Name: Wykorzystanie urządzenia mikroprzepływowego do stymulacji mechanicznej i obrazowania C. elegans w wysokiej rozdzielczości (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 39 s
Description: Poznaj metodę stymulacji mechanicznej i obrazowania neuronów C. elegans za pomocą mikroprzepływowego układu pułapkowego. Technika umożliwia nieinwazyjną imobilizację nicieni i precyzyjną analizę odpowiedzi neuronalnych na bodźce mechaniczne w wysokiej rozdzielczości.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Sandrze N. Manosalvas-Kjono, Purim Ladpli, Farah Memon, Divyi Gopisetty i Veronice Sanchez za wsparcie w projektowaniu urządzeń i generowaniu zmutowanych zwierząt. Badania te były wspierane przez granty NIH R01EB006745 (dla BLP), R01NS092099 (dla MBG), K99NS089942 (dla MK), F31NS100318 (dla ALN) i otrzymały finansowanie od Europejskiej Rady ds. Badań Naukowych (ERC) w ramach programu Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 (umowa grantowa nr 715243 do MK).

<ol><li>Eastwood, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+mechanics+govern+the+rapidly+adapting+and+symmetrical+response+to+touch%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Tissue mechanics govern the rapidly adapting and symmetrical response to touch.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 15 (50), E6955-E6963 (2015).</li>
<li>Katta, S., Krieg, M., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeling+Force%3A+Physical+and+Physiological+Principles+Enabling+Sensory+Mechanotransduction%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Feeling Force: Physical and Physiological Principles Enabling Sensory Mechanotransduction.</a> Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 31, 347-371 (2015).</li>
<li>Krieg, M., Dunn, A. R., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+systems+biology+of+C.+elegans+touch+sensation%5BTitle%5D)+AND+%22BioEssays%22%5BJournal%5D)">Mechanical systems biology of C. elegans touch sensation.</a> BioEssays. 37 (3), 335-344 (2015).</li>
<li>Krieg, M., Dunn, A. R., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+control+of+the+sense+of+touch+by+%CE%B2-spectrin%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanical control of the sense of touch by β-spectrin.</a> Nat. Cell Biol. 16 (3), 224-233 (2014).</li>
<li>Krieg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensile+forces+govern+germ-layer+organization+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Tensile forces govern germ-layer organization in zebrafish.</a> Nat Cell Biol. 10 (4), 429-436 (2008).</li>
<li>Gaub, B. M., Müller, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+stimulation+of+Piezo1+receptors+depends+on+extracellular+matrix+proteins+and+directionality+of+force%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Mechanical stimulation of Piezo1 receptors depends on extracellular matrix proteins and directionality of force.</a> Nano Lett. 17 (3), 2064-2072 (2017).</li>
<li>Geffeney, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DEG%2FENaC+but+not+TRP+channels+are+the+major+mechanoelectrical+transduction+channels+in+a+c.+Elegans+nociceptor%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">DEG/ENaC but not TRP channels are the major mechanoelectrical transduction channels in a c. Elegans nociceptor.</a> Neuron. 71 (5), 845-857 (2011).</li>
<li>O'Hagan, R., Chalfie, M., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+MEC-4+DEG%2FENaC+channel+of+Caenorhabditis+elegans+touch+receptor+neurons+transduces+mechanical+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The MEC-4 DEG/ENaC channel of Caenorhabditis elegans touch receptor neurons transduces mechanical signals.</a> Nat. Neurosci. 8 (1), 43-50 (2005).</li>
<li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Imaging+of+C.+elegans+Mechanosensory+Neurons+Demonstrates+a+Specific+Role+for+the+MEC-4+Channel+in+the+Process+of+Gentle+Touch+Sensation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In Vivo Imaging of C. elegans Mechanosensory Neurons Demonstrates a Specific Role for the MEC-4 Channel in the Process of Gentle Touch Sensation.</a> Neuron. 39 (6), 1005-1017 (2003).</li>
<li>Kopito, R. B., Levine, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Durable+spatiotemporal+surveillance+of+Caenorhabditis+elegans+response+to+environmental+cues%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Durable spatiotemporal surveillance of Caenorhabditis elegans response to environmental cues.</a> Lab Chip. 14 (4), 764-770 (2014).</li>
<li>Chokshi, T. V., Ben-Yakar, A., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CO2+and+compressive+immobilization+of+C.+elegans+on-chip%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">CO2 and compressive immobilization of C. elegans on-chip.</a> Lab Chip. 9 (1), 151(2009).</li>
<li>Hulme, S. E., Shevkoplyas, S. S., McGuigan, A. P., Apfeld, J., Fontana, W., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lifespan-on-a-chip%3A+microfluidic+chambers+for+performing+lifelong+observation+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Lifespan-on-a-chip: microfluidic chambers for performing lifelong observation of C. elegans.</a> Lab Chip. 10 (5), 589-597 (2010).</li>
<li>Li, S., Stone, H. a, Murphy, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+device+and+automatic+counting+system+for+the+study+of+C.+elegans+reproductive+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">A microfluidic device and automatic counting system for the study of C. elegans reproductive aging.</a> Lab Chip. 15 (2), 524-531 (2015).</li>
<li>Chokshi, T. V., Bazopoulou, D., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+automated+microfluidic+platform+for+calcium+imaging+of+chemosensory+neurons+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">An automated microfluidic platform for calcium imaging of chemosensory neurons in Caenorhabditis elegans.</a> Lab Chip. 10 (20), 2758-2763 (2010).</li>
<li>Mishra, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+microfluidics+chips+for+live+imaging+and+study+of+injury+responses+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in Drosophila larvae.</a> J. Vis. Exp. , e50998(2014).</li>
<li>Chronis, N., Zimmer, M., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+for+in+vivo+imaging+of+neuronal+and+behavioral+activity+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Methods. 4 (9), 727-731 (2007).</li>
<li>Krajniak, J., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+high-resolution+imaging+and+culture+of+C.+elegans+in+chip-gel+hybrid+microfluidic+device+for+developmental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Long-term high-resolution imaging and culture of C. elegans in chip-gel hybrid microfluidic device for developmental studies.</a> Lab Chip. 10 (14), 1862-1868 (2010).</li>
<li>Vasquez, V., Krieg, M., Lockhead, D., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phospholipids+that+Contain+Polyunsaturated+Fatty+Acids+Enhance+Neuronal+Cell+Mechanics+and+Touch+Sensation%5BTitle%5D)+AND+%22CellReports%22%5BJournal%5D)">Phospholipids that Contain Polyunsaturated Fatty Acids Enhance Neuronal Cell Mechanics and Touch Sensation.</a> CellReports. 6 (1), 70-80 (2013).</li>
<li>Krieg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+defects+in+%CE%B2-spectrin+and+tau+sensitize+C.+elegans+axons+to+movement-induced+damage+via+torque-tension+coupling%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Genetic defects in β-spectrin and tau sensitize C. elegans axons to movement-induced damage via torque-tension coupling.</a> Elife. 6 (2010), e20172(2017).</li>
<li>Arnadóttir, J., O'Hagan, R., Chen, Y., Goodman, M. B., Chalfie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+DEG%2FENaC+protein+MEC-10+regulates+the+transduction+channel+complex+in+Caenorhabditis+elegans+touch+receptor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The DEG/ENaC protein MEC-10 regulates the transduction channel complex in Caenorhabditis elegans touch receptor neurons.</a> J. Neurosci. 31 (35), 12695-12704 (2011).</li>
<li>Lockhead, D., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5170555/">The tubulin repertoire of Caenorhabditis elegans sensory neurons and its context-dependent role in process outgrowth.</a> Mol. Biol. Cell. 27 (23), 3717-3728 (2016).</li>
<li>Goodman, M. B., Ernstrom, G. G., Chelur, D. S., O'hagan, R., Yao, C. A., Chalfie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MEC-2+regulates+C.+elegans+DEG%2FENaC+channels+needed+for+mechanosensation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">MEC-2 regulates C. elegans DEG/ENaC channels needed for mechanosensation.</a> Nature. 415 (6875), 1039-1042 (2002).</li>
<li>Nekimken, A., Fehlauer, H., Kim, A., Goodman, M., Pruitt, B. L., Krieg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pneumatic+stimulation+of+C.+elegans+mechanoreceptor+neurons+in+a+microfluidic+trap%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Pneumatic stimulation of C. elegans mechanoreceptor neurons in a microfluidic trap.</a> Lab Chip. , (2017).</li>
<li>Brower, K., White, A. K., Fordyce, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-step+Variable+Height+Photolithography+for+Valved+Multilayer+Microfluidic+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices.</a> J. Vis. Exp. (119), e55276(2017).</li>
<li>Jenkins, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+prototyping+of+PDMS+devices+using+SU-8+lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Rapid prototyping of PDMS devices using SU-8 lithography.</a> Methods Mol. Biol. 949 (1), 153-168 (2013).</li>
<li>Faustino, V., Catarino, S. O., Lima, R., Minas, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomedical+microfluidic+devices+by+using+low-cost+fabrication+techniques%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomech%22%5BJournal%5D)">Biomedical microfluidic devices by using low-cost fabrication techniques: A review.</a> J. Biomech. 49 (11), 2280-2292 (2016).</li>
<li>Xia, Y., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="https://www.fkit.unizg.hr/_download/repository/Soft_litography_Whitesides_Review__aciee98.pdf">SOFT LITHOGRAPHY.</a> Annu. Rev. Mater. Sci. 28 (1), 153-184 (1998).</li>
<li>Chen, T. -W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li>
<li>Cho, Y., Porto, D., Hwang, H., Grundy, L., Schafer, W. R., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+and+controlled+mechanical+stimulation+and+functional+imaging+in+vivo+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Automated and controlled mechanical stimulation and functional imaging in vivo in C. elegans.</a> Lab Chip. , (2017).</li>
<li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biol. 6 (8), 1715-1729 (2008).</li>
<li>Porta-de-la-Riva, M., Fontrodona, L., Villanueva, A., Cerón, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+Caenorhabditis+elegans+methods%3A+synchronization+and+observation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Basic Caenorhabditis elegans methods: synchronization and observation.</a> J. Vis. Exp. (64), e4019(2012).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Cho, Y., Porto, D. A., Hwang, H., Grundy, L. J. <a target="_blank" href="http://www.biorxiv.org/content/early/2017/02/10/107318">High-Throughput Controlled Mechanical Stimulation and Functional Imaging In Vivo.</a> BiorXiv. , (2017).</li>
<li>Petzold, B. C., Park, S. -J., Mazzochette, E. A., Goodman, M. B., Pruitt, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MEMS-based+force-clamp+analysis+of+the+role+of+body+stiffness+in+C.+elegans+touch+sensation%5BTitle%5D)+AND+%22Integr.+Biol.+%28Camb%29%22%5BJournal%5D)">MEMS-based force-clamp analysis of the role of body stiffness in C. elegans touch sensation.</a> Integr. Biol. (Camb). 5 (6), 853-864 (2013).</li>
<li>Nekimken, A. L., Mazzochette, E. A., Goodman, M. B., Pruitt, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forces+applied+during+classical+touch+assays+for+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Forces applied during classical touch assays for Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 12 (5), e0178080(2017).</li>
<li>Chronis, N., Zimmer, M., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+for+in+vivo+imaging+of+neuronal+and+behavioral+activity+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Methods. 4 (9), 727-731 (2007).</li>
<li>Gilleland, C. L., Rohde, C. B., Zeng, F., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+immobilization+of+physiologically+active+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Microfluidic immobilization of physiologically active Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Protoc. 5 (12), 1888-1902 (2010).</li>
<li>Chuang, H. -S., Raizen, D. M., Lamb, A., Dabbish, N., Bau, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dielectrophoresis+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Dielectrophoresis of Caenorhabditis elegans.</a> Lab Chip. 11 (4), 599(2011).</li>
<li>Christensen, A. M., Chang-Yen, D. A., Gale, B. K. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0960-1317/15/5/005">Characterization of interconnects used in PDMS microfluidic systems.</a> J. Micromechanics Microengineering. 15 (5), 928-934 (2005).</li>
<li>Gilpin, W., Uppaluri, S., Brangwynne, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Worms+under+Pressure%3A+Bulk+Mechanical+Properties+of+C.+elegans+Are+Independent+of+the+Cuticle%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Worms under Pressure: Bulk Mechanical Properties of C. elegans Are Independent of the Cuticle.</a> Biophys. J. 108 (8), 1887-1898 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten demonstruje metodę dostarczania precyzyjnej stymulacji mechanicznej do skóry glisty uwięzionej w chipie mikroprzepływowym. Ma on na celu ułatwienie integracji bodźców fizycznych w celu udzielenia odpowiedzi na pytania biologiczne i ma na celu usprawnienie badań mechanobiologicznych w laboratoriach biologicznych. Metoda ta rozszerza wcześniejsze testy w celu oceny funkcji neuronów mechanosensorycznych u C. elegans. Poprzednie techniki ilościowe i półilościowe mierzyły siły <su...

Zmysł dotyku dostarcza zwierzętom kluczowych informacji o ich otoczeniu. W zależności od przyłożonej siły, dotyk jest postrzegany jako nieszkodliwy, przyjemny lub bolesny. Deformacja tkanki pod wpływem dotyku jest wykrywana przez wyspecjalizowane komórki mechanoreceptorowe osadzone w skórze, które wyrażają białka receptorowe, najczęściej kanały jonowe. Kroki łączące percepcję siły z aktywacją kanałów jonowych podczas dotyku i bólu nie są w pełni zrozumiałe. Jeszcze mniej wiadomo o tym, w jaki sposób tkanka skórna filtruje deformacje mechaniczne i czy mechanoreceptory wykrywają zmiany w odkształceniu lub stresie1,2,3. Ta luka w zrozumieniu wynika po części z braku odpowiednich narzędzi do stosowania precyzyjnych stymulacji mechanicznych na powierzchni skóry żywego zwierzęcia przy jednoczesnej obserwacji reakcji na poziomie komórkowym. Podczas gdy mikroskopia sił atomowych była szeroko stosowana do przykładania i mierzenia sił w izolowanych komórkach4,5, a także do aktywacji receptorów Piezo1 w żywych komórkach6, podobne eksperymenty z użyciem żywych zwierząt, zwłaszcza C. elegans, były notorycznie trudne ze względu na wewnętrzną mobilność obiektu. To wyzwanie jest tradycyjnie obchodzone poprzez użycie kleju cyjanoakrylowego klasy weterynaryjnej lub chirurgicznej do unieruchamiania poszczególnych zwierząt na podkładkach agarowych1,7,8,9. To podejście było produktywne, ale ma ograniczenia związane z umiejętnościami wymaganymi do unieruchomienia przez klejenie i miękką powierzchnią agaru w zakresie podatności mechanicznej. Strategia mikrofluidyczna jest komplementarną alternatywą, która pozwala uniknąć niektórych komplikacji związanych z klejeniem.
Nicień C. elegans to genetyczny organizm modelowy z całkowicie zmapowanym układem nerwowym, który, ze względu na rozmiar zwierzęcia, dobrze pasuje do technologii mikrofluidycznej. Urządzenia oparte na mikrofluidyce mają tę zaletę, że niezwykle ruchliwe zwierzęta mogą być skrępowane podczas wykonywania obrazowania w wysokiej rozdzielczości i dostarczania odpowiednich bodźców neuromodulacyjnych. Za pomocą technologii mikroprzepływowych żywe zwierzęta mogą być unieruchomione bez szkody10,11, umożliwiając monitorowanie aktywności behawioralnej przez całe życie12,13 i obrazowanie aktywności neuronalnej w wysokiej rozdzielczości14,15,16,17. Co więcej, wiele neuronów mechanoreceptorowych potrzebnych do zmysłu dotyku i bólu można scharakteryzować na podstawie ich fizjologicznych1,8, mechanical4,18,19, oraz poziom molekularny20,21,22.
C. elegans wyczuwa delikatne bodźce mechaniczne na ścianie swojego ciała za pomocą sześciu TRN, z których trzy unerwiają przednią część zwierzęcia (ALML/R i AVM), a trzy z nich unerwiają tylną część zwierzęcia (PLML/R i PVM). Cząsteczki kanału jonowego potrzebne do przekształcenia przyłożonej siły w sygnał biochemiczny zostały szeroko zbadane w TRNs8. W tym artykule przedstawiono platformę mikroprzepływową23, która umożliwia naukowcom przyłożenie precyzyjnych sił mechanicznych do skóry unieruchomionej glisty C. elegans, jednocześnie odczytując deformację jej wewnętrznych tkanek za pomocą obrazowania optycznego. Oprócz prezentowania dobrze zdefiniowanych bodźców mechanicznych, przejściowe stany wapnia mogą być rejestrowane w neuronach mechanoreceptorowych z rozdzielczością subkomórkową i skorelowane z cechami morfologicznymi i anatomicznymi. Urządzenie składa się z centralnego kanału pułapkowego, który utrzymuje pojedyncze zwierzę i prezentuje jego skórę obok sześciu pneumatycznych kanałów uruchamiających (<silna klasa="xfig">Rysunek 1 i <silna klasa="xfig">Rysunek 2). Sześć kanałów jest rozmieszczonych wzdłuż kanału pułapkowego, aby dostarczać bodźce mechaniczne do każdego z sześciu TRN robaka. Kanały te są oddzielone od komory pułapkowej cienkimi membranami PDMS, które mogą być napędzane przez zewnętrzne źródło ciśnienia powietrza (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1). Skalibrowaliśmy ugięcie w odniesieniu do ciśnienia i przedstawiliśmy pomiary w tym artykule. Każdy siłownik może być adresowany indywidualnie i używany do stymulacji wybranego mechanoreceptora. Ciśnienie jest dostarczane za pomocą pompy ciśnieniowej z napędem piezoelektrycznym, ale można zastosować dowolne urządzenie alternatywne. Pokazujemy, że protokół ciśnienia może być wykorzystany do aktywacji TRN in vivo i zademonstrowania urządzeń operacyjnych odpowiednich do dostarczania bodźców mechanicznych dorosłym C. elegans, ładowania dorosłych zwierząt do urządzeń, wykonywania eksperymentów obrazowania wapnia i analizowania wyników. Produkcja urządzenia składa się z dwóch głównych etapów: 1) fotolitografii w celu wykonania formy z SU-8; oraz 2) formowanie PDMS w celu wykonania urządzenia. Dla zwięzłości i jasności czytelnicy są odsyłani do wcześniej opublikowanych artykułów i protokołów24,25 w celu uzyskania instrukcji dotyczących produkcji form i urządzeń.

<table><tbody><tr><td>Maska Chrome</td><td>Compugraphics (http://www.compugraphics-photomasks.com/)</td><td></td><td>5'', zaprojektowana w AutoCAD (Autodesk, Inc.)</td></tr><tr><td>Chromowana</td><td>maska Mitani-Micronics (http://www.mitani-micro.co.jp/en/)</td><td></td><td>5'', zaprojektowana w AutoCAD (Autodesk, Inc.)</td></tr><tr><td>Chromowana</td><td>maska Kuroda-Electric (http://www.kuroda-electric.eu/</td><td></td> <td>5'', zaprojektowana w AutoCAD (Autodesk, Inc.)</td></tr><tr><td>4-calowy wafel krzemowy (test B)</td><td>Stanford Nanofabrication Facility</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002</td><td>MicroChem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050</td><td>MicroChem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spin-coater</td><td>Laurell Technologies</td><td>WS-400BZ-6NPP/LITE</td><td></td></tr><tr><td>Zegar ekspozycji</td><td>Optical Associates, Inc</td><td>OAI 150</td><td></td></tr><tr><td>Kontroler</td> <td>oświetleniaOptical Associates, Inc</td><td>2105C2</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 deweloper</td><td>MicroChem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A426F-1GAL</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Fisher Scientific</td><td>A18-4</td><td></td></tr><tr><td>Trichloromethylsilane (TCMS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>92361-500ML</td><td>Uwaga: TCMS jest toksyczny i reaguje na wodę</td></tr><tr><td>Zestaw elastomerów Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td></td><td>PDMS prepolimer</td></tr><tr><td>Dziurkacz do biopsji, 1 mm</td><td>VWR</td><td>95039-090</td><td></td></tr><tr><td>Plazma tlenowa Asher</td><td>Branson/IPC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Małe metalowe rurki (0,635 mm średnica zewnętrzna, 0,4318 mm średnica wewnętrzna, długość 12,7 mm); rozmiar miernika 23TW</td><td>New England Small Tube Corporation</td><td>NE-1300-01</td><td></td></tr><tr><td>Filtr strzykawkowy Nalgene, 0,22 &mu; m</td><td>Thermo Scientific</td><td>725-2520</td><td>do filtrowania całego roztworu, małe cząsteczki zatkałyby chip</td></tr><tr><td>Rurka polietylenowa; 0,9652 mm średnicy zewnętrznej, 0,5842 mm średnicy wewnętrznej</td> Strzykawka <td>Solomon Scientific</td><td>BPE-T50</td><td></td></tr><tr><td>, 1 ml Strzykawka</td> BD <td>Scientific</td><td>309628</td><td>do wychwytywania i uwalniania robaków</td></tr><tr><td>, 20 ml</td><td>309661 BD Scientific</td><td></td><td>do przepływu grawitacyjnego</td></tr><tr><td>Gilson Minipuls 3, perystaltyczny pompa</td><td>Gilson</td><td></td><td>do zasysania roztworów i ślimaków z chipa</td></tr><tr><td>Mikroprzepływowy regulator przepływu, wyposażony w 0&ndash; Kanał ciśnieniowy 800 kPa</td><td>Dostarczanie ciśnienia</td><td>Elveflow</td><td>OB1 MK3</td></tr><tr><td>Wodoodporna, przezroczysta rurka poliuretanowa, 4 mm ID i 6 mm OD</td><td>McMaster-Carr</td><td>5195 T52</td><td>Przyłącze od powietrza domowego do pompy ciśnieniowej</td></tr><tr><td>Wodoodporna przezroczysta rurka poliuretanowa, średnica wewnętrzna 2,6 mm i średnica zewnętrzna 4 mm</td><td>McMaster-Carr</td><td>5195 T51</td><td>podłącz pompę ciśnieniową do małej rurki</td></tr><tr><td>Złączka rurkowa Push-to-Connect do powietrza</td><td>McMaster-Carr</td><td>5111K468</td><td>konwerter calowy</td></tr><tr><td>Łącznik prosty do 6 mm & czas; 1/4&Prime; Rura zewnętrzna</td><td>McMaster-Carr</td><td>5779 K258</td><td></td></tr><tr><td>System mikroskopowy Leica DMI 4000 B</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>63&times;/1.32 NA HCX PL APO obiektyw olejowy</td><td>Leica</td><td>506081</td><td></td></tr><tr><td>Hamamatsu Orca-Flash 4.0LT aparat cyfrowy CMOS</td><td>Hamamatsu</td><td>C11440-42U</td><td></td></tr><tr><td>Lumencor Silnik świetlny Spectra X</td><td>Lumencor</td><td></td><td>Z cyjanem i zielono-żółtym źródłem światła</td></tr><tr><td>Rozdzielacz wiązki wzbudzenia</td><td>Chroma</td><td>59022bs</td><td>w mikroskopie</td></tr><tr><td>Hamamatsu W-view Gemini Optyka rozdzielająca obraz</td><td>Hamamatsu</td><td>A12801-01</td><td>do podziału emisji zielonej i czerwonej i rzutowania ich na różne obszary na chipie kamery</td></tr><tr><td>Rozdzielacz wiązki emisyjnej</td><td>Chroma</td><td>T570lpxr</td><td>w rozdzielaczu obrazu</td></tr><tr><td>Filtry emisyjne GCamp6s</td><td>Chroma</td><td>ET525/50m</td><td>w rozdzielaczu obrazu</td></tr><tr><td>Filtry emisyjne mCherry</td><td>Chroma</td><td>ET632/60m</td><td>w rozdzielaczu obrazu</td></tr></tbody></table>

wykorzystanie urządzenia mikroprzepływowego do stymulacji mechanicznej i obrazowania c. elegans w wysokiej rozdzielczości

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

Jednym z głównych celów mechanobiologii jest zrozumienie wzajemnego wpływu stresu mechanicznego na białka i komórki. Pomimo swojego znaczenia, wpływ stresu mechanicznego na funkcjonowanie komórek jest nadal słabo poznany. Luka w wiedzy wynika po części z tego, że niewiele narzędzi umożliwia jednoczesną deformację tkanek i komórek, obrazowanie aktywności komórkowej u żywych zwierząt oraz skuteczne ograniczanie ruchliwości w organizmach modelowych, które w przeciwnym razie byłyby wysoce mobilne, takie jak nicienie Caenorhabditis elegans. Niewielkie rozmiary C. elegans sprawiają, że doskonale pasują do urządzeń badawczych opartych na mikrofluidyce, a rozwiązania do immobilizacji zostały zaprezentowane przy użyciu urządzeń mikroprzepływowych. Chociaż urządzenia te pozwalają na obrazowanie w wysokiej rozdzielczości, zwierzę jest całkowicie zamknięte w polidimetylosiloksanach (PDMS) i szkle, co ogranicza fizyczny dostęp do dostarczania siły mechanicznej lub zapisów elektrofizjologicznych. Niedawno stworzyliśmy urządzenie, które integruje siłowniki pneumatyczne z konstrukcją pułapki, która jest kompatybilna z mikroskopią fluorescencyjną o wysokiej rozdzielczości. Kanał uruchamiający jest oddzielony od kanału wychwytywania ślimaków cienką membraną PDMS. Membrana ta jest odchylana w bok ślimaka poprzez wywieranie nacisku z zewnętrznego źródła. Urządzenie może celować w poszczególne neurony wrażliwe mechanicznie. Aktywacja tych neuronów jest obrazowana w wysokiej rozdzielczości za pomocą genetycznie kodowanych wskaźników wapnia. W artykule przedstawiono ogólną metodę z wykorzystaniem szczepów C. elegans wykazujących ekspresję wskaźnika aktywności wrażliwej na wapń (GCaMP6s) w neuronach receptora dotyku (TRN). Metoda ta nie ogranicza się jednak do TRN ani do czujników wapnia jako sondy, ale może być rozszerzona na inne mechanicznie wrażliwe ogniwa lub czujniki.

Litografia SU-8 i bondowanie chipa 
Protokół litografii i formowania w PDMS przebiega zgodnie ze standardowymi procedurami. Szczegóły można znaleźć w innych źródłach23,24,25,26. Po utwardzeniu PDMS powinien bez problemu oddzielić się od wafla. Jeśli elementy z SU-8 odrywają się podczas oddzielania PDMS, oznacza to, że warstwa adhezyjna SU-8 l...

Nowe narzędzia do badań mechanobiologii są potrzebne, aby zrozumieć, jak stres mechaniczny aktywuje szlaki biochemiczne i wywołuje reakcje biologiczne. W tym artykule prezentujemy nową metodę selektywnej stymulacji mechanicznej unieruchomionych zwierząt za pomocą pułapki mikroprzepływowej, umożliwiającej obrazowanie odpowiedzi komórkowych w wysokiej rozdzielczości.

Wykorzystanie urządzenia mikroprzepływowego do stymulacji mechanicznej i obrazowania C. elegans w wysokiej rozdzielczości

One central goal of mechanobiology is to understand the reciprocal effect of mechanical stress on proteins and cells. Despite its importance, the ...

Ogólnym celem tej techniki jest zmierzenie, w jaki sposób nicienie i ich neurony reagują na zewnętrzne bodźce mechaniczne za pomocą mikroprzepływowego układu chipowego z siłownikami ciśnieniowymi. Metoda ta może odpowiedzieć na kluczowe pytania z dziedziny mechanobiologii i biologii sensorycznej, takie jak to, jak komórki, tkanki i zwierzęta reagują na stymulację mechaniczną. Główną zaletą tej techniki jest to, że w nieinwazyjny sposób wystarczająco zmniejsza ruchomość robaka, aby umożliwić obrazowanie w wysokiej rozdzielczości, a jednocześnie mieć dostęp do naskórka robaka w celu stymulacji mechanicznej.Metoda ta może być również wykorzystana do badania wpływu wskazówek mechanicznych na rozwój. Może być nawet stosowany do innych układów, takich jak ex vivo eksponsy narządowe lub inne zwierzęta o rozmiarach podobnych do C.Elegans. Skonfiguruj system mikroskopowy do jednoczesnego wzbudzania GCaMP i RFP.Jedną z opcji jest dyskretne źródło światła, które przepuszcza tylko światło błękitne i żółte. Do oglądania użyj obiektywu 10-krotnego i obiektywu o dużym powiększeniu. Wyślij również obraz do komputera za pomocą aparatu cyfrowego.Następnie dołącz kostkę florescencyjną i, jeśli to konieczne, filtr wzbudzenia. Dodaj do sześcianu lustro dichroiczne, które odbija światło cyjanowe i żółte oraz przepuszcza światło zielone i czerwone. Ustaw rozdzielacz wiązki z długoprzepustowym zwierciadłem dichroicznym z odcięciem na 570 nanometrach.Należy również zapewnić filtr pasmowo-przepustowy dla zielonego światła o długości 525 nanometrów i szerokości 50 nanometrów oraz filtr emisji pasmowo-przepustowej dla światła czerwonego o długości 632 nanometrów i szerokości 60 nanometrów. Rzuć obie wiązki na pole widzenia kamery. Upewnij się, że zielona część jest wyświetlana na górnej połowie ekranu, a czerwona na dole.Zawsze używaj chipów mikroprzepływowych, które mają mniej niż jeden miesiąc. W celu konfiguracji najpierw załaduj zbiornik przepływu grawitacyjnego filtrowanym M9. Umieść zbiornik około 60 centymetrów nad chipem i podłącz go do wylotu chipa. Następnie podłącz drugi wylot do pojemnika na odpady z dwoma wejściami, a drugie wejście podłącz do pojemnika na odpady do pompy perystaltycznej.Wykonaj wszystkie połączenia za pomocą rurek polietylenowych. Następnie zmontuj interkonektory, 50-milimetrowe długości przewodów z metalowymi łącznikami rurek na obu końcach. Pasuje na wcisk i łączy się na każdym z sześciu palców uruchamiających oraz we wlocie ślimaka.Teraz umieść chip pod optyką. Pamiętaj, aby pozostawić interkonekty podłączone do chipa, ponieważ PDMS szybko się zużyje przy powtarzających się manipulacjach. Istotne jest, aby siłownik PDMS i rurka łącząca chip ze zbiornikiem powietrza były odpowiednio uszczelnione, aby zapewnić dobre chromatyczne uruchamianie membrany.Przed załadowaniem zwierząt sprawdź, czy nie ma utraty ciśnienia w chipie mikroprzepływowym. Zmierz ugięcie membrany, wykonując kilka cykli uruchamiania przy żądanym ciśnieniu. Następnie porównaj wartości ilościowe z przewidywaniami teoretycznymi.Jeśli zmierzone wartości nie są zgodne z oczekiwaniami, sprawdź, czy nie ma wycieków w przewodach lub złączach przewodów. PDMS może mieć również różną elastyczność ze względu na alternatywny stosunek polimeru bazowego i utwardzacza lub masa PD może być stara i nadmiernie usieciowana. Przygotowali C.elegans zsynchronizowane wiekowo z młodymi dorosłymi lub dorosłymi w pierwszym dniu, zgodnie z opisem Porta-de-la-Riva i spółki w ich publikacji Jove z 2012 roku.Teraz wybierz od dwóch do pięciu młodych dorosłych lub jednodniowych hermafrodytów. Wybór zwierząt o odpowiedniej wielkości ma kluczowe znaczenie. Małe zwierzęta nie zostaną uwięzione w kanale, a zbyt duże zwierzęta będą trudne do usunięcia i mogą zatkać urządzenie.Wyciągnij zebrane robaki do kropli przefiltrowanego M9. Następnie wciągnij je do rurki za pomocą jednomililitrowej strzykawki, nie wciągając ich do samego korpusu strzykawki. Następnie podłącz rurkę do interkonektu na wlocie ślimakowym chipa. Następnie aktywuj przepływ grawitacyjny, otwierając zawór do zbiornika i uruchamiając pompę.Teraz obserwuj kanał pułapki przy czterokrotnym powiększeniu i delikatnie wepchnij zwierzęta do urządzenia. Po załadowaniu zwierząt do komory poczekalni, za pomocą tłoka delikatnie przekierować jedno z nich na przód kanału pułapkowego, tak aby jego głowa weszła w zwężający się kształt kanału. Jeśli robak nie wypełnia całego przekroju kanału od nosa do prawie końca ciała, usuń robaka.Wiele razy robaki, które są zbyt małe, przejdą prosto przez chip, nie zostając uwięzionymi. Jeśli zwierzę, które zostało złapane w kanał pułapki, musi zostać usunięte, po prostu naciśnij tłok strzykawki, aż robak zniknie z kanału, a następnie załaduj nowego robaka. Po prawidłowym załadowaniu robaka przełącz się w tryb fluorescencji i zwiększ powiększenie.Aby zapobiec nasyceniu, należy dostosować intensywność wzbudzenia w zależności od intensywności kwitnienia. Sprawdź, czy neuryt interesującego neuronu leży w poprzek membrany jednego z siłowników. Ten siłownik musi być również wysunięty do przodu ciała komórkowego neuronu.Jeśli nie, wyreguluj pozycję zwierzęcia, ciągnąc lub naciskając tłok. Jeśli to nie pomoże, usuń robaka i załaduj nowy. Ponadto, jeśli zdarzy się, że wokół neuronu wystąpi autofluorescencja, wymień robaka.Po prawidłowym załadowaniu robaka skup się na ciele komórki neuronu będącego przedmiotem zainteresowania, a następnie określ, który siłownik znajduje się po przedniej stronie i podłącz ten siłownik do programowalnej pompy ciśnieniowej za pomocą odpowiedniego interkonektora. Jeśli eksperyment wymaga zmierzenia odległości między siłownikiem a neuronem, dopasuj oba do pola widzenia ze ścianą kanału równoległą do górnej i dolnej krawędzi obrazu. Następnie zdefiniuj protokół ciśnienia za pomocą programowalnej pompy ciśnieniowej.Zawsze zaczynaj od zrobienia co najmniej 50 zdjęć w temperaturze zero kilopaskalów, aby zdefiniować linię bazową. Następnie zaprogramuj przebieg bodźca i ciśnienie. Teraz uruchom protokół obrazowania i ciśnienia.Podczas nagrywania interesujący nas neuron musi znajdować się w najjaśniejszym punkcie w obszarze o powierzchni 10 pikseli kwadratowych. Nie może przesunąć się o więcej niż 10 pikseli na dwóch kolejnych obrazach i musi pozostać w polu widzenia. Podczas nagrywania można zaobserwować zmiany intensywności kwitnienia, gdy zmienia się ciśnienie i siłowniki.Wskazuje to na udaną stymulację neuronów. Pomiędzy bodźcami uwzględnij 10 sekund przy stałym ciśnieniu zero kilopaskala. Możliwe jest jednoczesne nagrywanie sygnałów z wielu neuronów w polu widzenia, o ile są one oddalone od siebie o co najmniej 10 pikseli podczas całego nagrania.Aby zachować robaki do dalszych badań, odłącz wyloty chipa w kierunku przepływu grawitacyjnego i pojemnika na odpady. Następnie delikatnie naciśnij tłok, aż cały robak zostanie wepchnięty przez kanał pułapkowy do kanału przepływowego i kontynuuj naciskanie tłoka, aż zwierzę pojawi się w postaci kropli na zewnątrz chipa. Teraz odłączyć strzykawkę od rurki i zassać robaka z kropli na płytkę agarową.Aby usunąć i poświęcić robaka w kanale, naciśnij tłok, aż cały robak zostanie wepchnięty przez kanał pułapkowy i do kanału przepływowego. Następnie robak wypłynie z chipa i trafi do pojemnika na odpady. Po ustawieniu chipa mikroprzepływowego przetestowano ugięcie membrany.Zmierzone wartości były powtarzalne z niewielkimi odchyleniami nieprzekraczającymi jednego mikrona przy ciśnieniu 450 kilopaskalów. Po włożeniu robaków do wlotu chipa, skóra pojedynczego zwierzęcia znajdującego się wewnątrz kanału pułapkowego została zaprezentowana sześciu siłownikom. Dzięki takiej konstrukcji neuron PLM zwykle nie może być całkowicie unieruchomiony, więc może swobodnie poruszać się na boki i w pionie.Chociaż możliwa jest skuteczna aktywacja neuronów PLM, rejestrowanie z nich stanów przejściowych wapnia jest trudne ze względu na ruch ogona. Po umieszczeniu zwierzęcia na miejscu stymulowano za pomocą jednego z sześciu siłowników ustawionych tak, aby dostarczać bodźce mechaniczne do każdego z sześciu TRN. Zaprezentowano jeden z trzech różnych bodźców dwusekundowych.Zatrzymanie na poziomie 275 kilopaskalów, rampa do 275 kilopaskali lub brzęczenie składające się z 75-kilopaskalowego 10-hercowego sinusa nałożonego na 275-kilopaskalowy krok. 10-sekundowe przerwy bez ciśnienia oddzielały bodźce. Rampy ciśnienia i kroki nacisku aktywowały TRN tylko wtedy, gdy bodźce osiągały ciśnienie powyżej 400 kilopaskal, podczas gdy bodźce brzęczące silnie aktywowały wszystkie TRN.Po opanowaniu tę technikę można wykonać w ciągu pięciu minut na robaka. Należy pamiętać, że słabe uszczelnienie między chipem a szkiełkiem nakrywkowym lub między chipem a interkonektorami spowoduje wyciek i awarię urządzenia. Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak obrazowanie napięciowe lub ukierunkowane dostarczanie bodźców mechanicznych do różnych neuronów, w celu scharakteryzowania odpowiedzi mechanicznej nocyceptorów.Ponadto, ponieważ zwierzęta mogą zostać odzyskane po tej procedurze, technika ta może być wykorzystana do badań przesiewowych w kierunku mutantów z wadami w reakcji na bodźce mechaniczne. Nie zapominaj, że praca ze sprężonymi gazami i chemikaliami może być bardzo niebezpieczna. Podejmij środki ostrożności, takie jak noszenie osobistej odzieży ochronnej i praca w wyciągach, gdy jest to konieczne, aby uniknąć tych zagrożeń.

using-microfluidics-device-for-mechanical-stimulation-high-resolution

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opracowano proste urządzenie mikrofluidyczne do obrazowania in vivo bez użycia środków znieczulających dla C. elegans, nienaruszonych larw Drosophila oraz larw rybek danio. Urządzenie wykorzystuje odkształcalną membranę z PDMS do unieruchomienia tych organizmów modelowych w celu wykonania obrazowania poklatkowego licznych procesów, takich jak bicie serca, podział komórkowy i podkomórkowy transport neuronalny. Prezentujemy zastosowanie tego urządzenia i pokazujemy przykłady różnych typów danych...

Proste urządzenia mikrofluidyczne do in vivo Obrazowanie C. elegans, Muszka owocówka oraz danio pręgowany

Badacze mogą uruchomić ruch na żądanie u C. elegans, stosując pole elektryczne, które robaki wyczuwają i na które reagują. Ten film przedstawia zachowanie elektrotaktyczne i pokazuje przykładowy protokół, który jest wykonywany w urządzeniu mikroprzepływowym.

Test elektrotaksji: metoda obserwacji lokomocji u C. elegans

Opisano półautomatyczną metodę mikro-elektro-fluidyczną do wywoływania lokomocji na żądanie u Caenorhabditis elegans. Metoda ta opiera się na neurofizjologicznym zjawisku robaków reagujących na łagodne pola elektryczne ("elektrotaksję") wewnątrz kanałów mikroprzepływowych. Elektrotaksja mikroprzepływowa służy jako szybka, czuła, tania i skalowalna technika badań przesiewowych pod kątem czynników wpływających na zdrowie neuronów.

Elektrotaksja oparta na mikroprzepływach do analizy ilościowej na żądanie lokomocji Caenorhabditis elegans

Użycie dostosowanego "chipa węchowego" do efektywnego obrazowania wapnia u samców C. elegans jest opisane tutaj. Pokazano również badania dotyczące narażenia mężczyzn na glicerol i feromon.

Wykorzystanie dostosowanego mikroprzepływowego chipa węchowego do obrazowania aktywności neuronalnej w odpowiedzi na feromony w męskich neuronach głowy C. elegans

W tym artykule demonstrujemy obrazowanie na żywo poszczególnych robaków za pomocą niestandardowego urządzenia mikroprzepływowego. W urządzeniu wiele robaków jest indywidualnie zamkniętych w oddzielnych komorach, co pozwala na wielokrotny nadzór podłużny nad różnymi procesami biologicznymi.

Platforma mikroprzepływowa do obrazowania podłużnego u Caenorhabditis elegans

Ustanowiono szereg metod unieruchamiania, aby umożliwić celowe napromienianie żywych osób Caenorhabditis elegans za pomocą niedawno opracowanego ultracienkiego mikroprzepływowego chipa polidimetylosiloksanowego z retencją wody. To nowatorskie unieruchomienie na chipie jest również odpowiednie do obserwacji obrazowych. Wyjaśniono szczegółowe przykłady obróbki i zastosowania chipa.

Unieruchomienie żywych osobników Caenorhabditis elegans przy użyciu ultracienkiego mikroprzepływowego chipa polidimetylosiloksanowego z retencją wody

Protokół opisuje prosty mikroprzepływowy układ scalony i metodologię mikroprodukcji używaną do hodowli C. elegans w obecności ciągłego dostarczania pożywienia przez okres do 36 godzin. Urządzenie do wzrostu i obrazowania umożliwia również przerywane, długotrwałe obrazowanie procesów komórkowych i subkomórkowych w wysokiej rozdzielczości podczas rozwoju przez kilka dni.

Prosty chip mikroprzepływowy do długoterminowego wzrostu i obrazowania Caenorhabditis elegans

Obecny protokół opisuje projekt, produkcję i charakterystykę systemu mikroprzepływowego zdolnego do wyrównania, unieruchomienia i precyzyjnego ucisku setek zarodków Drosophila melanogaster przy minimalnym zaangażowaniu użytkownika. System ten umożliwia obrazowanie w wysokiej rozdzielczości i odzyskiwanie próbek do analizy po stymulacji i może być skalowany w celu uwzględnienia innych wielokomórkowych systemów biologicznych.

Mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej

Ten protokół opisuje obrazowanie poklatkowe C. elegans oparte na mikroprzepływach w całym rozwoju postembrionalnym.

Obrazowanie C. elegans w wysokiej rozdzielczości we wszystkich stadiach larwalnych

Intensywnie badany nicień Caenorhabditis elegans może zostać zmodyfikowany transgenicznie w celu ekspresji ludzkiego peptydu β-amyloidu (Aβ). Indukowana ekspresja Aβ w mięśniach C. elegans prowadzi do szybkiego, powtarzalnego fenotypu paraliżu, który może być wykorzystany do monitorowania terapii modulujących toksyczność Aβ.

Oznaczanie toksyczności β-amyloidu z wykorzystaniem transgenicznego modelu C. elegans

Poznaj metodę stymulacji mechanicznej i obrazowania neuronów C. elegans za pomocą mikroprzepływowego układu pułapkowego. Technika umożliwia nieinwazyjną imobilizację nicieni i precyzyjną analizę odpowiedzi neuronalnych na bodźce mechaniczne w wysokiej rozdzielczości.

Wykorzystanie urządzenia mikroprzepływowego do stymulacji mechanicznej i obrazowania C. elegans w wysokiej rozdzielczości

Przeglądaj więcej filmów