Name: Wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Poznaj tomografię komputerową o wysokiej rozdzielczości do badania struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin. Ta metoda umożliwia szczegółową analizę sieci naczyń xylemu w różnych tkankach roślinnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować S Castorani, AJ Eustis, GA Gambetta, CM Manuck, Z Nasafi i A Zedan. Praca ta została sfinansowana przez: U.S. Department of Agriculture-Agricultural Research Service Current Research Information System (projekt badawczy nr 5306-21220-004-00; Zaawansowane źródło światła jest wspierane przez dyrektora Biura Nauki w Biurze Podstawowych Nauk Energetycznych Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych na podstawie umowy nr 1. DE-AC02-05CH11231.); oraz grant NIFA Specialty Crops Research Initiative dla AJM.

Szczegóły protokołu opisane poniżej zostały napisane specjalnie do pracy na linii badawczej Advanced Light Source 8.3.2. Adaptacje mogą być wymagane do pracy w innych obiektach synchrotronowych. Do korzystania z tych obiektów wymagane jest odpowiednie szkolenie w zakresie bezpieczeństwa i promieniowania.
1. Przygotowanie próbki dla żywych roślin
<ol>
 <li>Uprawiaj rośliny w doniczkach o średnicy ~10 cm i upewnij się, że główna łodyga (lub część rośliny, która ma być skanowana) jest jak najbardziej wyśrodkowana i zorientowana pionowo w doniczce. Fizyczne wymiary klatki instrumentu HRCT w Zaawansowanym Źródle Światła ograniczają żywe rośliny do ~1 m wysokości. W związku z tym obrazowanie żywych roślin najlepiej wykonywać na sadzonkach/sadzonkach uprawianych w małych doniczkach. W zależności od doświadczenia, różne rodzaje gleby mogą być używane do kontrolowania wilgotności gleby (np. w doświadczeniach z suszą), a w przypadku niektórych roślin o elastycznych pędach (np. winorośli) dłuższe pędy można ostrożnie schować w akrylowej rurce opisanej poniżej (patrz rysunki 1 i 2).</li>
 <li>Zamontuj żywe rośliny doniczkowe w specjalnie wykonanym sztywnym aluminiowym uchwycie na doniczkę. Wysokość górnej płyty można regulować, aby dostosować ją do różnych wysokości doniczek. Górna część płyty jest zaprojektowana tak, aby wyrównywała się z górną częścią powierzchni gleby, a roślina wystaje ze środka dwuczęściowej płyty. Celem uchwytu doniczki jest upewnienie się, że łodyga rośliny jest mocno trzymana na miejscu, aby zminimalizować wibracje lub ruch próbki. Minimalizacja ruchu próbki podczas skanowania jest niezbędna.</li>
 <li>Po zamontowaniu w uchwycie zmierz potencjał wodny łodygi lub transpirację liści za pomocą odpowiednio komory ciśnieniowej typu Scholander lub przypinanego porometru do liści, aby określić stan fizjologiczny rośliny przed skanowaniem.</li>
 <li>Umieść cienkościenny akrylowy cylinder nad rośliną i na aluminiowym uchwycie na roślinę i zabezpiecz go na miejscu glinianą szpachlą, aby ustabilizować próbkę (rysunek 2). Wszelkie wibracje lub ruchy górnych liści będą przenoszone w dół łodygi i spowodują ruch tkanki roślinnej w skanowanym obszarze, co ostatecznie doprowadzi do zniekształcenia obrazu. Cylinder służy do zatrzymywania liści roślin i zapobiegania ocieraniu się liści roślin o inne elementy wyposażenia w klatce, co mogłoby powodować wibracje podczas skanowania. Należy użyć dodatkowej folii plastikowej, ręczników papierowych i taśmy, aby jeszcze bardziej zminimalizować wibracje i ruch części rośliny (patrz problemy związane z ruchem próbki na rysunku 4). Aby zmniejszyć absorpcję promieniowania rentgenowskiego (co może obniżyć jakość obrazu w danym czasie ekspozycji), cylinder zawierający powinien mieć jak najcieńsze ścianki, zachowując jednocześnie wystarczającą sztywność, aby spełniać swoją funkcję.</li>
 <li>Przymocuj niestandardowy uchwyt garnka do stage z łożyskiem powietrznym i zablokuj go (przykręć) na miejscu między źródłem promieniowania rentgenowskiego a czujnikiem obrazowania i sprzętem fotograficznym. Ustaw trzpień tak pionowo, jak to możliwe i wyśrodkuj na podstawie uchwytu magnetycznego, aby upewnić się, że próbka pozostaje w polu view podczas obrotu.</li>
</ol>
2. Przygotowanie próbki do świeżej, wyciętej tkanki roślinnej
<ol>
 <li>Świeży materiał roślinny, zazwyczaj łodygi lub ogonki liściowe, można zeskanować po natychmiastowym usunięciu z żywej rośliny. Jeśli celem eksperymentu jest wizualizacja całej sieci ksylemu, woda w naczyniach musi zostać opróżniona i zastąpiona powietrzem. W tym celu należy zamontować próbkę w komorze ciśnieniowej typu Scholandera i przepychać przez nią sprężone powietrze lub azot pod niskim ciśnieniem (< 0,05 MPa) przez około 5 minut. Gatunki będą się różnić pod względem czasu potrzebnego na ewakuację z sieci statków. Jeśli celem jest ocena stopnia powstawania zatoru w świeżej tkance roślinnej, należy pobrać próbki z rośliny za pomocą świeżej żyletki i wykonać cięcia pod wodą.</li>
 <li>Owiń próbkę warstwą Parafilmu, aby zapobiec wysuszeniu podczas skanowania.</li>
 <li>Zamontuj próbkę w uchwycie wiertarskim przymocowanym do metalowej płytki, która jest wkręcona w stopień łożyska powietrznego. Wyśrodkuj i ustaw próbkę pionowo zgodnie z powyższym opisem, aby upewnić się, że próbka pozostaje w polu widzenia.</li>
</ol>
3. Przygotowanie próbki do suszonych tkanek drzewnych
<ol>
 <li>W celu optymalnej wizualizacji próbki tkanki i kontrastu obrazu konieczne jest powolne odwadnianie całej próbki tkanki drzewnej. Pociąć próbki do około 6 cm długości. Wybierz próbki, które są jak najbardziej proste w docelowym obszarze skanowania i mają średnicę ≤1 cm.</li>
 <li>Umieść próbkę tkanki drzewnej w piecu do suszenia w niskiej temperaturze, aby powoli wysuszyć próbkę, nie powodując pękania lub pękania tkanki. Proces ten może się różnić w zależności od gatunku i tkanki. W przypadku zdrewniałych łodyg 12 godzin w piecu o temperaturze 40 °C jest zazwyczaj wystarczające, aby zapewnić doskonały kontrast bez powodowania znaczących zmian w strukturze fizycznej łodygi (patrz problemy z szybkim suszeniem pokazane na rysunku 3).</li>
 <li>W niektórych sytuacjach pożądane jest posiadanie markera powierniczego w próbce, tak aby późniejsza sekcja i wizualizacja za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej mogła być zorientowana na określone punkty na obrazie HRCT. Aby to zrobić, przymocuj metalowy lub szklany koralik lub drut na zewnątrz łodygi za pomocą Parafilm. Inną metodą jest użycie żywicy silikonowej (np. RTV-141, Bluestar Silicones, East Brunswick, NJ), którą można wstrzyknąć do pojedynczego przewodu ksylemu (patrz przykłady w Brodersen i in. 2010). Po utwardzeniu żywica silikonowa jest wyraźnie widoczna w próbce i łatwo ją odróżnić od innych naczyń wypełnionych powietrzem. Użyj tego znacznika, aby precyzyjnie zlokalizować określone obszary próbki.</li>
 <li>Zamontuj próbkę w uchwycie wiertarskim i wyśrodkuj, jak opisano powyżej.</li>
</ol>
4. Przygotowanie próbki do tkanki liścia do dwuwymiarowych (2D) radiogramów
<ol>
 <li>Aby zobrazować zawartość naczyń w liściach w czasie zbliżonym do rzeczywistego, liście można zeskanować w celu uzyskania radiogramu 2D, podobnego do zdjęcia rentgenowskiego zębów. Zamontuj skrzydło między dwoma arkuszami cienkiego tworzywa akrylowego i zabezpiecz krawędzie klipsami. Następnie przymocuj zamontowaną próbkę do systemu słupkowego i umieść płytkę stykową optyczną obok systemu obrazowania i źródła promieniowania rentgenowskiego.</li>
</ol>
5. Skanowanie próbki w klatce 8.3.2
<ol>
 <li>Zdecyduj o powiększeniu, które najlepiej sprawdzi się w Twoim zastosowaniu. ALS Beamline 8.3.2 posiada możliwość skanowania za pomocą obiektywów o powiększeniach 2x, 5x i 10x. Dają one rozmiary pikseli obrazu wynoszące odpowiednio 4,5, 2,25 i 0,9 μm. W zależności od powiększenia, próbka musi mieć odpowiednią wielkość, ponieważ pole widzenia zmniejsza się wraz ze wzrostem powiększenia. Szczegółowe informacje na temat wyboru aparatu i obiektywu oraz wynikowych parametrów obrazu znajdują się w tabeli 1.</li>
</ol>
<obramowanie tabeli="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td> </td>
 <td colspan="2">PCO.4000 (4008x2672)</td>
 <td colspan="2">PCO. Krawędź (2560x2160) (Optique Peter)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>soczewka</td>
 <td>piksel (μm)</td>
 <td>Pole widzenia (mm)</td>
 <td>piksel (μm)</td>
 <td>Pole widzenia (mm)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>10x</td>
 <td>0,9</td>
 <td>3.6</td>
 <td>0,65 (0,69)</td>
 <td>1,7 (1,7)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>5x (4x)</td>
 <td>1.8</td>
 <td>7.2</td>
 <td>1,3 (1,72)</td>
 <td>3,3 (4,4)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>2x</td>
 <td>Rozdział 4.5</td>
 <td>Rozdział 18</td>
 <td>3,25 (3,44)</td>
 <td>8,3 (8,8)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1x</td>
 <td>9</td>
 <td>36</td>
 <td>6,5 (-)</td>
 <td>16,6 (-)</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>
Tabela 1. Szczegółowe informacje na temat dostępnych aparatów i obiektywów w ALS 8.3.2.
<ol start="2">
 <li>Ustaw energię promieniowania rentgenowskiego na 15 keV. Wykazano, że zapewnia to doskonały kontrast obrazu w większości zastosowań roślinnych (patrz Brodersen i in. 2010, 2011, 2012a,b). Czasy naświetlania są na ogół zależne od grubości i gęstości próbki (a tym samym zastosowanego powiększenia) i wynoszą od 100 do 1000 ms. Dłuższe czasy naświetlania (o ile piksele detektora nie są nasycone) zazwyczaj prowadzą do wyższego stosunku sygnału do szumu, ale kosztem wydłużonego czasu skanowania.</li>
 <li>Wybierz przyrost kątowy, który jest odpowiedni dla Twojej aplikacji. Próbki są obracane o 180° podczas skanowania, a liczba obrazów wykonanych podczas obrotu może mieć znaczący wpływ na rozmiar zestawu danych, długość interwału skanowania i końcową jakość obrazu, ale generalnie następuje spadek jakości. Typowe skany są wykonywane z dokładnością do 0,25°, co daje 721 obrazów na skan. Zmniejszenie przyrostu do 0,125° skutkuje lepszymi obrazami do wizualizacji drobnych szczegółów, ale daje 1 440 obrazów, a tym samym znacznie większy zestaw danych (dla typowego regionu zainteresowania oznacza to ~10-30 GB danych w porównaniu z 5 GB). Jednak stosunek sygnału do szumu jest często poprawiany i wart zarówno wydłużonego czasu skanowania, jak i rozmiaru danych. Suche łodygi, które prawdopodobnie nie odkształcą się/nie skurczą podczas skanowania, mogą być poddawane dłuższym odstępom czasu (mniejszy przyrost kątowy) bez szkody. W przypadku obrazowania żywych roślin, gdzie procesy biologiczne (np. naprawa zatoru) zachodzą w krótkich skalach czasowych, preferowane jest wybieranie krótszych interwałów skanowania, aby ograniczyć potencjalny szkodliwy wpływ promieniowania rentgenowskiego na tę tkankę - chociaż wiąże się to z potencjalną utratą jakości obrazu. Krótsze interwały skanowania można osiągnąć przy użyciu ustawienia tomografii ciągłej, podczas którego próbka obraca się w sposób ciągły podczas rejestrowania obrazów.</li>
 <li>Dla każdego skanowania obrazy "jasnego pola" i "ciemnego pola" muszą zostać skorygowane. Obrazy w jasnym polu to obrazy bez próbki w wiązce. Są one często zbierane przed i po zeskanowaniu próbki poprzez poziome przesunięcie próbki. Ciemne pola są zbierane przez zamknięcie migawki rentgenowskiej - mierzy to ilość sygnału, który kamera pokazuje bez promieniowania rentgenowskiego.</li>
</ol>
6. Przetwarzanie danych
<ol>
 <li>Przenieś "surowy" obraz 2D . Obrazy TIF, które zostały wyeksportowane z komputera akwizycji na serwer plików do komputera przetwarzającego dane. Jeśli komputer ma wystarczającą ilość pamięci RAM, dane można skopiować na tak zwany "dysk RAM" (część pamięci RAM pojawia się jako dysk twardy w komputerze). W ten sposób oprogramowanie nie musi uzyskiwać dostępu do obracającego się dysku twardego, który jest stosunkowo wolny w porównaniu z dyskiem SSD lub pamięcią flash. Ten krok znacznie skraca czas wymagany do przetwarzania zestawów danych.</li>
 <li>Obrazy muszą być przekonwertowane na procentową skalę transmisji. Beamline 8.3.2 posiada niestandardową wtyczkę normalizującą tło, którą można pobrać i używać z darmowymi pakietami oprogramowania ImageJ lub Fiji (<a href="http://fiji.sc/" target="_blank">http://fiji.sc/</a>). Odejmuje ciemne liczby od obrazów i normalizuje przykładowe obrazy przez jasne pola, aby uzyskać obrazy, które pokazują procentową transmisję. Załaduj znormalizowane obrazy do pakietu oprogramowania Octopus (<a href="http://www.inct.be/en/software/octopus" target="_blank">http://www.inct.be/en/software/octopus</a>) i "zrekonstruuj" zestaw danych 3D z RAW 2D. TIF przy użyciu wyznaczonych etapów przetwarzania (Normalizacja obrazów, Usuwanie pierścienia, Tworzenie Sinogramu, Rekonstrukcja belki równoległej). W wyniku tego procesu powstaje seria . Obrazy poprzeczne (przekroju poprzecznego) TIF składające się z "wokseli" (wolumetrycznych elementów pikselowych), z których każdy ma współrzędne x, y, z i wartości intensywności reprezentujące liniowy współczynnik absorpcji promieniowania rentgenowskiego.</li>
</ol>
7. Wizualizacja
<ol>
 <li>Wizualizuj stos obrazów w jednym z różnych pakietów oprogramowania. Darmowe oprogramowanie (np. Drishti, <a href="http://anusf.anu.edu.au/Vizlab/drishti/index.shtml" target="_blank">http://anusf.anu.edu.au/Vizlab/drishti/index.shtml</a>) może być używane do wizualizacji objętości lub pojedynczych obrazów lub stosów obrazów (np. ImageJ lub FIJI). Do wizualizacji 3D można wykorzystać inne pakiety oprogramowania. Nasza grupa badawcza korzysta z pakietu oprogramowania Avizo (<a href="http://www.vsg3d.com/avizo/overview" target="_blank">http://www.vsg3d.com/avizo/overview</a>), ale powszechnie używane są również inne, takie jak Amira (<a href="http://www.amira.com/" target="_blank">http://www.amira.com/</a>) i VGStudioMax (<a href="http://www.volumegraphics.com/" target="_blank">http://www.volumegraphics.com/</a>).</li>
 <li>Załaduj zestawy danych do pamięci systemowej i wyświetl próbkę w wirtualnej orientacji poprzecznej, podłużnej lub promieniowej. Ze względu na atrybuty 3D zestawu danych, wirtualne przekroje przez próbkę można obracać w dowolnej płaszczyźnie, aby wyrównać się z obszarami zainteresowania, co stanowi znaczną poprawę w porównaniu z tradycyjną seryjną mikroskopią świetlną (szczegółowe przykłady można znaleźć w filmach 1-3).</li>
 <li>Aby zobrazować próbkę zgodnie z potrzebami w 3D, "podziel próbkę na segmenty" za pomocą różnych półautomatycznych i ręcznych procedur w Avizo, aby oddzielić światła naczyń lub inne struktury od otaczającej tkanki. Segmentacja odnosi się do definiowania granic między obiektami zainteresowania, a tym samym rozdzielania lub segmentowania ich na oddzielne obszary. Renderowanie objętości w 3D jest wykonywane przez oprogramowanie do wizualizacji. Jedną z metod, aby to zrobić, jest bezpośrednie renderowanie objętościowe, w którym zakłada się, że każdy punkt w objętości emituje i pochłania światło; Ilość i barwę emisji i absorpcji można zdefiniować za pomocą "mapy kolorów", a wynikowa projekcja w danym kierunku jest wyświetlana na ekranie. Alternatywnie konstruowany jest model szkieletowy lub powierzchnia siatki 3D reprezentująca segmentowe obwiednie, aby pokazać model 3D interesującej nas struktury. Siatka 3D składa się z elementów wielokątnych, a całkowita liczba elementów będzie miała wpływ zarówno na wierność odwzorowania struktury, jak i na rozmiar powiązanego pliku danych (tj. więcej elementów prowadzi do większej wierności, ale większego rozmiaru pliku). W oprogramowaniu do wizualizacji dostępnych jest wiele modułów przetwarzania obrazu, które umożliwiają sterowanie wyjściem renderowania głośności, a także sterowanie jasnością obrazu, kontrastem, przezroczystością, redukcją szumów itp.</li>
</ol>
8. Kwantyfikacja
<ol>
 <li>Po dokonaniu segmentacji możliwe jest ilościowe określenie docelowych struktur roślin lub zmian funkcjonalnych w objętości, długości, szerokości, obecności lub braku wody, powietrza itp. Na przykład Brodersen i in. (2010) wykorzystali oprogramowanie Avizo do ilościowego określenia zmiany objętości kropelek wody w naczyniach do napełniania winorośli. Rośliny skanowano co 30 minut przez cztery do ośmiu godzin, tworząc poklatkową sekwencję napełniania naczyń. Każdy skan został zrekonstruowany i załadowany do Avizo, gdzie poszczególne kropelki były mierzone w czasie wraz ze wzrostem ich objętości.</li>
</ol>

<ol><li>Brodersen, C. R., McElrone, A. J., Choat, B., Matthews, M. A., Shackel, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamics+of+embolism+repair+in+xylem%3A+in+vivo+visualizations+using+high+resolution+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">The dynamics of embolism repair in xylem: in vivo visualizations using high resolution computed tomography.</a> Plant Physiology. 154, 1088-1095 (2010).</li>
<li>Brodersen, C. R., Lee, E., Choat, B., Jansen, S., Phillips, R. J., Shackel, K. A., McElrone, A. J., Matthews, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+analysis+of+3D+xylem+networks+using+high+resolution+computed+tomography+%28HRCT%29%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Automated analysis of 3D xylem networks using high resolution computed tomography (HRCT).</a> New Phytologist. 191 (4), 1168-1179 (2011).</li>
<li>Brodersen, C., Roark, L., Pittermann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+implications+of+primary+xylem+organization+in+two+ferns%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+%26+Environment%22%5BJournal%5D)">The physiological implications of primary xylem organization in two ferns.</a> Plant, Cell & Environment. , (2012).</li>
<li>Brodersen, C., Choat, B., Chatelet, D., Shackel, K. A., Matthews, M. A., McElrone, A. J. Conductive xylem bridges contribute differentially to radial connectivity in grapevine stems (Vitis vinifera and V. arizonica). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrodersen%2C+C+%22American+Journal+of+Botany%22">American Journal of Botany</a>. , In Press (2012).</li>
<li>McElrone, A. J., Jackson, S., Habdas, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydraulic+disruption+and+passive+migration+by+a+bacterial+pathogen+in+oak+tree+xylem%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Botany%22%5BJournal%5D)">Hydraulic disruption and passive migration by a bacterial pathogen in oak tree xylem.</a> Journal of Experimental Botany. 59, 2649-2657 (2008).</li>
<li>McElrone, A. J., Grant, J., Kluepfel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+ethylene-induced+tyloses+in+canopy+hydraulic+failure+of+mature+walnut+trees+afflicted+with+apoplexy+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Tree+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of ethylene-induced tyloses in canopy hydraulic failure of mature walnut trees afflicted with apoplexy disorder.</a> Tree Physiology. 30, 761-772 (2010).</li>
<li>Tyree, M., Sperry, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vulnerability+of+xylem+to+cavitation+and+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Vulnerability of xylem to cavitation and embolism.</a> Annual Review of Plant Biology. 40 (1), 19-36 (1989).</li>
<li>Tyree, M., Zimmermann, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTyree%2C+M+%22Xylem+structure+and+the+ascent+of+sap%22">Xylem structure and the ascent of sap</a>. , Springer Verlag. Berlin. (2002).</li>
<li>Holbrook, N. M., Zwienieck, M. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHolbrook%2C+NM+%22Vascular+Transport+in+Plants%22">Vascular Transport in Plants</a>. , Elsevier. Amsterdam. (2005).</li>
<li>Mayo, S. C., Chen, F., Evans, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micron-scale+3D+imaging+of+wood+and+plant+microstructure+using+high-resolution+x-ray+phase-contrast+microtomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Micron-scale 3D imaging of wood and plant microstructure using high-resolution x-ray phase-contrast microtomography.</a> Journal of Structural Biology. 171, 182-188 (2010).</li>
<li>Mannes, D., Marone, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+areas+of+synchrotron+radiation+tomographic+microscopy+for+wood+research%5BTitle%5D)+AND+%22Wood+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Application areas of synchrotron radiation tomographic microscopy for wood research.</a> Wood Science and Technology. 44, 67-84 (2010).</li>
<li>Maeda, E., Miyake, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+non-destructive+tracing+with+an+x-ray+micro+ct+scanner+of+vascular+bundles+in+the+ear+axes+at+the+base+of+the+lower+level+rachis-branches+in+japonica+type+rice+%28oryza+sativa%5BTitle%5D)+AND+%22Japanese+Journal+of+Crop+Science%22%5BJournal%5D)">A non-destructive tracing with an x-ray micro ct scanner of vascular bundles in the ear axes at the base of the lower level rachis-branches in japonica type rice (oryza sativa.</a> Japanese Journal of Crop Science. 78 (3), 382-386 (2009).</li>
<li>Steppe, K., Cnudde, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+x-ray+computed+microtomography+for+non-invasive+determination+of+wood+anatomical+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Use of x-ray computed microtomography for non-invasive determination of wood anatomical characteristics.</a> Journal of Structural Biology. 148 (1), 11-21 (2004).</li>
<li>Zimmermann, M. Dicotyledonous wood structure (made apparent by sequential sections). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZimmermann%2C+M+%22Encyclopaedia+Cinematographica%22">Encyclopaedia Cinematographica</a>. , Institut für den Wissenschaftlichen Film. Gottingen, Germany. (1971).</li>
<li>Lee, E. F., Brodersen, C. R., McElrone, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+HRCT-derived+xylem+network+reveals+reverse+flow+in+some+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Analysis of HRCT-derived xylem network reveals reverse flow in some vessels.</a> , In review (2013).</li>
<li>McDowell, N. G., Pockman, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+plant+survival+and+mortality+during+drought%3A+why+do+some+plants+survive+while+others+succumb%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of plant survival and mortality during drought: why do some plants survive while others succumb.</a> New Phytologist. 178, 719-739 (2008).</li>
<li>McElrone, A. J., Brodersen, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Centrifuge+technique+consistently+overestimates+vulnerability+to+water-stress+induced+cavitation+in+grapevines+as+confirmed+with+high+resolution+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Centrifuge technique consistently overestimates vulnerability to water-stress induced cavitation in grapevines as confirmed with high resolution computed tomography.</a> New Phytologist. , (2012).</li>
<li>Lee, K., Avondo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+plant+development+and+gene+expression+in+three+dimensions+using+optical+projection+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Visualizing plant development and gene expression in three dimensions using optical projection tomography.</a> Plant Cell. 18, 2145-2156 (2006).</li>
<li>Truernit, E., Bauby, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+whole-mount+imaging+of+three-dimensional+tissue+organization+and+gene+expression+enables+the+study+of+phloem+development+and+structure+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 20, 1494-1503 (2008).</li>
<li>Jahnke, S., Menzel, M. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+MRI-PET+dissects+dynamic+changes+in+plant+structures+and+functions%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">Combined MRI-PET dissects dynamic changes in plant structures and functions.</a> The Plant Journal. 59, 634-644 (2009).</li>
<li>Iyer-Pascuzzi, A. S., Symonova, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+and+analysis+platform+for+automatic+phenotyping+and+trait+ranking+of+plant+root+systems%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Imaging and analysis platform for automatic phenotyping and trait ranking of plant root systems.</a> , (2010).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Synchotron HRCT zapewnia biologom roślin potężne, nieniszczące narzędzie do badania wewnętrznego funkcjonowania naczyń krwionośnych roślin w niewiarygodnych szczegółach. Technologia ta została ostatnio wykorzystana do identyfikacji wcześniej nieopisanych struktur anatomicznych w ksylemie winorośli, które w różny sposób zmieniają łączność sieci ksylemu u różnych gatunków winorośli (Brodersen i in. 2012b, w druku) - ta łączność może drastycznie zmienić zdolność patogenów naczyniowych i zatorów do destrukcyjnego ro...

Woda jest transportowana z korzeni roślin do liści w tkance naczyniowej zwanej ksylemem - sieci połączonych ze sobą przewodów, włókien i żywych, metabolicznie aktywnych komórek. Funkcja transportowa ksylemu roślinnego musi być utrzymana, aby dostarczać składniki odżywcze i wodę do liści w celu fotosyntezy, wzrostu i ostatecznie przetrwania. Transport wody w przewodach ksylemu może zostać zakłócony, gdy sieć ksylemu zostanie naruszona przez organizmy chorobotwórcze. W odpowiedzi na takie infekcje rośliny często wytwarzają żele, gumy i tylozy jako sposób na izolowanie rozprzestrzeniania się patogenów (np. McElrone i in. 2008; 2010). Stres związany z suszą może również ograniczać transport wody w ksylemie. Gdy rośliny tracą wodę podczas długotrwałej suszy, w soku ksylemowym narasta napięcie. Woda pod napięciem jest metastabilna (tzn. przy pewnym progu napięcie staje się na tyle duże, że kawitacja słupów wody zawartych w przewodach ksylemu). Po wystąpieniu kawitacji może powstać pęcherzyk gazu (zator żołądkowy), który wypełni przewód, skutecznie blokując ruch wody (Tyree i Sperry 1989), zjawisko analogiczne do choroby dekompresyjnej (tj. "zakrętów") u nurków głębinowych.
Pomimo znaczenia transportu wody ksylemu dla optymalnego funkcjonowania roślin, jak wykazano w obszernej historycznej i współczesnej literaturze na ten temat (Tyree & Zimmermann, 2002; Holbrook i wsp., 2005), nadal istnieją aspekty sieci ksylemowych, które pozostają nieuchwytne. Kilka grup badawczych zaczęło ostatnio wykorzystywać rentgenowską mikrotomografię komputerową (HRCT) o wysokiej rozdzielczości do oceny drobniejszych szczegółów anatomii drewna i tkanki naczyniowej (np. Mayo i wsp.; 2010, 2008; Mannes i in. 2010; Brodersen i in. 2010, 2011, 2012a,b; Maeda i Miyake, 2009; Steppe i in. 2004). HRCT jest techniką nieniszczącą stosowaną do wizualizacji cech we wnętrzu obiektów bryłowych oraz do uzyskiwania cyfrowych informacji na temat ich właściwości strukturalnych 3D. HRCT różni się od konwencjonalnego medycznego skanowania CAT zdolnością do rozpoznawania szczegółów o rozmiarach nawet mikrona, nawet w przypadku obiektów o dużej gęstości. Ostatnie postępy w technologii synchrotronowej HRCT poprawiły rozdzielczość obrazu i stosunek sygnału do szumu na tyle, że można wizualizować sieci statków roślinnych i połączenia między statkami, przypisywać współrzędne 3D i eksportować do symulacji modeli hydraulicznych. Brodersen i in. (2011) niedawno rozwinęli tę technikę, łącząc rekonstrukcje 3D generowane przez synchrotron HRCT z modelem Fortran, który automatycznie wydobywa dane z sieci ksylemu w znacznie wyższej rozdzielczości niż było to kiedykolwiek możliwe przy użyciu tradycyjnych metod anatomicznych (tj. seryjne cięcie za pomocą mikrotomu i przechwytywanie obrazu za pomocą mikroskopii świetlnej, np. Zimmermann 1971). Prace te zostały również wykorzystane do optymalizacji modeli hydraulicznych systemu ksylemu i zidentyfikowania unikalnych cech transportu (tj. przepływu wstecznego w niektórych naczyniach w okresach szczytowej transpiracji) (Lee i wsp., w przeglądzie).
Synchrotron HRCT może być teraz używany do wizualizacji funkcjonalności ksylemu, podatności na kawitację i zdolności roślin do naprawy zatorowych przewodów. Brak przywrócenia przepływu w embolizowanych przewodach zmniejsza wydajność hydrauliczną, ogranicza fotosyntezę, a w skrajnych przypadkach prowadzi do śmierci roślin (McDowell i in. 2008). Rośliny mogą radzić sobie z zatorami, kierując wodę wokół zatorów przez doły łączące sąsiednie funkcjonalne przewody oraz hodując nowy ksylem w celu zastąpienia utraconej wydajności hydraulicznej. Niektóre rośliny mają zdolność naprawiania pęknięć w słupach wody, ale szczegóły tego procesu w ksylemie pod napięciem pozostają niejasne od dziesięcioleci. Brodersen i in. (2010) niedawno zwizualizowali i określili ilościowo proces napełniania żywych winorośli za pomocą HRCT. Udane napełnianie naczyń zależało od napływu wody z żywych komórek otaczających przewody ksylemowe, w których pojedyncze kropelki wody rozszerzały się z czasem, napełniały naczynia i wymuszały rozpuszczenie uwięzionego gazu. Zdolność różnych zakładów do naprawy uszkodzonych naczyń ksylemu oraz mechanizmy kontrolujące te naprawy są obecnie badane.
Opis obiektu ALS Beamline 8.3.2
Nasza dotychczasowa praca została przeprowadzona na linii badawczej Hard X-ray Micro-Tomography 8.3.2 w Advanced Light Source w Lawrence Berkeley National Lab (Berkeley, CA, USA). Próbki roślin umieszcza się w wyłożonej ołowiem klatce umieszczonej 20 m od źródła promieniowania rentgenowskiego, generowanego przez nadprzewodzący dipol magnesu o natężeniu 6 Tesli w pierścieniu magazynującym elektrony Advanced Light Source działającym przy energii krytycznej 11,5 KeV. Schemat stacji końcowej pokazano na rysunku 1. Promienie rentgenowskie wchodzą do klatki z wiązką o rozmiarze 40x ~ 4,6 mm i przechodzą przez próbkę, która jest zamontowana na zmotoryzowanym stoliku obrotowym. Przesyłane promienie rentgenowskie padają na scyntylator krystaliczny (dwa powszechnie stosowane materiały to LuAG lub CdWO4), który przekształca promienie rentgenowskie w światło widzialne, które jest przekazywane przez soczewki do matrycy CCD w celu zebrania obrazu. Kamera, scyntylator i układ optyczny są umieszczone w lekkiej, szczelnej obudowie, która znajduje się na szynach, co pozwala na optymalizację odległości od próbki do scyntylatora pod kątem obrazowania z kontrastem fazowym.
Wszystkie próbki są zamontowane na stoliku obrotowym o średnicy 10 cm, który z kolei jest montowany na poziomych i pionowych stopniach translacji do pozycjonowania próbek. Żywą próbkę rośliny, z systemem korzeniowym zamontowanym w specjalnie zbudowanym uchwycie na doniczkę i liśćmi zawartymi w akrylowej tubie, można zobaczyć na rysunku 2. Typowe czasy naświetlania mogą wynosić od 0,1 do 1 sekundy przy użyciu 10-18 KeV, a czas skanowania będzie wynosił od 5 do 40 minut, w zależności od ustawień zoptymalizowanych dla konkretnej próbki. W przypadku wysokich próbek (typowych dla sieci ksylemowych roślin) skany danych można układać kafelkowo, powtarzając pomiar z próbką na różnych wysokościach, co jest kontrolowane automatycznie, umożliwiając bezszwowe odcinki szeregowe wzdłuż maksymalnej wysokości próbki ~ 10 cm. Maksymalna szerokość próbki podczas obrazowania z rozdzielczością 4,5 μm wynosi ~1 cm dla próbek, które są prawie idealne w orientacji pionowej. Generowanie i przetwarzanie danych odbywa się przy użyciu protokołu wymienionego poniżej. Ze względu na różnicę w tłumieniu promieniowania rentgenowskiego pomiędzy powietrzem a wodą, w roślinach można uzyskać doskonały kontrast obrazu bez stosowania roztworów kontrastowych typowych dla medycznych systemów tomografii komputerowej. Światło naczynia wypełnione powietrzem można łatwo odróżnić od otaczającej tkanki wypełnionej wodą w uwodnionych roślinach.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Zobacz szczegóły wymienione powyżej dotyczące sprzętu na linii badawczej Zaawansowanego Źródła Światła 8.3.2</td></tr></tbody></table>

wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin

Using High Resolution Computed Tomography to Visualize the Three Dimensional Structure and Function of Plant Vasculature

Rentgenowska tomografia komputerowa o wysokiej rozdzielczości (HRCT) to nieniszcząca technika obrazowania diagnostycznego z możliwością rozdzielczości submikronowej, która jest obecnie używana do oceny struktury i funkcji sieci ksylemu roślinnego w trzech wymiarach (3D) (np. Brodersen i in. 2010; 2011; 2012a,b). Obrazowanie HRCT opiera się na tych samych zasadach, co medyczne systemy tomografii komputerowej, ale synchrotronowe źródło promieniowania rentgenowskiego o wysokiej intensywności skutkuje wyższą rozdzielczością przestrzenną i krótszym czasem akwizycji obrazu. Tutaj pokazujemy szczegółowo, w jaki sposób synchrotron HRCT (wykonywany w Advanced Light Source-LBNL Berkeley, CA, USA) w połączeniu z oprogramowaniem Avizo (VSG Inc., Burlington, MA, USA) jest używany do badania ksylemu roślinnego w wyciętych tkankach i żywych roślinach. To nowe narzędzie do obrazowania pozwala użytkownikom wyjść poza tradycyjne statyczne mikrofotografie świetlne 2D lub elektronowe i badać próbki za pomocą wirtualnych przekrojów szeregowych w dowolnej płaszczyźnie. Na tej samej próbce można wykonać nieskończoną liczbę plastrów w dowolnej orientacji, co jest fizycznie niemożliwe przy użyciu tradycyjnych metod mikroskopowych.
Wyniki pokazują, że HRCT może być stosowany zarówno do gatunków roślin zielnych i drzewiastych, jak i do szeregu organów roślinnych (np. liści, ogonków liściowych, łodyg, pni, korzeni). Przedstawione tutaj rysunki pomagają zademonstrować zarówno zakres reprezentatywnej anatomii naczyń krwionośnych roślin, jak i rodzaj szczegółów wyodrębnionych ze zbiorów danych HRCT, w tym skanów sekwoi przybrzeżnej (Sequoia sempervirens), orzecha włoskiego (Juglans spp.), dębu (Quercus spp.) i klonu (Acer spp.), sadzonek drzew słoneczników (Helianthus annuus), winorośli (Vitis spp.) i paproci (Pteridium aquilinum i Woodwardia fimbriata). Wycięte i wysuszone próbki gatunków drzewiastych są najłatwiejsze do zeskanowania i zazwyczaj dają najlepsze obrazy. Jednak ostatnie ulepszenia (tj. szybsze skanowanie i stabilizacja próbki) umożliwiły zastosowanie tej techniki wizualizacji na tkankach zielonych (np. ogonkach liściowych) i na żywych roślinach. Czasami pewne skurczenie się uwodnionych zielonych tkanek roślinnych spowoduje rozmycie obrazów i opisano metody unikania tych problemów. Najnowsze osiągnięcia w zakresie HRCT dostarczają nowych, obiecujących informacji na temat funkcji naczyń krwionośnych roślin.

Skanowanie HRCT synchrotronem zostało z sukcesem zaimplementowane dla szerokiej gamy tkanek i gatunków roślin z wykorzystaniem linii wiązki 8.3.2 (Rysunek 5), dostarczając nowych informacji na temat struktury i funkcji ksylemu roślin z bezprecedensową rozdzielczością w 3D. Możliwości wizualizacji i eksploracji zapewnione przez rekonstrukcje 3D (zilustrowane na Rysunkach 6-8 oraz w Filmach 1-3) pozwalają na precyzyjne określenie lokalizacji i orientacji struktur w sieciach ksylemu zarówno...

Rentgenowska tomografia komputerowa (HRCT) o wysokiej rozdzielczości to nieniszcząca technika obrazowania diagnostycznego, która może być wykorzystana do badania struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin w 3D. Pokazujemy, w jaki sposób HRCT ułatwia eksplorację sieci ksylemu w szerokim zakresie tkanek i gatunków roślin.

Wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin

High resolution x-ray computed tomography (HRCT) is a non-destructive diagnostic imaging technique with sub-micron resolution capability that is now being ...

Ogólnym celem tej procedury jest wykorzystanie technologii mikrotomografii rentgenowskiej opartej na synchrotronie do zbadania struktury i funkcji transportu naczyniowego w roślinach. Osiąga się to poprzez uprzednie przygotowanie próbek do instalacji w uchwycie na uchwyt lub uchwyt na żywe rośliny, upewnienie się, że skanowana część jest jak najbardziej pionowa i wykonanie niezbędnych wstępnych pomiarów fizjologicznych. Drugim krokiem jest umieszczenie przygotowanych próbek lub żywych roślin w klatce A LS Beamline 8.3 0,2 i zabezpieczenie klatki na czas skanowania. Następny.Po odpowiednim ustawieniu próbki rozpoczyna się skanowanie. Ostatnim krokiem jest wykorzystanie komputerów stacji roboczych do normalizacji, rekonstrukcji i oceny jakości skanowania przed przekazaniem danych do VISO w celu przeprowadzenia procesu wizualizacji 3D. Ostatecznie mikrotomografia rentgenowska jest wykorzystywana do ujawniania drobnych szczegółów wzajemnych połączeń i stanu funkcjonalnego naczyń krwionośnych przewodzących wodę w roślinach.Główną przewagą tej techniki nad istniejącymi metodami, takimi jak cięcie seryjne i mikroskopia świetlna, jest to, że tkanka roślinna może być badana w dowolnej orientacji z niespotykaną dotąd rozdzielczością. Metoda ta może pomóc nam zrozumieć kluczowe pytania z zakresu biologii roślin, od fundamentalnych aspektów transportu wody w roślinach, przez suszę i tolerancję na zamarzanie, po to, jak patogeny przemieszczają się systemowo w roślinach żywicielskich. Ten protokół, zgodnie z opisem, jest przeznaczony do pracy przy zaawansowanym źródle światła.8,3 0,2. Adaptacje linii badawczych mogą być wymagane do pracy w innych obiektach synchrotronowych. Należy postępować zgodnie ze szkoleniem w zakresie bezpieczeństwa i promieniowania wymaganym do korzystania z tych obiektów, aby rozpocząć przygotowywanie próbek dla żywych roślin.Najpierw hoduj rośliny w doniczkach o średnicy około 10 centymetrów, upewniając się, że główna łodyga lub inna część skanowanej rośliny jest jak najbardziej wyśrodkowana i zorientowana pionowo w doniczce. Fizyczne wymiary instrumentu HRCT Hutch ograniczają żywe rośliny do około jednego metra wysokości. W związku z tym obrazowanie żywych roślin najlepiej wykonywać na siewkach lub sadzonkach.Uprawiane w małych doniczkach używają specjalnie wykonanego sztywnego aluminiowego uchwytu na doniczki, aby zamontować żywe rośliny doniczkowe. Wysokość górnej płyty należy dostosować, aby dostosować ją do różnych wysokości doniczek. W tym przypadku górna część płyty jest zaprojektowana tak, aby wyrównać się z górną częścią powierzchni gleby, a roślina wystaje ze środka dwuczęściowej płyty.Po zamontowaniu w uchwycie zmierz potencjał wodny łodygi za pomocą komory ciśnieniowej w stylu lądownika SHO lub parametru liścia z klipsem, aby określić stan fizjologiczny rośliny przed skanowaniem. Skręć mały kawałek drutu miedzianego wokół łodygi, aby służył jako powiernik, aby zapewnić stałą lokalizację skanowania na roślinach, które będą skanowane wielokrotnie. Teraz umieść cienkościenny akrylowy cylinder nad rośliną na aluminiowym uchwycie na roślinę i zabezpiecz go, aby ustabilizować próbkę.Należy użyć dodatkowej folii, ręczników papierowych i taśmy, aby jeszcze bardziej zminimalizować wibracje i ruch części roślin, które mogą powodować zniekształcenia obrazu. Przymocuj niestandardowy uchwyt garnka do etapu łożyska powietrznego i zablokuj go na miejscu umieszczonym między źródłem promieniowania rentgenowskiego a czujnikiem obrazowania i sprzętem fotograficznym. Pamiętaj, aby ustawić trzpień tak pionowo, jak to możliwe i wyśrodkować próbkę na podstawie uchwytu magnetycznego, aby upewnić się, że pozostaje w polu view Podczas rotacji świeży materiał roślinny, zwykle łodygi lub zwierzęta domowe, można zeskanować po natychmiastowym usunięciu z żywej rośliny.Jeśli celem eksperymentu jest wizualizacja całej sieci ksylemu, woda w naczyniach musi najpierw zostać opróżniona i zastąpiona powietrzem. W tym celu należy zamontować próbkę w komorze ciśnieniowej typu oszczerstwo i przepychać sprężone powietrze lub azot przez próbkę pod niskim ciśnieniem przez około pięć minut. Gatunki będą się różnić pod względem czasu potrzebnego na ewakuację z sieci statków.Jeśli celem jest ocena stopnia powstawania zatoru w świeżej tkance roślinnej, należy pobrać próbki z rośliny za pomocą świeżej żyletki, wykonując cięcia pod wodą. Następnie owiń próbkę warstwą paraformu, aby zapobiec wysuszeniu podczas skanowania, zamontuj próbkę w uchwycie wiertarskim przymocowanym do metalowej płytki przykręconej do środka stopnia z łożyskiem powietrznym i ustaw próbkę pionowo, jak opisano wcześniej, aby upewnić się, że próbka pozostaje w polu view. Aby przygotować próbki z wysuszonej tkanki drzewnej, zacznij od przycięcia próbek do około sześciu centymetrów długości.Wybierz próbki, które są jak najbardziej proste w docelowym obszarze skanowania i mają średnicę około jednego centymetra. Następnym krokiem jest powolne odwadnianie całej próbki, aby zapewnić optymalną wizualizację próbki tkanki i kontrast obrazu. Umieść próbkę tkanki drzewnej w piecu do suszenia w niskiej temperaturze, aby powoli wysuszyć próbkę, nie powodując pękania lub pękania tkanki.W niektórych sytuacjach może być pożądane dołączenie do próbki znacznika powierniczego. Gwarantuje to, że późniejsza sekcja i wizualizacja z wykorzystaniem skaningowej mikroskopii elektronowej może być zorientowana na określone punkty na obrazie HRCT. Aby to zrobić, przymocuj metalowy lub szklany koralik lub drut na zewnątrz łodygi za pomocą perfum.Na koniec zamontuj próbkę w próbce wiertła i wyśrodkuj zgodnie z powyższym opisem przed skanowaniem. Określ powiększenie, które będzie najlepiej pasować do Twojego zastosowania. Zastosowana tutaj A LS Beamline 8.3 0.2 ma możliwość skanowania obiektywami o powiększeniach dwóch x pięć x i 10 x.Ustaw energię promieniowania rentgenowskiego na 15 kiloelektronowoltów. Czasy ekspozycji są na ogół zależne od grubości i gęstości próbki i wynoszą od 100 do 1000 milisekund. Wybierz przyrost kątowy, który jest odpowiedni dla Twojej aplikacji.Próbki są obracane o 180 stopni podczas skanowania, a liczba obrazów wykonanych podczas obrotu może mieć znaczący wpływ na rozmiar zestawu danych, długość interwału skanowania i końcową jakość obrazu. Typowe skany są wykonywane z przyrostem 0,25 stopnia, co daje 513 obrazów na skan. Krótsze interwały skanowania można osiągnąć przy użyciu ustawienia tomografii ciągłej, podczas której próbka obraca się w sposób ciągły, podczas gdy obrazy są rejestrowane dla każdego skanowania, należy również zbierać obrazy jasnego i ciemnego pola.Obrazy w jasnym polu to obrazy bez próbki w wiązce. Są one często zbierane przed i po zeskanowaniu próbki poprzez poziome przesunięcie próbki. Ciemne pola są zbierane przez zamknięcie migawki rentgenowskiej.Mierzy ilość sygnału, który kamera pokazuje bez promieniowania rentgenowskiego. Po zakończeniu skanowania przenieś nieprzetworzone obrazy TIFF 2D z komputera akwizycji na serwer plików, a następnie wyeksportuj je do komputera, który zostanie użyty do przetwarzania danych. Następnie obrazy muszą zostać przekonwertowane na procentową skalę transmisji.Beamline 8.3 0.2 posiada niestandardową wtyczkę normalizacji tła, którą można pobrać i używać z darmowymi pakietami oprogramowania. Obraz J lub Fidżi ładuje znormalizowane obrazy do pakietu oprogramowania ośmiornicy, a następnie rekonstruuje zestaw danych 3D z plików obrazów 2D RAW TIFF przy użyciu wyznaczonych kroków przetwarzania. Następnie stos obrazów można zwizualizować w jednym z różnych pakietów oprogramowania.W tym przypadku używany jest pakiet oprogramowania aviso, ładuj zestawy danych do pamięci systemowej i wyświetlaj próbkę w wirtualnej orientacji przekroju poprzecznego, podłużnego lub promieniowego Ze względu na atrybuty 3D zestawu danych, wirtualne przekroje przez próbkę można obracać w dowolnej płaszczyźnie, aby wyrównać się z obszarami zainteresowania. Po dokonaniu segmentacji możliwe jest ilościowe określenie docelowych struktur roślin lub zmian funkcjonalnych w objętości, długości, szerokości, obecności lub braku wody, powietrza i tak dalej. Synchrotronowe skany HRCT zostały z powodzeniem wdrożone na szerokiej gamie tkanek i gatunków roślin przy użyciu Beamline 8.3 0.2 i dostarczyły nowych informacji na temat struktury i funkcji ksylemu roślinnego w niespotykanej dotąd rozdzielczości w 3D.Możliwości wizualizacji i eksploracji zapewniane przez rekonstrukcje 3D, jak widać tutaj, pozwalają na precyzyjne określenie lokalizacji i orientacji struktur z sieciami ksylemu zarówno na próbkach akcyzowych, jak i w żywych roślinach. Tutaj widzimy rekonstrukcję 3D pnia sekwoi poddanej stresowi suszy i wykazującej zarówno wypełnione powietrzem, jak i wodą tratry Po opanowaniu tej techniki można wykonać w ciągu kilku minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo Postępując zgodnie z tą procedurą. Inne metody, takie jak skaningowa mikroskopia elektronowa, mogą być wykorzystane do walidacji struktur, które widzimy wewnątrz roślin i określenia progów wielkości, które są następnie wprowadzane do programów przetwarzających, których używamy do analizy danych.

using-high-resolution-computed-tomography-to-visualize-three

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Wykorzystanie wysokiej rozdzielczości tomografii komputerowej do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji układu przewodzącego roślin

Obrazowanie naczyń krwionośnych małych zwierząt z kontrastem za pomocą mikrotomografii komputerowej (microCT) jest szybką, kosztowo efektywną i wysokoprzepustową techniką do seryjnych badań in situ rozwoju guzów, analizy sieci naczyń krwionośnych je odżywiających oraz monitorowania odpowiedzi guzów na przedkliniczne interwencje terapeutyczne.

Obrazowanie naczyń z kontrastem przy użyciu mikrotomografii komputerowej (MicroCT)

Wizualizacja naczyń wieńcowych ma kluczowe znaczenie dla pogłębienia naszej wiedzy na temat chorób układu sercowo-naczyniowego. Opisujemy tutaj metodę perfuzji naczyń wieńcowych myszy radiologicznym silikonem (Microfil) w ramach przygotowania do obrazowania mikrotomografią komputerową (μCT).

Wsteczna perfuzja i wypełnianie naczyń wieńcowych myszy w ramach przygotowania do obrazowania mikrotomografią komputerową

Ten protokół opisuje proces szybkiego zbierania obrazów sadzonek rzodkiewnika reagujących na bodziec grawitacyjny za pomocą dostępnych na rynku skanerów płaskich.  Metoda ta pozwala na niedrogie, wysokonakładowe przechwytywanie obrazów o wysokiej rozdzielczości, które można poddać dalszym algorytmom analizy.

Używanie skanerów płaskich do zbierania poklatkowych obrazów o wysokiej rozdzielczości odpowiedzi grawitropowej korzenia rzodkiewnika

Oferujemy nowatorską metodę poprawy kontrastu absorpcji promieniowania rentgenowskiego tkanki kukurydzy, odpowiednią do zwykłego skanowania metodą tomografii mikrokomputerowej. Na podstawie obrazów CT wprowadzamy zestaw procesów przetwarzania obrazów dla różnych materiałów kukurydzianych, aby skutecznie wyodrębnić mikroskopijne fenotypy wiązek naczyniowych kukurydzy.

Techniki fenotypowania w skali mikronowej wiązek naczyniowych kukurydzy w oparciu o rentgenowską tomografię mikrokomputerową

Obserwacja rozkładu wody w ksylemie dostarcza istotnych informacji na temat dynamiki przepływu wody w roślinach drzewiastych. W tym badaniu demonstrujemy praktyczne podejście do obserwacji dystrybucji wody ksylemu in situ przy użyciu kriostatu i krio-SEM, co eliminuje sztuczne zmiany stanu wody podczas przygotowywania próbki.

Dystrybucja wody ksylemu w roślinach drzewiastych wizualizowana za pomocą krioskaningowego mikroskopu elektronowego

Celem tej techniki jest wizualizacja ex vivo sieci tętnic płucnych u myszy wcześnie urodzonych i dorosłych poprzez napompowanie płuc i wstrzyknięcie przez tętnicę płucną nieprzezroczystego związku na bazie polimeru radiologicznego. Omówiono również potencjalne zastosowania tkanek odlewanych.

Odlew naczyniowy płuc myszy dorosłych i wczesnych po urodzeniu do obrazowania mikro-CT

Tutaj opisujemy metodę wizualizacji i kwantyfikacji naczyń mysich kończyn tylnych za pomocą mikrorentgenowskiej tomografii komputerowej.

Przygotowanie próbki do trójwymiarowej wizualizacji naczyń kończyn tylnych myszy w oparciu o tomografię komputerową

Micro-CT to nieniszczące narzędzie, które może analizować struktury roślin w trzech wymiarach. Niniejszy protokół opisuje przygotowanie próbki w celu wykorzystania mikro-CT do analizy struktury i funkcji roślin pasożytniczych. Aby podkreślić zalety tej metody w połączeniu z określonymi preparatami, stosuje się różne gatunki.

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej do analizy interakcji pasożytniczych między rośliną a żywicielem

Ten protokół przedstawia kompleksowy potok do analizy próbek pobranych z ludzkich serc, które obejmują mikroskopijne i makroskopowe skale.

Rurociąg do wieloskalowych trójwymiarowych badań anatomicznych ludzkiego serca

Tutaj prezentujemy zoptymalizowane protokoły oczyszczania tkanek do obrazowania mysiej aorty w trzech wymiarach (3D). Opisujemy najnowocześniejsze procedury barwienia immunologicznego, oczyszczania optycznego i obrazowania z zamiarem określenia anatomicznej bliskości obwodowego układu nerwowego z blaszkami miażdżycowymi i przydanką w miażdżycy.

Trójwymiarowe obrazowanie tkanek aorty w miażdżycy

Ten protokół wprowadza szybką metodę ilościowego trójwymiarowego obrazowania naczyń krwionośnych za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z użyciem arkusza świetlnego. Skuteczność metody wykazano przy użyciu systemu tętnic łukowatych gardła w modelu zarodka pisklęcia, z siłami hemodynamicznymi określonymi ilościowo za pomocą obliczeniowej dynamiki płynów.

Szybkie obrazowanie naczyń krwionośnych małych zwierząt w całej rozdzielczości do badań ilościowych

Poznaj tomografię komputerową o wysokiej rozdzielczości do badania struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin. Ta metoda umożliwia szczegółową analizę sieci naczyń xylemu w różnych tkankach roślinnych.

Wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin (Wideo) | JoVE Journal

Wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin

Przeglądaj więcej filmów