania odpowiedzi przeciwciał na arbowirusy

Poznaj metodę multipleksowej detekcji bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych przy użyciu mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami. Technika ta umożliwia szybką i półilościową analizę mikrobioty.

Multipleksowa detekcja bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych przy użyciu mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami (Wideo) | JoVE Journal

Multipleksowa detekcja bakterii w złożonych próbkach klinicznych i środowiskowych z wykorzystaniem mikrosfer fluorescencyjnych sprzężonych z oligonukleotydami

Przeglądaj więcej filmów