Name: Badanie mikrobiomu korzeni: ekstrakcja danych o społeczności bakteryjnej z gleby, ryzosfery i endosfery korzeni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 55 s
Description: Poznaj metodę ekstrakcji DNA i profilowania społeczności bakteryjnej z gleby, ryzosfery i endosfery korzeni za pomocą sekwencjonowania 16S rRNA. Protokół ten umożliwia badanie mikrobiomu roślin.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez USDA-ARS (CRIS 2030-21430-008-00D). TS jest wspierany przez NSF Graduate Research Fellowship Program.

1. Pobieranie i oddzielanie próbek endosfery korzeniowej, ryzosfery i gleby
<ol>
	<li>Przed wejściem na pole należy autoklawować ultraczystą wodę (co najmniej 90 ml wody na próbkę) w celu sterylizacji. Przygotować bufor do usuwania epifitów (co najmniej 25 ml na próbkę), dodając 6,75 g KH2PO4, 8,75 g K2HPO4 i 1 ml Triton X-100 do 1 l sterylnej wody. Wysterylizuj bufor za pomocą filtra próżniowego o wielkości porów 0,2 μm.
	<ol>
		<li>W przypadku kroków od 1.2 do 1.5 należy zawsze nosić czyste rękawice wysterylizowane etanolem i wymieniać rękawice między każdą próbką, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Wysterylizuj cały sprzęt 70% etanolem i wytrzyj cały sprzęt do czysta między próbkami. Przed pobraniem próbek należy określić optymalną głębokość pobierania próbek dla eksperymentu i zachować spójność ze wszystkimi pobraniami gleby i korzeni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby pobrać zbiorcze próbki gleby, użyj sterylizowanego etanolem kolektora rdzenia glebowego, aby uzyskać glebę wolną od korzeni roślin, pobierając rdzeń około 23 do 30 cm od podstawy rośliny.</li>
	<li>Przenieś glebę do plastikowej torby, homogenizuj glebę przez delikatne potrząsanie i przenieś porcję próbki gleby (około 600 mg) do wypełnienia jednej probówki o pojemności 2 ml. Natychmiast umieść probówkę o pojemności 2 ml na suchym lodzie lub błyskawicznie zamroź probówkę w płynieN2, aż będzie gotowa do przeprowadzenia ekstrakcji DNA (krok 2).
	<ol>
		<li>W niektórych środowiskach otaczająca gleba może zawierać materiał roślinny. W takim przypadku użyj wysterylizowanego sitka o średnicy 2 mm, aby oddzielić resztki roślin od gleby przed umieszczeniem ich w plastikowej torbie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby zebrać korzeń i ryzosferę, użyj łopaty wysterylizowanej etanolem, aby wykopać roślinę, uważając, aby uzyskać jak najwięcej korzenia. Głębokość zależy od rośliny. Podczas gdy małe rośliny, takie jak pszenica, można usunąć, kopiąc kilka centymetrów, większe rośliny, takie jak sorgo, mogą wymagać 30 cm lub więcej. Delikatnie strząśnij nadmiar ziemi z korzeni, aż do powierzchni korzeni przylgnie około 2 mm gleby. 
	UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas pracy z małymi roślinami, z delikatnymi korzeniami lub na suchych glebach o wysokiej zawartości gliny. Idealnie, po wstrząśnięciu na korzeniach powinna pozostać tylko cienka warstwa gleby. Jeśli pozostaną duże agregaty gleby, można użyć gumowego młotka do usunięcia gleby, delikatnie uderzając w podstawę pędu. Jeśli ilość gleby pozostałej po tym procesie przekracza lub jest mniejsza niż 2 mm, należy zanotować przybliżoną grubość.</li>
	<li>W przypadku dużych roślin należy użyć sterylnych nożyczek i/lub nożyc, aby przeciąć reprezentatywny podfragment korzeni i umieścić co najmniej 500 mg tkanki korzeniowej w stożkowej fiolce o pojemności 50 ml. W przypadku mniejszych traw umieść cały system korzeniowy w fiolce. Dodać wystarczającą ilość bufora do usuwania epifitów, aby przykryć korzenie, a następnie natychmiast umieścić próbkę na suchym lodzie lub błyskawicznie zamrozić próbkę w cieczy N2, 
	UWAGA: Należy uważać, aby nie przepełnić stożkowej fiolki o pojemności 50 ml, ponieważ utrudni to mycie. Powinno być wystarczająco dużo pustej przestrzeni, aby bufor epifitu był w stanie przepłynąć na dno, otoczyć korzenie w całej fiolce i przykryć górę. Ponieważ niektóre trawy mają więcej biomasy korzeniowej, niż zmieści się w stożkowej fiolce o pojemności 50 ml, należy zebrać podsekcję korzeni. Należy jednak zauważyć, że cięcie korzeni może prowadzić do wypłukiwania bakterii endofitycznych do frakcji ryzosfery, dlatego należy zminimalizować łamanie korzeni. Jeżeli próbki nie są przetwarzane natychmiast po powrocie do laboratorium, można je przechowywać w temperaturze -80 °C.</li>
	<li>Aby oddzielić ryzosferę od korzeni, należy rozmrozić próbkę korzenia na lodzie, a następnie poddać próbkę korzeni sonikacji w temperaturze 4 °C przez 10 minut impulsami o mocy 160 W przez 30 s, w odstępie 30 s. Przenieść korzenie do schłodzonej (4 °C), czystej probówki o pojemności 50 ml za pomocą sterylnych kleszczyków. Nie wyrzucaj oryginalnej rurki z buforem i ziemią, która jest frakcją ryzosfery (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Odwirować probówkę zawierającą bufor i ryzosferę przez 10 minut w temperaturze 4 °C, 4 000 x g. Zdekantować supernatant, błyskawicznie zamrozić probówkę zawierającą frakcję ryzosfery w cieczyN2 i przechowywać frakcję ryzosfery w temperaturze -80 °C do momentu przygotowania do przystąpienia do ekstrakcji DNA (etap 2).</li>
	<li>Aby umyć korzenie, dodaj około 20 ml schłodzonej (4 °C) sterylnej wody do frakcji korzeniowej. Umyj korzeń, energicznie potrząsając (ręcznie lub mikserem, przez 15 - 30 s), a następnie spuść wodę.</li>
	<li>Powtórz ten krok co najmniej dwa razy, aż na powierzchni korzenia nie pozostanie gleba. Jeśli ekstrakcja DNA (krok 2) nie zostanie przeprowadzona natychmiast, owinąć korzenie w sterylną folię aluminiową, błyskawicznie zamrozić korzenie w płynieN2 i przechowywać próbki w temperaturze -80 °C do momentu przygotowania do rozpoczęcia ekstrakcji DNA.</li>
</ol>
2. Ekstrakcja DNA
UWAGA: Podczas kroków 2 i 3, czyste rękawice wysterylizowane etanolem powinny być noszone przez cały czas, a wszystkie prace powinny być wykonywane na powierzchni sterylizowanej etanolem.
<ol>
	<li>Ekstrakcja DNA z próbek gleby i ryzosfery.
	<ol>
		<li>Użyj sterylnej szpatułki, aby szybko przenieść 250 mg gleby i ryzosfery z kroków 1.3 i 1.7 do oddzielnych probówek zbiorczych dostarczonych w komercyjnym zestawie do izolacji DNA przeznaczonym do ekstrakcji z gleby, a następnie przystąp do izolacji DNA zgodnie z protokołem dostawcy zestawu.</li>
		<li>Po wylucowaniu DNA w buforze elucyjnym dostarczonym przez zestaw do izolacji DNA, należy przechowywać DNA w temperaturze -20 °C do momentu, gdy będzie ono gotowe do przejścia do etapu 3.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyodrębnij DNA z próbek korzeni.
	<ol>
		<li>Schłodzić wysterylizowany moździerz i tłuczek za pomocą płynu N2. Odmierz od 600 do 700 mg tkanki korzeniowej i umieść tkankę w moździerzu. Ostrożnie dodaj tyle płynu N2, aby przykryć korzenie.</li>
		<li>Zmiel korzenie na małe kawałki. Kontynuuj proces dodawania cieczyN2 i mielenia (co najmniej dwa razy, zachowuj spójność między próbkami), aż korzenie staną się drobnym proszkiem. Upewnij się, że tkanka korzeniowa nie rozmraża się podczas tego kroku. 
		Uwaga: Podczas pracy z cieczą N2. należy stosować odpowiednie środki ochrony osobistej (fartuch laboratoryjny, okulary ochronne i rękawice kriogeniczne)
		UWAGA: W przypadku ekstrakcji DNA niskiej jakości korzystne może być zmielenie nadmiaru korzeni na proszek i przechowywanie proszku w temperaturze -80 °C.</li>
		<li>Szybko, zanim proszek korzeniowy zacznie się rozmrażać, użyj sterylnej szpatułki, aby przenieść proszek korzeniowy do wstępnie zważonych probówek o pojemności 1,5 ml na lodzie. Zapisz wagę probówki i proszku. Zazwyczaj przenosi się 300 - 400 mg proszku.</li>
		<li>Użyj sterylnej szpatułki, aby szybko przenieść 150 mg proszku korzeniowego do probówki pobranej dostarczonej w komercyjnym zestawie do izolacji DNA przeznaczonym do ekstrakcji z gleby, a następnie kontynuuj izolację DNA zgodnie z protokołem dostawcy zestawu. 
		UWAGA: W przypadku niektórych próbek korzeni w granulce DNA może pozostać wysokie stężenie substancji organicznych, co zapobiega amplifikacji DNA podczas PCR, zwłaszcza gdy stosuje się inny protokół ekstrakcji DNA (np. Ekstrakcja CCAB). W razie potrzeby wyczyść DNA, postępując zgodnie z instrukcjami zawartymi w zestawie do oczyszczania DNA ze środowiska.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmierz stężenie wszystkich próbek DNA za pomocą fluorometru laboratoryjnego o wysokiej czułości.
	<ol>
		<li>Dodaj 1 - 20 μl każdej eluowanej próbki DNA do probówek dostarczonych w zestawie do testów o wysokiej czułości dsDNA. Dodać roztwór roboczy fluorometru (barwnik w stosunku 1:200) do 200 μl.</li>
		<li>Przygotować dwie dodatkowe probówki zawierające 10 μl DNA wzorca 1 (0 ng/μL DNA) lub 10 μl wzorca 2 (100 ng/μL) i dodać 190 μl roztworu roboczego fluorometru do każdego wzorca.</li>
		<li>Zmierzyć stężenie wzorców i każdej próbki. Jeśli nie zostanie to zrobione automatycznie, należy obliczyć stężenie DNA na podstawie wyjściowej absorbancji za pomocą regresji liniowej dwóch wzorców.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie i zgłoszenie biblioteki Amplicon
<ol>
	<li>Przygotuj materiały do reakcji amplifikacji.
	<ol>
		<li>Próbki DNA należy rozmrozić w temperaturze 4 °C i przechowywać je na lodzie przez cały etap 3. Losowo dobieraj kolejność próbek DNA, aby zminimalizować odchylenia ze względu na lokalizację na płytce PCR (Tabela 2).</li>
		<li>Na 96-dołkowej płytce do PCR rozcieńczyć DNA z każdej próbki w wodzie molekularnej do 5 ng/μl w całkowitej objętości 20 μl. Dodać 20 μl wody molekularnej do czterech studzienek narożnych jako kontrolę ujemną do amplifikacji (ślepe próby) (tabela 2).</li>
		<li>Ułóż startery z kodami kreskowymi (10 μM) w probówkach paskowych do PCR lub na płytce 96-dołkowej, tak aby można je było dodać za pomocą pipety wielokanałowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Przygotować wystarczającą ilość głównej mieszanki PCR do amplifikacji każdej próbki DNA w trzech egzemplarzach. Przygotuj 1,5 μl BSA (20 mg / ml), 37,5 μl wstępnie przygotowanej mieszanki 2x master (złożonej z buforu PCR, MgCl2, dNTP i polimerazy Taq DNA), 0,57 μl chloroplastu PNA (100 μM), 0,57 μl mitochondrialnego PNA (100 μM) i 25,86 μl wody molekularnej.</li>
		<li>Wlej mieszankę wzorcową do sterylnego zbiornika na pipety wielokanałowej o pojemności 25 ml i rozprowadź 66 μl mieszanki wzorcowej do każdego dołka nowej 96-dołkowej płytki do PCR za pomocą pipety wielokanałowej. 
		UWAGA: Podczas obliczania objętości odczynników dla mieszanki wzorcowej należy również uwzględnić 4 dołki ślepe na płytkę.</li>
		<li>Za pomocą pipety wielokanałowej dodać 6 μl DNA o stężeniu 5 ng/μl (z płytki znormalizowanego DNA) do płytki wzorcowej. Następnie dodaj do płytki głównej 1,5 μl startera 10 μM do przodu, tak aby każda kolumna miała inny kod kreskowy do przodu, oraz 1,5 μl startera wstecznego 10 μM, tak aby każdy rząd miał inny odwrócony kod kreskowy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2). 
		UWAGA: Przed dodaniem starterów, randomizowane płytki i mieszanka główna mogą być użyte do amplifikacji genów grzyba ITS lub ITS2, jeśli dodano różne startery. W takim przypadku można zastosować podobny projekt podkładu.</li>
		<li>Krótko odwirować płytkę przy 3 000 x g. Delikatnie wymieszać pipetą wielokanałową, a następnie podzielić na trzy płytki z 25 μl mieszaniny reakcyjnej. 
		UWAGA: Chociaż trzy powtórzenia nie są bezwzględnie konieczne, zmniejsza to wpływ zmienności technicznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Amplifikować DNA w każdej płytce za pomocą termocyklera ustawionego na następujące warunki: 180 s w 98 °C, 30 cykli: 98 °C przez 45 s (denaturacja), 78 °C przez 10 s (wyżarzanie PNA), 55 °C przez 60 s (wyżarzanie startera) i 72 °C przez 90 s (przedłużanie), następnie 600 s w temperaturze 72 °C, a następnie etap utrzymywania 4 °C. Po amplifikacji połącz trzy powtórzone płytki w jedną 96-dołkową płytkę.</li>
	<li>Określ ilościowo DNA za pomocą odczynników fluorometrycznych o wysokiej czułości w 96-dołkowym czytniku płytek.
	<ol>
		<li>Dodać 2 μl każdego produktu PCR do 96-dołkowej mikropłytki wraz z 98 μl roztworu roboczego fluorometru (1:200 barwnik: bufor). Uwzględnij 4 studzienki jako wzorce: 5 μL wzorca DNA 1 (0 ng / μL DNA), 1 μL wzorca 2 (10 ng / μL), 2 μL wzorca 2 (20 ng / μL) i 5 μL wzorca 2 (50 ng / μL). Następnie dodać roztwór roboczy fluorometru do uzyskania końcowej objętości 100 μl. 
		UWAGA: Każda próbka może być mierzona za pomocą fluorometru laboratoryjnego, jak opisano w kroku 2.3, jeśli czytnik płytek nie jest dostępny.</li>
		<li>Obliczyć stężenie DNA na podstawie wyjściowej absorbancji za pomocą regresji liniowej czterech wzorców.</li>
		<li>W przypadku pomyślnie amplifikowanych produktów z kodami kreskowymi (tych, których stężenie jest większe niż 15 ng/μl), należy zebrać 100 ng każdej próbki w jednej probówce o pojemności 1,5 ml (tabela 2).</li>
		<li>Obliczanie średniej objętości próbek dodanych do puli przy użyciu funkcji =ŚREDNIA() w programie arkusza kalkulacyjnego. Dodać objętość "ślepych" produktów PCR do próbek zbiorczych. 
		UWAGA: Ponieważ "ślepe" produkty PCR mają swoje własne unikalne kombinacje kodów kreskowych, można je sekwencjonować w celu sprawdzenia pod kątem zanieczyszczeń laboratoryjnych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmierzyć stężenie połączonego produktu za pomocą fluorometru stacjonarnego, jak opisano w kroku 2.3, a następnie pobrać 600 ng DNA i rozcieńczyć w wodzie molekularnej do końcowej objętości 100 μl w probówce o pojemności 1,5 ml. Pozostały produkt należy przechowywać w temperaturze -20 °C.</li>
	<li>Przemyć podwielokrotność DNA o pojemności 600 ng, postępując zgodnie z ustalonym procesem oczyszczania PCR za pomocą paramagnetycznych kulek oczyszczających w formacie 96-dołkowym, z kilkoma wyjątkami.
	<ol>
		<li>Przygotować świeżą porcję 600 μl 70% etanolu. Potrząśnij butelką z koralikami magnetycznymi, aby ponownie zawiesić koraliki, które osiadają na dnie.</li>
		<li>Dodać 1x objętość (100 μl) roztworu kulek do 600 ng porcji DNA. Dokładnie wymieszać, pipetując 10 razy. Inkubować przez 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Umieść probówkę na stojaku magnetycznym na 2 minuty (lub do momentu, gdy roztwór będzie klarowny), aby oddzielić kulki od roztworu. Gdy probówka jest nadal w stojaku magnetycznym, należy ostrożnie zassać przezroczysty supernatant, nie dotykając kulek magnetycznych, i wyrzucić przezroczysty supernatant. 
		UWAGA: W tym momencie produkty amplikonu są związane z kulkami magnetycznymi. Wszelkie koraliki, które zostaną naruszone lub zgubione podczas aspiracji, spowodują utratę DNA.</li>
		<li>Pozostaw probówkę w stojaku magnetycznym i dodaj do niej 300 μl 70% etanolu; inkubuj w temperaturze pokojowej przez 30 s. Odessać etanol i wyrzucić. Powtórz ten proces i usuń cały etanol po drugim praniu. Wyjmij rurkę ze stojaka magnetycznego i susz na powietrzu przez 5 minut.</li>
		<li>Do wysuszonych kulek dodać 30 μl wody molekularnej i wymieszać pipetując 10 razy. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 2 minuty. Umieść probówkę z powrotem na stojaku magnetycznym na 1 minutę, aby oddzielić kulki od roztworu. Przenieść eluat do nowej probówki. 
		UWAGA: Koraliki magnetyczne nie będą miały wpływu na dalsze reakcje.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmierzyć końcowe stężenie oczyszczonego, połączonego DNA za pomocą fluorometru laboratoryjnego, jak opisano w kroku 2.3. Rozcieńczyć podwielokrotność do 10 nM w końcowej objętości 30 μl lub do stężenia i objętości preferowanych przez urządzenie do sekwencjonowania.</li>
	<li>Skorzystaj z usług zakładu sekwencjonowania, aby zsekwencjonować DNA na platformie NGS, sekwencjonowanie sparowanych końców 2 x 300 pz.</li>
</ol>

<ol><li>Goodwin, S., McPherson, J. D., McCombie, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coming+of+age%3A+ten+years+of+next-generation+sequencing+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Coming of age: ten years of next-generation sequencing technologies.</a> Nat Rev Genet. 17 (6), 333-351 (2016).</li>
<li>Soergel, D. A. W., Dey, N., Knight, R., Brenner, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selection+of+primers+for+optimal+taxonomic+classification+of+environmental+16S+rRNA+gene+sequences%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Selection of primers for optimal taxonomic classification of environmental 16S rRNA gene sequences.</a> ISME J. 6 (7), 1440-1444 (2012).</li>
<li>Takahashi, S., Tomita, J., Nishioka, K., Hisada, T., Nishijima, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Prokaryotic+Universal+Primer+for+Simultaneous+Analysis+of+Bacteria+and+Archaea+Using+Next-Generation+Sequencing%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development of a Prokaryotic Universal Primer for Simultaneous Analysis of Bacteria and Archaea Using Next-Generation Sequencing.</a> PLoS One. 9 (8), e105592(2014).</li>
<li>Poretsky, R., Rodriguez-R, L. M., Luo, C., Tsementzi, D., Konstantinidis, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strengths+and+Limitations+of+16S+rRNA+Gene+Amplicon+Sequencing+in+Revealing+Temporal+Microbial+Community+Dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Strengths and Limitations of 16S rRNA Gene Amplicon Sequencing in Revealing Temporal Microbial Community Dynamics.</a> PLoS One. 9 (4), e93827(2014).</li>
<li>Sharpton, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+introduction+to+the+analysis+of+shotgun+metagenomic+data%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">An introduction to the analysis of shotgun metagenomic data.</a> Front Plant Sci. 5, 209(2014).</li>
<li>Jiao, J. -Y., Wang, H. -X., Zeng, Y., Shen, Y. -M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enrichment+for+microbes+living+in+association+with+plant+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Enrichment for microbes living in association with plant tissues.</a> J Appl Microbiol. 100 (4), 830-837 (2006).</li>
<li>Richter-Heitmann, T., Eickhorst, T., Knauth, S., Friedrich, M. W., Schmidt, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Strategies+to+Separate+Root-Associated+Microbial+Communities%3A+A+Crucial+Choice+in+Rhizobiome+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Strategies to Separate Root-Associated Microbial Communities: A Crucial Choice in Rhizobiome Research.</a> Front Microbiol. 7, 773(2016).</li>
<li>Mahmoudi, N., Slater, G. F., Fulthorpe, R. R., Mahmoudi, N., Slater, G. F., Fulthorpe, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+commercial+DNA+extraction+kits+for+isolation+and+purification+of+bacterial+and+eukaryotic+DNA+from+PAH-contaminated+soils%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of commercial DNA extraction kits for isolation and purification of bacterial and eukaryotic DNA from PAH-contaminated soils.</a> Can J Microbiol. 5709, 623-628 (2011).</li>
<li>Vishnivetskaya, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commercial+DNA+extraction+kits+impact+observed+microbial+community+composition+in+permafrost+samples%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Ecol%22%5BJournal%5D)">Commercial DNA extraction kits impact observed microbial community composition in permafrost samples.</a> FEMS Microbiol Ecol. 87 (1), 217-230 (2014).</li>
<li>Busby, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Research+priorities+for+harnessing+plant+microbiomes+in+sustainable+agriculture%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Research priorities for harnessing plant microbiomes in sustainable agriculture.</a> PLoS Biol. 15 (3), e2001793(2017).</li>
<li>Thompson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+communal+catalogue+reveals+Earth%27s+multiscale+microbial+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A communal catalogue reveals Earth's multiscale microbial diversity.</a> Nature. , (2017).</li>
<li>Caporaso, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultra-high-throughput+microbial+community+analysis+on+the+Illumina+HiSeq+and+MiSeq+platforms%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Ultra-high-throughput microbial community analysis on the Illumina HiSeq and MiSeq platforms.</a> ISME J. 6 (8), 1621-1624 (2012).</li>
<li>Kozich, J. J., Westcott, S. L., Baxter, N. T., Highlander, S. K., Schloss, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Dual-Index+Sequencing+Strategy+and+Curation+Pipeline+for+Analyzing+Amplicon+Sequence+Data+on+the+MiSeq+Illumina+Sequencing+Platform%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microb%22%5BJournal%5D)">Development of a Dual-Index Sequencing Strategy and Curation Pipeline for Analyzing Amplicon Sequence Data on the MiSeq Illumina Sequencing Platform.</a> Appl Environ Microb. 79 (17), 5112-5120 (2013).</li>
<li>Degnan, P. H., Ochman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Illumina-based+analysis+of+microbial+community+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Illumina-based analysis of microbial community diversity.</a> ISME J. 6 (1), 183-194 (2012).</li>
<li>Naylor, D., DeGraaf, S., Purdom, E., Coleman-Derr, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drought+and+host+selection+influence+bacterial+community+dynamics+in+the+grass+root+microbiome%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Drought and host selection influence bacterial community dynamics in the grass root microbiome.</a> ISME J. , (2017).</li>
<li>Desgarennes, D., Garrido, E., Torres-Gomez, M. J., Peña-Cabriales, J. J., Partida-Martinez, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diazotrophic+potential+among+bacterial+communities+associated+with+wild+and+cultivated+Agave+species%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Ecol%22%5BJournal%5D)">Diazotrophic potential among bacterial communities associated with wild and cultivated Agave species.</a> FEMS Microbiol Ecol. 90 (3), 844-857 (2014).</li>
<li>Coleman-Derr, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+compartment+and+biogeography+affect+microbiome+composition+in+cultivated+and+native+Agave+species%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytol%22%5BJournal%5D)">Plant compartment and biogeography affect microbiome composition in cultivated and native Agave species.</a> New Phytol. 209 (2), 798-811 (2016).</li>
<li>De Tender, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+in+the+Strawberry+Rhizosphere+Microbiome+in+Response+to+Biochar+and+Botrytis+cinerea+Leaf+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Dynamics in the Strawberry Rhizosphere Microbiome in Response to Biochar and Botrytis cinerea Leaf Infection.</a> Front Microbiol. 7, 2062(2016).</li>
<li>Kapp, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variation+in+pre-PCR+processing+of+FFPE+samples+leads+to+discrepancies+in+BRAF+and+EGFR+mutation+detection%3A+a+diagnostic+RING+trial%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Pathol%22%5BJournal%5D)">Variation in pre-PCR processing of FFPE samples leads to discrepancies in BRAF and EGFR mutation detection: a diagnostic RING trial.</a> J Clin Pathol. 68 (2), 111-118 (2015).</li>
<li>Simbolo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+qualification+workflow+for+next+generation+sequencing+of+histopathological+samples%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">DNA qualification workflow for next generation sequencing of histopathological samples.</a> PLoS One. 8 (6), e62692(2013).</li>
<li>O'Neill, M., McPartlin, J., Arthure, K., Riedel, S., McMillan, N. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/1742-6596/307/1/012047/meta">Comparison of the TLDA with the Nanodrop and the reference Qubit system.</a> J Phys Conf Ser. 307 (1), 012047(2011).</li>
<li>Callahan, B. J., McMurdie, P. J., Rosen, M. J., Han, A. W., Johnson, A. J. A., Holmes, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DADA2%3A+High-resolution+sample+inference+from+Illumina+amplicon+data%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data.</a> Nat Methods. 13 (7), 581-583 (2016).</li>
<li>Amir, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deblur+Rapidly+Resolves+Single-Nucleotide+Community+Sequence+Patterns%5BTitle%5D)+AND+%22mSystems%22%5BJournal%5D)">Deblur Rapidly Resolves Single-Nucleotide Community Sequence Patterns.</a> mSystems. 2 (2), e00191-e00116 (2017).</li>
<li>Edgar, R. C. <a target="_blank" href="https://www.biorxiv.org/content/early/2016/10/15/081257">UNOISE2: improved error-correction for Illumina 16S and ITS amplicon sequencing.</a> bioRxiv. , 081257(2016).</li>
<li>Nguyen, N. -P., Warnow, T., Pop, M., White, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+perspective+on+16S+rRNA+operational+taxonomic+unit+clustering+using+sequence+similarity%5BTitle%5D)+AND+%22NPJ+Biofilms+Microbiomes%22%5BJournal%5D)">A perspective on 16S rRNA operational taxonomic unit clustering using sequence similarity.</a> NPJ Biofilms Microbiomes. 2, 16004(2016).</li>
<li>Callahan, B. J., McMurdie, P. J., Holmes, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exact+sequence+variants+should+replace+operational+taxonomic+units+in+marker-gene+data+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Exact sequence variants should replace operational taxonomic units in marker-gene data analysis.</a> ISME J. , (2017).</li>
<li>Lundberg, D. S., Yourstone, S., Mieczkowski, P., Jones, C. D., Dangl, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Practical+innovations+for+high-throughput+amplicon+sequencing%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Practical innovations for high-throughput amplicon sequencing.</a> Nat Methods. 10 (10), 999-1002 (2013).</li>
<li>O'Brien, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+scale+drives+patterns+in+soil+bacterial+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Spatial scale drives patterns in soil bacterial diversity.</a> Environ Microbiol. 18 (6), 2039-2051 (2016).</li>
<li>Fierer, N., Lennon, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+generation+and+maintenance+of+diversity+in+microbial+communities%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Bot%22%5BJournal%5D)">The generation and maintenance of diversity in microbial communities.</a> Am J Bot. 98 (3), 439-448 (2011).</li>
<li>Fierer, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embracing+the+unknown%3A+disentangling+the+complexities+of+the+soil+microbiome%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Embracing the unknown: disentangling the complexities of the soil microbiome.</a> Nat Rev Microbiol. 15 (10), 579-590 (2017).</li>
<li>Buckley, D. H., Schmidt, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversity+and+dynamics+of+microbial+communities+in+soils+from+agro-ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Diversity and dynamics of microbial communities in soils from agro-ecosystems.</a> Environ Microbiol. 5 (6), 441-452 (2003).</li>
<li>Salter, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reagent+and+laboratory+contamination+can+critically+impact+sequence-based+microbiome+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biol%22%5BJournal%5D)">Reagent and laboratory contamination can critically impact sequence-based microbiome analyses.</a> BMC Biol. 12, 87(2014).</li>
<li>Weiss, S., Amir, A., Hyde, E. R., Metcalf, J. L., Song, S. J., Knight, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+down+the+sources+of+experimental+contamination+in+microbiome+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol%22%5BJournal%5D)">Tracking down the sources of experimental contamination in microbiome studies.</a> Genome Biol. 15 (12), 564(2014).</li>
<li>Sutlović, D., Definis Gojanović, M., Andelinović, S., Gugić, D., Primorac, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taq+polymerase+reverses+inhibition+of+quantitative+real+time+polymerase+chain+reaction+by+humic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Croat+Med+J%22%5BJournal%5D)">Taq polymerase reverses inhibition of quantitative real time polymerase chain reaction by humic acid.</a> Croat Med J. 46 (4), 556-562 (2005).</li>
<li>Sutlovic, D., Gamulin, S., Definis-Gojanovic, M., Gugic, D., Andjelinovic, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+humic+acids+with+human+DNA%3A+proposed+mechanisms+and+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Interaction of humic acids with human DNA: proposed mechanisms and kinetics.</a> Electrophoresis. 29 (7), 1467-1472 (2008).</li>
<li>Aleklett, K., Leff, J. W., Fierer, N., Hart, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wild+plant+species+growing+closely+connected+in+a+subalpine+meadow+host+distinct+root-associated+bacterial+communities%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">Wild plant species growing closely connected in a subalpine meadow host distinct root-associated bacterial communities.</a> PeerJ. 3, e804(2015).</li>
<li>Bogas, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+bacterial+diversity+in+the+phyllosphere+of+Amazon+Paullinia+cupana+associated+with+asymptomatic+and+symptomatic+anthracnose%5BTitle%5D)+AND+%22Springerplus%22%5BJournal%5D)">Endophytic bacterial diversity in the phyllosphere of Amazon Paullinia cupana associated with asymptomatic and symptomatic anthracnose.</a> Springerplus. 4, 258(2015).</li>
<li>Hiscox, J., Savoury, M., Müller, C. T., Lindahl, B. D., Rogers, H. J., Boddy, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Priority+effects+during+fungal+community+establishment+in+beech+wood%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Priority effects during fungal community establishment in beech wood.</a> ISME J. 9 (10), 2246-2260 (2015).</li>
<li>Zhang, T., Yao, Y. -F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+Fungal+Communities+Associated+with+Vascular+Plants+in+the+High+Arctic+Zone+Are+Highly+Diverse+and+Host-Plant+Specific%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Endophytic Fungal Communities Associated with Vascular Plants in the High Arctic Zone Are Highly Diverse and Host-Plant Specific.</a> PLoS One. 10 (6), e0130051(2015).</li>
<li>Ghyselinck, J., Pfeiffer, S., Heylen, K., Sessitsch, A., De Vos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+primer+choice+and+short+read+sequences+on+the+outcome+of+16S+rRNA+gene+based+diversity+studies%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The effect of primer choice and short read sequences on the outcome of 16S rRNA gene based diversity studies.</a> PLoS One. 8 (8), e71360(2013).</li>
<li>Wintzingerode, F., Landt, O., Ehrlich, A., Göbel, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peptide+nucleic+acid-mediated+PCR+clamping+as+a+useful+supplement+in+the+determination+of+microbial+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microb%22%5BJournal%5D)">Peptide nucleic acid-mediated PCR clamping as a useful supplement in the determination of microbial diversity.</a> Appl Environ Microb. 66 (2), 549-557 (2000).</li>
<li>Cruaud, P., Vigneron, A., Lucchetti-Miganeh, C., Ciron, P. E., Godfroy, A., Cambon-Bonavita, M. -A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+DNA+extraction+method%2C+16S+rRNA+targeted+hypervariable+regions%2C+and+sample+origin+on+microbial+diversity+detected+by+454+pyrosequencing+in+marine+chemosynthetic+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microb%22%5BJournal%5D)">Influence of DNA extraction method, 16S rRNA targeted hypervariable regions, and sample origin on microbial diversity detected by 454 pyrosequencing in marine chemosynthetic ecosystems.</a> Appl Environ Microb. 80 (15), 4626-4639 (2014).</li>
<li>Yang, B., Wang, Y., Qian, P. -Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+and+correlation+of+hypervariable+regions+in+16S+rRNA+genes+in+phylogenetic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Sensitivity and correlation of hypervariable regions in 16S rRNA genes in phylogenetic analysis.</a> BMC Bioinformatics. 17, 135(2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten demonstruje ugruntowaną linię produkcyjną do badania składu endosfery korzeniowej, ryzosfery i zbiorowisk mikrobiologicznych w glebie, od pobierania próbek w terenie po przetwarzanie próbek i sekwencjonowanie na dalszych etapach. Badanie mikrobiomów związanych z korzeniami stanowi wyjątkowe wyzwanie, częściowo ze względu na nieodłączne trudności w pobieraniu próbek z gleby. Gleby są bardzo zmienne pod względem właściwości fizycznych i chemicznych, a różne warunki glebowe mogą być oddalone od siebie nawet o k...

Mikrobiomy związane z roślinami składają się z dynamicznych i złożonych społeczności mikroorganizmów składających się z bakterii, archeonów, wirusów, grzybów i innych mikroorganizmów eukariotycznych. Oprócz dobrze zbadanej roli w wywoływaniu chorób roślin, mikroorganizmy związane z roślinami mogą również pozytywnie wpływać na zdrowie roślin poprzez poprawę tolerancji na stresy biotyczne i abiotyczne, promowanie dostępności składników odżywczych i wspomaganie wzrostu roślin poprzez produkcję fitohormonów. Z tego powodu istnieje szczególne zainteresowanie charakteryzacją taksonów, które wiążą się z endosferami korzeni roślin, ryzosferami i otaczającą glebą. Podczas gdy niektóre drobnoustroje mogą być hodowane w izolacji na pożywkach laboratoryjnych, wiele z nich nie może, częściowo dlatego, że mogą polegać na symbiotycznych związkach z innymi drobnoustrojami, rosnąć bardzo wolno lub wymagać warunków, których nie można odtworzyć w środowisku laboratoryjnym. Ponieważ pozwala obejść potrzebę hodowli i jest stosunkowo niedroga i ma wysoką przepustowość, profilowanie filogenetyczne oparte na sekwencjach próbek drobnoustrojów środowiskowych i związanych z gospodarzem stało się preferowaną metodą oznaczania składu zbiorowisk drobnoustrojów.
Wybór odpowiednich technologii sekwencjonowania dostarczanych przez różne platformy sekwencjonowania nowej generacji (NGS)1 zależy od potrzeb użytkowników, z ważnymi czynnikami, takimi jak: pożądany zasięg, długość amplikonu, oczekiwana różnorodność społeczności, a także wskaźnik błędów sekwencjonowania, długość odczytu i koszt za przebieg/megabase. Inną zmienną, którą należy wziąć pod uwagę w eksperymentach sekwencjonowania opartych na amplikonach, jest to, jaki gen zostanie amplifikowany i jakie startery zostaną użyte. Projektując lub wybierając startery, naukowcy są często zmuszeni do kompromisów między uniwersalnością amplifikacji a rozdzielczością taksonomiczną możliwą do osiągnięcia dzięki uzyskanym amplikonom. Z tego powodu w tego typu badaniach często wybierano startery i markery, które selektywnie celują w określone podzbiory mikrobiomu. Ocena składu społeczności bakteryjnych jest zwykle dokonywana przez sekwencjonowanie jednego lub więcej hiperzmiennych regionów bakteryjnego genu 16S rRNA2,3. W tym badaniu opisujemy protokół sekwencjonowania oparty na amplikonach opracowany dla platformy NGS, który jest ukierunkowany na region V3-V4 o długości 500 pz genu bakteryjnego 16S rRNA, co pozwala na szeroką amplifikację taksonów bakteryjnych, zapewniając jednocześnie wystarczającą zmienność, aby rozróżnić różne taksony. Ponadto protokół ten można łatwo dostosować do stosowania z innymi zestawami starterów, takimi jak te ukierunkowane na marker ITS2 grzybów lub podjednostkę 18S rRNA eukariontów.
Podczas gdy inne podejścia, takie jak metagenomika typu shotgun, metatranskryptomika i sekwencjonowanie pojedynczych komórek, oferują inne korzyści, w tym rozdzielcze genomy mikrobiologiczne i bardziej bezpośredni pomiar funkcji społeczności, techniki te są zazwyczaj droższe i bardziej intensywne obliczeniowo niż profilowanie filogenetyczne opisane tutaj4. Dodatkowo, przeprowadzanie metagenomiki i metatranskryptomiki shotgun na próbkach korzeniowych daje duży odsetek odczytów należących do genomu rośliny żywicielskiej, a metody przezwyciężenia tego ograniczenia są nadal opracowywane5,6.
Jak w przypadku każdej platformy eksperymentalnej, profilowanie oparte na amplikonach może wprowadzić szereg potencjalnych uprzedzeń, które powinny być brane pod uwagę podczas projektowania eksperymentu i analizy danych. Obejmują one metody pobierania próbek, ekstrakcję DNA, wybór starterów PCR oraz sposób przygotowania biblioteki. Różne metody mogą znacząco wpłynąć na ilość generowanych danych użytkowych, a także mogą utrudniać wysiłki zmierzające do porównania wyników między badaniami. Na przykład wykazano, że metoda usuwania bakterii ryzosfery7 oraz stosowanie różnych technik ekstrakcji lub wybór zestawów do ekstrakcji DNA8,9 znacząco wpływają na dalszą analizę, która prowadzi do różnych wniosków dotyczących tego, które drobnoustroje są obecne i jaka jest ich względna liczebność. Ponieważ profilowanie oparte na amplikonie można dostosować, dokonywanie porównań między badaniami może być trudne. Projekt Earth Microbiome sugeruje, że naukowcy badający złożone systemy, takie jak mikrobiom związany z roślinami, skorzystaliby na opracowaniu standardowych protokołów jako sposobu na zminimalizowanie zmienności spowodowanej zastosowaniem różnych metod między badaniami10,11. W tym miejscu omawiamy wiele z powyższych tematów i w razie potrzeby przedstawiamy sugestie dotyczące najlepszych praktyk.
Protokół demonstruje proces pobierania próbek gleby, ryzosfery i korzeni z dwukolorowego sorgo oraz ekstrakcji DNA za pomocą sprawdzonego zestawu do izolacji DNA11. Dodatkowo, nasz protokół zawiera szczegółowy przepływ pracy sekwencjonowania amplikonów, przy użyciu powszechnie używanej platformy NGS, w celu określenia struktury społeczności bakteryjnych12,13,14. Protokół ten został zatwierdzony do stosowania w szerokim zakresie żywicieli roślinnych w niedawno opublikowanym badaniu korzeni, ryzosfery i powiązanych gleb 18 gatunków jednoliściennych, w tym Sorgo bicolor, Zea mays i Triticum aestivum15. Metoda ta została również zatwierdzona do użytku z innymi genami markerowymi, czego dowodem jest jej udane zastosowanie do badania genu markera ITS2 grzyba w badaniach mikrobiomu agawy16,17 i truskawkowy mikrobiom18.

<table><tbody><tr><td>0,1-10/20 i mikro; L filtrowane końcówki do mikropipet</td><td>USA Scientific</td><td>1120-3810</td><td>Można zastąpić odpowiednikami innych dostawców.</td></tr><tr><td>Probówki do mikrowirówek 1,5 ml</td><td>USA Scientific</td><td>1615-5510</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>10 &mikro; L Pipeta wielokanałowa</td><td>Eppendorf</td><td>3122000027</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>10 &mikro; L, 100 i mikro; L oraz 1000 i mikro; L Mikropipety</td><td>Eppendorf</td><td>3120000909</td><td>Można zastąpić odpowiednikami innych dostawców.</td></tr><tr><td>100 &mikro; L Pipeta wielokanałowa</td><td>Eppendorf</td><td>3122000043</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>1000 &mikro; L końcówki do mikropipet z filtrem</td><td>USA Scientific</td><td>1122-1830</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Probówki do mikrowirówek 2 ml</td><td>USA Scientific</td><td>1620-2700</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Sito glebowe 2 mm</td><td>Dostawcy leśnictwa</td><td>60141009</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>200 i mikro; L końcówki do mikropipet z filtrem</td><td>USA Scientific</td><td>1120-8810</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Zbiorniki o pojemności 25 ml</td><td>VWR International LLC</td><td>89094-664</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Fiolki stożkowe 50 ml</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>352098</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Filtry próżniowe 500 ml (0,2 i mikro; m wielkość porów)</td><td>VWR International LLC</td><td>156-4020</td><td></td></tr><tr><td>96-dołkowe mikropłytki</td><td>USA Scientific</td><td>655900</td><td></td></tr><tr><td>96-dołkowe płytki do PCR</td><td>Koraliki BioRad</td><td>HSP9631</td><td></td></tr><tr><td>Agencourt AMPure XP</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>NC9933872</td><td>Instrukcja użycia: https://www.beckmancoulter.com/wsrportal/ajax/downloadDocument/B37419AA.pdf?autonomyId=TP_DOC_150180 &documentName=B37419AA.pdf Folia</td></tr><tr><td>aluminiowa</td><td>Boardwalk</td><td>7124</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Waga analityczna o rozdzielczości 0,001 g</td><td>Ohaus Pioneer</td><td>PA323</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Ultrasonograf Bioruptor Plus</td><td>Diagenode</td><td>B01020001</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA) 20 mg / ml</td><td>New England Biolabs</td><td>B9000S</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Eppendorf</td><td>5811000908</td><td>W tym adaptery do wiader z płytkami 50 ml i 96 dołkami</td></tr><tr><td>Rękawice kriogeniczne</td><td>Millipore Sigma</td><td>Z183490</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Zestaw DNeasy PowerClean (opcjonalnie)</td><td>Qiagen Inc.</td><td>12877-50</td><td>Poprzednio MoBio</td></tr><tr><td>DNeasy PowerSoil kit</td><td>Qiagen Inc.</td><td>12888-100</td><td>Poprzednio MoBio</td></tr><tr><td>Suchy lód</td><td>Dowolny</td> magnes <td>NA</td><td></td></tr><tr><td>DynaMag-2</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12321D</td><td>Nie zastępuj</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>VWR International LLC</td><td>89125-188</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Worki do zamrażania o pojemności galonów</td><td>Ziploc</td><td>NA</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Czytnik mikropłytek Gemini EM</td><td>Urządzenia molekularne</td><td>EM</td><td>Może używać innego fluorometru, który odczytuje 96-dołkowe płytki od góry.</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3786</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5655</td><td></td></tr><tr><td>Fartuch laboratoryjny</td><td>Workrite</td><td>J1367</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Płynny N2</td><td>Dowolny</td><td>NA</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Płyn N2 dewar</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>4150-9000</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>System oczyszczania wody ultraczystej Milli-Q Millipore</td><td>Sigma</td><td>SYNS0R0WW</td><td></td></tr><tr><td>Miniwirówka</td><td>Eppendorf</td><td>5404000014</td><td></td></tr><tr><td>Woda klasy molekularnej</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>4387937</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Zaprawy</td><td>VWR International LLC</td><td>89038-150</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Rękawice nitrylowe</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>19167032B</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Ręczniki papierowe</td><td>VWR International LLC</td><td>BWK6212</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Folia uszczelniająca do płytek PCR</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>NC9684493</td><td></td></tr><tr><td>Probówki paskowe do PCR</td><td>USA Scientific</td><td>1402-2700</td><td></td></tr><tr><td>Tłuczki</td><td>VWR International LLC</td><td>89038-166</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Szpatułki plastikowe</td><td>LevGo, Inc.</td><td>17211</td><td></td></tr><tr><td>Platinum Hot Start PCR Master Mix (2x)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13000014</td><td></td></tr><tr><td>PNA - chloroplast i mitochondrialne</td><td>PNA Bio</td><td>NA</td><td>Upewnij się, że zweryfikowałeś sekwencję bioinformatycznie</td></tr><tr><td>Okulary ochronne</td><td>Millipore Sigma Z759015</td><td></td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Fluorometr Qubit 3.0</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Q33216</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw testowy Qubit dsDNA HS</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Q32854</td><td></td></tr><tr><td>Młotek gumowy (opcjonalnie)</td> <td>Ace Hardware</td><td>2258622</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Nożyce lub nożyczki</td><td>VWR International LLC</td><td>89259-936</td><td>Można zastąpić odpowiednikami od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Shovel</td><td>Home Depot</td><td>2597400</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Kolektor rdzenia gruntowego (mała średnica: < 1 cal)</td> <td>Ben Meadows</td><td>221700</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Butelki z rozpylaczem</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-395278</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Standardowe odsolone startery z kodami kreskowymi (10 &mikro; M) (Tabela 1)</td> <td>IDT</td><td>NA</td><td>4 nmole Ultramer DNA Oligo ze standardowym odsalaniem. Adapter NGS i starter sekwencjonowania (Tabela 1) są przeznaczone do użytku z Illumina MiSeq przy użyciu chemii v3.</td></tr><tr><td>Termocykler</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>E950040015</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td>Może zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr><tr><td>Łodzie wagowe</td><td>Spectrum Chemicals</td><td>B6001W</td><td>Można zastąpić odpowiednikiem od innych dostawców.</td></tr></tbody></table>

badanie mikrobiomu korzeni: ekstrakcja danych o społeczności bakteryjnej z gleby, ryzosfery i endosfery korzeni

Exploring the Root Microbiome: Extracting Bacterial Community Data from the Soil, Rhizosphere, and Root Endosphere

Bliska interakcja między gospodarzem rośliny a powiązanymi mikroorganizmami jest kluczowa w określaniu kondycji roślin i może sprzyjać poprawie tolerancji na stresy abiotyczne i choroby. Ponieważ mikrobiom roślinny może być bardzo złożony, często preferowane są tanie i wysokoprzepustowe metody, takie jak sekwencjonowanie genu 16S rRNA oparte na amplikonach, w celu scharakteryzowania jego składu mikrobiologicznego i różnorodności. Jednak wybór odpowiedniej metodologii podczas przeprowadzania takich eksperymentów ma kluczowe znaczenie dla zmniejszenia błędów systematycznych, które mogą utrudniać analizę i porównania między próbkami i badaniami. Protokół ten szczegółowo opisuje znormalizowaną metodologię pobierania i ekstrakcji DNA z próbek gleby, ryzosfery i korzeni. Ponadto zwracamy uwagę na dobrze ugruntowaną linię sekwencjonowania amplikonów 16S rRNA, która pozwala na badanie składu społeczności bakteryjnych w tych próbkach i może być łatwo dostosowana do innych genów markerowych. Rurociąg ten został zatwierdzony dla różnych gatunków roślin, w tym sorgo, kukurydzy, pszenicy, truskawek i agawy, i może pomóc w przezwyciężeniu problemów związanych z zanieczyszczeniem organellami roślinnymi.

Przeprowadzenie zalecanego protokołu powinno pozwolić na uzyskanie zestawu zaindeksowanych odczytów par końców (paired-end reads), które można przypisać do poszczególnych próbek oraz zakwalifikować jako bakteryjne jednostki taksonomiczne operacyjne (OTU) lub dokładne warianty sekwencji (ESV, nazywane również wariantami sekwencji amplikonów (ASV) i podjednostkami taksonomicznymi operacyjnymi (sOTU)), w zależności od dalszej analizy. Aby uzyskać wysokiej jakości dane sekwencyjne, na każdym ...

Tutaj opisujemy protokół uzyskiwania danych o sekwencji amplikonów mikrobiomów gleby, ryzosfery i korzeni. Informacje te mogą być wykorzystane do zbadania składu i różnorodności zbiorowisk mikrobiologicznych związanych z roślinami i nadają się do stosowania w odniesieniu do szerokiej gamy gatunków roślin.

Badanie mikrobiomu korzeni: ekstrakcja danych o społeczności bakteryjnej z gleby, ryzosfery i endosfery korzeni

The intimate interaction between plant host and associated microorganisms is crucial in determining plant fitness, and can foster improved tolerance to ...

Ogólnym celem tego eksperymentu jest scharakteryzowanie trzech przedziałów mikrobiomu korzenia, gleby, ryzosfery i endosfery korzenia, przy użyciu profilowania społeczności genu 16S rybosomalnego RNA. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w ekologii drobnoustrojów, takie jak czynniki biotyczne i abiotyczne, które są istotnymi czynnikami wpływającymi na strukturę mikrobiomu. Główną zaletą tej techniki jest to, że standaryzuje ona każdy krok, od oddzielenia korzenia i ryzosfery, przez ekstrakcję DNA, po przygotowanie biblioteki sekwencjonowania.Tę procedurę zademonstruje Tuesday Simmons, doktorantka w Coleman-Derr Laboratory. Aby rozpocząć protokół, zbierz masowe próbki gleby za pomocą sterylizowanego etanolem kolektora rdzenia glebowego, aby uzyskać glebę wolną od korzeni roślin. Zbierz rdzeń około 23 do 30 centymetrów od podstawy rośliny.Następnie przenieś glebę do plastikowej torby, homogenizuj glebę, delikatnie potrząsając torbą, przenieś 600-miligramową porcję próbki gleby do jednej dwumililitrowej probówki i natychmiast umieść dwumililitrową probówkę na suchym lodzie do ekstrakcji DNA. Aby zebrać korzeń i ryzosferę, użyj łopaty wysterylizowanej etanolem, aby wykopać roślinę, uważając, aby uzyskać jak najwięcej korzenia. Delikatnie strząśnij nadmiar gleby z korzeni, aż do powierzchni korzeni przylgnie około dwóch milimetrów gleby.W przypadku dużych roślin użyj sterylnych nożyczek, aby przeciąć reprezentatywny podfragment korzeni i umieść co najmniej 500 miligramów tkanki korzeniowej w stożkowej fiolce o pojemności 50 mililitrów. Dodaj wystarczającą ilość bufora do usuwania epifitów, aby przykryć korzenie, a następnie natychmiast umieść próbkę na suchym lodzie. Aby oddzielić ryzosferę od korzeni, rozmrozić próbkę korzenia na lodzie, a następnie poddać próbkę korzeni sonikacji.Przenieś korzenie do schłodzonej, czystej 50-mililitrowej rurki za pomocą sterylnych kleszczy. Nie wyrzucaj oryginalnej probówki z buforem i ziemią. Zawiera frakcję ryzosfery.Następnie odwirować probówkę zawierającą bufor i ryzosferę. Zdekantować supernatant i umieścić frakcję ryzosfery w suchym lodzie. Aby umyć korzenie, dodaj około 20 mililitrów sterylnej wody o czterech stopniach Celsjusza do frakcji korzeniowej.Umyj korzeń, energicznie potrząsając przez 15 do 30 sekund, a następnie spuść wodę. Użyj sterylnej szpatułki, aby szybko przenieść 250 miligramów gleby i ryzosfery do oddzielnych probówek zbiorczych dostarczonych w komercyjnym zestawie do izolacji DNA do ekstrakcji gleby, a następnie postępuj zgodnie z protokołem dostawcy zestawu. Po elucji przechowuj DNA w temperaturze minus 20 stopni Celsjusza, aż będzie gotowe do przejścia do przygotowania biblioteki amplikonów, a następnie wyekstrahuj DNA z próbek korzeniowych.Schłodzić wysterylizowany moździerz i tłuczek za pomocą ciekłego azotu. Odmierz od 600 do 700 miligramów tkanki korzeniowej, umieść tkankę w moździerzu i ostrożnie dodaj tyle ciekłego azotu, aby pokryć korzenie. Zmiel korzenie na małe kawałki.Kontynuuj proces dodawania ciekłego azotu i mielenia co najmniej dwa razy, zachowując spójność między próbkami, aż korzenie staną się drobnym proszkiem. Szybko, zanim proszek korzeniowy zacznie się rozmrażać, użyj sterylnej szpatułki, aby przenieść proszek korzeniowy do wstępnie zważonych 1,5-mililitrowych probówek na lodzie. Zapisz wagę probówki i proszku.Użyj sterylnej szpatułki, aby szybko przenieść 150 miligramów proszku korzeniowego do probówki pobranej dostarczonej w komercyjnym zestawie do izolacji DNA przeznaczonym do ekstrakcji z gleby, a następnie przystąp do izolacji DNA zgodnie z protokołem dostawcy zestawu. Przygotować wystarczającą ilość głównej mieszanki PCR do amplifikacji każdej próbki DNA w trzech egzemplarzach. Wlej mieszankę wzorcową do sterylnego, 25-mililitrowego wielokanałowego zbiornika na pipety i rozprowadź 66 mikrolitrów mieszanki głównej do każdej studzienki nowej 96-dołkowej płytki PCR.Następnie dodaj sześć mikrolitrów po pięć nanogramów na mikrolitr DNA ze znormalizowanej płytki DNA do płytki mieszanki. Następnie dodaj do płytki głównej 1,5 mikrolitra 10-mikromolowego startera do przodu, tak aby każda kolumna miała inny kod kreskowy do przodu, oraz 1,5 mikrolitra 10-mikromolowego startera wstecznego, tak aby każdy rząd miał inny odwrotny kod kreskowy. Przykryj płytkę folią i krótko odkręć płytkę z prędkością 3 000 RCF.Za pomocą pipety wielokanałowej delikatnie wymieszaj zawartość, a następnie podziel ją na trzy płytki z 25 mikrolitrami mieszaniny reakcyjnej i przykryj płytki folią PCR. Amplifikuj DNA w każdej płytce za pomocą termocyklera. Po amplifikacji połącz trzy powtórzone płytki w jedną 96-dołkową płytkę.Korzystając z komputerowego arkusza kalkulacyjnego, oblicz objętość 100 nanogramów każdej próbki, a także średnią objętość dla wszystkich próbek. Dla każdego ślepego produktu PCR dodaj obliczoną średnią objętość do pojedynczej 1,5-mililitrowej probówki. W przypadku pomyślnie amplifikowanych próbek, połącz 100 nanogramów każdej próbki w tej samej probówce, a następnie zmierz stężenie połączonego produktu za pomocą fluorometru stacjonarnego i eluuj 600 nanogramów DNA w wodzie molekularnej do końcowej objętości 100 mikrolitrów w 1,5-mililitrowej probówce.Przechowuj pozostały produkt w puli w temperaturze minus 20 stopni Celsjusza. Przed oczyszczeniem 600-nanogramowej podwielokrotności DNA należy przygotować 600 mikrolitrów świeżego 70% etanolu. Postępuj zgodnie z ustalonym procesem oczyszczania PCR za pomocą kulek paramagnetycznych.Potrząśnij rurką z koralikami magnetycznymi, aby ponownie zawiesić koraliki, które osiadają na dnie. Dodać 1x objętość, 100 mikrolitrów, roztworu kulek do 600-nanogramowej porcji DNA. Dokładnie wymieszać roztwór i kulki, pipetując 10 razy.Po dokładnym wymieszaniu inkubować mieszaninę przez pięć minut w temperaturze pokojowej. Umieść probówkę na stojaku magnetycznym na dwie minuty lub do momentu, gdy roztwór będzie klarowny, aby oddzielić kulki od roztworu. Trzymaj probówkę w stojaku, ostrożnie zasysaj przezroczysty supernatant, nie dotykając kulek magnetycznych, i wyrzuć go.Pozostaw probówkę w stojaku, dodaj do niej 300 mikrolitrów 70% etanolu i inkubuj kulki w temperaturze pokojowej przez 30 sekund. Odessać etanol i wyrzucić go. Powtórz ten proces i usuń cały etanol po drugim praniu.Wyjmij probówkę ze stojaka magnetycznego i susz zawartość na powietrzu przez pięć minut. Dodaj 30 mikrolitrów wody molekularnej do wysuszonych kulek i wymieszaj, pipetując 10 razy. Inkubować w temperaturze pokojowej przez dwie minuty.Umieść probówkę z powrotem na stojaku magnetycznym na jedną minutę, aby oddzielić kulki od roztworu. Przenieść eluat do nowej probówki. Zmierz końcowe stężenie oczyszczonego, połączonego DNA za pomocą fluorometru laboratoryjnego.Rozcieńczyć podwielokrotność do 10 nanomoli w końcowej objętości 30 mikrolitrów lub do stężenia i objętości preferowanych przez urządzenie do sekwencjonowania. Po etapie amplifikacji przeprowadzono sekwencjonowanie w celu określenia składu społeczności bakteryjnej w każdej próbce. Dopasowanie sekwencji PNA do każdego genu rybosomalnego RNA 16S z chloroplastów i mitochondriów dla badanego gospodarza rośliny nie powinno ujawnić żadnych niezgodności.Pojedyncze niedopasowanie do sekwencji PNA składającej się z 13 par zasad może drastycznie zmniejszyć skuteczność, jak w przypadku dostarczonej sekwencji PNA chloroplastu i genu rybosomalnego RNA chloroplastu 16S Lactuca sativa lub sałaty. Ponieważ w każdej próbce zebrano równą ilość amplifikowanego DNA, po sekwencjonowaniu uzyskano parzystą liczbę odczytów, które pasują do taksonów bakteryjnych, na próbkę, posortowaną na podstawie ich indeksu kodu kreskowego. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać dla ośmiu roślin w ciągu około ośmiu godzin.Próbując wykonać tę procedurę, ważne jest, aby zachować spójność między eksperymentami. Drobne szczegóły, takie jak zmiany w metodzie ekstrakcji DNA i głównej mieszance PCR, mogą wprowadzać stronniczość. Zgodnie z tą procedurą, inne metody, takie jak metatranskryptomika, mogą być wykorzystane do udzielenia odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak to, które drobnoustroje są aktywne i jakie geny wyrażają?Nie zapominaj, że praca z ciekłym azotem może być niezwykle niebezpieczna, a podczas wykonywania tej procedury należy zawsze zachować środki ostrożności, takie jak noszenie odpowiednich środków ochrony osobistej.

exploring-root-microbiome-extracting-bacterial-community-data-from

Research

JoVE Journal

Genetics

Genetyka

Celem przedstawionego tutaj protokołu jest zbadanie transkryptomicznej odpowiedzi izolowanych endosferą Bacillus mycoides na wysięki z korzenia ziemniaka. Metoda ta ułatwia identyfikację ważnych genów bakteryjnych zaangażowanych w interakcje roślina-mikroorganizm i zasadniczo ma zastosowanie do innych endofitów i roślin, z niewielkimi dostosowaniami.

Interakcja roślina-mikroorganizm: odpowiedź transkrypcyjna Bacillus mycoides na wysięki z korzeni ziemniaka

Wydobywanie korzeni roślin z pola, jak również przetwarzanie próbek do endosfery, ryzosfery i gleby są szczegółowo opisane, łącznie z metodami ekstrakcji DNA i analizy danych. Niniejszy artykuł ma na celu umożliwienie innym laboratoriom wykorzystania tych technik do badania mikrobiomów glebowych, endosfery i ryzosfer.

Izolacja i analiza zbiorowisk mikrobiologicznych w glebie, ryzosferze i korzeniach w eksperymentach z wieloletnimi trawami

Wizualizacja i pomiar wzrostu korzeni in situ jest niezwykle trudne. Przedstawiamy konfigurowalną metodę rhizobox do śledzenia rozwoju i proliferacji korzeni w czasie w odpowiedzi na wzbogacenie w składniki odżywcze. Metoda ta służy do analizy różnic genotypowych w plastyczności korzeni kukurydzy w odpowiedzi na organiczne źródło azotu.

Zoptymalizowany protokół Rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze

Tutaj opisujemy hydroponiczny test wzrostu roślin, aby określić ilościowo obecność gatunków i zobrazować przestrzenne rozmieszczenie bakterii podczas początkowej kolonizacji korzeni roślin i po ich przeniesieniu do różnych środowisk wzrostu.

Monitorowanie kolonizacji i utrzymania kolonizacji bakteryjnej korzeni Arabidopsis thaliana w pływającym systemie hydroponicznym

Analiza sieci została zastosowana do oceny związku różnych ekologicznych zbiorowisk mikroorganizmów, takich jak gleba, woda i ryzosfera. Przedstawiono protokół dotyczący wykorzystania algorytmu WGCNA do analizy różnych sieci współwystępowania, które mogą wystąpić w zbiorowiskach mikroorganizmów ze względu na różne środowiska ekologiczne.

Dywergencja mikrobioty korzeni w różnych siedliskach w oparciu o ważone sieci korelacji

Mikrokosmosy kompostu wprowadzają do laboratorium różnorodność mikrobiologiczną występującą w naturze, aby ułatwić badania mikrobiomu u Caenorhabditis elegans. Poniżej znajdują się protokoły do przeprowadzania eksperymentów mikrokosmicznych, przy czym eksperymenty wykazują zdolność do modulowania różnorodności mikrobiologicznej środowiska w celu zbadania związków między różnorodnością mikrobiologiczną środowiska a składem mikrobiomu jelitowego robaków.

Mikrokosmosy kompostu jako zróżnicowane mikrobiologicznie, naturalne środowiska do badań nad mikrobiomem u Caenorhabditis elegans

Przedstawiamy protokół dla opartego na szkle, półhydroponicznego systemu eksperymentalnego, wspierającego wzrost różnych filogenetycznie odrębnych roślin z mikrobami lub bez. System jest kompatybilny z różnymi podłożami wzrostowymi i umożliwia nieniszczące pobieranie próbek wysięku korzeniowego do dalszej analizy.

Wszechstronny system szklanych słoików do półhydroponicznego profilowania wysięku korzeniowego

Ten protokół przedstawia niezawodny i wydajny przepływ pracy od pobrania próbki do analizy danych w celu profilowania endofitycznych i epifitycznych mikrobiomów bakteryjnych obecnych w korze Populus trichocarpa.

Przebieg pracy do ilościowej oceny endofitycznych i epifitycznych mikrobiomów bakteryjnych kory Populus trichocarpa

Szybka i ustandaryzowana procedura tworzenia synergicznych wielogatunkowych zbiorowisk biofilmu z różnych gleb ryzosfery jest przedstawiona tutaj. Jest to unikalny protokół przeznaczony do badania i symulacji złożonej mikrobioty glebowej ryzosfery.

Podejście do konstruowania wielogatunkowych zbiorowisk biofilmu z gleby ryzosfery

Tutaj prezentujemy protokół do wyeliminowania interesującego genu zaangażowanego w koniugację plazmidu, a następnie analizujemy wpływ jego braku za pomocą testów kojarzenia. Funkcja genu jest dalej badana w określonym regionie jego sekwencji za pomocą mutacji delecyjnych lub punktowych.

Testy kojarzenia koniugacyjnego do specyficznej dla sekwencji analizy białek transferowych biorących udział w koniugacji bakteryjnej

Poznaj metodę ekstrakcji DNA i profilowania społeczności bakteryjnej z gleby, ryzosfery i endosfery korzeni za pomocą sekwencjonowania 16S rRNA. Protokół ten umożliwia badanie mikrobiomu roślin.

Badanie mikrobiomu korzeni: ekstrakcja danych o społeczności bakteryjnej z gleby, ryzosfery i endosfery korzeni

Przeglądaj więcej filmów