Name: Transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 22 min 2 s
Description: Poznaj technikę transferu genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo. Metoda obejmuje laparotomię, mikroiniekcję i elektroporację, umożliwiając badanie funkcji genów podczas rozwoju słuchu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękujemy wydawnictwu Humana Press za zgodę na publikację rysunku przedstawiającego wykonanie pipety do mikroiniekcji, który pierwotnie pojawił się na stronie 130 w pozycji bibliograficznej 11; Larry'emu Dlugasowi i Stevenowi Wongowi z Departamentu Komunikacji Edukacyjnej OHSU za realizację wideo; Larry'emu Dlugasowi za projekt i montaż wideo; Adamowi M. O'Quinnowi, Starszemu Projektantowi w Trion/Envirco, za zaprojektowanie naszej niestandardowej poziomej komory z laminarnym przepływem powietrza oraz Lesowi Goldsmithowi za dostarczenie schematu technicznego; Victorowi Monterroso, MV, MS, PhD oraz Tomowi Chatkuptowi, DVM, z Departamentu Medycyny Porównawczej OHSU, za pomoc w opracowaniu protokołu opieki nad zwierzętami, technik chirurgicznych i schematu profilaktycznej analgezji; Marcelowi Perret-Gentil, DVM, MS, za udostępnienie materiałów dotyczących technik szwów weterynaryjnych; Edwardowi Porsovowi, MS, za zaprojektowanie stacji roboczej do mikroskopii wideo w programie Adobe Premiere Pro; oraz Leah White i Jonasowi Hinckleyowi z LNS Captioning (Portland, OR). Praca ta była finansowana z grantów National Institute on Deafness and other Communication Disorders: DC R01 008595 oraz DC R01 008595-04S2 (dla JB) oraz P30 DC005983 (Oregon Hearing Research Center Core Grant, Peter Gillespie, Główny Badacz).

1. Laparotomia brzuszna
<ol>
 <li> Z narkozą poddać samicę, której embriony znajdują się w 11,5 dniu rozwoju embrionalnego (E11.5; południe dnia wykrycia czopu pochwowego uznaje się za dzień 0,5 rozwoju embrionalnego), poprzez domięśniowy zastrzyk roztworu anestetyka z pentobarbitalem sodu (7,5 μL na gram masy ciała). Roboczy roztwór anestetyka: 180 μL roztworu pentobarbitalu sodu o stężeniu 50 mg/mL; 100 μL etanolu bezwodnego; 320 μL wodnego roztworu siarczanu magnezu o stężeniu 65 mg/mL (moduluje napięcie macicy) oraz 400 μL glikolu propylenowego (nośnik mieszalny z komponentami wodnymi i organicznymi). </li>
 <li> Ocenić głębokość znieczulenia, przeprowadzając testy bodźców bólowych: ucisk łapy, ściśnięcie ogona oraz reakcję mrugania na dotyk policzka i wibrys. Na rogówki nałożyć sterylną maść oftalmiczną. </li>
 <li> Ogolić sierść brzuszną od obszaru nadłonowego do klatki piersiowej za pomocą nożyczek i precyzyjnej ostrzyczki (Oster ostrze #40). Zdezynfekować brzuch kolejno 70% etanolem, 10% powidonem jodowym (Betadine) i 70% etanolem. Położyć mysz brzuchem do dołu na sterylnej ściereczce, a następnie umieścić na podkładce grzewczej lub ciepłej płycie (37 °C) na 2-5 min. </li>
 <li> Wykonać nacięcie skóry brzucha w linii środkowej brzusznej za pomocą nożyczek z zaokrąglonymi końcówkami. Przedłużyć nacięcie do 10-14 mm. Zidentyfikować linea alba (białą linię), czyli beznaczyniowy, biały pas tkanki łącznej wzdłuż linii środkowej brzusznej ściany brzucha. Rozciąć linea alba nożyczkami z zaokrąglonymi końcówkami i przedłużyć nacięcie o 10-14 mm. Natychmiast przemyć jamę brzuszną uprzednio ogrzanym (37 °C) roztworem Ringer-laktańskim. </li>
 <li> Wyciągnąć dwa rogi macicy za pomocą kleszczyków pierścieniowych, nie wywierając nadmiernego nacisku na miejsca implantacji. Przemyć wyciągnięte rogi macicy uprzednio ogrzanym roztworem Ringer-laktańskim. </li>
</ol>
2. Mikrowstrzyknięcie transuteralne
<ol>
 <li> Wykonać grubościankową pipetę do mikroiniekcji z borokrzemianowego szkła o następujących parametrach: średnica zewnętrzna 12-16 μm i kąt ścięcia 20 stopni. W wyciągaczu do pipet Sutter P-97 z włóknem typu „small box” zastosować następujący program: heat = ramp test plus 3 units; pressure = 200; pull = 0; velocity = 46; time = 100). W urządzeniu do ścięcia Sutter BV-10 użyć ściernego dysku 104C (złotego) przeznaczonego do pipet o dużej średnicy. Resuspendować plazmid ekspresyjny w stężeniu 3-4 μg/μL w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym bez jonów wapnia (pH 7.2-7.4). Do skoncentrowanego DNA dodać krystaliczny fast green, delikatnie wymieszać w wstrząsarku vorteks przez 30 sekund i wirować przy 10 000 g przez 10 sekund. Minimalną ilość fast green wymaganą do wizualnej oceny skuteczności iniekcji określa się empirycznie. Wypełnić pipetę ze ścięciem od tyłu roztworem DNA/fast green. Podłączyć załadowaną pipetę do mikroiniekcji do uchwytu w iniektorze ciśnieniowym (Picospritzer, używając azotu o czystości &gt;99% jako gazu zasilającego). </li>
 <li> Oświetlić macicę światłem halogenowym o niskim natężeniu w celu wizualizacji zarodka w miejscu implantacji. Zidentyfikować bijące serce, pęcherzyki mózgowe, pączki kończyn, powstającą 4tą komorę romboidalną mózgu tylnego oraz oko. Przepłukiwać macicę co 2 minuty uprzednio ogrzanym roztworem Ringera z mleczanem w celu utrzymania nawilżenia. Wywierać delikatny nacisk na macicę, aby zmienić orientację zarodka i zidentyfikować wymienione powyżej punkty orientacyjne. </li>
 <li> Zorientować zarodek w celu zidentyfikowania głównej żyły głownej, której gałęzie przednia i tylna flankują obszar mezenchymy, w którym znajduje się otocysta. Sama otocysta nie jest widoczna podczas oświetlania macicy. Otocysta znajduje się w połowie drogi między przednią a tylną gałęzią głównej żyły głownej, które wraz z głównym pniem żyły tworzą kształt słupków bramki na boisku do futbolu amerykańskiego. Otocysta znajduje się pomiędzy tymi słupkami. </li>
 <li> Wprowadzić pipetę do iniekcji przez macicę po trajektorii zgodnej z domniemaną lokalizacją otocysty. Po przejściu przez macicę wykonać jeden impuls mikroinjektorem, aby zwizualizować barwnik śledzący i przybliżyć położenie czubka pipety. Przesunąć pipetę pod kontrolą mikrometru i ponownie wykonać impuls, aby ocenić głębokość. Przesunąć pipetę dalej w kierunku bocznej mezenchymy głowy i powtarzać impulsy. Prawidłowe trafienie w otocystę ujawni zwężony kształt przewodu endolimfatycznego grzbietowo oraz kształt muszli małża w obrębie przedsionka. Zwolnić nacisk na macicę, wyjąć pipetę z zarodka/macicy jednym ruchem i natychmiast przepłukać macicę uprzednio ogrzanym roztworem Ringera z mleczanem. </li>
</ol>
3. Elektroporacja in vivo
<ol>
 <li> Przepłucz macicę roztworem Ringer’a z mleczanem. Świeżo podany roztwór Ringer’a z mleczanem jest niezbędny do zapewnienia sprzężenia elektrycznego między elektrodami łopatkowymi a macicą. Nawilż wolframowe powierzchnie elektrod roztworem Ringer’a z mleczanem. Wycentruj wstrzykniętą otocystę w obrębie pola działania elektrod. Delikatnie dociśnij macicę elektrodami do elektroporacji. Katoda styka się ze ścianą macicy bocznie w stosunku do wstrzykniętej otocysty, a anoda styka się ze ścianą macicy sąsiadującej z niewstrzykniętą otocystą. Uruchom serię impulsów prostokątnych za pomocą przełącznika nożnego elektroporatora. Parametry elektroporacji to: 5 impulsów o czasie trwania 50 ms przy napięciu 43 V na impuls oraz przerwa międzyimpulsowa wynosząca 950 ms. Natychmiast po podaniu serii impulsów przepłucz macicę. Zapisz wartość prądu podanego do tkanki: wartość 60–100 mA jest wystarczająca do transfekcji progenitorów nabłonka słuchowego. Wstrzyknij substancję i przeprowadź elektroporację u 4–6 zarodków w stadium E11.5 na jedną matkę. </li>
 <li> Wykonaj drugą, niezależną transuteryczną mikroiniekcję wodnego dekstranu fluorescencyjnego (Alexa Fluor 488, jeśli plazmid ekspresyjny koduje czerwone białko fluorescencyjne, lub Alexa Fluor 594, jeśli plazmid ekspresyjny koduje zielone białko fluorescencyjne) do 4th komorę tych embrionów, których ucha wewnętrzne zostały prawidłowo zainfekowane i którym podczas elektroporacji podano prąd o natężeniu co najmniej 60 mA na impuls. Fluorescencyjny dekstran będzie wykrywalny po urodzeniu w tylnym mózgowiu, co umożliwi selekcję szczeniąt, których ucha wewnętrzne poddano manipulacjom podczas embriogenezy (patrz 3.5). </li>
 <li> Przepłucz rogi macicy płynem Ringera z mleczanem. Wprowadź rogi macicy z powrotem do jamy brzusznej. Przepłucz jamę macicy 2–4 ml podgrzanego roztworu Ringera z mleczanem, pozwalając nadmiarowi płynu wypłynąć przez miejsce nacięcia na sterylną obłożkę. Zastąp obłożkę suchym, sterylnym materiałem. Zaszyj ścianę brzusną, używając igły nietnącej oraz wchłanialnej nici 6-0. W przypadku zarówno ściany brzusznej, jak i skóry, zaleca się zastosowanie szwu ciągłego z blokowaniem co drugiego przełożenia. </li>
 <li> Osusz futro samic i podaj niesteroidowy lek przeciwzapalny, taki jak Meloxicam, w formie iniekcji podskórnej. Umieść samicę w wstępnie ogrzanej klatce pooperacyjnej na sterylnym podkładzie. Monitoruj i zapisuj częstość oddechów samic, drożność miejsca nacięcia oraz sprawdzaj, czy z pochwy nie wydostaje się krwawa wydzielina. Krwawienie występuje rzadko, lecz w przypadku jego wystąpienia i braku ustąpienia, przeprowadź eutanazję samicy, gdy ta nadal znajduje się pod wpływem anestezji. Odnotuj czas odzyskania przytomności i podjęcia prób poruszania się. Przenieś samicę z powrotem do kolonii myszy, gdy pojawi się u niej oznaka jedzenia i picia oraz gdy zacznie budować gniazdo. Zazwyczaj dzieje się to w ciągu 12 godzin. </li>
 <li> W dniu narodzin (0. dzień postnatalny) oświetl region tylnego mózgu każdego szczenięcia w lądzie, aby wykryć fluorescencyjny dekstran, używając stereomikroskopu fluorescencyjnego z odpowiednim zestawem filtrów GFP lub Texas Red. Do karmiącej matki zwróć tylko te szczenięta, które wykazują oznakowanie tylnego mózgu. </li>
</ol>
4. Reprezentatywne wyniki
 <img src="/files/ftp_upload/3653/3653fig1.jpg" alt="Fluorescencyjne przekroje ślimaka wykazujące markery Myo7a i EGFP; mikroskopia wewnętrznych i zewnętrznych komórek rzęskowych." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Elektroporacyjnie indukowany transfer genów do rozwijającego się ślimaka. Do otocysty w stadium E11.5 wstrzyknięto plazmid ekspresyjny kodujący wzmocnione zielone białko fluorescencyjne (EGFP) i przeprowadzono elektroporację (parametry serii impulsów: pięć impulsów o napięciu 43 V, czas trwania impulsu 50 msec i przerwa międzyimpulsowa 950 msec). A) Reprezentatywne ucho wewnętrzne szczura w 6. dobie po urodzeniu (P6), którego otocysta została wstrzyknięta i poddana elektroporacji w stadium E11.5, wykazujące ekspresję EGFP od podstawy do środkowego zwoju ślimaka. Ścianę boczną ślimaka usunięto jedynie ze środkowego zwoju i wierzchołka. Progenitory E11.5, z których powstaje wierzchołek, nie zostały przetransfekowane. B) Immunobarwienie całego preparatu ślimaka z (A) z użyciem markera komórek rzęskowych, miozyny 7a (Myo7a), wskazuje, że ekspresja EGFP podąża za przebiegiem organum Corti i jest w dużym stopniu zlokalizowana w nabłonku sensorycznym zawierającym komórki rzęskowe. C) Reprezentatywne ucho wewnętrzne zarodka w stadium E18.5, którego otocysta została wstrzyknięta i poddana elektroporacji w stadium E11.5. Projekcja konfokalna wykazuje ekspresję EGFP w Myo7a-dodatnich sensorycznych komórkach rzęskowych. D) Projekcja konfokalna nabłonka sensorycznego ślimaka z organum Corti w stadium E18.5, wskazująca ekspresję EGFP w wewnętrznych komórkach rzęskowych (ihc), zewnętrznych komórkach rzęskowych (ohc), wewnętrznych komórkach falangialnych (ipc), komórkach filarowych (pc) oraz komórkach Deitersa (dc). Pasek skali w (B) odnosi się do (A).

<ol><li>Gillespie, P. G., Muller, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanotransduction+by+hair+cells%3A+models%2C+molecules%2C+and+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Mechanotransduction by hair cells: models, molecules, and mechanisms.</a> Cell. 139, 33-44 (2009).</li>
<li>Bok, J., Chang, W., Wu, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterning+and+morphogenesis+of+the+vertebrate+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Patterning and morphogenesis of the vertebrate inner ear.</a> Int. J. Dev. Biol. 51, 521-533 (2007).</li>
<li>Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+cell+fate+in+the+sensory+epithelia+of+the+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Regulation of cell fate in the sensory epithelia of the inner ear.</a> Nat. Rev. Neurosci. 7, 837-849 (2006).</li>
<li>Ohyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BMP+signaling+is+necessary+for+patterning+the+sensory+and+nonsensory+regions+of+the+developing+mammalian+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">BMP signaling is necessary for patterning the sensory and nonsensory regions of the developing mammalian cochlea.</a> J. Neurosci. 30, 15044-15051 (2010).</li>
<li>Pan, W., Jin, Y., Stanger, B., Kiernan, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch+signaling+is+required+for+the+generation+of+hair+cells+and+supporting+cells+in+the+mammalian+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Notch signaling is required for the generation of hair cells and supporting cells in the mammalian inner ear.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 15798-15803 (2010).</li>
<li>Gubbels, S. P., Woessner, D. W., Mitchell, J. C., Ricci, A. J., Brigande, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+auditory+hair+cells+produced+in+the+mammalian+cochlea+by+in+utero+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Functional auditory hair cells produced in the mammalian cochlea by in utero gene transfer.</a> Nature. 455, 537-541 (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th edn, The National Academy Press. (2010).</li>
<li>Matsuda, T., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+expression+of+transgenes+introduced+by+in+vivo+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Controlled expression of transgenes introduced by in vivo electroporation.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 1027-1032 (2007).</li>
<li>Chen, C., Smye, S. W., Robinson, M. P., Evans, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+electroporation+theories%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Biol.+Eng.+Comput%22%5BJournal%5D)">Membrane electroporation theories: a review.</a> Med. Biol. Eng. Comput. 44, 5-14 (2006).</li>
<li>Saito, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electroporation+in+the+embryonic+mouse+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">In vivo electroporation in the embryonic mouse central nervous system.</a> Nat. Protoc. 1, 1552-1558 (2006).</li>
<li>Brigande, J. V., Gubbels, S. P., Woessner, D. W., Jungwirth, J. J., Bresee, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation-mediated+gene+transfer+to+the+developing+mouse+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Electroporation-mediated gene transfer to the developing mouse inner ear.</a> Methods Mol. Biol. 493, 125-139 (2009).</li>
<li>Morsli, H., Choo, D., Ryan, A., Johnson, R., Wu, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+mouse+inner+ear+and+origin+of+its+sensory+organs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Development of the mouse inner ear and origin of its sensory organs.</a> J. Neurosci. 18, 3327-3335 (1998).</li>
<li>Sher, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+embryonic+and+postnatal+development+of+the+inner+ear+of+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Acta.+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">The embryonic and postnatal development of the inner ear of the mouse.</a> Acta. Otolaryngol. , Suppl 285. 1-77 (1971).</li>
<li>Sheffield, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viral+vector+tropism+for+supporting+cells+in+the+developing+murine+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Viral vector tropism for supporting cells in the developing murine cochlea.</a> Hear Res. 277, 28-36 (2011).</li>
<li>Bedrosian, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+delivery+of+recombinant+viruses+to+the+fetal+murine+cochlea%3A+transduction+characteristics+and+long-term+effects+on+auditory+function%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">In vivo delivery of recombinant viruses to the fetal murine cochlea: transduction characteristics and long-term effects on auditory function.</a> Mol. Ther. 14, 328-335 (2006).</li>
<li>Reisinger, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+functional+equivalence+of+otoferlin+and+synaptotagmin+1+in+exocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Probing the functional equivalence of otoferlin and synaptotagmin 1 in exocytosis.</a> J. Neurosci. 31, 4886-4895 (2011).</li>
<li>Magnani, E., Bartling, L., Hake, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+Gateway+to+MultiSite+Gateway+in+one+recombination+event%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">From Gateway to MultiSite Gateway in one recombination event.</a> BMC Mol. Biol. 7, 46(2006).</li>
<li>Perret-Gentil, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPerret-Gentil%2C+M+%22Principles+of+Veterinary+Suturing%22">Principles of Veterinary Suturing</a>. , The University of Texas at San Antonio. Forthcoming.</li>
<li>Oesterle, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOesterle%2C+A+%22P-1000+%26+P-97+Pipette+Cookbook%22">P-1000 & P-97 Pipette Cookbook</a>. , Sutter. (2011).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy: Ucho wewnętrzne myszy rozwija się z placody słuchowej podczas pierwszego tygodnia rozwoju po implantacji12,13. Do 9,5 dnia embrionalnego (E9.5) placoda ulega inwaginacji i przekształca się w wypełniony płynem pęcherzyk zwany otocystą2. Prekursory słuchowe w pęcherzyku dają początek komórkom sensorycznym i niesensorycznym w dojrzałym uchu wewnętrznym, a także neuronom unerwiającym mechanicznie wrażliwe komórki rzęsiste w na...

<table><tbody><tr><td>Mikrokasetka do sterylizacji </td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-9900a</td><td>8 x 8,5 x 1,25 cala</td></tr><tr><td>Nożyczki z zaokrąglonymi końcówkami</td><td>Fine Science Tools</td><td>14109-09</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki pierścieniowe </td><td>Fine Science Tools</td><td>11106-09</td><td>śr. wew. 4,8 mm/śr. zew. 6 mm</td></tr><tr><td>Pinceta Adsona do tkanek</td><td>Fine Science Tools</td><td>11027-12</td><td></td></tr><tr><td>Igłotrzymacz</td><td>Fine Science Tools</td><td>12502-12</td><td></td></tr><tr><td>Taca na strzykawki do testów alergicznych</td><td>BD Biosciences</td><td>305536</td><td></td></tr><tr><td>Szew 6-0</td><td>Syneture</td><td>GL-889</td><td>nici chirurgiczne do zespolenia przewodu pokarmowego o rozmiarze 0,7 metr.</td></tr><tr><td>roztwór Ringera z mleczanem&amp;rsquo;do wstrzykiwań USP</td><td>Baxter International Inc.</td><td>2B2323</td><td></td></tr><tr><td>Fast Green</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7258</td><td></td></tr><tr><td>Kapilara z borokrzemianowego szkła</td><td>Harvard Apparatus</td><td>30-0053</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór sodowy Nembutalu</td><td>OVATION Pharmaceuticals</td><td>NDC 67386-501-52</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4.7H2O</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63-500</td><td></td></tr><tr><td>Propylenoglikol</td><td>Fisher Scientific</td><td>P355-1</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7023-500</td><td></td></tr><tr><td>Meloksykam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>NADA 141-219</td><td></td></tr><tr><td>Wyciągacz mikropipet</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td>filament w pudełku FB255B; należy zapoznać się z publikacją Pipette Cookbook firmy Sutter Instruments</td></tr><tr><td>Mikro&amp;#8211;Ukośnik elektrod</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>BV-10</td><td>tarcza do fazowania 104C dla dużych pipet; skonsultuj z właścicielem&amp;rsquo;Podręcznik teorii fazowania</td></tr><tr><td>Statyw na mikropipety</td><td>Warner Instruments</td><td>MP-S15T</td><td>Dla pipety o średnicy zewnętrznej 1,5 mm oraz żeńskiego portu ciśnieniowego do drenów Picospritzer.</td></tr><tr><td>Elektroda pęsetowa</td><td>Protech International, Inc.</td><td>CUY650P5</td><td>średnica zewnętrzna 5 mm</td></tr><tr><td>Elektroporator z falą prostokątną</td><td>Protech International, Inc.</td><td>CUY21EDIT</td><td>Zalecane użycie pedału nożnego</td></tr><tr><td>PICOSPRITZER III</td><td>Parker Hannifin Corporation</td><td>051-0500-900</td><td>Zalecane użycie pedału nożnego</td></tr><tr><td>Mikromanipulator z sterowaniem ręcznym</td><td>Harvard Apparatus</td><td>640056</td><td></td></tr><tr><td>Dygestorium z poziomym przepływem laminarnym</td><td>Envirco</td><td></td><td>Własne modyfikacje LF 630-10554. Schemat dygestorium znajduje się w informacjach uzupełniających.</td></tr><tr><td>Stereofluorescenceowy mikroskop operacyjny Leica z silnikiem świetlnym Lumencor SOLA</td><td>Bartels and Stout oraz Lumencor</td><td>MZ10F z silnikiem oświetleniowym Lumencor SOLA</td><td>Zaleca się stosowanie pedałów nożnych do ustawiania ostrości w MZ10F oraz do wyzwalania źródła światła SOLA.</td></tr><tr><td>dekstran Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>D22913</td><td>10 mg/ml, wodny</td></tr><tr><td>Dekstran Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>D22910</td><td>10 mg/ml, wodny</td></tr><tr><td>Enviro-dri</td><td>Shepherd Specialty Papers</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.ssponline.com&quot; cel=&quot;_blank">www.ssponline.com&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

Wewnętrzne ucho ssaków posiada 6 odrębnych nabłonków sensorycznych: 3 grzebienie (cristae) w ampullach kanałów półkolistych, plamki (maculae) w utriculę i saccule oraz narząd Cortiego w zwiniętej ślimacznicy. Grzebienie i plamki zawierają komórki rzęsate przedsionka, które przekształcają bodźce mechaniczne w celu obsługi specjalnego zmysłu równowagi, podczas gdy komórki rzęsate słuchowe w narządzie Cortiego są głównymi przetwornikami odpowiedzialnymi za słuch 1. Specyfikacja losu komórek w tych nabłonkach sensorycznych oraz morfogeneza kanałów półkolistych i ślimacznicy odbywają się podczas drugiego tygodnia gestacji u myszy i są w dużej mierze zakończone przed narodzinami 2,3. Badania rozwojowe wewnętrznego ucha myszy są rutynowo przeprowadzane poprzez pobieranie embrionów transgenicznych na różnych etapach embrionalnych lub ponatalnych, aby uzyskać wgląd w molekularne podstawy fenotypów komórkowych i/lub morfologicznych 4,5. Stawiamy hipotezę, że transfer genów do rozwijającego się wewnętrznego ucha myszy in utero w kontekście badań nad uzyskaniem i utratą funkcji stanowi uzupełniające podejście do tradycyjnej transgenezy myszy w badaniu mechanizmów genetycznych leżących u podstaw rozwoju wewnętrznego ucha ssaków6.
Przedstawiony tutaj paradygmat eksperymentalny do prowadzenia badań nad nienaturalną ekspresją genów w rozwijającym się uchu wewnętrznym myszy składa się z trzech głównych etapów: 1) laparotomii brzusznej; 2) mikroiniekcji przezmacicznej; oraz 3) elektroporacji in vivo. Laparotomia brzuszna jest chirurgiczną techniką przeżycia u myszy, która umożliwia wyewagowanie macicy w celu uzyskania dostępu eksperymentalnego do implantowanych embrionów7. Mikroiniekcja przezmaciczna polega na wykorzystaniu szlifowanych, szklanych kapilarnych mikropipet do wprowadzenia plazmidu ekspresyjnego do światła pęcherzyka słuchowego (otocysty). Elektroporacja in vivo polega na zastosowaniu prostokątnych impulsów prądu stałego w celu wprowadzenia plazmidu ekspresyjnego do komórek progenitorowych8-10.
Wcześniej opisaliśmy tę technikę transferu genów opartą na elektroporacji, zawierającą szczegółowe uwagi do każdego kroku protokołu11. Techniki eksperymentalnej embriologii myszy mogą być trudne do opanowania na podstawie samego tekstu i statycznych obrazów. W niniejszej pracy demonstrujemy 3 etapy procedury transferu genów. Co najważniejsze, wykorzystujemy cyfrową mikroskopię wideo, aby precyzyjnie pokazać, jak: 1) określić orientację zarodka in utero; 2) zmienić orientację zarodków w celu precyzyjnego skierowania wstrzykiwań do otocysty; 3) mikroiniekcjonować DNA wymieszane z roztworem barwnika śledzącego do otocysty w dniach embrionalnych 11.5 i 12.5; 4) elektroporować wstrzykniętą otocystę; oraz 5) znakować elektroporowane zarodki w celu selekcji postnatalnej po narodzinach. Przedstawiamy reprezentatywne przykłady pomyślnie przetransfekowanych ucha wewnętrznych; ilustracyjny przewodnik po najczęstszych przyczynach błędnego celowania w otocystę; omawiamy, jak unikać powszechnych błędów metodologicznych; oraz prezentujemy wytyczne dotyczące opracowania protokołu opieki nad zwierzętami w ramach transferu genów in utero.

Wewnętrzne ucho myszy jest organem zmysłowym pochodzącym z placody, którego program rozwojowy realizowany jest podczas ciąży. Opisujemy technikę transferu genu in utero, składającą się z trzech etapów: brzusznej laparotomii myszy, mikrowstrzyknięcia do macicy oraz elektroporacji in vivo. Wykorzystujemy cyfrową mikroskopię wideo, aby zademonstrować kluczowe eksperymentalne techniki embriologiczne.

Transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo

Wewnętrzne ucho ssaków posiada 6 odrębnych nabłonków sensorycznych: 3 grzebienie w ampulach kanałów półkolistych; plamki w utriculi i sacculi oraz...

Jane przeniosła się do opracowania metody elektroporacji in vivo rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy autorstwa Ling Wang, Han Jang i Johna Burgandy z Oregon Hearing Research Center w Oregon Health and Science University. Dzień dobry. Nazywam się John Burgandy. Moje laboratorium znajduje się w Oregon Hearing Research Center w Oregon Health and Science University.Nazywam się Ang. Jestem stażystą w laboratorium prof. Johnsa. Jestem również asystentem badawczym w laboratorium prof. Johnsa.Nasza prezentacja jest podzielona na cztery części. Pierwszą z nich jest brzuszna laparotomia. Przedstawiamy znieczulenie oparte na pentobarbitalu sodu, sposób sprawdzania skuteczności znieczulenia, ochronę rogówki, przygotowanie pola operacyjnego, dezynfekcję, arkusz danych chirurgii przeżywalności myszy, zestaw chirurgiczny, cięcie w linii środkowej brzucha przez skórę i ścianę brzuszną oraz eksternalizację rogów macicy.Część druga to mikroiniekcja przezmaciczna. Prezentujemy doświetlanie zarodka, reorientację zarodka, mikroiniekcję, wykonanie pipety oraz mikroiniekcję do ucha w 11,5 i 12,5 dniu embrionalnym. Część trzecia to elektroporacja in vivo.Prezentujemy sposób rozmieszczenia elektrod ł

gene-transfer-to-developing-mouse-inner-ear-vivo

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy przez in vivo elektroporację

In-utero in-vivo iniekcja i elektroporacja zarodkowego neokortyksu myszy stanowią potężne narzędzie do manipulacji pojedynczymi komórkami progenitorowymi ...

Wewnątrzkomorowe wstrzyknięcie i elektroporacja in utero embrionów myszy w 15. dniu rozwoju (E15)

Opracowano metodę bezpośredniego dostarczania morfolino do otocysty ryby zebrafish w 24hpf. Dzięki zastosowaniu mikroiniekcji morfolino do światła pęcherzyka słuchowego oraz elektroporacji w celu umożliwienia penetracji, udało się ominąć wpływ morfolino na mózg i uzyskać efekty specyficzne dla ucha wewnętrznego.

Bezpośrednie dostarczenie morfolin MIF do otocysty rybki danio poprzez wstrzyknięcie i elektroporację wpływa na rozwój ucha wewnętrznego

Prezentujemy protokół elektroporacji in vivo do transfekcji pojedynczych komórek lub małych skupisk komórek zwojowych siatkówki (RGCs) oraz innych typów komórek siatkówki u myszy postnatalnych w szerokim zakresie wieku. Zdolność do znakowania i genetycznej manipulacji postnatalnymi RGCs in vivo stanowi potężne narzędzie w badaniach nad rozwojem.

Transfekcja komórek zwojowych siatkówki myszy za pomocą elektroporacji in vivo

Przedstawiono metodę wprowadzania plazmidowego DNA do komórek siatkówki myszy w celu przeprowadzenia badań nad przyrostem lub utratą funkcji in vivo. Metoda ta wykorzystuje przejściowy wzrost przepuszczalności błon plazmatycznych komórek wywołany przyłożeniem zewnętrznego pola elektrycznego.

In vivo elektroporacja rozwijającej się siatkówki myszy

Opisano metodę transferu genów do rozwijającego się mózgu myszy z wykorzystaniem unikalnej metody chirurgicznej oraz specjalnego kształtu elektrod. Ta wyjątkowa technika umożliwia czasową i przestrzenną transfekcję plazmidowego DNA, co pomoże wielu neuronaukowcom w badaniu rozwoju mózgu.

Elektroporacja myszy in utero: kontrolowana spatiotemporalna transfekcja genów

Źródło: Denaxa, M., el al., Transplantation of Chemogenetically Engineerical Interneuron Pregenitors into Early Postnatal Mouse Brains. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film przedstawia procedurę wstrzykiwania wektora plazmidowego przenoszącego interesujący nas gen do progenitorów interneuronów w embrionalnym wycinku mózgu, a następnie elektroporacji w celu wejścia plazmidu i ekspresji genu. Te zmodyfikowane komórki progenitorowe mogą być później wykorzystane do leczenia zaburzeń mózgu.

Transfer genów wspomagany elektroporacją osadzony w agarozie w progenitorach interneuronów kory myszy

Prezentujemy metodę, która opisuje izolację i hodowlę eksplantatów ślimaka z embrionalnego ucha wewnętrznego myszy.  Demonstrujemy również metodę transferu genów do eksplantatów ślimakowych za pomocą elektroporacji fali prostokątnej. Hodowla eksplantatów in vitro w połączeniu z techniką transferu genów umożliwia naukowcom badanie skutków zmiany ekspresji genów podczas rozwoju.

Hodowla embrionalnych eksplantatów ślimakowych myszy i transfer genów za pomocą elektroporacji

Narząd słuchowy pośredniczy w słyszeniu. W niniejszej pracy przedstawiono zmodyfikowaną metodę mikroelektroporacji in ovo zoptymalizowaną do badania proliferacji i różnicowania słuchowych komórek progenitorowych w rozwijającym się narządzie słuchowym kurcząt.

Transfer genów do narządu słuchowego kurczaka za pomocą mikroelektroporacji in ovo

W tym badaniu opisujemy dostęp do tylnego kanału półkolistego jako niezawodną metodę dostarczania genów do ucha wewnętrznego u noworodków myszy. Pokazujemy, że dostarczenie genu przez tylny kanał półkolisty jest w stanie przeniknąć do całego ucha wewnętrznego.

Dostęp do tylnego kanału półkolistego do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy

Tutaj opisujemy procedurę kanasitomii, która umożliwia miejscowe dostarczanie leku do uszu wewnętrznych dorosłych i noworodków myszy przez kanał półkolisty przy minimalnym uszkodzeniu słuchu i funkcji przedsionkowej. Ta metoda może być stosowana do inokulacji wektorów wirusowych, farmaceutyków i małych cząsteczek w uchu wewnętrznym myszy.

Kanostomia jako chirurgiczne podejście do miejscowego dostarczania leków do uszu wewnętrznego myszy dorosłych i noworodków

Pisklę jest opłacalnym, dostępnym i szeroko dostępnym organizmem modelowym do różnych badań. W tym miejscu szczegółowo opisano szereg protokołów, aby zrozumieć mechanizmy molekularne leżące u podstaw rozwoju i regeneracji ucha wewnętrznego ptaków.

Metody in ovo i ex ovo do badania rozwoju ucha wewnętrznego ptaków

Poznaj technikę transferu genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo. Metoda obejmuje laparotomię, mikroiniekcję i elektroporację, umożliwiając badanie funkcji genów podczas rozwoju słuchu.

Transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo

Przeglądaj więcej filmów