Name: Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: Poznaj mikrochirurgiczną metodę implantacji cewnika do pęcherza moczowego u myszy w stanie czuwania. Ta technika umożliwia standaryzację cystometrii i uzyskiwanie powtarzalnych danych eksperymentalnych w badaniach funkcji dolnych dróg moczowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane przez Departament Chirurgii Uniwersytetu Vermont, Duńską Radę Niezależnych Badań oraz przez Szpital Uniwersytecki w Odense.

Zwierzęta były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Vermont zgodnie z wytycznymi instytucji. Wszystkie doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.
1. Implantacja rurki dopęcherzowej
<ol>
	<li>Przygotowanie przewodów i narzędzi do zabiegu chirurgicznego
	<ol>
		<li>Wytnij 7-centymetrowy kawałek rurki PE10, aby wykonać cewnik do implantacji.</li>
		<li>Utwórz rozbłysk na jednym końcu rurki PE10, powoli przesuwając koniec w kierunku otwartego płomienia. 
		UWAGA: Szybko wyjmij rurkę, gdy tylko pojawi się flara.</li>
		<li>Nałóż trzy krople uniwersalnego gorącego kleju, używając ustawienia niskiej temperatury na pistolecie do klejenia, w odległości 4.5, 5 i 5.5 cm od kielichowego końca na zewnątrz tubki PE10. Pomogą one zabezpieczyć rurkę z tyłu zwierzęcia. (Rysunek 1)</li>
		<li>Wysterylizuj rurkę, mocząc ją w 70% etanolu, a następnie przepłucz ją sterylnym 0,9% NaCl przed użyciem. Pozostaw rurkę napełnioną, aby uniknąć wprowadzania pęcherzyków powietrza do systemu.</li>
		<li>Utwórz zatyczkę o rozmiarze 30, aby uszczelnić koniec cewnika PE10, oddzielając igłę o rozmiarze 30 od piasty, ręcznie manipulując bliższym końcem na boki. Nałóż kroplę gorącego kleju na koniec. Upewnij się, że uszczelka jest wodoszczelna. (Rysunek 2)</li>
		<li>Użyj następujących narzędzi mikrochirurgicznych: Dwie pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7, dwie pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #5, igła 21 G, ultracienki prosty hemostat, mikronożyczki, małe nożyczki preparacyjne i uchwyt na mikroigły.</li>
		<li>Wysterylizuj wszystkie narzędzia przed rozpoczęciem zabiegu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie zwierzęcia
	<ol>
		<li>Po znieczuleniu zwierzęcia najpierw ogol dolną połowę brzucha, a następnie obróć zwierzę na brzuchu i ogol się, a następnie oczyść obszar w górnej części pleców 70% alkoholem, a następnie betadyną. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Następnie użyj prostych, nożyczek i pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7, aby wykonać nacięcie skóry o długości 1,5 cm między łopatkami i umieść zwierzę na wznak na poduszce grzewczej (37 °C) pokrytej sterylnymi zasłonami.</li>
		<li>Na koniec oczyść brzuch alkoholem i betadyną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zabieg chirurgiczny 
	UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne należy wykonywać pod mikroskopem operacyjnym o powiększeniu w zakresie od 3,15X do 20X. Po ułożeniu zwierzęcia na sterylnych serwetach należy założyć sterylne rękawiczki. Kontynuuj stosowanie sterylnych procedur przez cały czas trwania operacji.
	<ol>
		<li>Umieścić zwierzę w pudełku indukcyjnym i znieczulić za pomocą 2% wziewnego izofluranu z nośnikiem tlenu (1 l/min). Utrzymuj znieczulenie przez cały czas trwania zabiegu, umieszczając głowę zwierzęcia w stożku nosowym i stosując 2% wziewny izofluran z nośnikiem tlenu (1 l/min). Rozpocznij operację po otrzymaniu negatywnej odpowiedzi z testu szczypania palców u stóp.</li>
		<li>Użyj prostych, nożyczek i pary zakrzywionych mikrokleszczy Dumont #7, aby wykonać 1.5 cm niższe, pośrodkowe nacięcie brzucha przez skórę. Następnie wykonaj pasujące nacięcie przez powięź wzdłuż kresy białej i mięśnia, aby odsłonić kopułę i górną połowę pęcherza moczowego. Unikaj zranienia pęcherza, stosując trakcję w górę do każdej warstwy tkanki za pomocą pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7. Utrzymuj wnętrzności brzucha przed wysuszeniem, dodając krople ciepłej soli fizjologicznej.</li>
		<li>Obróć zwierzę na bok, aby uzyskać dostęp do nacięcia na karku. Przepchnij wąski hemostat podskórnie przez nacięcie. Kanał podskórny powinien zaczynać się z tyłu i kontynuować wzdłuż boku.</li>
		<li>Gdy końcówka instrumentu dotrze do dna klatki piersiowej, obróć końcówkę w kierunku linii środkowej i wnętrza brzucha (podczas przekłuwania mięśni ściany brzucha pojawi się lekki trzask). Kontynuuj posuwanie hemostatu, aż końcówka zostanie odsłonięta w nacięciu brzucha pod warstwą mięśniową. (Rysunek 3)</li>
		<li>Chwyć "nierozszerzony" koniec rurki hemostatem i powoli narzędzie, wyciągając koniec rurki przez nacięcie z tyłu szyi. Wyreguluj rozszerzony koniec rurki tak, aby leżał bezpośrednio nad kopułą pęcherza.</li>
		<li>Zrób luźny krawat z nici monofilamentowej 6-0 (niewchłanialny) i umieść go na kopule pęcherza. Ta opaska będzie później używana do zabezpieczenia rurki w pęcherzu.</li>
		<li>Umieść małą rolkę niestrzępiącej się tkanki w jamie brzusznej i za pęcherzem, aby go ustabilizować i unieść.</li>
		<li>Przygotuj się do wprowadzenia rozszerzonego końca cewnika PE10 do pęcherza moczowego.
		<ol>
			<li>W ręce niedominującej przytrzymaj kopułę pęcherza moczowego za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7 i utrzymuj ten chwyt, aż cewnik zostanie umieszczony w pęcherzu.</li>
			<li>Użyj igły o rozmiarze 21, aby wykonać cystotomię w wierzchołku kopuły. Delikatnie zbadaj cystotomię za pomocą zamkniętej pary zakrzywionych mikrokleszczy #5, aby upewnić się, że cewnik może łatwo przejść przez otwór.</li>
			<li>Trzymając kopułę pęcherza moczowego w ręce niedominującej, umieść rozszerzony koniec cewnika PE10 w pęcherzu moczowym (dociśnij kielisz do szyjki pęcherza, aby nie wysunął się podczas zabezpieczania).</li>
			<li>Zawiąż szew monofilamentowy 6-0 wokół kopuły pęcherza moczowego i rurki z opaską umieszczoną z przodu rurki. Pamiętaj, aby zawiązać szew jak najwyżej na pęcherzu, aby uniknąć sztucznego zmniejszania pojemności pęcherza. (Rysunek 4)</li>
			<li>Alternatywnie zabezpiecz cewnik za pomocą szwu sznurkowego w torebce w następujący sposób. Wykonaj luźny szew sznurka torebki na kopule pęcherza za pomocą żyłki 6-0. Wykonaj kroki 1.3.8.1 - 1.3.8.3, aby wykonać cystotomię i wprowadzić cewnik. Zabezpiecz rurkę, zawiązując szew sznurkowy torebki. (Rysunek 5)</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Sprawdź drożność i szczelność rurki w pęcherzu, podłączając strzykawkę insulinową o pojemności 0,5 ml z igłą o rozmiarze 30 do dystalnego końca rurki. Powoli napełnij pęcherz 0,1 - 0,2 ml 0,9% NaCl, aż pojawi się kropla w ujściu cewki moczowej, a następnie opróżnij pęcherz przez aspirację. Ważne jest, aby pęcherz mógł być zarówno napełniany, jak i opróżniany.</li>
		<li>Jeśli w kopule nie ma żadnych nieszczelności, napnij pęcherz parą zakrzywionych mikrokleszczyków i delikatnie pociągnij za rurkę, aż flara będzie opierać się o wnętrze kopuły pęcherza.</li>
		<li>Przed zamknięciem wyjmij małą rolkę chusteczki i upewnij się, że pęcherz jest w normalnej pozycji.</li>
		<li>Zamknij ścianę brzucha w dwóch warstwach (mięśniowej i skórnej) za pomocą szwu biegnącego 6-0. Zaleca się przybliżenie mięśnia prostego brzucha poprzez zszycie tylko krawędzi przedniej powięzi brzusznej (przednia ściana pochewki mięśnia prostego).</li>
		<li>Aby zabezpieczyć rurkę z tyłu zwierzęcia, delikatnie obróć zwierzę na brzuch. Włóż podskórną część metalowej kotwicy do nacięcia międzyłopatkowego. (Rysunek 12) Użyj szwu 6-0, aby zabezpieczyć rurkę i kotwicę, otaczając je pionowym szwem materaca.</li>
		<li>Upewnij się, że pęcherzyk kleju pozostaje nad i pod skórą, aby zapobiec wysunięciu się tubki. Przeciąć rurkę około 2 cm nad skórą.</li>
		<li>Delikatnie włóż zatyczkę o rozmiarze 30 (krok 1.1.5) do końca rurki, aby zapobiec wyciekaniu moczu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wstrzyknij podskórnie 0,5 ml 0,9% NaCl w celu nawodnienia. Analgezję pooperacyjną należy podać bezpośrednio po zabiegu i utrzymać przez 48 godzin.
	<ol>
		<li>Umieść zwierzę z powrotem w klatce znajdującej się pod lampą na podczerwień. Utrzymuj stałą obserwację, dopóki zwierzę nie będzie swobodnie poruszać się po klatce.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Monitoruj zwierzę codziennie i pozwól mu dojść do siebie przez 5 dni przed nagraniem.</li>
</ol>
2. Zapis cystometrii na jawie
<ol>
	<li>Przygotowanie programu nagrywania, przetwornika ciśnienia i pompy infuzyjnej.
	<ol>
		<li>Przed znieczuleniem zwierzęcia należy podłączyć pompę infuzyjną, przetwornik ciśnienia i krętlik 22 G za pomocą rurki PE50. (Rysunek 6)</li>
		<li>Otwórz program do nagrywania (patrz tabela materiałów dla example) na komputerze, aby skalibrować ciśnienie w systemie i przygotować się do nagrywania. Upewnij się, że używasz tych samych ustawień podczas kalibracji i nagrywania.
		<ol>
			<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 20 ml 10-15 ml 0,9% NaCl o temperaturze pokojowej i wlej do pompy infuzyjnej. Zaprogramuj pompę tak, aby zaparzała z szybkością 0,6 ml/h.</li>
			<li>Zamocuj przetwornik ciśnienia na tej samej wysokości, co pęcherz zwierzęcia lub dno klatki rejestrującej.</li>
			<li>Przymocuj krętlik o rozmiarze 22 do końca przetwornika ciśnienia (PE50 - rurka - przetwornik ciśnienia do krętlika) 
			UWAGA: Krętlik służy do zapobiegania skręcaniu się lub załamywaniu rurki podczas ruchu zwierzęcia.</li>
			<li>Przesunąć pompę strzykawkową, aby przepłukać 0,9% NaCl przez system. Upewnij się, że usunąłeś wszystkie pęcherzyki powietrza przed kalibracją.</li>
			<li>Gdy program nagrywający jest uruchomiony, użyj linijki, aby skalibrować ciśnienie (cm/H2O). Powoli przesuń koniec linki PE50 od 0 do 30 cm. W razie potrzeby dostosuj zero. 
			UWAGA: Oznaczenie 0 cm powinno znajdować się na tej samej wysokości co podłoga klatki rejestrującej i przetwornika ciśnienia.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zawieś krętlik o rozmiarze 22 nad środkiem klatki nagrywania. Upewnij się, że dno klatki umożliwia opadanie moczu na urządzenie zbierające wagę umieszczoną poniżej klatki. Dostosuj wysokość linki, aby mysz mogła swobodnie poruszać się po klatce bez napinania lub rozciągania rurki. (Rysunek 7)</li>
		<li>Po zakończeniu sprawdź, czy system i zewnętrzne rurki PE50 są wypełnione 0.9% NaCl, a wszystkie pęcherzyki powietrza zostały usunięte.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie zwierzęcia do rejestracji
	<ol>
		<li>Znieczulić zwierzę 2% wziewnym izofluranem i umieścić go na brzuchu. Wyjmij wtyczkę o rozmiarze 30 i wsuń rurkę PE10 (cewnik pęcherza moczowego) do końca linki PE50. Użyj gorącego kleju, aby utworzyć wodoszczelne uszczelnienie.</li>
		<li>Wyłącz znieczulenie i umieść zwierzę w klatce rejestrującej z równoległą podłogą drucianą, która pozwoli na opadanie moczu bezpośrednio na urządzenie zbiorcze umieszczone na wadze analitycznej. (Rysunek 7)</li>
		<li>Rozpocznij nagrywanie, gdy zwierzę znajdzie się w klatce, ale nie zaczynaj zaparzać. Monitoruj zwierzę, aż w pełni wyzdrowieje po znieczuleniu. Gdy ciśnienie w pęcherzu się ustabilizuje, rozpocznij podawanie 0,9% NaCl w ilości 0,6 ml/h, 
		UWAGA: Zanotuj w programie do nagrywania, gdy zostaną wprowadzone jakiekolwiek zmiany. Ważne jest, aby mieć zapis czasu rozpoczęcia, zakończenia infuzji lub wystąpienia nieprawidłowości.</li>
		<li>Sprawdź system pod kątem wycieków i upewnij się, że zwierzę ma łatwy dostęp do jedzenia i wody.</li>
		<li>Kontynuuj nagrywanie w cichym pomieszczeniu, aż do uzyskania trzech powtarzalnych cykli mikcji. 
		UWAGA: Zwierzę powinno być całkowicie niezakłócone przez cały czas nagrywania. Najlepiej skorzystać ze zdalnego monitoringu wizyjnego w celu obserwacji zachowania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Perez, L. M., Webster, G. D. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/nau.1930110102/abstract">The History of Urodynamics.</a> Neurourol Urodyn. 11 (1), 1-21 (1992).</li>
<li>Fry, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+and+their+use+in+understanding+lower+urinary+tract+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction.</a> Neurourol Urodyn. 29 (4), 603-608 (2010).</li>
<li>Maggi, C. A., Santicioli, P., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+nonstop+transvesical+cystometrogram+in+urethane-anesthetized+rats%3A+a+simple+procedure+for+quantitative+studies+on+the+various+phases+of+urinary+bladder+voiding+cycle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Methods%22%5BJournal%5D)">The nonstop transvesical cystometrogram in urethane-anesthetized rats: a simple procedure for quantitative studies on the various phases of urinary bladder voiding cycle.</a> J Pharmacol Methods. 15 (2), 157-167 (1986).</li>
<li>Malmgren, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometrical+evaluation+of+bladder+instability+in+rats+with+infravesical+outflow+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction.</a> J Urol. 137 (6), 1291-1294 (1987).</li>
<li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J Urol. 164 (4), 1385-1389 (2000).</li>
<li>Chang, H. Y., Havton, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+urethane+and+isoflurane+on+external+urethral+sphincter+electromyography+and+cystometry+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 295 (4), F1248-F1253 (2008).</li>
<li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol Urodyn. 19 (1), 87-99 (2000).</li>
<li>DePaul, M. A., Lin, C. Y., Silver, J., Lee, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+Nerve+Transplantation+Combined+with+Acidic+Fibroblast+Growth+Factor+and+Chondroitinase+Induces+Regeneration+and+Improves+Urinary+Function+in+Complete+Spinal+Cord+Transected+Adult+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Peripheral Nerve Transplantation Combined with Acidic Fibroblast Growth Factor and Chondroitinase Induces Regeneration and Improves Urinary Function in Complete Spinal Cord Transected Adult Mice.</a> PLoS One. 10 (10), e0139335(2015).</li>
<li>Kadekawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+bladder+and+external+urethral+activity+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury--a+comparison+study+with+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury--a comparison study with rats.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).</li>
<li>Uvin, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+cystometry+in+small+rodents%3A+a+study+of+bladder+chemosensation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The use of cystometry in small rodents: a study of bladder chemosensation.</a> J Vis Exp. (66), (2012).</li>
<li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 636-646 (2011).</li>
<li>Smith, P. P., Kuchel, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+uroflow+cystometry+in+the+urethane-anesthetized+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse.</a> Neurourol Urodyn. 29 (7), 1344-1349 (2010).</li>
<li>Aizawa, N., Homma, Y., Igawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+High+Fat+Diet+Feeding+for+20+Weeks+on+Lower+Urinary+Tract+Function+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Low+Urin+Tract+Symptoms%22%5BJournal%5D)">Influence of High Fat Diet Feeding for 20 Weeks on Lower Urinary Tract Function in Mice.</a> Low Urin Tract Symptoms. 5 (2), 101-108 (2013).</li>
<li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+voiding+assays+in+mice%3A+impact+of+genetic+strains+and+sex%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of voiding assays in mice: impact of genetic strains and sex.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 308 (12), F1369-F1378 (2015).</li>
<li>Morikawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+various+drugs+on+bladder+function+in+conscious+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Effects of various drugs on bladder function in conscious rats.</a> Jpn J Pharmacol. 50 (4), 369-376 (1989).</li>
<li>Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micturition+in+rats%3A+a+chronic+model+for+study+of+bladder+function+and+effect+of+anesthetics%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics.</a> Am J Physiol. 251 (6 Pt 2), R1177-R1185 (1986).</li>
<li>Cornelissen, L. L., Misajet, B., Brooks, D. P., Hicks, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+genetic+background+and+gender+on+bladder+function+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Auton+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Influence of genetic background and gender on bladder function in the mouse.</a> Auton Neurosci. 140 (1-2), 53-58 (2008).</li>
<li>Lemack, G. E., Zimmern, P. E., Vazquez, D., Connell, J. D., Lin, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+response+to+partial+bladder+outlet+obstruction+in+mice+lacking+inducible+nitric+oxide+synthase%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Altered response to partial bladder outlet obstruction in mice lacking inducible nitric oxide synthase.</a> J Urol. 163 (6), 1981-1987 (2000).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Optymalny materiał i rozmiar rurki wewnątrzpęcherzowej
Aby określić wpływ średnicy rurki na zapisy ciśnienia, przetestowaliśmy różne rurki mikroprzepływowe; PE50 (średnica wewnętrzna 0,58 mm), poliuretan PU027 (średnica wewnętrzna 0,4 mm), PE25 (średnica wewnętrzna 0,46 mm) i PE10 (średnica wewnętrzna 0,28 mm). Dla każdej probówki rejestrowano ciśnienie przy pompie infuzyjnej pracującej z prędkością 1 ml/h, przy jednoczesnym szybkim przesuwaniu rurki w pionie od 0 do 30 cm. Początkowe eksperyment...

Cystometria wypełniająca (FC) to metoda diagnostyczna, która polega na umieszczeniu cewnika w pęcherzu moczowym w celu zarejestrowania ciśnienia podczas powolnego napełniania pęcherza. Po raz pierwszy wprowadzony w 1927 roku jako kliniczna metoda diagnostyczna do oceny funkcji dolnych dróg moczowych, pozostaje szeroko stosowany. 1 W zastosowaniach badawczych, FC może być używany do testowania funkcji pęcherza moczowego w zdrowych i chorych modelach zwierzęcych oraz do badania efektów działania środków farmakologicznych. Modele gryzoni są powszechnie używane do badania funkcji dolnych dróg moczowych. 2 W tej grupie ssaków, FC został po raz pierwszy opracowany do stosowania u szczurów. 3 Tutaj metodologia wszczepienia rurki do pęcherza moczowego i wykonania FC została dobrze opisana i stosowana przez wielu badaczy z akceptowalnym poziomem odtwarzalności. 4 Dostępność szczepów transgenicznych i knock out sprawia, że myszy są cennym gatunkiem dla wielu obszarów badawczych, w tym w dziedzinie dysfunkcji dolnych dróg moczowych. Metodologia stosowana do wykonywania cystometrii myszy różni się znacznie w zależności od laboratorium, co utrudnia porównywanie wyników. 5
W porównaniu do modeli ex vivo, FC zachowuje anatomię dolnych dróg moczowych, umożliwiając ocenę skoordynowanej funkcji między pęcherzem a jego ujściem podczas faz przechowywania i mikcji cyklu mikcji. Wcześniejsze badania pokazują, że liczne, powszechnie stosowane środki znieczulające hamują skurcze mikcji. Środki utrzymujące skurcz mięśni gładkich pęcherza moczowego (uretan, α-chloraloza, ketamina i ksylazyna), umożliwiające zwierzęciu oddawanie moczu, nadal znacznie zmniejszają funkcjonalną pojemność pęcherza moczowego i hamują neuroprzekaźnictwo. 6,7,8,9 Chociaż technicznie trudniejszy, FC wykonywany u obudzonych zwierząt poruszających się zachowuje funkcjonalną integralność odruchu mikcji.
Na funkcjonowanie dolnych dróg moczowych wpływa wiele czynników, w tym pooperacyjny obrzęk ściany pęcherza, stres spowodowany bólem i dyskomfortem oraz wpływy środowiska. Stosowanie techniki chirurgicznej, która minimalizuje uszkodzenia tkanek podczas implantacji rurki, oraz metody rejestracji, które zmniejszają ruch rurki, jednocześnie umożliwiając zwierzęciu swobodne poruszanie się, są niezbędne do uzyskania dokładnych i powtarzalnych zapisów.
Jeśli zostanie przeprowadzone odpowiednio, FC in vivo u swobodnie poruszających się zwierząt może dostarczyć danych, które wiarygodnie odzwierciedlają fizjologiczną funkcję pęcherza. 10 FC w swobodnie poruszających się zwierzętach może dostarczyć danych o następujących parametrach; Ciśnienie podstawowe lub podstawowe: Minimalne ciśnienie między dwoma mikcjacjami. Ciśnienie mikkcji: Średnie ciśnienie między dwoma mikcjami. Ciśnienie progowe: Ciśnienie śródpęcherzowe bezpośrednio przed mikcją. Maksymalne ciśnienie: Maksymalne ciśnienie w pęcherzu podczas cyklu mikcji. Spontaniczna aktywność (lub średnie ciśnienie oscylacyjne intermikcji): Ciśnienie intermikturcji minus ciśnienie podstawowe. Skurcze bez mikcji: Wzrost ciśnienia śródpęcherzowego podczas fazy napełniania, niezwiązany z uwalnianiem płynu. Podatność pęcherza: Pojemność pęcherza podzielona przez ciśnienie progowe minus ciśnienie podstawowe. Częstotliwość oddawania moczu: Liczba mikcji w jednostce czasu. Intermikturcja: Okres między dwoma maksymalnymi ciśnieniami mikcji. Pojemność pęcherza: Objętość wlewu podzielona przez liczbę mikcji. Szczegółowy opis tych parametrów i ujednolicona terminologia zostały wcześniej opublikowane. 11
FC może być wykonywane metodą ciągłego lub jednocyklowego wlewu dopęcherzowego. Cystometria ciągła pozwala na rejestrację wielu cykli mikcji i wybór reprezentatywnych danych na podstawie odtwarzalności. Jego dokładność w pomiarze pojemności pęcherza moczowego jest ograniczona ze względu na nieznaną objętość resztkową. Ponadto trudno jest zebrać małe objętości mikcji (które w zależności od szczepu i płci wahają się od 30 do 184 μl) u swobodnie poruszających się myszy. Stosowanie tej metody do rejestrowania objętości mikcji jest mniej dokładne w porównaniu z preparatem znieczulonym, ale jest lepsze, ponieważ pozwala uniknąć tłumiącego wpływu środków znieczulających na czynność pęcherza. Do oceny pojemności pęcherza moczowego należy zastosować cystometrię jednocyklową. W tej metodzie pęcherz jest opróżniany przez aspirację przed infuzją, a pojemność jest obliczana jako funkcja szybkości infuzji pomnożonej przez czas do maksymalnego ciśnienia.
Chociaż technika wykonywania cystometrii u małych gryzoni została opublikowana, opisała ona operację wykonywaną na szczurach i zalecała, aby cystometria myszy była wykonywana w znieczuleniu uretanowym. 10 Celem tej komunikacji jest opisanie zarówno technik mikrochirurgicznych używanych do wszczepienia rurki dopęcherzowej do kopuły pęcherza moczowego, jak i eksperymentalnego zestawu używanego do rejestrowania funkcji dolnych dróg moczowych, in vivo, podczas ciągłego napełniania pęcherza moczowego i oddawania moczu u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto przeprowadzono eksperymenty mające na celu ustalenie, w jaki sposób długość, średnica i materiał rurek, a także metodologia wykonywania FC in vivo, wpływają na nagranie. Ten protokół eksperymentalny podsumowuje wcześniej opublikowane techniki i proponuje szereg modyfikacji w oparciu o wyniki eksperymentalne.

<table><tbody><tr><td>Rurka z polietylenu (PE) 10</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>Pasuje do złączy/wtyczek 30G</td></tr><tr><td>Rurka z polietylenu (PE) 50</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>Pasuje do złączy/wtyczek 22G</td></tr><tr><td>Jednokanałowy krętlik ze stali nierdzewnej 22 G</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>Sprężyna naciągowa ze stali wysokowęglowej (9/64" OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>Chroni rurki PE50 - Przycięte na długość</td></tr><tr><td>Złącze 22 G</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz Profesjonalny pistolet do klejenia klejem topliwym</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>Użyj ustawienia niskiej temperatury (100 & deg; C) - Sprawdzi się każdy pistolet do klejenia na gorąco z regulowanym zakresem temperatur</td></tr><tr><td>Surebonder DT-2010 uniwersalny klej w sztyfcie</td><td>Surebonder</td><td></td><td>Każdy uniwersalny klej na gorąco będzie działał</td></tr><tr><td>Mikrokleszcze zakrzywione Dumont #5</td><td>World Precision Instruments</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokleszcze zakrzywione Dumont #7</td><td>World Precision Instruments</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>Mini nożyczki preparacyjne - proste</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>Mikro kleszczyki do komarów (12,5 cm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne - proste</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Uchwyt na igły</td><td>World Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, przepływ 1 l/min</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>0,05 mg/kg</td></tr><tr><td>0,9% Irygacja chlorkiem sodu, USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon żyłka, niewchłanialny szew</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Krawat do pęcherza</td></tr><tr><td>moczowego 6-0 Vicryl fioletowy pleciony, wchłanialny szew</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Szew mięśniowy, biegowy</td></tr><tr><td>6-0 Żyłka Prolene niebieska, szew niewchłanialny</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Szew skórny, materac pionowy, zakopany przerwany</td></tr><tr><td>Pompa zaparzająca/wycofująca KD Legato 210</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1,5 mL/h</td></tr><tr><td>Jednorazowy przetwornik ciśnienia</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz ciśnienia</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 interfejs akwizycji danych</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&nbsp;</td><td>Oprogramowanie do rejestracji ciśnienia</td> <td>na komputerze Cambridge Electronic Design Limited</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgiczny mikroskop operacyjny Leica MZ6 (3,2 - 20x)</td><td>Powiększenie Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Cystometria wypełnienia Awake jest używana od dawna do oceny funkcji pęcherza moczowego u swobodnie poruszających się myszy, jednak konkretne stosowane metody różnią się w zależności od laboratorium. Celem pracy było opisanie procedury mikrochirurgicznej zastosowanej do wszczepienia rurki dopęcherzowej oraz eksperymentalnej techniki rejestrowania ciśnienia w pęcherzu moczowym u przytomnej, swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto przedstawiono dane eksperymentalne, aby pokazać, w jaki sposób operacja, a także rodzaj i rozmiar rurki, wpływają na funkcję dolnych dróg moczowych i czułość zapisu. Wpływ średnicy rury na zapis ciśnienia oceniano zarówno w rurach polietylenowych, jak i poliuretanowych o różnych średnicach wewnętrznych. Następnie, najlepiej działająca rurka z obu materiałów została chirurgicznie wszczepiona do kopuły pęcherza moczowego samców myszy C57BL/6. Dwunastogodzinną, nocną częstotliwość oddawania moczu odnotowano u zdrowych, nienaruszonych zwierząt oraz zwierząt 2, 3, 5 i 7 dni po operacji. Podczas zbiorów pęcherze oceniano pod kątem oznak obrzęku za pomocą obserwacji ogólnej, a następnie przetwarzano je do analizy patologicznej. Największy zakres obrzęku pęcherza zaobserwowano w 2. i 3. dniu, co korelowało z danymi dotyczącymi behawioralnego oddawania moczu wykazującymi znaczne upośledzenie funkcji pęcherza. Do 5 dnia histologia pęcherza moczowego i częstotliwość oddawania moczu unormowały się. Opierając się na literaturze i dowodach dostarczonych przez nasze badania, proponujemy następujące kroki w celu zarejestrowania in vivo ciśnienia dopęcherzowego i objętości mikcji u wybudzonej myszy: 1) Wykonaj operację przy użyciu mikroskopu operacyjnego i narzędzi mikrochirurgicznych, 2) Użyj rurki z polietylenu-10, aby zminimalizować artefakty ruchowe, oraz 3) Wykonaj cystometrię w 5. dniu po operacji, gdy obrzęk pęcherza ustępuje.

Nie stwierdzono istotnych różnic między materiałami i średnicami rurek w zakresie spójności wzrostu i spadku ciśnienia w systemie podczas okluzji rurki. Obrzęk ściany pęcherza po implantacji rurki wewnątrz pęcherza był istotny w przypadku obu materiałów: polietylenu (PE) oraz poliuretanu (PU). W 2. dniu rozwinął się silny obrzęk podśluzówkowy. Zajął on połowę przekroju pęcherza, prowadząc do niedrożności światła. W 5. dniu obrzęk całkowicie ustąpił, pozostawiając obszary podśluzówkowe nac...

To badanie opisuje procedury chirurgiczne i techniki eksperymentalne do wykonywania cystometrii na jawie u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto dostarcza dowodów eksperymentalnych wspierających jego optymalizację i standaryzację.

Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

Ogólnym celem tej procedury mikrosurgicalnej jest implantacja rurki wewnątrz pęcherza do pęcherza moczowego oraz rejestracja funkcji dolnych dróg moczowych u czuwającej myszy. Metoda ta może pomóc w pozyskiwaniu powtarzalnych danych eksperymentalnych z cystometrii u czuwających zwierząt oraz w badaniu funkcji pęcherza w zdrowych i chorych modelach mysich. Głównym celem tej techniki jest zapewnienie zstandaryzowanej metody, opartej na danych eksperymentalnych, do przeprowadzania cystometrii napełniania w modelu mysim.Aby przygotować rurkę do implantacji, należy najpierw odciąć siedmiocentymetrowy odcinek rurki pe10, a następnie powoli zbliżyć jeden koniec do otwartego płomienia, aby utworzyć rozszerzenie, szybko wycofując rurkę natychmiast po jego powstaniu. Następnie, korzystając z niskiego ustawienia temperatury w pistoletcie do kleju, należy nanieść trzy krople uniwersalnego kleju na gorąco w odległości 4,5, 5 i 5,5 cm od rozszerzonego końca rurki. Za pomocą nożyczek należy odciąć nierówności z pęcherzyków kleju.Nałóż klej na gorąco na jeden koniec igły o rozmiarze 30 G, która posłuży do zatkania rurki pe10 po jej implantacji. Następnie potwierdź brak reakcji na uciśnięcie palca stopy i nałóż maść do oczu zwierzęcia. Po wysterylizowaniu górnej części grzbietu i dolnej części brzucha alkoholem oraz betadyną, wykonaj nacięcie o długości 1,5 centymetra między łopatkami i umieść zwierzę w pozycji na plecach na macie grzewczej o temperaturze 37 stopni Celsjusza, przykrytej sterylnymi obłożeniami, pod mikroskopem stereoskopowym.Następnie wykonaj cięcie skóry brzucha o długości 1,5 centymetra w dolnej linii pośrodkowej. Następnie wykonaj odpowiadające mu cięcie przez powięź wzdłuż linea alba oraz mięśnie, aby odsłonić kopułę i górną połowę pęcherza moczowego. Utrzymując narządy jamy brzusznej w stanie wilgotnym za pomocą ciepłej soli fizjologicznej, obróć zwierzę na bok, aby uzyskać dostęp do nacięcia w karku.Wprowadź wąską kleszczykową hemostatykę podskórnie przez nacięcie, aby utworzyć kanał podskórny na grzbiecie, a następnie kontynuuj jego prowadzenie wzdłuż boku zwierzęcia. Gdy końcówka narzędzia dotrze do dolnej krawędzi klatki piersiowej, skieruj ją w stronę linii środkowej wewnątrz jamy brzusznej i przesuwaj hemostatykę dalej, aż jej końcówka pojawi się w nacięciu brzusznym pod warstwą mięśniową. Po wprowadzeniu końcówki hemostatyki do nacięcia, uchwyć skórę powyżej łopatki i pociągnij ją, aby pomóc w stabilizacji zwierzęcia, aż do momentu, gdy końcówka narzędzia będzie widoczna w nacięciu brzusznym.Następnie należy użyć kleszczyków hemostatycznych, aby uchwycić nierozszerzony koniec cewki i powoli wycofać kleszczyki, wyciągając koniec rurki przez nacięcie z tyłu szyi i ustawiając rozszerzony koniec cewki tak, aby znajdował się bezpośrednio nad kopułą pęcherza. Pęcherz należy ustabilizować, stosując niewielki zwój tkaniny beztkaninowej. Na szczycie kopuły pęcherza należy założyć luźno zawiązany, niewchłanialny szew monofilamentowy 6-O.Używając niedominującej ręki oraz zakrzywionej mikropincety Dumont nr 7, chwyć kopułę pęcherza i za pomocą igły 21G w dominującej ręce wykonaj cystotomię w wierzchołku kopuły. Delikatnie zbadaj miejsce cystotomii zamkniętą parą zakrzywionych mikropincet nr 5, aby upewnić się, że cewnik może swobodnie przejść przez otwór, a następnie wprowadź rozszerzony koniec cewnika pe10 do pęcherza, dociskając rozszerzenie do szyjki pęcherza, aby nie wysunęło się podczas zabezpieczania. Umieszczając wiązanie monofilamentowe przed rurką, zaciśnij szew 6-O wokół kopuły pęcherza i rurki tak wysoko, jak to możliwe, aby uniknąć sztucznego zmniejszenia pojemności pęcherza.Alternatywnie można nałożyć luźny szew purse-string na kopułę pęcherza moczowego, wykonać cystotomię w sposób zaprezentowany przed chwilą i wprowadzić rozszerzony koniec cewnika w miejsce nakłucia. Następnie zawiązać szew wokół kopuły i rurki, analogicznie do zaprezentowanego szwu płaskiego. W obu przypadkach należy zadbać o stabilne zamocowanie rurki, unikając przy tym rozległego uszkodzenia ściany pęcherza.Jeśli pobrano zbyt dużo tkanki, pojemność pęcherza zostanie zmniejszona. Jeśli pobrano zbyt mało, połączenie będzie nieszczelne. Aby sprawdzić szczelność i położenie rurki w pęcherzu, należy podłączyć strzykawkę insulinową o pojemności 0,5 ml z igłą 30G do dystalnego końca rurki i powoli napełniać pęcherz 0,1 do 0,2 ml 0,9% NaCl, aż w ujściu cewki moczowej pojawi się kropla.Jeśli uszczelnienie jest niepełne, owiń końce szwów wokół pęcherza i zawiąż je ponownie. Następnie opróżnij pęcherz poprzez aspirację. Jeśli w okolicy kopuły nie wystąpią wycieki, unieruchom pęcherz za pomocą zakrzywionej mikropincety i delikatnie pociągnij za rurkę, aż rozszerzenie oprze się o wewnętrzną stronę kopuły pęcherza.Ponownie sprawdź szczelność, stosując wcześniej opisaną metodę. Przytnij końce szwu, usuń zwiniętą tkankę i przywróć pęcherz do jego normalnego położenia. Następnie użyj szwu ciągłego 6-O, aby zamknąć ścianę brzuszną w dwóch warstwach.Następnie delikatnie obróć zwierzę na brzuch. Wprowadź podskórną część metalowej kotwicy do nacięcia międzyłopatkowego i za pomocą nici monofilamentowej 6-O przymocuj rurkę oraz kotwicę szwem materacowym pionowym. Upewnij się, że nad i pod skórą pozostała bańka kleju, aby zapobiec wysunięciu się rurki, a następnie odetnij rurkę około dwóch centymetrów powyżej poziomu skóry.Następnie ostrożnie wprowadź korek o rozmiarze 30 G do końca rurki, aby zapobiec wyciekowi moczu. Przed wykonaniem pomiaru użyj drenu PE50, aby połączyć pompę infuzyjną, przetwornik ciśnienia oraz obrotkę o rozmiarze 22 G. Następnie umieść zanestetyzowane zwierzę doświadczalne w pozycji brzusznej i usuń korek o rozmiarze 30 G.Połącz uwięź z kotwicą, wsuń cewnik pęcherza do końca rurki pe50 i użyj kleju na gorąco, aby utworzyć wodoszczelną uszczelkę. Umieść mysz na drucianej podłodze i rozpocznij rejestrację.Następnie, gdy zwierzę wybudzi się z narkozy, a ciśnienie w pęcherzu się ustabilizuje, należy rozpocząć infuzję 0,9% sodium chloride z prędkością 0,6 milliliters per hour. Typowo, w drugim dniu po wprowadzeniu cewnika, rozwija się silny obrzęk podśluzówkowy zajmujący połowę przekroju poprzecznego pęcherza, co prowadzi do niedrożności światła. W piątym dniu obrzęk całkowicie ustępuje, pozostawiając obszary podśluzówkowe nacieknięte komórkami zapalnymi, które częściowo naciekły warstwę mięśniową.Największy stopień obrzęku tkanki zaobserwowany w drugim i trzecim dniu koreluje z odpowiadającymi mu zaburzeniami mikcji, przy czym zwierzęta wykazują w tych punktach czasowych znacząco upośledzoną funkcję pęcherza. Zgodnie z danymi histologicznymi, częstotliwość mikcji normalizuje się do piątego dnia po operacji. Ciśnienie wewnątrz pęcherza u budzącego się, swobodnie poruszającego się zwierzęcia przy minimalnych artefaktach ruchowych charakteryzuje się ciśnieniem bazowym od 10 do 15 cm H₂O, które może pozostać niezmienione lub stopniowo wzrosnąć o nie więcej niż 10 cm H₂O podczas cyklu napełniania.Następnie należy zastosować gwałtowny, pulsacyjny wzrost i spadek ciśnienia podczas opróżniania. Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, procedura może zostać ukończona w ciągu 30 minut. Podczas przeprowadzania tej procedury ważne jest, aby zminimalizować uszkodzenia pęcherza w celu zachowania fizjologii tkanki.Po przeprowadzeniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak cystometria z napełnianiem jednocyklowym, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące funkcjonalnej pojemności pęcherza. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać wystarczającą wiedzę na temat mikrochirurgicznej implantacji rurki do pęcherza moczowego oraz wykorzystania cystometrii napełnianiem u zwierząt w stanie czuwania do oceny funkcji dolnych dróg moczowych u myszy.

evaluating-procedure-for-performing-awake-cystometry-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Cystometria jest wydajną techniką pomiaru funkcji pęcherza moczowego u małych zwierząt in vivo. Do pęcherza prowadzona jest ciągła infuzja z szybkością kontrolowaną poprzez cewnik wewnątrz pęcherza, podczas gdy cewka moczowa pozostaje wolna, aby umożliwić mikcję. Pozwala to na wielokrotne napełnianie i opróżnianie pęcherza, przy jednoczesnym rejestrowaniu ciśnienia wewnątrz pęcherza oraz objętości wydalonego moczu.

Zastosowanie cystometrii u małych gryzoni: badanie chemosensytywności pęcherza moczowego

Etapy chirurgiczne powiększenia pęcherza moczowego opisano z wykorzystaniem rusztowań 3-D w modelach mysich i szczurzych. W celu przetestowania skuteczności konfiguracji biomateriałów do zastosowania w powiększeniu pęcherza przedstawiono techniki cystometrii przeprowadzanej zarówno u zwierząt w stanie czuwania, jak i znieczulonych.

Ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni

W tym filmie opisujemy procedurę opartą na cewniku, która ma na celu opróżnienie i przepłukanie pęcherza moczowego modelu myszy. Tak przygotowana mysz może być następnie wykorzystana do dalszych procedur eksperymentalnych.

Wyczerpanie moczu i płukanie pęcherza moczowego w modelu mysim: procedura oparta na cewniku do opróżniania i mycia mysiego pęcherza moczowego

Ten film demonstruje technikę oceny przeciwnowotworowej aktywności białka aktywującego neutrofile Helicobacter pylori (HP-NAP) w modelu raka pęcherza moczowego u myszy. HP-NAP oddziałuje z neutrofilami nowotworowymi w celu wytworzenia cytokin prozapalnych, indukując różnicowanie naiwnych limfocytów T w fenotypy limfocytów T pomocniczych typu 1 (Th1) i cytotoksycznych (Tc1) typu 1. Komórki Th1 i Tc1 wydzielają interferon-gamma, hamując angiogenezę guza i promując niszczenie guza za pośrednictwem...

Ocena skuteczności przeciwnowotworowej bakteryjnego białka immunomodulującego w modelu mysim

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się częściowo bólem miednicy. W celu zbadania udziału układu nerwowego w tym stanie, stosuje się fizjologiczny model bólu pęcherza moczowego u myszy i szczurów.

Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Zdolność do modelowania infekcji dróg moczowych (ZUM) jest kluczowa, aby móc zrozumieć patogenezę bakterii i zapoczątkować rozwój nowych terapii. Celem tej pracy jest zademonstrowanie mysich modeli eksperymentalnego ZUM i ZUM związanego z cewnikiem, które podsumowują i przewidują wyniki obserwowane u ludzi.

Ustalenie i charakterystyka UTI i CAUTI w modelu mysim

Ten protokół opisuje powstawanie mysich ortotopowych guzów pęcherza moczowego u samic myszy C57BL/6J oraz monitorowanie wzrostu guza.

Mysi ortotopowy model guza pęcherza moczowego i system wykrywania guzów

Ten protokół po pierwsze opisuje procedurę chirurgiczną polegającą na stałym wszczepieniu cewnika do pęcherza moczowego w połączeniu z zewnętrznymi elektrodami zwieracza cewki moczowej, a po drugie, pomiar funkcji pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u wszczepionych obudzonych zwierząt.

Pomiary cystometryczne i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych szczurów z wszczepionym cewnikiem i elektrodami umożliwiającymi wielokrotne pomiary

Ten protokół opisuje procedurę pomiaru stężenia ATP w świetle pęcherza moczowego u znieczulonego gryzonia.

In vivo (in vivo) Pomiar luminalny wywołanego rozdęciem urotelialnego uwalniania ATP u gryzoni

Ten protokół zawiera przewodnik do impregnacji skóry cyjanoakrylem, aby zapobiec wchłanianiu moczu przez sierść i skórę. Zawiera instrukcję nakładania kleju na skórę, wszczepiania cewnika do pęcherza moczowego oraz elektrody do cystometrii i zapisy elektromiografii zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych myszy.

Optymalizacja technik urodynamicznych myszy w celu zwiększenia dokładności

Poznaj mikrochirurgiczną metodę implantacji cewnika do pęcherza moczowego u myszy w stanie czuwania. Ta technika umożliwia standaryzację cystometrii i uzyskiwanie powtarzalnych danych eksperymentalnych w badaniach funkcji dolnych dróg moczowych.

Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

Przeglądaj więcej filmów