Name: Model szczurów o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego skurczu naczyń krwionośnych mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpajęczynówkowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-17T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 3 s
Description: Poznaj metodę wywoływania opóźnionego skurczu naczyń mózgowych u szczurów po krwotoku podpajęczynówkowym. Technika obejmuje pobieranie krwi autologicznej z tętnicy ogona i wstrzyknięcie do cysterny magna.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Pragniemy podziękować dr Mary-Lou Vallano z Katedry Neuronauki i Fizjologii za cenny wkład w przygotowanie treści niniejszego manuskryptu.

1.	Operacja szczura w modelu SAH z iniekcją 0,15 ml autologicznej krwi tętniczej
<ol>
 <li>Szczura znieczula się, podając 0,1 mg/kg koktajlu ketaminy/ksylazyny dla gryzoni, i pozostawia na 5 min.</li>
 <li>Odpowiednie znieczulenie potwierdza się poprzez zniesienie odruchu kończyn tylnych.</li>
 <li>Za pomocą elektronicznej golarki ogala się obszar od szyi do nosa w okolicy podpotylicznej.</li>
 <li>Zwierzę ułożono na plecach na stole operacyjnym, a ogon przemyto betadyną, aby zapewnić sterylność nacięcia.</li>
 <li>Wykonuje się proste, 1 cm nacięcie w linii środkowej na brzusznej stronie ogona.</li>
 <li>Precyzyjnie rozszerza się nacięcie, aż do zidentyfikowania i wyizolowania tętnicy ogonowej.</li>
 <li>Za pomocą sterylnego cewnika o rozmiarze 26G kaniuluje się tętnicę ogonową i pobiera 0,15 ml krwi tętniczej do strzykawki.</li>
 <li>Miejsce nacięcia owija się sterylną gazą w celu zapewnienia hemostazy, a następnie stosuje się klej wetbond do zamknięcia rany.</li>
 <li>Szczura obraca się na brzuch na stole i przemywa betadyną ogoloną okolicę podpotyliczną.</li>
 <li>Dostęp do cysterny wielkiej (cisterna magna) uzyskuje się poprzez pionowe nacięcie w linii środkowej.</li>
 <li>Po zidentyfikowaniu cysterny wielkiej wprowadza się do niej igłę o rozmiarze 25G i pobiera 0,15 ml płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) do strzykawki, aby zapobiec zwiększeniu ciśnienia wewnątrzczaszkowego po wstrzyknięciu autologicznej krwi.</li>
 <li>Następnie 0,15 ml krwi pobranej z tętnicy ogonowej wstrzykuje się powoli do cysterny wielkiej.</li>
 <li>Igłę pozostawia się w miejscu wkłucia przez 30 sec, aby zapewnić krzepnięcie w przestrzeni podpajęczynówkowej, a następnie ostrożnie wyjmuje.</li>
 <li>Zapewnia się hemostazę i zamyka nacięcie za pomocą staplera chirurgicznego.</li>
 <li>Zwierzę ułożono na brzuchu na powierzchni grzewczej w pozycji z głową obniżoną o 20 ° przez 20 min, aby umożliwić krzepnięcie krwi w cysternach wokół tętnicy podstawnej.</li>
 <li>Kroki od 1.1 do 1.15 powtarza się podczas drugiej operacji w odstępie 48 hr.</li>
</ol>
2.	Operacja szczura w modelu SAH u osobnika wstrzykniętego 0,15 ml soli fizjologicznej
<ol>
 <li>Szczura poddaje się znieczuleniu za pomocą koktajlu dla gryzoni Ketamine/Xylazine w dawce 0,1 mg/kg i pozostawia się go na 5 min. </li>
 <li>Odpowiedniość znieczulenia potwierdza się poprzez zmniejszenie odruchu kończyn tylnych. </li>
 <li>Za pomocą elektronicznej maszynki do golenia usuwa się sierść z obszaru od szyi do nosa wokół regionu podpotylicznego. </li>
 <li>Zwierzę kładzie się na plecach na stole operacyjnym, a ogon przemywa się betadyną, aby zapewnić sterylność nacięcia. </li>
 <li>Na brzusznej stronie ogona wykonuje się proste nacięcie w linii środkowej o długości 1 cm. </li>
 <li>Dysekcję rozszerza się do momentu zidentyfikowania i wyizolowania tętnicy ogonowej. </li>
 <li>Za pomocą sterylnego cewnika 26G kaniuluje się tętnicę ogonową i pobiera 0,15 ml krwi tętniczej do strzykawki. </li>
 <li>Miejsce nacięcia owija się sterylną gazą, aby zapewnić hemostazę, a następnie nakłada się vetbond w celu zamknięcia rany. </li>
 <li>Szczura obraca się na brzuch na stole, a ogoloną okolicę nad regionem podpotylicznym smaruje betadyną. </li>
 <li>Za pomocą pionowego nacięcia w linii środkowej uzyskuje się dostęp do cysterny wielkiej (cisterna magna). </li>
 <li>Po zidentyfikowaniu cysterny wielkiej wprowadza się do niej igłę 25G, pobiera 0,15 ml płynu mózgowo-rdzeniowego do strzykawki i przechowuje próbkę. </li>
 <li>Następnie do cysterny wielkiej powoli wstrzykuje się 0,15 ml soli fizjologicznej (37 °C). </li>
 <li>Igłę pozostawia się w miejscu przez 30 sec, a następnie ostrożnie wyjmuje. </li>
 <li>Zapewnia się hemostazę i zamyka nacięcie za pomocą zszywacza chirurgicznego. </li>
 <li>Zwierzę kładzie się teraz na brzuchu na powierzchni grzewczej z głową skierowaną w dół pod kątem 20 ° przez 20 min. </li>
 <li>Kroki od 2.1 do 2.15 powtarza się podczas drugiej operacji w odstępie 48 hr. </li>
</ol>
3. Uśmiercenie szczura
<ol>
 <li>W 5. dniu po drugim zabiegu szczury są uśmiercane poprzez perfuzję przez serce.</li>
 <li>Szczurowi podaje się dawkę śmiertelną (0,2 ml/kg) preparatu Fatal Plus (VORTECH PHARMACEUTICALS LTD., DEARBORN, MI).</li>
 <li>Przez pionowe nacięcie w linii środkowej uzyskano dostęp do jamy brzusznej i otwarto otrzewną.</li>
 <li>Wykonano przednią torakotomię i odsłonięto serce.</li>
 <li>Przy użyciu cewnika 26G podłączonego do roztworu buforu fosforanowego (PBS pH 7,4 w temperaturze 37 °C) zwierzę zostaje upuszczone z krwi, a następnie poddane perfuzji 4% paraformaldehydem.</li>
 <li>Po upewnieniu się, że perfuzja przebiegła prawidłowo, przerywa się ją i przenosi szczura na stół do dekapitacji.</li>
 <li>Po dekapitacji za pomocą kleszczy kostnych usuwa się czaszkę w celu wyjęcia mózgu.</li>
 <li>Mózg oraz pień mózgu są ostrożnie wyjmowane z czaszki, umieszczane w 4% roztworze paraformaldehydu i przechowywane w temperaturze 4 °C przez 48 hr.</li>
</ol>
4.	Przygotowanie przekrojów do oceny skurczu naczyń
<ol>
 <li>Mózg szczura, który był zanurzony w 30% sacharozie przez 4 dni, przenosi się do kriotomu w celu wykonania przekrojów.</li>
 <li>Po kriotekcji, przy użyciu kriotomu, wykonuje się przekroje o grubości 12 μM, przyjmując przednią dolną tętnicę móżdżkową (AICA) jako punkt wyjścia, aby zapewnić spójność między osobnikami.</li>
 <li>Dla każdego zwierzęcia wykonuje się 20 przekrojów, kończąc na górnej tętnicy móżdżkowej (SCA).</li>
 <li>Przekroje nanosi się na szkiełko przedmiotowe i ocenia pod kątem występowania skurczu naczyń za pomocą metod histologicznych.</li>
</ol>

<ol><li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Cheng, G., Wei, L., Zhi-Dan, S., Shi-Guang, Z., Xiang-Zhen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atorvastatin+ameliorates+cerebral+vasospasm+and+early+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage+and+inhibits+caspase-dependent+apoptosis+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Atorvastatin ameliorates cerebral vasospasm and early brain injury after subarachnoid hemorrhage and inhibits caspase-dependent apoptosis pathway.</a> BMC Neurosci. 10, 7-17 (2009).</li>
<li>Jackowski, A., Crockard, A., Burnstock, G., Russell, R. R., Kristek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+time+course+of+intracranial+pathophysiological+changes+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">The time course of intracranial pathophysiological changes following experimental subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 10, 835-849 (1990).</li>
<li>Kaoutzanis, M., Yokota, M., Sibilia, R., Peterson, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurologic+evaluation+in+a+canine+model+of+single+and+double+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Neurologic evaluation in a canine model of single and double subarachnoid hemorrhage.</a> J. Neurosci. Methods. 50, 301-307 (1993).</li>
<li>Karaoglan, A., Akdemir, O., Barut, S., Kokturk, S., Uzun, H., Tasyurekli, M., Colak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+resveratrol+on+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Surg.+Neurol%22%5BJournal%5D)">The effects of resveratrol on vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Surg. Neurol. 70, 337-343 (2008).</li>
<li>Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+improved+double+hemorrhage+rat+model+for+the+study+of+delayed+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 168, 358-366 (2008).</li>
<li>Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+experimental+rat+models+of+early+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).</li>
<li>Megyesi, J. F., Vollrath, B., Cook, D. A., Findlay, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+animal+models+of+cerebral+vasospasm%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">In vivo animal models of cerebral vasospasm: a review.</a> Neurosurgery. 46, 448-460 (2000).</li>
<li>Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+subarachnoid+hemorrhage%3A+Subarachnoid+blood+volume%2C+mortality+rate%2C+neuronal+death%2C+cerebral+blood+flow%2C+and+perfusion+pressure+in+three+different+rat+models%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Experimental subarachnoid hemorrhage: Subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models.</a> Neurosurgery. 52, 165-176 (2003).</li>
<li>Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+subarachnoid+hemorrhage%3A+Cerebral+blood+flow+and+brain+metabolism+during+the+acute+phase+in+three+different+models+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Experimental subarachnoid hemorrhage: Cerebral blood flow and brain metabolism during the acute phase in three different models in the rat.</a> Neurosurgery. 54, 426-436 (2004).</li>
<li>Ryba, M. S., Gordon-Krajcer, W., Walski, M., Chalimoniuk, M., Chrapusta, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydroxylamine+attenuates+the+effects+of+simulated+subarachnoid+hemorrhage%3A+implication+for+the+role+of+oxidative+stress+in+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Hydroxylamine attenuates the effects of simulated subarachnoid hemorrhage: implication for the role of oxidative stress in cerebral vasospasm.</a> Neurol. Res. 31, 195-199 (1999).</li>
<li>Satoh, M., Parent, A. D., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitory+effect+with+antisense+mitogen-activated+protein+kinase+oligodeoxynucleotide+against+cerebral+vasospasm+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Inhibitory effect with antisense mitogen-activated protein kinase oligodeoxynucleotide against cerebral vasospasm in rats.</a> Stroke. 33, 775-781 (2002).</li>
<li>Suzuki, H., Kanamaru, K., Tsunoda, H., Inada, H., Kuroki, M., Sun, H., Waga, S., Tanaka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+gene+induction+as+an+intrinsic+regulation+against+delayed+cerebral+vasospasm+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats.</a> J. Clin. Invest. 104, 59-66 (1999).</li>
<li>Swift, D. M., Solomon, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage+fails+to+produce+vasculopathy+or+chronic+blood+flow+changes+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage fails to produce vasculopathy or chronic blood flow changes in rats.</a> Stroke. 19, 878-882 (1988).</li>
<li>Vatter, H., Weidauer, S., Konczalla, J., Dettmann, E., Zimmermann, M., Raabe, A., Preibisch, C., Zanella, F., Seifert, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+in+the+development+of+cerebral+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage%3A+clinical+and+neuroradiological+assessment+of+the+rat+double+hemorrhage+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model.</a> Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Zubkov, A. Y., Nanda, A., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signal+transduction+pathways+in+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Pathophysiology%22%5BJournal%5D)">Signal transduction pathways in cerebral vasospasm.</a> Pathophysiology. 9, 47-61 (2003).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia w związku z niniejszym badaniem.

Naczelne, posiadając skład genetyczny i cechy anatomiczne bardziej zbliżone do ludzkich, dokładniej odwzorowują przebieg opóźnionego skurczu naczyń mózgowych i łatwiej poddają się nieinwazyjnemu obrazowaniu (MRI i angiografii) w celu monitorowania zmian tętniczych niż gryzonie 8. Jednak modele naczelnych są zbyt kosztowne i wiążą się z bardziej złożoną opieką oraz kwestiami etycznymi niż modele małych zwierząt. Wcześniej opracowane modele SAH u małych zwierząt koncentrowały się na trzech metodach indukcji SAH:...

<table><tbody><tr><td>Samce szczurów SD (250-300 g)</td><td>Taconic</td><td>SD-M</td><td></td></tr><tr><td>Kaniule 26 G</td><td>Webster</td><td>8416683</td><td></td></tr><tr><td>Igły 25 G</td><td>Buffalo</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki 1 cc</td><td>Central stores</td><td>54245</td><td></td></tr><tr><td>Mieszanina ketaminy/ksylazyny</td><td>Animal Care (SUNY)*</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>Betadyna</td><td>Central stores</td><td>51458</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Sigma</td><td>S9378-1kg</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Sigma</td><td>P6148-500G</td><td></td></tr><tr><td>Bufor fosforanowy</td><td>Fisher</td><td>BP-399-4</td><td></td></tr><tr><td>Stół operacyjny</td><td>Harvard</td><td>PY2 72-2590</td><td></td></tr><tr><td>Związek OCT (krioprotekcja)</td><td>VWR</td><td>25608-930</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka Superfrost</td><td>Fisher</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_content">* Przygotowano w Departamencie Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi, SUNY Upstate Medical University. Dodać 1 cc [100 mg/ml] ksylazyny do 10 ml [100 mg/ml] ketaminy. &lt;/p&gt;</td></tr></tbody></table>

model szczura o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego naczyniowego skurczu mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpółczepkowym

A Low Mortality Rat Model to Assess Delayed Cerebral Vasospasm After Experimental Subarachnoid Hemorrhage

Cel: Scharakteryzowanie i opracowanie powtarzalnego modelu wykazującego opóźniony skurcz naczyń mózgowych po pęknięciu tętniaka i krwawieniu podpajęczynówkowym (SAH) u szczurów, w celu zidentyfikowania zdarzeń inicjujących, zmian patofizjologicznych oraz potencjalnych celów terapeutycznych.
Metody: Dwudziestu osiem samców szczurów Sprague-Dawley (250 - 300 g) przydzielono losowo do jednej z dwóch grup – SAH lub grupy kontrolnej z solą fizjologiczną. Krwawienie podpajęczynówkowe u szczurów w grupie SAH (n=15) wywołano poprzez podwójny wtrysk autologicznej krwi do cysterny wielkiej (cisterna magna) w odstępie 48 hr. Analogicznie, w grupie kontrolnej wstrzyknięto sól fizjologiczną (n=13) do cysterny wielkiej. Szczury uśpiono w piątym dniu po drugim wtrysku krwi, a mózgi zabezpieczono do analizy histologicznej. Stopień skurczu naczyń mierzono na podstawie przekrojów tętnicy podstawnej, obliczając wewnętrzną powierzchnię przekroju poprzecznego światła naczynia przy użyciu oprogramowania NIH Image-J. Istotność statystyczną sprawdzono za pomocą analizy Tukey/Kramer.
Wyniki: Po analizie przekrojów histologicznych stwierdzono, że pole powierzchni przekroju poprzecznego światła tętnicy podstawnej było mniejsze w grupie SAH niż w grupie z solą fizjologiczną, co jest zgodne z wystąpieniem skurczu naczyń mózgowych w pierwszej grupie. W grupie SAH wewnętrzna powierzchnia tętnicy podstawnej (.056 μm ± 3) była istotnie mniejsza z powodu skurczu naczyń pięć dni po drugim wtryskaniu krwi (siedem dni po pierwszym wtryskaniu krwi) w porównaniu z grupą kontrolną z solą fizjologiczną, w której powierzchnia wewnętrzna wynosiła (.069 ± 3; p=0.004). Nie odnotowano śmiertelności z powodu skurczu naczyń mózgowych.
Wniosek: Szczurzy model podwójnego SAH indukuje łagodny, przeżywalny skurcz naczyń tętnicy podstawnej, który może być wykorzystany do badania mechanizmów patofizjologicznych skurczu naczyń mózgowych w modelu małych zwierząt. Niski i akceptowalny wskaźnik śmiertelności jest istotnym kryterium, które musi zostać spełnione w idealnym zwierzęcym modelu SAH, aby można było wyjaśnić mechanizmy skurczu naczyń 7, 8. Możliwe są dalsze modyfikacje modelu w celu zwiększenia nasilenia skurczu naczyń oraz przeprowadzenia badań neurologicznych.

W opisanych powyżej protokołach znajduje się kilka etapów, które w naszej ocenie wymagają dokładniejszej charakterystyki modelu niż ta, która została wcześniej opisana w literaturze. Tutaj skupiamy się na krokach niezbędnych do uzyskania powtarzalnego modelu skurczu naczyń mózgowych u małych zwierząt z niską śmiertelnością oraz na unikaniu potencjalnych błędów związanych z tym modelem, jeśli nie zostanie on przeprowadzony prawidłowo.
1. Pobieranie autologicznej krwi z tętnicy ogonowej: 
<p cl...

Aneuryzmalny krwotok podpajęczynówkowy (SAH) to krwawienie do przestrzeni podpajęczynówkowej następujące po pęknięciu tętniaka. Choć zapadalność i śmiertelność z powodu tego zdarzenia spadły dzięki lepszym metodom leczenia, ryzyko wystąpienia skurczu naczyń po krwotoku podpajęczynówkowym pozostaje na tym samym poziomie, co kilka lat temu. Znaczenie opracowania kompleksowego i powtarzalnego modelu zwierzęcego w celu zidentyfikowania zdarzeń inicjujących mózgowy skurcz naczyń było przedmiotem badań od pierwszego wykorzystania szczurów w eksperymentalnym modelu skurczu naczyń w 1979 roku przez Barry et al. Wczesne prace na szczurach wykazały, że pojedynczy wtrysk autologicznej krwi do cysterny wielkiej prowadzi do ostrego (w ciągu kilku minut), ale nie do opóźnionego mózgowego skurczu naczyń 3, 6, 14. W niniejszej pracy opisujemy model SAH u szczurów o niskiej śmiertelności, który prowadzi do powtarzalnego opóźnionego skurczu naczyń.

Model szczura o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego naczyniowego skurczu mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpółczepkowym

Cel: Scharakteryzowanie i opracowanie powtarzalnego modelu wywołującego opóźniony skurcz naczyń mózgowych po pajączkówkowej krwawieniu z tętniaka (SAH) ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wywołanie opóźnionego skurczu naczyń mózgowych. W modelu gryzoni symulującym krwotok podpajęczynówkowy u ludzi, pierwszym krokiem jest pobranie krwi autologicznej z brzusznej tętnicy ogonowej. Następnie odsłania się błonę potyliczno-atlasową.Po usunięciu płynu mózgowo-rdzeniowego krew jest wstrzykiwana przez błonę. Rany zostają zamknięte, a po pewnym czasie pobiera się próbki do analizy. Na koniec, za pomocą metod histologicznych i morfometrycznych, określa się zmiany w przekrojach poprzecznych naczyń.Dzisiaj omówimy metodę, która może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania naukowe w dziedzinie neuronaczyniowej, takie jak relacja między skurczem naczyń mózgowych a następującą po nim dysfunkcją neuronalną po krwotoku podpajęczynówkowym, prezentując przebieg procedury. Dzisiejszy pokaz poprowadzi mój główny technik, Michelle Kyle, która pracuje w moim laboratorium. Na początek należy potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia u znieczulonego szczura. Po przygotowaniu należy opracować pole operacyjne wokół okolicy podpotylicznej.Następnie należy ułożyć zwierzę na stole operacyjnym w pozycji grzbietowej. Ogon należy wysterylizować Betadyną. Wykonać proste nacięcie w linii pośrodkowej o długości 1 cm na brzusznej stronie ogona, a następnie ostrożnie zidentyfikować tętnicę ogonową.Kluczowe jest precyzyjne umieszczenie cewnika angiograficznego w tętnicy ogonowej. Za pomocą sterylnego cewnika o rozmiarze 26 G należy przeprowadzić kaniulację tętnicy ogonowej; prawidłowy powrót krwi potwierdza właściwe umieszczenie cewnika. Należy założyć zatyczkę do wstrzykiwania, aby zatrzymać przepływ krwi do czasu jej późniejszego wykorzystania.Następnie ułożyć szczura w pozycji brzusznej i przemyć ogoloną okolice Betadyną. Rozpocząć od wykonania pionowego nacięcia w linii środkowej na karku. Następnie tępo rozdzielić tkanki w okolicy podpotylicznej, aż do momentu uwidocznienia błony potylicznoprzysuwniczej.Po wyizolowaniu tej błyszczącej, białej błony, należy nakłuć cysternę wielką (cisterna magna) igłą o rozmiarze 25 G. Ostrożnie utrzymując igłę w miejscu, należy pobrać 0,5 ml płynu mózgowo-rdzeniowego do strzykawki. Zabieg ten wykonuje się w celu zrównoważenia zmiany ciśnienia wewnątrzczaszkowego, która występuje podczas wstrzykiwania krwi.Po usunięciu płynu mózgowo-rdzeniowego pobierz 0,15 ml krwi tętniczej z ogona i powoli wstrzyknij ją do cysterny wielkiej. Po wstrzyknięciu pozostaw igłę w miejscu przez 30 sekund. Aby zapewnić krzepnięcie w przestrzeni podpajęczynówkowej, ostrożnie wyjmij igłę i całkowicie zamknij nacięcie.Za pomocą zszywacza chirurgicznego nałóż jałową gazę na tętnicę ogonową, a następnie umieść zwierzę w pozycji brzusznej na powierzchni grzewczej, z głową pod kątem 20 stopni, na 20 minut. Pozwala to na krzepnięcie krwi w cysternach wokół tętnicy podstawnej; po ustąpieniu krwawienia użyj kleju wet bond do zamknięcia nacięcia i powtórz iniekcję. 48 godzin później, pięć dni po drugiej iniekcji, po przeprowadzeniu kardialnej perfuzji i dekapitacji, mocno utrzymaj głowę w jednej dłoni i za pomocą freza kostnego usuń czaszkę.Należy uważać, aby nie uszkodzić znajdującego się poniżej mózgu. Ostrożnie wyjmij mózg i pień mózgu z czaszki i umieść oba organy w 4% roztworze paraformaldehydu. Przechowuj próbki w temperaturze czterech stopni Celsius za 48 godzin.Po 48 godzinach przenieś próbki do 30% roztworu sacharozy, w którym powinny pozostać przez cztery dni. Po upływie czterech dni wykonaj sekcje próbek, zaczynając od dolnej tętnicy móżdżkowej, a kończąc na górnej tętnicy móżdżkowej. Po kolejnych czterech dniach, przy użyciu kriotomu, wykonaj skrawki próbek o grubości 12 mikronów, zaczynając od przedniej dolnej tętnicy móżdżkowej, a kończąc na górnej tętnicy móżdżkowej.Wykonaj 20 przekrojów dla każdego zwierzęcia. Przedstawiono tutaj próbki pnia mózgu od zwierząt z krwotokiem podpajęczynówkowym oraz bez niego. Zwróć uwagę na gromadzenie się krwi w przestrzeni podpajęczynówkowej wokół tętnicy podstawnej.Jest to objętość krwi wystarczająca do wywołania skurczu naczyń. Na tym obrazie przedstawiono przekroje tętnicy podstawnej z obu grup. Pole powierzchni przekroju poprzecznego światła naczynia było mniejsze i stwierdzono znaczną pofalowanie wewnętrznej błony elastycznej u szczurów z krwotokiem podpajęczynówkowym.W przeciwieństwie do tego, tętnica podstawna z grupy kontrolnej z solą fizjologiczną miała większą powierzchnię i nie wykazywała pofałdowania wewnętrznej błony elastycznej. Ten wykres słupkowy pokazuje, że powierzchnia przekroju poprzecznego światła tętnicy podstawnej była istotnie mniejsza u zwierząt z wstrzykniętą krwią w porównaniu do zwierząt z wstrzykniętą solą fizjologiczną z powodu skurczu naczyń. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dokładną wiedzę na temat tego, jak pobrać krew z brzusznej tętnicy ogonowej, odsłonić błonę potyliczno-atlasową oraz wstrzyknąć krew do przestrzeni podpajęczynówkowej w celu odtworzenia modelu krwotoku podpajęczynówkowego u gryzoni.Dziękujemy za obejrzenie tego filmu.

a-low-mortality-rat-model-to-assess-delayed-cerebral-vasospasm-after

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model szczura o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego skurczów naczyń mózgowych po eksperymentalnym krwotoku podstawłonowym

Chirurgiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u szczura jest powszechnie stosowanym modelem w badaniach nad udarem. W niniejszej pracy demonstrujemy indukcję ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez zamknięcie tętnicy środkowej mózgu. Przedstawiono również wizualizację powstałego zawału za pomocą barwienia histologicznego oraz obrazowania rezonansem magnetycznym.

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

Ten film pokazuje procedurę ustanawiania modelu szczura krwotoku podpajęczynówkowego. Znieczulonemu szczurowi wszczepia się sondy do pomiaru ciśnienia śródczaszkowego i przepływu krwi w mózgu. Miejsce docelowe jest identyfikowane, a igła jest wprowadzana w pozycji wstępnej chiazmatycznej. Krew autologiczna jest następnie wstrzykiwana do przestrzeni podpajęczynówkowej, zwiększając ciśnienie śródczaszkowe i zmniejszając przepływ krwi w mózgu, ustanawiając model.

Ustalenie modelu szczurzego krwotoku podpajęczynówkowego wywołanego przez autologiczne wstrzyknięcie krwi

Opisano standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego za pomocą wewnątrzświetlnego koła perforacji Willisa. Perforacja naczynia i krwawienie podpajęczynówkowe są monitorowane za pomocą monitorowania ciśnienia śródczaszkowego. Ponadto rejestrowane i kontrolowane są różne parametry życiowe w celu utrzymania warunków fizjologicznych.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

Eksperymentalny model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) z kontrolowanym ciśnieniem śródczaszkowym u królika łączy standardowe procedury — kaniulację tętnicy podobojczykowej i przezskórne nakłucie cisterna magna, co umożliwia dokładne naśladowanie ludzkich stanów patofizjologicznych po SAH. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy kluczowe punkty chirurgiczne dla udanego eksperymentalnego tworzenia SAH.

Model przetoczkowy krwi królika do badania ostrych i późnych następstw krwotoku podpajęczynówkowego: aspekty techniczne

Celem tego artykułu jest przedstawienie metody, która pozwala na trójwymiarową rekonstrukcję drzewa naczyniowo-mózgowego u myszy po mikrotomografii komputerowej i określeniu objętości całych segmentów naczynia, które mogą być użyte do ilościowego określenia skurczu naczyń mózgowych w mysich modelach krwotoku podpajęczynówkowego.

Wolumetryczna metoda ilościowego oznaczania skurczu naczyń mózgowych w mysim modelu krwotoku podpajęczynówkowego

Opisaliśmy w tym protokole standaryzowany model myszy z krwotokiem podpajęczynówkowym (SAH) poprzez podwójne wstrzyknięcie autologicznej krwi pełnej do cisterna magna. Wysoki stopień standaryzacji procedury podwójnej iniekcji stanowi model SAH od średniego do ostrego ze względnym bezpieczeństwem w odniesieniu do śmiertelności.

Podwójne bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do Cisterna Magna jako model krwotoku podpajęczynówkowego

Krwotok pajęczynówkowy nadal niesie ze sobą duże obciążenie śmiertelnością i zachorowalnością u człowieka. Aby ułatwić dalsze badania nad schorzeniem i jego patofizjologią, przedstawiono model prechiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia.

Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym

Tutaj prezentujemy standaryzowany model myszy SAH, indukowany przez wewnątrznaczyniową perforację filamentu, w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI) 24 godziny po operacji, aby zapewnić prawidłowe miejsce krwawienia i wykluczyć inne istotne patologie wewnątrzczaszkowe.

Model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI)

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

Poznaj metodę wywoływania opóźnionego skurczu naczyń mózgowych u szczurów po krwotoku podpajęczynówkowym. Technika obejmuje pobieranie krwi autologicznej z tętnicy ogona i wstrzyknięcie do cysterny magna.

Model szczurów o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego skurczu naczyń krwionośnych mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpajęczynówkowym (Wideo) | JoVE Journal

Model szczura o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego naczyniowego skurczu mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpółczepkowym

Przeglądaj więcej filmów