Name: Modelowanie miejsca aktywnego enzymu za pomocą darmowego oprogramowania do wizualizacji molekularnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 37 s
Description: Poznaj modelowanie miejsca aktywnego enzymu glucokinazy przy użyciu czterech darmowych programów do wizualizacji molekularnej. Naucz się analizować interakcje enzymu z ligandami w biologii strukturalnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie tej pracy zostało zapewnione przez National Science Foundation:
Poprawa grantu na studia licencjackie w zakresie STEM (Nagroda #1712268)
Sieci koordynacji badań na studiach licencjackich w zakresie biologii na studiach licencjackich (Nagroda # 1920270)
Jesteśmy wdzięczni doktorowi Karstenowi Theisowi, z Uniwersytetu Westfield, za pomocne dyskusje na temat Jmol.

Autorzy oświadczają, że nie mają żadnych istotnych lub istotnych interesów finansowych, które odnoszą się do badań opisanych w niniejszym artykule.

Protokół ten przedstawia dziesięcioetapowy proces modelowania miejsca aktywnego enzymu, zastosowany w czterech popularnych programach do modelowania biomolekularnego. Krytycznymi etapami protokołu są: identyfikacja ligandów w miejscu aktywnym, wybór reszt w zakresie 5 A w celu zdefiniowania miejsca aktywnego oraz pokazanie interakcji enzymu z ligandami miejsca aktywnego. Rozróżnienie ligandów istotnych dla funkcji biologicznej ma zasadnicze znaczenie, ponieważ pozwala użytkownikowi zdefiniować reszty aminokwasowe w obrębie 5 A, które mogą odgrywać rolę w wiązaniu ligandów. Wreszcie, użycie programu do wyświetlania interakcji molekularnych pozwala użytkownikowi rozwinąć umiejętności niezbędne do zrozumienia interakcji molekularnych, które sprzyjają wiązaniu.
Ograniczeniem komputerowych protokołów modelowania molekularnego jest zależność od określonych poleceń i składni. Podczas gdy protokoły biochemiczne mogą być tolerancyjne na niewielkie zmiany w procedurze, badania komputerowe mogą dać bardzo różne produkty końcowe, jeśli procedura nie jest ściśle przestrzegana. Jest to szczególnie ważne w przypadku korzystania z interfejsów wiersza poleceń, w których do osiągnięcia określonego wyniku wymagana jest składnia specyficzna dla programu, a pozornie nieznaczna zmiana interpunkcji lub wielkich liter może spowodować niepowodzenie polecenia. Istnieją różne Wiki i podręczniki dla każdego programu, w których użytkownik może znaleźć i rozwiązać problemy z danymi wejściowymi wiersza poleceń; Użytkownik powinien zwrócić szczególną uwagę na szczegóły składni poleceń. Chociaż większość programów do wizualizacji molekularnej zawiera polecenia cofania, ze względu na złożoność interfejsów, polecenie cofania nie zawsze wiernie odwraca ostatni wykonany krok. Dlatego często zachęca się do zapisywania bieżącego stanu roboczego, zwłaszcza w przypadku nowych użytkowników.
Dalsze ograniczenia mogą wynikać z danych użytych do stworzenia samego modelu. Podczas gdy standardy zawarte w Banku Danych o Białkach zapewniają pewien poziom spójności, użytkownicy programów do wizualizacji molekularnej często napotykają nieoczekiwane efekty w renderowaniu białek. Po pierwsze, większość struktur określa się za pomocą krystalografii rentgenowskiej, która zapewnia pojedynczy model białka; jednak struktury NMR często składają się z wielu modeli, które można wizualizować pojedynczo. Po drugie, struktury wyznaczone na podstawie eksperymentów krystalograficznych lub kriogenicznej mikroskopii elektronowej mogą zawierać atomy, których położenia nie można wyjaśnić i pojawiają się jako luki w niektórych reprezentacjach białka. Struktury białkowe mogą mieć naprzemienne konformacje łańcuchów bocznych, które po wyświetleniu w renderowaniu patyczków wyglądają jak dwie grupy wystające z tego samego szkieletu aminokwasowego. Nawet krótkie odcinki szkieletu mogą mieć takie alternatywne konformacje, a czasami ligandy są nakładane w miejscu aktywnym w więcej niż jednej konformacji wiązania.
W przypadku struktury krystalicznej zdeponowane współrzędne 3D obejmują wszystkie składniki jednostki asymetrycznej, która dostarcza wystarczającej ilości informacji do odtworzenia powtarzającej się jednostki kryształu białka. Czasami struktura ta będzie zawierać dodatkowe łańcuchy białkowe w porównaniu z biologicznie aktywną formą białka (np. mutant hemoglobiny płodowej, PDB ID: 4MQK). I odwrotnie, niektóre programy mogą nie ładować automatycznie wszystkich łańcuchów biologicznie aktywnej jednostki. Na przykład główna proteaza SARS-CoV2 (PDB ID: 6Y2E) ładuje połowę biologicznie aktywnego dimeru (składającego się z dwóch łańcuchów białkowych) po pobraniu za pomocą poleceń opisanych w tym protokole w ChimeraX, PyMOL i Jmol. Chociaż niewielka modyfikacja polecenia spowoduje załadowanie biologicznie aktywnego dimera, to rozważanie może nie być proste dla początkującego użytkownika programu do modelowania. Innym problemem, który może się pojawić, jest identyfikacja samego miejsca aktywnego lub substratu. Eksperymenty krystalograficzne przeprowadza się przy użyciu różnych cząsteczek, które mogą być modelowane w ostateczną strukturę. Na przykład cząsteczki siarczanu mogą wiązać miejsca wiązania fosforanów w miejscu aktywnym lub mogą wiązać inne regiony, które nie są istotne dla mechanizmu. Cząsteczki te mogą zaciemniać prawidłową identyfikację samego miejsca aktywnego, a nawet mogą sugerować uczniowi, że są częścią mechanizmu.
Przypuszczalnie użytkownik będzie chciał zastosować tę procedurę do innych aktywnych/wiążących stron. Aby zastosować ten protokół w przyszłych pracach obejmujących analizę nowych miejsc aktywnych białek, użytkownik będzie musiał określić, które ze związanych ligandów są istotne dla ich funkcjonowania. Niektóre ligandy nie są związane z funkcją białka, a zamiast tego są wynikiem warunków rozpuszczalnika lub krystalizacji użytych do przeprowadzenia eksperymentu (np. jon potasu obecny w modelu 3FGU). Kluczowe ligandy powinny być zidentyfikowane poprzez zapoznanie się z oryginalnym manuskryptem. Wraz z praktyką i, w stosownych przypadkach, zrozumieniem składni poleceń wiersza, użytkownik będzie w stanie zastosować protokół dla żądanego programu do modelowania do dowolnego miejsca aktywnego enzymu oraz do modelowania innych makrocząsteczek według własnego wyboru.
Identyfikacja i analiza związanych substratów i ligandów ma kluczowe znaczenie dla wyjaśnienia mechanizmów molekularnych i wysiłków związanych z projektowaniem leków opartych na strukturze, które bezpośrednio doprowadziły do poprawy leczenia chorób, w tym zespołu nabytego niedoboru odporności (AIDS) i COVID-19 47,48,49,50,51,52 . Podczas gdy poszczególne programy do wizualizacji molekularnej oferują różne interfejsy i doświadczenia użytkownika, większość z nich oferuje porównywalne funkcje. Dla rozwoju umiejętności wizualizacji biomolekularnej ważne jest, aby studenci biochemii wyższego poziomu zapoznali się z wizualizacją struktury i narzędziami do generowania takich obrazów 4,20,53. Dzięki temu studenci mogą wyjść poza interpretację dwuwymiarowych obrazów w podręcznikach i artykułach w czasopismach i łatwiej opracowywać własne hipotezy na podstawie danych strukturalnych54, które przygotują rozwijających się naukowców do rozwiązywania przyszłych problemów zdrowia publicznego i lepszego zrozumienia procesów biochemicznych.
Podsumowując, protokół ten szczegółowo opisuje aktywne modelowanie lokalizacji przy użyciu czterech wiodących bezpłatnych programów do modelowania makromolekularnego. Nasza społeczność, BioMolViz, przyjmuje niespecyficzne dla oprogramowania podejście do modelowania biomolekularnego. W szczególności unikaliśmy krytyki lub porównywania funkcji programu, chociaż użytkownik próbkujący każdy program prawdopodobnie stwierdzi, że woli pewne aspekty modelowania makromolekularnego w jednym programie niż w innym. Zapraszamy czytelników do korzystania z BioMolViz Framework, który szczegółowo opisuje cele uczenia się oparte na wizualizacji biomolekularnej i zadania skierowane w tym protokole, oraz do zapoznania się z zasobami do nauczania i uczenia się wizualizacji biomolekularnej za pośrednictwem strony internetowej społeczności BioMolViz pod adresem http://biomolviz.org.

Zrozumienie reprezentacji świata molekularnego jest kluczowe dla zdobycia wiedzy eksperckiej w naukach biomolekularnych1, ponieważ interpretacja takich obrazów jest niezbędna do zrozumienia funkcji biologicznych2. Pierwsze zetknięcie ucznia z makrocząsteczkami zazwyczaj następuje poprzez dwuwymiarowe ilustracje w podręcznikach przedstawiające błony komórkowe, organelle, makrocząsteczki itp., jednak rzeczywistość biologiczna polega na tym, że są to struktury trójwymiarowe, a zrozumienie ich właściwości wymaga sposobów wizualizacji i wyciągania wniosków z modeli 3D.
W związku z tym szczególną uwagę poświęcono rozwojowi kompetencji w zakresie wizualizacji biomolekularnej w zaawansowanych kursach nauk o życiu na poziomie molekularnym, a w licznych artykułach wskazywano na znaczenie i trudności związane z nauczaniem oraz ocenianiem umiejętności wizualizacji1,3,4,5,6,7,8,9. Odpowiedzią na te publikacje był wzrost liczby interwencji dydaktycznych, zazwyczaj prowadzonych w ciągu jednego semestru w jednej instytucji, w których programy wizualizacji molekularnej i modele są wykorzystywane do wyjaśniania trudnych koncepcji2,10,11,12,13,14,15. Ponadto badacze starali się scharakteryzować sposób, w jaki studenci wykorzystują programy i/lub modele wizualizacji biomolekularnej do zgłębiania konkretnych zagadnień16,17,18,19. Nasza grupa, BioMolViz, opisała ramy koncepcyjne (Framework), które dzielą nadrzędne motywy kompetencji wizualnych na cele i zamierzenia kształcenia, aby wspomagać tego typu interwencje20,21; prowadzimy również warsztaty szkolące kadrę naukową w zakresie stosowania tych ram w procesie projektowania wstecznego (backward design) ocen służących do pomiaru umiejętności wizualizacji22.
Kluczową umiejętnością we wszystkich tych badaniach jest zdolność do manipulowania strukturami makrocząsteczek przy użyciu programów do wizualizacji biomolekularnej. Narzędzia te zostały opracowane niezależnie na różnych platformach, dlatego ich obsługa i zastosowanie mogą być dość specyficzne. Wymaga to instrukcji dostosowanych do konkretnego programu, a zidentyfikowanie oprogramowania, z którym użytkownik czuje się komfortowo, jest istotne dla ułatwienia jego dalszego wdrażania.
Poza podstawowymi operacjami manipulowania strukturami w 3D (obracaniem, zaznaczaniem i modyfikowaniem modelu), głównym celem jest modelowanie miejsca aktywnego białka. Proces ten pozwala uczącemu się rozwinąć zrozumienie trzech nadrzędnych zagadnień opisanych w BioMolViz Framework: oddziaływań molekularnych, ligandów / modyfikacji oraz zależności między strukturą a funkcją20,21.
Cztery popularne programy do wizualizacji biomolekularnej to: Jmol/JSmol23, iCn3D24, PyMOL25 oraz UCSF Chimera26,27. Osobowom rozpoczynającym pracę z programem Chimera zalecamy korzystanie z UCSF ChimeraX, czyli nowej generacji programu do wizualizacji molekularnej Chimera, która jest obecnie wspieraną wersją tego oprogramowania.
W niniejszym protokole demonstrujemy, jak wykorzystać każdy z tych czterech programów do modelowania miejsca aktywnego ludzkiej glukokinazy w kompleksie z analogiem substratu (PDB ID: 3FGU) oraz do prezentowania pomiarów ilustrujących specyficzne oddziaływania wiążące28. Model ten przedstawia kompleks katalityczny enzymu. Aby uchwycić miejsce aktywne w stanie przedkatalitycznym, do miejsca aktywnego glukokinazy przyłączono niehydrolizowalny analog ATP. Ten ester kwasu fosfoaminofosfonowego z adenylanem (ANP) zawiera wiązanie fosfor-azot zamiast zwykłego wiązania fosfor-tlen w tej pozycji. Miejsce aktywne zawiera również glukozę (oznaczoną w modelu jako BCG) i magnez (oznaczony jako MG). Dodatkowo w strukturze znajduje się jon potasu (K), będący wynikiem zastosowania chlorku potasu w rozpuszczalniku do krystalizacji. Jon ten nie jest krytyczny dla funkcji biologicznej i znajduje się poza miejscem aktywnym.
<img alt="Rycina 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig01.jpg" /> 
Rycina 1: Struktury ATP/ANP. Struktura trifosforanu adenozyny (ATP) w porównaniu z estrem adenylanowym kwasu fosfoaminofosfonowego (ANP). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
Protokół demonstruje wybór związanych ligandów kompleksu analogu substratu oraz identyfikację reszt centrum aktywnego znajdujących się w odległości 5 Å od związanego kompleksu, co pozwala wyodrębnić aminokwasy i cząsteczki wody zdolne do tworzenia istotnych oddziaływań molekularnych, w tym oddziaływań hydrofobowych i sił van der Waalsa.
Wyświetlanie jest początkowo skonfigurowane tak, aby większość białka była przedstawiona w formie schematycznej (cartoon), natomiast aminokwasy centrum aktywnego w formie pałeczkowej (stick), co pozwala na ukazanie odpowiednich atomów białka i wyróżnienie oddziaływań molekularnych. Po kroku 3 protokołu dla każdego programu zastosowano te reprezentacje, a widok białka jest podobny we wszystkich programach (Rycina 2). Na koniec protokołu schemat białka zostaje ukryty, aby uprościć widok i skupić się na centrum aktywnym.
<img alt="Rycina 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig02.jpg" /> 
Rycina 2: Porównanie struktur w różnych programach. Porównanie struktury 3FGU w każdym programie po etapie Dostosowania Reprezentacji (krok 2 lub 3 każdego protokołu). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Kolorowanie CPK stosuje się do aminokwasów centrum aktywnego oraz związanych ligandów29,30. Ten schemat kolorystyczny pozwala odróżnić atomy różnych pierwiastków chemicznych w modelach cząsteczkowych przedstawionych w reprezentacjach liniowej, prętowej, kulkowo-prętowej oraz wypełniającej przestrzeń. W schemacie kolorowania CPK wodór jest biały, azot niebieski, tlen czerwony, siarka żółta, a fosfor pomarańczowy. Tradycyjnie do węgla używa się koloru czarnego, choć w nowoczesnych zastosowaniach kolorowanie węgla może być zróżnicowane.
Atomy wodoru nie są widoczne w strukturach krystalicznych, mimo że każdy z tych programów potrafi przewidzieć ich położenie. Dodanie atomów wodoru do dużej struktury makromolekularnej może ograniczyć widoczność, dlatego nie są one wyświetlane w tym protokole. W związku z tym wiązania wodorowe w tych strukturach będą przedstawiane poprzez pomiar odległości między centrami dwóch heteroatomów (np. tlenu do tlenu, tlenu do azotu).
Przegląd programów 
Graficzne interfejsy użytkownika (GUI) do pobrania: PyMOL (wersja 2.4.1), ChimeraX (wersja 1.2.5) oraz Jmol (wersja 1.8.0_301) to narzędzia do modelowania molekularnego oparte na GUI. Te trzy interfejsy posiadają wiersze poleceń do wprowadzania kodu; wiele z tych samych funkcji jest dostępnych za pomocą menu i przycisków w GUI. Wspólną cechą wiersza poleceń w tych programach jest możliwość wczytywania i ponownego wykonywania poprzednich poleceń za pomocą klawiszy strzałek w górę i w dół na klawiaturze.
Interfejsy graficzne oparte na przeglądarce internetowej: iCn3D (I-see-in-3D) to przeglądarka oparta na WebGL służąca do interaktywnego wyświetlania trójwymiarowych struktur makromolekularnych i związków chemicznych w sieci, bez konieczności instalacji osobnej aplikacji. Nie korzysta ona z wiersza poleceń, choć pełna wersja internetowa posiada edytowalny dziennik poleceń. JSmol to wersja Jmol w języku JavaScript lub HTML5 przeznaczona do użytku na stronie internetowej lub w oknie przeglądarki, której działanie jest bardzo zbliżone do Jmol. JSmol może być wykorzystywany do tworzenia tutoriali online, w tym animacji.
Proteopedia31,32, FirstGlance in Jmol33 oraz interfejs internetowy JSmol (JUDE) w Milwaukee School of Engineering Center for BioMolecular Modeling są przykładami takich środowisk projektowych online opartych na Jmol34. Wiki Proteopedia to narzędzie dydaktyczne, które umożliwia użytkownikowi modelowanie struktury makrocząsteczki i tworzenie stron zawierających te modele w obrębie witryny35. Narzędzie do tworzenia scen w Proteopedia, zbudowane przy użyciu JSmol, integruje GUI z dodatkowymi funkcjami niedostępnymi w GUI Jmol.
Programy Jmol i iCn3D opierają się na języku programowania Java; JSmol wykorzystuje język Java lub HTML5, natomiast PyMOL i ChimeraX opierają się na języku programowania Python. Każdy z tych programów ładuje pliki z bazy danych białek, które można pobrać z RCSB Protein Data Bank, posługując się 4-cyfrowym alfanumerycznym identyfikatorem PDB ID36,37. Najczęstszymi typami plików są pliki Protein Data Bank (PDB) z rozszerzeniem .pdb oraz pliki Crystallographic Information File (CIF lub mmCIF) z rozszerzeniem .cif. Format CIF zastąpił PDB jako domyślny typ pliku w Protein Data Bank, jednak oba formaty plików funkcjonują w tych programach. Przy użyciu plików CIF w porównaniu do plików PDB mogą wystąpić niewielkie różnice w sposobie wyświetlania sekwencji/struktury; pliki te działają jednak podobnie, a różnice te nie będą tutaj szczegółowo omawiane. Molecular Modeling Database (MMDB), produkt National Center for Biotechnology Information (NCBI), jest podzbiorem struktur PDB, do których przypisano informacje kategoryczne (np. cechy biologiczne, konserwatywne domeny białkowe)38. Program iCn3D, produkt NCBI, umożliwia ładowanie plików PDB zawierających dane MMDB.
Aby wyświetlić model, użytkownik może pobrać odpowiedni plik z dedykowanej strony Protein Data Bank dla danej struktury (np. &#160;https://www.rcsb.org/structure/3FGU), a następnie użyć rozwijanego menu &#160;Plik programu, aby otworzyć strukturę. Wszystkie programy umożliwiają również ładowanie pliku struktury bezpośrednio przez interfejs; metoda ta została szczegółowo opisana w protokołach.
Interfejsy graficzne programów ChimeraX, Jmol i PyMOL zawierają jedno lub więcej okien konsoli, których rozmiar można zmienić, przeciągając narożnik. Programy iCn3D i JSmol są w całości osadzone w przeglądarce internetowej. Podczas korzystania z iCn3D użytkownik może potrzebować przewinięcia zawartości okien wyskakujących, aby wyświetlić wszystkie elementy menu, w zależności od rozmiaru i rozdzielczości ekranu.
Szczegółowe protokoły opisane w niniejszym dokumencie przedstawiają prostą metodę wizualizacji centrum aktywnego enzymu przy użyciu każdego z programów. Należy zauważyć, że w każdym programie istnieje wiele sposobów na wykonanie poszczególnych kroków. Na przykład w programie ChimeraX to samo zadanie można zrealizować za pomocą menu rozwijanych, paska narzędzi u góry lub wiersza poleceń. Użytkownicy zainteresowani szczegółowym poznaniem konkretnego programu są zachęcani do zapoznania się z dostępnymi w sieci samouczkami, podręcznikami i stronami Wiki dla tych programów39,40,41,42,43,44,45,46.
Istniejące instrukcje i samouczki do tych programów przedstawiają elementy zawarte w niniejszym protokole jako odrębne zadania. Aby wyświetlić centrum aktywne, użytkownik musi samodzielnie zsyntetyzować wymagane operacje na podstawie różnych instrukcji i samouczków. Niniejsza publikacja uzupełnia dostępne samouczki, prezentując liniowy protokół modelowania oznakowanego centrum aktywnego z oddziaływaniami molekularnymi, dostarczając użytkownikowi logiki modelowania centrum aktywnego, którą można zastosować do innych modeli i programów.
<img alt="Rycina 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig03.jpg" /> 
Rycina 3: Interfejs graficzny (GUI) programu ChimeraX. Interfejs graficzny programu ChimeraX z opisanymi menu rozwijanymi, paskiem narzędzi, przeglądarką struktur oraz linią komend. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rysunek 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig04.jpg" /> 
Rysunek 4: Interfejs graficzny (GUI) iCn3D. Interfejs GUI iCn3D z oznaczonymi menu rozwijanymi, paskiem narzędzi, przeglądarą struktury, dziennikiem poleceń, wyskakującym oknem zestawów zaznaczeń oraz wyskakującymi menu sekwencji i adnotacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Rycina 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig05.jpg" /> 
Rycina 5: Interfejs graficzny Jmol. Interfejs graficzny Jmol z oznaczonymi menu rozwijanymi, paskiem narzędzi, przeglądarą struktur, menu kontekstowym oraz konsolą/linią komend. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rysunek 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig06.jpg" /> 
Rysunek 6: Interfejs graficzny PyMOL. Interfejs graficzny PyMOL z oznakowanymi menu rozwijanymi, przeglądarą struktur, panelem nazw/obiektów, menu sterowania myszą oraz wierszem poleceń. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

<table><tbody><tr><td>ChimeraX (wersja 1.2.5) https://www.rbvi.ucsf.edu/chimerax/</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Komputer</td><td></td><td></td><td>Dowolny</td></tr><tr><td>iCn3D (tylko internetowy: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/icn3d/full.html)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Java (dla Jmol) https://java.com/en/download/</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Jmol (wersja 1.8.0_301) http://jmol.sourceforge.net/</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mysz (opcjonalnie)</td><td></td><td></td><td>Dowolna</td></tr><tr><td>wersja PyMOL (wersja 2.4.1 - edukacyjna): https://pymol.org/2 wersja tylko do użytku edukacyjnego: https://pymol.org/edu/?q=educational</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modelowanie miejsca aktywnego enzymu za pomocą darmowego oprogramowania do wizualizacji molekularnej

Modeling an Enzyme Active Site using Molecular Visualization Freeware

Umiejętności wizualizacji biomolekularnej są niezbędne do zrozumienia kluczowych pojęć w naukach biologicznych, takich jak relacje struktura-funkcja i interakcje molekularne. Różne programy pozwalają uczniowi manipulować strukturami 3D, a modelowanie biomolekularne sprzyja aktywnemu uczeniu się, buduje umiejętności obliczeniowe i wypełnia lukę między dwuwymiarowymi obrazami z podręczników a trzema wymiarami życia. Kluczową umiejętnością w tej dziedzinie jest modelowanie miejsca aktywnego białka, wyświetlanie części makrocząsteczki, które mogą wchodzić w interakcje z małą cząsteczką lub ligandem, w sposób pokazujący interakcje wiążące. W tym protokole opisujemy ten proces za pomocą czterech ogólnodostępnych programów do modelowania makromolekularnego: iCn3D, Jmol/JSmol, PyMOL i UCSF ChimeraX. Ten przewodnik jest przeznaczony dla studentów, którzy chcą nauczyć się podstaw konkretnego programu, a także dla instruktorów włączających modelowanie biomolekularne do swojego programu nauczania. Protokół umożliwia użytkownikowi modelowanie aktywnej witryny za pomocą określonego programu do wizualizacji lub próbkowanie kilku dostępnych bezpłatnych programów. Modelem wybranym do tego protokołu jest ludzka glukokinaza, izoforma enzymu heksokinazy, który katalizuje pierwszy etap glikolizy. Enzym jest związany z jednym z jego substratów, a także z niereaktywnym analogiem substratu, co pozwala użytkownikowi analizować interakcje w kompleksie katalitycznym.

Prawidłowo wykonany protokół dla każdego z programów pozwoli na uzyskanie modelu molekularnego z powiększeniem na centrum aktywne, w którym reszty centrum aktywnego oraz ligandy są przedstawione w formie kulek i prętów (sticks), rysunek schematyczny białka (cartoon) jest ukryty, a ligandy są wyświetlane w kontrastowej kolorystyce. Oddziałujące reszty aminokwasowe powinny być oznaczone swoimi identyfikatorami, a wiązania wodorowe i oddziaływania jonowe powinny być przedstawione za pomocą linii. Obecność tych elementów można stwierdzić poprzez wizualną inspekcję modelu.
Aby ułatwić tę inspekcję i umożliwić użytkownikowi sprawdzenie, czy kroki protokołu zostały wykonane poprawnie, udostępniliśmy animowane rysunki przedstawiające obraz struktury po każdym etapie. W przypadku programów ChimeraX, iCn3D, Jmol oraz PyMOL zostało to zilustrowane odpowiednio na Rysunkach 7-10.
Rycina 7: Wynik protokołu ChimeraX. Animowana rycina ilustrująca kroki 1.1-1.8 protokołu ChimeraX. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/Figure 7.mp4" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinę.</a>
Rycina 8: Wynik protokołu iCn3D. Animowana rycina ilustrująca kroki 2.1-2.8 protokołu iCn3D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/Figure 8.mp4" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinę.</a>
Rysunek 9: Wynik protokołu Jmol. Animowany rysunek ilustrujący kroki 3.1-3.8 protokołu Jmol. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/Figure 9.mp4" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten rysunek.</a>
Rysunek 10: Wynik protokołu PyMOL. Animacja ilustrująca kroki 4.1-4.8 protokołu PyMOL. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/Figure 10.mp4" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten rysunek.</a>
Najczęstszym błędem, który może wpłynąć na wynik tych protokołów, jest błędny wybór, w efekcie czego część struktury zostaje wyświetlona w niepożądanej formie. Jest to zazwyczaj wynikiem błędnego kliknięcia albo w samą strukturę, albo w jeden z przycisków menu wyświetlania. Przykładem nieoptymalnego wyniku byłby model, w którym reszty znajdujące się poza centrum aktywnym są wyświetlone jako pręciki. Użytkownik może sprawdzić, czy wystąpił ten błąd, wizualnie oceniając reszty wyświetlone jako pręciki i upewniając się, że znajdują się one w pobliżu ligandów centrum aktywnego. Zaawansowaną metodą oceny, czy wyświetlone reszty znajdują się w odległości 5Å od ligandów centrum aktywnego, jest wykorzystanie wbudowanych w każdy program narzędzi pomiarowych do zmierzenia odległości między pobliskim ligandem a resztą centrum aktywnego. Narzędzia pomiarowe wykraczają poza zakres niniejszego opracowania; zachęcamy jednak zainteresowanych użytkowników do zapoznania się z licznymi samouczkami online szczegółowo opisującymi tego rodzaju analizę.
Przedstawiamy konkretny przykład nieprawidłowego wykonania tego protokołu, będący wynikiem błędnego kliknięcia w panelu nazw/obiektów w programie PyMOL. Błąd ten powoduje wyświetlenie całego białka w formie kijek (sticks), zamiast pokazania w tej reprezentacji wyłącznie centrum aktywnego, co zilustrowano na Rysunku 11.
<img alt="Rycina 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig11.jpg" /> 
Rycina 11: Wynik negatywny. Przykład wyniku negatywnego. Błędny wybór całej reprezentacji schematycznej (cartoon) w programie PyMOL i wyświetlenie modelu prętowego (sticks). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig11large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Aby rozwiązać ten problem, użytkownik będzie musiał ukryć reprezentację pałeczkową (sticks) dla całego modelu (oznaczonego jako 3FGU w panelu nazw/obiektów), a następnie wyświetlić reprezentację pałeczkową tylko dla zaznaczenia o nazwie „active”, korzystając z przycisków/poleceń ukrywania (hide) i wyświetlania (show) w programie PyMOL. Przywrócenie modelu po tego typu błędzie jest stosunkowo proste, gdy użytkownik potrafi tworzyć odpowiednie zaznaczenia dla różnych części modelu oraz skutecznie je wyświetlać i ukrywać. Pokusa ponownego uruchomienia protokołu i przejścia przez kolejne kroki jeszcze raz jest duża; zachęcamy jednak użytkownika, aby nie bał się wyjść „poza scenariusz” i eksperymentować z modelem. Nasze doświadczenie pokazuje, że rozwiązywanie błędów wyświetlania ułatwia zrozumienie programu do modelowania.
Na Rysunku 12 przedstawiono zestawienie końcowych wyników z pomyślnie wykonanego protokołu dla każdego z programów. Widoki są zorientowane w podobny sposób, aby umożliwić użytkownikowi porównanie wyglądu modeli stworzonych w różnych programach.
<img alt="Rycina 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63170/63170fig12.jpg" /> 
Rycina 12: Porównanie końcowych struktur w różnych programach. Porównanie struktury wizualizacji każdego miejsca aktywnego na koniec protokołu. A: ChimeraX, B: iCn3D, C: Jmol, D: PyMOL. Etykieta miejsca aktywnego w PyMOL obejmuje wszystkie reszty miejsca aktywnego oraz ligandy. Pozostałe wyniki zawierają etykiety tylko dla łańcuchów bocznych tworzących wiązania wodorowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63170/63170fig12large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>

Kluczową umiejętnością w modelowaniu biomolekularnym jest wyświetlanie i opisywanie aktywnych miejsc w białkach. Technika ta została zademonstrowana przy użyciu czterech popularnych darmowych programów do wizualizacji makromolekularnej: iCn3D, Jmol, PyMOL i UCSF ChimeraX.

Modelowanie miejsca aktywnego enzymu za pomocą darmowego oprogramowania do wizualizacji molekularnej

Biomolecular visualization skills are paramount to understanding key concepts in the biological sciences, such as structure-function relationships and ...

Wizualizacja makrocząsteczek biologicznych jest kluczową umiejętnością dla studentów i profesjonalistów w naukach biologicznych. W tym protokole pokazujemy, jak modelować miejsce aktywne enzymu glukokinazy za pomocą czterech ogólnodostępnych programów do modelowania molekularnego. W tym samouczku przedstawiono kilka kroków protokołu dla każdego programu, który obejmuje wybór związanych ligandów i użycie ligandów do wyświetlania aminokwasów i cząsteczek wody w promieniu pięciu angstremów.Informacje pomocnicze do tego manuskryptu zawierają dedykowany film wideo dla każdego programu, który szczegółowo opisuje wszystkie kroki protokołu wraz z dalszymi wyjaśnieniami. Struktura będzie modelować PDBID. 3FGU reprezentuje kompleks katalityczny enzymu glukokinazy.Miejsce aktywne enzymu jest związane z dwoma jego substratami, beta-D-glukozą, która dała identyfikator BGC i jonem magnezu, MG. Dodatkowo ten analog substratu, kwas fosforoaminofosforowy, ester adenylanowy, ANP jest związany z miejscem aktywnym glukokinazy. Ten niehydrolizowalny analog trifosforanu adenozyny, ATP, zapobiega wystąpieniu reakcji fosforylacji, która wychwytuje kompleks miejsca aktywnego przed katalizą. Interfejs programu do modelowania UCSF ChimeraX zawiera menu rozwijane, pasek narzędzi, przeglądarkę konstrukcji i wiersz poleceń.Rozpoczniemy protokół od kroku 1.4, wybierając pozostałości w obrębie pięciu angstremów, aby zdefiniować miejsce aktywne. Aby wybrać ligandy, naciśnij Control, Shift i kliknij dowolny atom lub wiązanie w każdym z trzech ligandów. Naciskaj strzałki w górę, aż wszystkie trzy ligandy zostaną podświetlone zieloną poświatą.Zdefiniuj wybór do wykorzystania w przyszłości, klikając w menu rozwijanym, wybierz definiuj selektor, wpisz ligandy jako nazwę wyboru i kliknij OK. Ponownie, korzystając z menu wyboru, wybierz strefę. Przełącz to na pozostałości i upewnij się, że górne pole jest zaznaczone.Kliknij w porządku. Zauważ, że części kreskówki w promieniu pięciu angstremów od tych ligandów są podświetlone. Aby wyświetlić łańcuchy boczne jako pałeczki i pokazać cząsteczki wody w miejscu aktywnym, użyj menu wiązań atomowych akcji, aby je pokazać.Lub włącz je za pomocą tych przycisków tutaj. Aby usunąć zaznaczenie, kliknij w dowolnym miejscu pustego miejsca. Końcowym wynikiem tego protokołu powinien być model z miejscem aktywnym białka i ligandami pokazanymi jako pałeczki w kontrastowy sposób.Kluczowe oddziaływania wiązania biegunowego są pokazane liniami przerywanymi, a niektóre pozostałości tworzące kontakty są oznaczone. Interfejs iCn3D zawiera menu rozwijane, przeglądarkę struktury i dziennik poleceń. W tym widoku są wyświetlane menu podręczne wybierania zestawów i sekwencji oraz adnotacji, które pojawiają się, gdy użytkownik wykonuje polecenia, które ich wymagają.Rozpoczniemy protokół od kroku 2.4, wybierając reszty w obrębie pięciu angstremów, aby zdefiniować miejsce aktywne. Aby wybrać ligandy, użyj menu rozwijanego wyboru i kliknij wybierz w 3D, upewnij się, że pozostałość jest zaznaczona. Przytrzymując przycisk alt na komputerze PC lub przycisk opcji na komputerze Mac, kliknij pierwszy ligand.Następnie naciśnij Control i kliknij na pozostałe dwa ligany, aby dodać je do zaznaczenia. Zapisz wybór za pomocą menu rozwijanego, kliknij wybierz, zapisz wybór, wprowadź nazwę i kliknij Zapisz. Pojawi się teraz wyskakujące menu wyboru zestawów z wybranymi trzema ligandami.Teraz wybierz reszty w promieniu pięciu angstremów od ligandów. Skorzystaj z menu rozwijanego, wybierz według odległości. W wyświetlonym menu podręcznym zmień drugi element włóczni o promieniu na pięć angstremów, wpisując w bloku, kliknij display.A następnie zamknij okno, klikając X w prawym górnym rogu. Zapisz aktywną witrynę z pięcioma angstromami, klikając menu rozwijane, wybierz Zapisz wybór i użyj klawiatury, aby wprowadzić nazwę. Następnie kliknij Zapisz.Teraz utwórz nowe zaznaczenie, które łączy te dwa zestawy. Można je łączyć w menu kontekstowym wyboru zestawów. Na komputerze PC kliknij dwa zestawy z wciśniętym Control lub kliknij polecenie na komputerze Mac.Ponownie kliknij menu rozwijane, wybierz opcję Zapisz wybór i wpisz nową nazwę, a następnie kliknij przycisk Zapisz. Aby pokazać interakcje, takie jak wiązania wodorowe, użyj menu analizy i wybierz interakcje. Interesować nas będą tu tylko wiązania wodorowe i mostki solne.Więc odznaczymy resztę z nich. Wybierzemy trzy ligandy. A dla drugiego zestawu, pozostałości w obrębie pięciu angstremów.Kliknij opcję Interakcje wyświetlania 3D i zamknij okno. Pokazuje to niektóre pozostałości, które oddziałują ze sobą, ale nie pokazuje całego miejsca aktywnego pięciu angstremów. Aby to wyświetlić, ponownie użyj menu wyboru zestawów.Kliknij pięć pełnych angstremów, a następnie w menu rozwijanym kliknij styl boczne łańcuchy, drążki. Aby zastosować kolorowanie CPK, kliknij menu rozwijane koloru i kliknij atom. Końcowym wynikiem protokołu powinien być model, który wygląda tak, z miejscem aktywnym białka i ligandem pokazanym jako pałeczki pokolorowane w kontrastowy sposób.Ważne interakcje wiążące są pokazane liniami przerywanymi, a wszystkie pozostałości w jednym z wyborów, który został utworzony podczas protokołu, są oznaczone. Interfejs Jmol zawiera menu rozwijane, pasek narzędzi, przeglądarkę struktury, menu kontekstowe oraz konsolę Jmol zawierającą wiersz poleceń. Protokół Jmol rozpoczynamy od kroku 3.4, wybierając reszty w obrębie pięciu angstremów, aby zdefiniować miejsce aktywne.Konsola Jmol to najlepszy sposób na wybór pozostałości w promieniu pięciu angstremów. Wpisz to polecenie, aby wybrać reszty w promieniu pięciu angstremów od trzech ligandów. Wybierane są 193 atomy, ale nie reprezentują one pełnych reszt aminokwasowych.Aby je wybrać, użyj wpisanego polecenia, wybierz w ciągu (grupa, wybrane) i naciśnij enter. Zwróć uwagę, że pojawiają się dodatkowe otoczki zaznaczenia. Aby pokazać te pozostałości jako patyki, kliknij prawym przyciskiem myszy, aby wyświetlić menu podręczne, najedź kursorem na styl, schemat, a następnie kliknij patyczki.Zauważ, że jest tu jeszcze kilka pustych aureoli. Są to cząsteczki wody w miejscu aktywnym. Aby wybrać tylko cząsteczki wody, możemy ponownie wykonać to polecenie, a następnie je zmodyfikować.Kliknij w konsoli, a następnie użyj strzałek w górę, aby znaleźć to polecenie i kliknij Enter, aby je ponownie wykonać. Aby wyświetlić cząsteczki wody jako atomy, chcemy usunąć wybór liganda i białka. W tym celu wpiszemy dwa polecenia.Nasze ligany są uważane za grupy hetero, ale woda jest również uważana za jedną z nich. Tak więc w tym poleceniu musimy zdefiniować, że nie usuwamy wody. Naciśnij enter, a teraz wybrane są tylko cząsteczki wody.Kliknij rozwijane menu wyświetlania, najedź kursorem na atom i kliknij 20%promienia van der Waalsa. Zielony jon magnezu jest nadal pokazany w postaci patyczków. Częściej jony są przedstawiane jako kule.Kliknij w konsoli Jmol, a następnie wpisz wybierz MG, a następnie wypełnij spację 50%Ligandy wewnątrz łańcuchów są pokolorowane identycznie. Aby odróżnić je od siebie, warto ponownie pokolorować ligandy. W konsoli wykonam polecenie wielowierszowe, które skopiowałem i wkleiłem ze ściągawki, którą rozwijam w dodatkowym filmie Jmol.Wynikiem tego protokołu powinien być model, który wygląda tak, z miejscem aktywnym białka pokazanym jako pałeczki. A ligandy pokazały nam patyczki w łagodniejszej kolorystyce. Żółte linie wskazują interakcje wiążące, a poszczególne pozostałości są oznaczone zgodnie z potrzebami.Interfejs PyMOL zawiera menu rozwijane, przeglądarkę struktury, panel nazw obiektów i menu sterowania myszą. Główny wiersz poleceń jest również oznaczony na tym rysunku. Rozpoczynamy protokół pierwotny w kroku 4.4, wybierając reszty w obrębie pięciu angstremów, aby zdefiniować miejsce aktywne.Aby wybrać ligandy, kliknij na każdy z nich. Pojawi się nowy wybór, którego nazwę można zmienić, klikając przycisk A. Za pomocą klawiatury usuń litery sele i wpisz w ich miejsce ligans.Naciśnij Enter. Możemy użyć tego zaznaczenia, aby zdefiniować obszar wokół niego. Zacznij od kliknięcia przycisku A i wybierz duplikat pozycji menu.W tym nowym zaznaczeniu, sel01, kliknij A i wybierz pozycję menu zmiany nazwy. Za pomocą klawiatury usuń istniejące litery i wpisz active. To wciąż wybieranie naszych trzech ligandów, więc będziemy musieli je ponownie zmodyfikować, używając przycisku akcji A.Kliknij przycisk, wybierz modyfikuj i rozwiń zaznaczenie o pięć kątów. Teraz udało nam się uchwycić ligandy i reszty w promieniu pięciu angstremów. Litera S na przycisku S oznacza pokaz.Kliknij na to, aby wyświetlić białko na różne sposoby. Pokażemy tę lukrecję w postaci patyczków. Kliknij puste miejsce, aby wyczyścić zaznaczenie.W ten sposób udało się uchwycić aminokwasy w promieniu pięciu angstremów, ale nie wodę. Możemy ponownie zduplikować zaznaczenie, a teraz zmodyfikować je tak, aby wybrało tylko wodę. W akcjach Przycisk A zduplikuj.Pojawi się wybór 2. Zmieńmy to na aktywną wodę. Tym razem użyjemy przycisku A do modyfikacji, dookoła, aby wybrać atomy wokół naszego wyboru.Atomy w obrębie czterech angstremów. W ten sposób wyselekcjonowano wodę, ale także niektóre atomy łańcuchów bocznych. Aby to jeszcze bardziej zmodyfikować, użyj przycisku A, aby zmodyfikować i ograniczyć do rozpuszczalnika.Teraz widzimy, że tylko cząsteczki wody są oświetlone. Ponownie w przycisku A możemy zastosować ustawienie wstępne. Wybierz ustawienie wstępne, piłkę i kij, a teraz cząsteczki wody są wyświetlane jako kule.Efektem końcowym protokołu jest model, który wygląda tak, z miejscem aktywnym w ligandach pokazanym jako pałeczki pokolorowane w kontrastowy sposób. Żółte linie przerywane pokazują interakcje wiązania biegunowego, a poszczególne pozostałości są oznaczane za pomocą wyborów utworzonych w panelu nazw obiektów. Błędy w wykonaniu protokołu mogą prowadzić do nieoptymalnych wyników.Na przykład całe białko jest wyświetlane w postaci patyczków. Aby rozwiązać problem, użytkownik będzie musiał najpierw ukryć reprezentację drążka dla całej konstrukcji. A następnie ponownie wyświetl reprezentację drążka tylko dla obiektu o nazwie aktywny za pomocą przycisku S.Tutaj modele wygenerowane za pomocą każdego programu są pokazane obok siebie. Chociaż istnieją różnice w wyświetlaniu enzymu, te same kluczowe cechy i interakcje można zaobserwować w każdym z czterech modeli. Użytkownik zainteresowany opanowaniem jednego z programów zawierających wiersz poleceń chce nauczyć się stosować i modyfikować wpisane polecenia.Jak wspomniałem w protokole Jmol, przydatnym narzędziem jest ściągawka z poleceniami. Zwykły plik tekstowy zawierający często używane kody, do których można się odwoływać. Aby stać się zaawansowanym użytkownikiem, warto zrozumieć, które części protokołu można dostosowywać i modyfikować.Przy odrobinie wprawy protokoły te można zastosować do modelowania dowolnego miejsca aktywnego enzymu, które jest przedmiotem zainteresowania.

modeling-an-enzyme-active-site-using-molecular-visualization-freeware

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemia

Kanały transportu cząsteczek wody w enzymach wpływają na solwatację i katalizę miejsca aktywnego. W niniejszym artykule przedstawiamy protokół inżynierii tych dodatkowych motywów katalitycznych w oparciu o modelowanie komputerowe i eksperymenty in silico. Pozwoli to lepiej zrozumieć wpływ dynamiki rozpuszczalnika na katalizę enzymatyczną.

Odkrywanie przyspieszenia entropii wywołanego dynamiką rozpuszczalnika w enzymach błonowych

Przedstawiono protokół do badania online relacji sekwencja-struktura-dynamika białek za pomocą Bio3D-web.

Badanie zależności między sekwencją, strukturą i dynamiką białek za pomocą Bio3D-web

Ten protokół pokazuje, jak uzyskać model ab initio o niskiej rozdzielczości i szczegóły strukturalne białka błonowego rozpuszczonego przez detergent w roztworze przy użyciu rozpraszania neutronów pod małym kątem z dopasowaniem kontrastowym detergentu.

Detergent z dopasowaniem kontrastu w eksperymentach z rozpraszaniem neutronów pod małym kątem do analizy strukturalnej białek błonowych i modelowania ab initio

Spektrometria mas (MS) stała się ważnym narzędziem do badania struktury i dynamiki zespołów makromolekularnych. W tym miejscu integrujemy podejścia oparte na stwardnieniu rozsianym do badania tworzenia kompleksów białkowych i wiązania ligandów.

Analiza architektur białek i kompleksów białko-ligand za pomocą integracyjnej strukturalnej spektrometrii mas

Przedstawiamy ogólny protokół identyfikacji krótkich odcinków homologicznych sekwencji białka gospodarz-patogen (SSHHPS) osadzonych w poliproteinie wirusa. SSHHP są rozpoznawane przez proteazy wirusowe i kierują ukierunkowanym niszczeniem określonych białek gospodarza przez kilka wirusów grupy IV.

Analiza wirusowych SSHHPS grupy IV przy użyciu metod in vitro i in silico

Ten protokół wprowadza dostępne narzędzia do modelowania ligandów małocząsteczkowych na mapach krioEM makromolekuł.

Modelowanie ligandów na mapach pochodzących z kriomikroskopii elektronowej

Przedstawiamy tutaj protokół strukturalnie ukierunkowanego projektowania interakcji wiązania białko-ligand między Sanglifehriną A a Cyklofiliną A/Ganoderiol-F, niezbędny w odkrywaniu nowych leków. Stabilność zespołu ligand-receptor została oceniona za pomocą symulacji dynamiki molekularnej.

Struktura-kierowana projektowanie i opracowywanie nowych inhibitorów cyklofiliny A oraz pochodnych ganoderiol-F: podejście In-Silico

Metody obliczeniowe obiecują przyspieszyć odkrywanie leków, jednak często pomijają dynamiczną naturę struktur białkowych. W tym miejscu omawiamy analizę dokowania opartą na zespołach, aby pośrednio uwzględnić elastyczność białek, potencjalnie poprawiając dokładność i niezawodność wysiłków związanych z odkrywaniem leków.

Wykorzystanie elastyczności i dynamiki struktury białka docelowego w obliczeniowym odkrywaniu leków przy użyciu analizy dokowania opartej na zespołach

W tym badaniu wykorzystano strategie in-silico, aby zidentyfikować enumerowaną etrawirynę jako obiecujący środek terapeutyczny dla HIV. Nasze odkrycia dotyczące interakcji molekularnych i dynamiki wspierają racjonalne projektowanie nowych NNRTI jako możliwych alternatyw leczenia HIV.

Ilościowa zależność struktura-aktywność, przewidywanie aktywności i dynamika molekularna nienukleotydowych inhibitorów odwrotnej transkryptazy

Termoforeza w mikroskali (MST) to czuła technologia do charakteryzowania interakcji aptamer-cel. Niniejszy manuskrypt opisuje protokół MST do charakteryzowania oddziaływań aptamer-małe cząsteczki.

Mapowanie miejsca wiązania aptameru na ATP za pomocą termoforezy w mikroskali

Poznaj modelowanie miejsca aktywnego enzymu glucokinazy przy użyciu czterech darmowych programów do wizualizacji molekularnej. Naucz się analizować interakcje enzymu z ligandami w biologii strukturalnej.

Modelowanie miejsca aktywnego enzymu za pomocą darmowego oprogramowania do wizualizacji molekularnej

Przeglądaj więcej filmów