Name: Prosty protokół mapowania cech architektury systemu korzeniowego roślin (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-10T13:10:00.000+00:00
Duration: 11 min 9 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę hydroponiczną do analizy architektury systemu korzeniowego Arabidopsis i Medicago. Protokół umożliwia wizualizację korzeni bez ryzyka zanieczyszczenia pierwiastkami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Departamentowi Rolnictwa Stanów Zjednoczonych (Grant 58-6406-1-017) za wsparcie tych badań. Wyrażamy również podziękowania dla Centrum Biotechnologii WKU, Western Kentucky University, Bowling Green, KY, USA oraz Dyrektora Centralnego Instytutu Roślin Leczniczych i Aromatycznych CSIR, Lucknow, Indie, za udostępnienie sprzętu i wsparcie (komunikat CSIR CIMAP manuscript no. CIMAP/PUB/2022/103). SS dziękuje za wsparcie finansowe ze strony Saint Joseph's University w Filadelfii w USA.

Cały protokół jest schematycznie podsumowany w Rysunek 1, pokazujący wszystkie niezbędne kroki związane z odkrywaniem architektury systemu korzeniowego (RSA) sadzonek. Kroki protokołu są szczegółowo podane poniżej:
1. Sterylizacja powierzchni nasion rzodkiewnika
<ol>
	<li>Przenieś maleńką miarkę (około 100 nasion = około 2,5 mg) nasion do probówki do mikrofuge i moczyć przez 30 minut w wodzie destylowanej o temperaturze pokojowej (RT). Cała ta procedura odbywa się w warunkach aseptycznych.</li>
	<li>Krótko odwirować probówkę do mikrofuge zawierającą nasiona o sile 500 x g przez 5 s, używając dowolnej wirówki stołowej o temperaturze pokojowej, aby nasiona osiadły.</li>
	<li>Zdekantować wodę, dodać 700 μl etanolu o stężeniu 70% (v/v), wirować przez kilka sekund i wirować. W razie potrzeby powtórzyć wirowanie i wirowanie, ale upewnij się, że czas obróbki 70% etanolu wynosi 3 minuty.</li>
	<li>Po 3 minutach natychmiast spłukać sterylną wodą. Utrzymuj etap mycia etanolem tak szybko, jak to możliwe, ponieważ długotrwałe narażenie na etanol zmniejsza kiełkowanie.</li>
	<li>Potraktuj nasiona rozcieńczonym komercyjnym wybielaczem (4% v/v) z kroplą Tween-20 przez 7 minut. Wymieszaj nasiona z roztworem wybielacza, szybko odwracając probówki 8-12 razy, a następnie krótko odwiruj (500 x g przez 5 s w temperaturze pokojowej). W tubie pojawia się piana.</li>
	<li>Zdekantować supernatant za pomocą pipety o pojemności 1 ml i przepłukać nasiona co najmniej pięcioma płukaniami sterylną wodą, postępując zgodnie z tą samą procedurą wirowania.</li>
	<li>Pozostaw wysterylizowane nasiona powierzchniowe w wodzie i inkubuj przez 2-3 dni w temperaturze 4 °C w celu stratyfikacji10.</li>
</ol>
2. Ustawienie systemu hydroponicznego do kiełkowania nasion
<ol>
	<li>Napełnij do połowy standardowe purpurowe pudełko wodą destylowaną i wlej je do autoklawu. Arkusz poliwęglanu należy sterylizować w autoklawie (wyraźny kolor i gładka tekstura) i wyciąć prostokąty o wymiarach 4 cm x 8 cm, z punktem środkowym naciętym więcej niż w połowie prostokąta, tak aby dwa prostokąty mogły się ze sobą zespolić, tworząc kształt X10. Użyj tej konfiguracji, aby przytrzymać siatkę polipropylenową (kwadraty 6 cm x 6 cm o wielkości porów 250 μm lub w zależności od wymagań) wyciętą z arkuszy 12 x 24 cale<klasa sup="xref">10. 
	UWAGA: Polipropylen jest wysoce odporny na kwasy, zasady i inne chemikalia; W związku z tym zdecydowano się na jego przyjęcie. Autoklawowanie ma tendencję do zniekształcania siatki polipropylenowej; Dlatego zaleca się noszenie go oddzielnie owiniętego w folię aluminiową. Zalecane są typowe warunki autoklawowania wynoszące 16 minut, 121 °C, 15 psi lub 775 mm Hg.</li>
	<li>Dodaj sterylną pożywkę podstawową half-MS z witaminami + 1,5% (w/v) sacharozy, zgodnie z opisem Shukla et al.1, do każdego pudełka, aby dotrzeć do dolnej krawędzi siatki polipropylenowej w przepływie laminarnym. Wszystkie zabiegi przeprowadzane są w warunkach aseptycznych.</li>
	<li>Wysterylizowane powierzchniowo nasiona należy wysiewać hydroponicznie na siatce (porów o wielkości 250 μm) i pozostawić im do wzrostu przez 3 dni.</li>
	<li>Po 3 dniach przenieś sadzonki na siatkę (wielkość porów 500 μm) i pozwól im rosnąć przez 2 dni.</li>
	<li>Po 2 dniach (łącznie 5 dni) przenieść siewki na pożywkę kontrolną (tj. zmodyfikowaną pożywkę MS 1 zawierającą 2,0 mM NH4NO3, 1,9 mM KNO3, 0,15 mM MgSO4·7H2O, 0,1 mM MnSO4·H2O, 3,0 μM ZnSO4·7H2O, 0,1 μM CuSO4·5H2O, 0,3 mM CaCl2·2H2O, 5,0 μM KI, 0,1 μM CoCl2·6H2O, 0,1 mM FeSO4·7H2O, 0,1 mM Na2EDTA·2H2O, 1,25 mM KH2PO4, 100 μM H3BO3, 1 μM Na2MoO4·2H2O, 1,5% sacharozy, 1,25 mM MES, pH 5,7 skorygowane 0,1 M MES [pH 6,1]) i do pożywek doświadczalnych (np. P- [0 mM]; KH2PO4 zastępuje się 0,62 mM K2SO4 z kompozycji pożywki kontrolnej, jak wspomniano powyżej1. W przypadku zabiegów z nadmiarem liczby Pi, stężenie KH2PO4 zwiększa się w zmodyfikowanym podłożu MS [2,5, 5,0, 10,0, 20,0 mM]1) i pozostawia nasiona do wzrostu przez 7 dni. 
	UWAGA: Większy rozmiar porów oczek (500 μm) ułatwia płynne wybieranie całych sadzonek bez żadnych uszkodzeń lub konieczności cięcia na hipokotylu. Sadzonki rosną w standardowych warunkach wzrostu (tj. 16 godzin światła/8 godzin ciemnego fotoperiodu, natężenie światła 150 μmol·m-2·s-1, wilgotność 60%-70%) w temperaturze 23 °C.</li>
</ol>
3. Badanie RSA
<ol>
	<li>Przygotuj płytki agarowe (1,1%) do rozsiewania korzeni (rozmiar płytki Petriego: 150 mm x 15 mm).</li>
	<li>Dodaj 10-20 ml autoklawowanej przefiltrowanej wody z kranu do płytki Petriego, jak wspomniano powyżej. Delikatnie wyciągnij sadzonki z siatki (500 μm) i zanurz je w wodzie na płytkach.</li>
	<li>Delikatnie rozprowadź korzeń każdej sadzonki w talerzu wypełnionym wodą za pomocą okrągłego pędzla akwarelowego (rozmiary: nr 14, 16, 18 i 20). 
	UWAGA: Przeprowadzając rozsiewanie systemu korzeniowego, najpierw chwyć główny korzeń i rozłóż go w linii prostej, ponieważ służy jako oś. Następnie rozprowadź LR symetrycznie po każdej stronie pierwotnego korzenia, jeśli to możliwe. Następnie rozłóż LR drugiego rzędu połączonego z LR pierwszego rzędu. Ten proces rozprowadzania jest rodzajem sztuki; Rób to delikatnie, powoli, jak artysta rysujący obraz RSA.</li>
	<li>Lekko przechyl płytkę, aby usunąć wodę. 
	UWAGA: W tym momencie procedurę można wstrzymać, umieszczając te płytki rozprowadzające w temperaturze 4 °C. Później, gdy wymagane jest przetwarzanie obrazu, wyjmij płyty i umieść je na chwilę w RT. Zetrzyj skondensowaną wodę, a następnie obraz można wygodnie przetworzyć.</li>
</ol>
4. Nagrywanie obrazów dla RSA
<ol>
	<li>Zeskanuj lub sfotografuj te płytki Petriego w odpowiedni sposób. 
	UWAGA: Aby uzyskać wysokiej jakości zdjęcia, do skanowania zalecana jest rozdzielczość 600 dpi, a do fotografii zalecany jest aparat o rozdzielczości co najmniej 12 megapikseli.</li>
	<li>Zmierz cechy architektury systemu korzeniowego za pomocą ogólnodostępnego oprogramowania ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/index.html). Aby szybko wykonać kroki w celu zmierzenia długości korzenia za pomocą oprogramowania ImageJ, zapoznaj się z przykładem "pomiar długości konturu DNA"17. 
	UWAGA: Te kroki są wykonywane, aby zmierzyć długość korzenia na zdjęciach zrobionych za pomocą skanera lub aparatu o wysokiej rozdzielczości.
	<ol>
		<li>Użyj podanej odległości długości, aby ustawić skalę. Znana odległość podziałki liniowej w <silna klasa="xfig">Rysunek 3 wynosi 2 cm. Wybierz narzędzie Linia prosta z paska narzędzi ImageJ (piąte narzędzie od lewej). Użyj narzędzia Linia prosta, aby utworzyć zaznaczenie linii, która obrysuje podziałkę liniową. Zakończ tworzenie konspektu, klikając prawym przyciskiem myszy, klikając dwukrotnie lub klikając pole na początku.</li>
		<li>Zmierz długość znanej podziałki liniowej w pikselach za pomocą paska narzędzi Analizuj > Zmierz. Zanotuj długość w pikselach.</li>
		<li>Otwórz okno dialogowe Ustawianie skali, klikając kartę Ustawianie skali na karcie Analiza. W polu Odległość w pikselach wprowadź długość piksela (jak wspomniano powyżej). Następnie w polu Znana odległość wprowadź wartość, zgodnie z podziałką liniową (w tym przypadku jest to 20 mm). Ustaw jednostkę długości na mm. Współczynnik proporcji pikseli wynosi 1,0. Teraz skala jest określona przez x liczbę pikseli na milimetr. Aby zablokować skalę dla tego konkretnego obrazu, kliknij OK.</li>
		<li>Utwórz zaznaczenie linii, które wyznacza długość korzenia, za pomocą narzędzia Linia segmentowa. Zakończ tworzenie konspektu, klikając prawym przyciskiem myszy, klikając dwukrotnie lub klikając pole na początku. Kliknij i przeciągnij małe czarno-białe "uchwyty" wzdłuż konturu, aby dostosować wybór linii zgodnie z potrzebami.</li>
		<li>Użyj polecenia Zmierz na karcie Analiza w narzędziu ImageJ, aby określić ilościowo długość pierwiastka. Aby przenieść zmierzone dane do arkusza kalkulacyjnego, kliknij prawym przyciskiem myszy okno Wyniki, wybierz Kopiuj wszystko z menu podręcznego, przełącz się do arkusza kalkulacyjnego, a następnie wklej dane. 
		UWAGA: Jak opisano powyżej, ustaw skalę, używając znanej odległości od paska skali w opcji ImageJ ustaw skalę. Daje to liczbę pikseli na jednostkę długości. Wymagane jest świeże ustawienie skali za każdym razem, gdy analizowany jest nowy obraz.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiar i obliczanie cech RSA
	<ol>
		<li>Zmierz długość pierwotnego korzenia między połączeniem hipokotylowym a końcem wierzchołka korzenia.</li>
		<li>Zmierz długość LR pierwszego i drugiego rzędu.</li>
		<li>Zmierz strefę rozgałęzienia (BZ) korzenia pierwotnego. Strefa rozgałęzienia korzenia pierwotnego (BZPR) rozciąga się od pierwszego punktu wyłaniającego się LR do ostatniego punktu wyłaniającego się LR.</li>
		<li>Należy zapisać liczbę LR, która jest liczbą LR pochodzących z granicBZ PR.</li>
		<li>Zmierz średnią długość LR pierwszego i wyższego rzędu. Wyprowadź średnią długość LR pierwszego rzędu (1° LR) (centymetr na pierwiastek), dzieląc całkowitą długość LR 1° przez całkowitą liczbę LR 1°</li>.
		<li>Zmierz średnią długość LR drugiego rzędu. Obliczyć średnią długość LR drugiego rzędu (2° LR), dzieląc całkowitą długość 2° LR przez całkowitą liczbę 2° LR.</li>
		<li>Zmierz gęstość LR 1°. Obliczyć gęstość 1° LR (liczbę 1° LR na jednostkę długości BZPR), dzieląc liczbę 1° LR przez długość BZPR.</li>
		<li>Zmierz gęstość LR 2°. Obliczyć gęstość 2° LR, dzieląc liczbę 2° LR przez długość BZ wynoszącą 1° LR (liczba 2° LR na jednostkę długości BZ 1° korzeni bocznych).</li>
		<li>Zmierz całkowitą długość korzenia (TRL). Jest to suma długości korzenia pierwotnego, 1° LR i 2° LR (i więcej, jeśli występuje).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Pomiar włośnika
UWAGA: Chociaż system hydroponiczny nie jest dobry w promowaniu wzrostu i rozwoju włosów na korzeniach, mimo że jest tak wytrzymały jak w przypadku stałych pożywek wzrostowych, nadal ważne jest, aby go badać w obecnym kontekście. Wykonaj poniższe czynności, aby przeanalizować rozwój włośników w odcinku 5 mm od czubka pierwotnego korzenia siewek.
<ol>
	<li>Odetnij 2 cm odcinek korzenia pierwotnego od wierzchołka korzenia.</li>
	<li>Zamontuj sekcję korzeniową na szkiełku, używając 10% glicerolu jako podłoża montażowego.</li>
	<li>Umieść szkiełko pod mikroskopem stereoskopowym.</li>
	<li>Użyj nośnika osiowego, aby wizualizować i rejestrować obrazy włośników.</li>
	<li>Przeanalizuj obrazy, aby zbadać strukturę i charakterystykę włośników za pomocą oprogramowania ImageJ, jak opisano wcześniej.</li>
</ol>

<ol><li>Shukla, D., Rinehart, C. A., Sahi, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+study+of+excess+phosphate+response+reveals+ethylene+mediated+signaling+that+negatively+regulates+plant+growth+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Comprehensive study of excess phosphate response reveals ethylene mediated signaling that negatively regulates plant growth and development.</a> Scientific Reports. 7 (1), 3074(2017).</li>
<li>Rellán-Álvarez, R., Lobet, G., Dinneny, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+control+of+root+system+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Environmental control of root system biology.</a> Annual Review of Plant Biology. 67, 619-642 (2016).</li>
<li>Gruber, B. D., Giehl, R. F. H., Friedel, S., von Wirén, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+of+the+Arabidopsis+root+system+under+nutrient+deficiencies%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Plasticity of the Arabidopsis root system under nutrient deficiencies.</a> Plant Physiology. 163 (1), 161-179 (2013).</li>
<li>Shukla, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+expression+analysis+reveals+contrasting+regulation+of+phosphate+starvation+response+%28PSR%29+in+root+and+shoot+of+Arabidopsis+and+its+association+with+biotic+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+and+Experimental+Botany%22%5BJournal%5D)">Genome-wide expression analysis reveals contrasting regulation of phosphate starvation response (PSR) in root and shoot of Arabidopsis and its association with biotic stress.</a> Environmental and Experimental Botany. , 188(2021).</li>
<li>Robbins 2nd,, E, N., Dinneny, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+is+required+for+perception+of+water+availability+to+pattern+root+branches+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Growth is required for perception of water availability to pattern root branches in plants.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), E822-E831 (2018).</li>
<li>Linkohr, B. I., Williamson, L. C., Fitter, A. H., Leyser, H. M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrate+and+phosphate+availability+and+distribution+have+different+effects+on+root+system+architecture+of+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">Nitrate and phosphate availability and distribution have different effects on root system architecture of Arabidopsis.</a> The Plant Journal. 29 (6), 751-760 (2002).</li>
<li>Lynch, J. P., Brown, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topsoil+foraging%3A+an+architectural+adaptation+of+plants+to+low+phosphorus+availability%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Soil%22%5BJournal%5D)">Topsoil foraging: an architectural adaptation of plants to low phosphorus availability.</a> Plant and Soil. 237 (2), 225-237 (2001).</li>
<li>López-Bucio, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphate+availability+alters+architecture+and+causes+changes+in+hormone+sensitivity+in+the+Arabidopsis+root+system%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Phosphate availability alters architecture and causes changes in hormone sensitivity in the Arabidopsis root system.</a> Plant Physiology. 129 (1), 244-256 (2002).</li>
<li>Jain, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+sucrose+and+auxin+on+localized+phosphate+deficiency-induced+modulation+of+different+traits+of+root+system+architecture+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Differential effects of sucrose and auxin on localized phosphate deficiency-induced modulation of different traits of root system architecture in Arabidopsis.</a> Plant Physiology. 144 (1), 232-247 (2007).</li>
<li>Jain, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variations+in+the+composition+of+gelling+agents+affect+morphophysiological+and+molecular+responses+to+deficiencies+of+phosphate+and+other+nutrients%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Variations in the composition of gelling agents affect morphophysiological and molecular responses to deficiencies of phosphate and other nutrients.</a> Plant Physiology. 150 (2), 1033-1049 (2009).</li>
<li>Jain, A., Sinilal, B., Dhandapani, G., Meagher, R. B., Sahi, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+deficiency+and+excess+of+zinc+on+morphophysiological+traits+and+spatiotemporal+regulation+of+zinc-responsive+genes+reveal+incidence+of+cross+talk+between+micro-+and+macronutrients%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Effects of deficiency and excess of zinc on morphophysiological traits and spatiotemporal regulation of zinc-responsive genes reveal incidence of cross talk between micro- and macronutrients.</a> Environmental Science and Technology. 47 (10), 5327-5335 (2013).</li>
<li>Jain, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+Fe-responsive+genes+in+bioreduction+and+transport+of+ionic+gold+to+roots+of+Arabidopsis+thaliana+during+synthesis+of+gold+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology+and+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Role of Fe-responsive genes in bioreduction and transport of ionic gold to roots of Arabidopsis thaliana during synthesis of gold nanoparticles.</a> Plant Physiology and Biochemistry. 84, 189-196 (2014).</li>
<li>Williamson, L. C., Ribrioux, S. P., Fitter, A. H., Leyser, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphate+availability+regulates+root+system+architecture+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Phosphate availability regulates root system architecture in Arabidopsis.</a> Plant Physiology. 126 (2), 875-882 (2001).</li>
<li>Yang, T. J. W., Lin, W. D., Schmidt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+profiling+of+the+Arabidopsis+iron+deficiency+response+reveals+conserved+transition+metal+homeostasis+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Transcriptional profiling of the Arabidopsis iron deficiency response reveals conserved transition metal homeostasis networks.</a> Plant Physiology. 152 (4), 2130(2010).</li>
<li>Kobae, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zinc+transporter+of+Arabidopsis+thaliana+AtMTP1+is+localized+to+vacuolar+membranes+and+implicated+in+zinc+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Zinc transporter of Arabidopsis thaliana AtMTP1 is localized to vacuolar membranes and implicated in zinc homeostasis.</a> Plant Cell and Physiology. 45 (12), (2004).</li>
<li>Al-Ghazi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+responses+of+Arabidopsis+root+architecture+to+phosphate+starvation%3A+evidence+for+the+involvement+of+auxin+signalling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+and+Environment%22%5BJournal%5D)">Temporal responses of Arabidopsis root architecture to phosphate starvation: evidence for the involvement of auxin signalling.</a> Plant, Cell and Environment. 26 (7), 1053-1066 (2003).</li>
<li>S, U. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. 1997-2007 (1997).</li>
<li>Dubrovsky, J. G., Forde, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+lateral+root+development%3A+pitfalls+and+how+to+avoid+them%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of lateral root development: pitfalls and how to avoid them.</a> The Plant Cell. 24 (1), 4-14 (2012).</li>
<li>Weeks, J. T., Ye, J., Rommens, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+in+planta+method+for+transformation+of+Alfalfa+%28Medicago+sativa%29%5BTitle%5D)+AND+%22Transgenic+Research%22%5BJournal%5D)">Development of an in planta method for transformation of Alfalfa (Medicago sativa).</a> Transgenic Research. 17 (4), 587-597 (2008).</li>
<li>Shukla, D., Krishnamurthy, S., Sahi, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microarray+analysis+of+Arabidopsis+under+gold+exposure+to+identify+putative+genes+involved+in+the+synthesis+of+gold+nanoparticles+%28AuNPs%29.Genomics+Data%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Microarray analysis of Arabidopsis under gold exposure to identify putative genes involved in the synthesis of gold nanoparticles (AuNPs).Genomics Data.</a> 3, 100-102 (2015).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

W ramach tej pracy zademonstrowano mapowanie RSA przy użyciu prostego sprzętu laboratoryjnego. Za pomocą tej metody zmiany fenotypowe są rejestrowane na poziomie wyrafinowanym. Zaletą tej strategii jest to, że część pędów nigdy nie styka się z podłożem, więc fenotyp sadzonek jest oryginalny. Metoda ta polega na skonfigurowaniu systemu hydroponicznego do uprawy sadzonek zgodnie z opisem w protokole. Następnie każdą sadzonkę wyjmuje się w stanie nienaruszonym i umieszcza na wypełnionej agarem płytce Petriego. Następnie sys...

Architektura systemu korzeniowego (RSA), która znajduje się pod ziemią, jest kluczowym organem dla wzrostu i produktywności roślin1,2,3. Po fazie embrionalnej rośliny przechodzą swoje najważniejsze zmiany morfologiczne. Sposób, w jaki korzenie rosną w glebie, ma duży wpływ na wzrost części roślin nad ziemią. Wzrost korzeni jest pierwszym krokiem do kiełkowania. Jest to cecha informacyjna, ponieważ w unikalny sposób reaguje na różne dostępne składniki odżywcze1,2,3,4. RSA wykazuje wysoki stopień plastyczności rozwojowej, co oznacza, że środowisko jest zawsze wykorzystywane do podejmowania decyzji dotyczących rozwoju2,5. Zmiany w otoczeniu sprawiły, że produkcja roślinna w obecnym scenariuszu stała się trudniejsza. RSA w sposób ciągły włącza sygnały środowiskowe do wyborów rozwojowych5. W rezultacie, dokładne zrozumienie zasad rozwoju korzeni jest niezbędne do poznania, jak rośliny reagują na zmieniające się środowisko2,5.
RSA wykrywa różne stężenia składników odżywczych i generuje zmiany fenotypowe4,6,7,8,9,10,11,12. Badania sugerują, że morfologia korzenia/RSA jest wysoce plastyczna w porównaniu z morfologią pędów1,3. Mapowanie cech RSA jest bardzo skuteczne w rejestrowaniu wpływu zmiany otaczającego środowiska glebowego1,11,12.
Ogólnie, rozbieżności w wpływie różnych niedoborów składników odżywczych na fenotyp korzenia zostały zgłoszone w wielu wcześniejszych badaniach3,11,13,14,15. Na przykład istnieje kilka sprzecznych doniesień na temat wywołanych głodem fosforanów (Pi) zmian w liczbie, długości i gęstości korzeni bocznych (LR). Wzrost gęstości LR został zgłoszony w stanie niedoboru liczby Pi6,8. W przeciwieństwie do tego, spadek gęstości LR w warunkach niedoboru liczby Pi został również zgłoszony przez innych autorów3,13,16. Jedną z głównych przyczyn tych niespójności jest użycie podatnego na zanieczyszczenia pierwiastkowe podłoża żelującego, które agar często zawiera10. Naukowcy zazwyczaj uprawiają swoje eksperymentalne rośliny na systemie płytek na bazie agaru i rejestrują cechy korzeni. Liczne cechy RSA są często ukryte lub zakorzenione w materiale agarowym i nie można ich udokumentować. Eksperymenty związane z wywoływaniem niedoboru składników odżywczych, w których użytkownicy często całkowicie wykluczają jeden składnik z pożywki, nie mogą być przeprowadzane w pożywce żelującej podatnej na zanieczyszczenia pierwiastkowe11,14,15. Liczne składniki odżywcze są często obecne w znacznych ilościach w podłożach agarowych, w tym P, Zn, Fe i wiele innych11,14,15. Co więcej, wzrost RSA jest wolniejszy w pożywkach na bazie agaru niż w pożywkach płynnych na bazie nieagarów. W związku z tym istnieje potrzeba ustanowienia alternatywnego, nieopartego na agarze podejścia do ilościowego i jakościowego rejestrowania fenotypu RSA. W związku z tym opracowano obecną metodę, w której sadzonki są hodowane w purpurowym systemie hydroponicznym opartym na pudełku na siatce polipropylenowej wspartej na klinach poliwęglanowych1,10,11.
To badanie przedstawia szczegółową improwizowaną wersję wcześniejszej metody opisanej przez Jain et al.10. Strategia ta została dostosowana do aktualnych wymagań w zakresie biologii korzeni roślin i może być również stosowana w przypadku roślin takich jak lucerna, innych niż rośliny modelowe. Protokół jest podstawowym sposobem pomiaru zmian w RSA i wymaga jedynie prostego sprzętu. Niniejszy protokół ilustruje, w jaki sposób fenotypowo fenotypowo wyodrębnić kilka cech korzenia, takich jak korzenie pierwotne i boczne w pożywce normalnej i zmodyfikowanej (niedobór liczby Pi). Wskazówki krok po kroku i inne pomocne wskazówki zebrane z doświadczeń autora są dostarczane, aby pomóc badaczom podążać za metodologiami oferowanymi w tej metodzie. Niniejsze badanie ma na celu dostarczenie prostej i skutecznej metody ujawniania całego systemu korzeniowego roślin, w tym LR wyższego rzędu. Ta metoda polega na ręcznym rozprowadzeniu systemu korzeniowego za pomocą okrągłego pędzla akwarelowego, co pozwala na precyzyjną kontrolę nad ekspozycją korzeni1,10,11,12. Nie wymaga drogiego sprzętu ani skomplikowanego oprogramowania. Ta metoda poprawiła pobieranie składników odżywczych i tempo wzrostu; Rośliny mają bogaty w składniki odżywcze roztwór, który jest łatwo wchłaniany przez ich korzenie. Obecna metoda jest odpowiednia dla badaczy, którzy chcą szczegółowo zmapować cechy systemu korzeniowego rośliny, szczególnie we wczesnym okresie rozwoju (10-15 dni po wykiełkowaniu). Nadaje się do małych systemów korzeniowych, roślin modelowych, takich jak Arabidopsis i tytoń, oraz roślin niekonwencjonalnych, takich jak lucerna, dopóki ich system korzeniowy nie zmieści się w purpurowych pudełkach.
Kroki analizy fenotypowej rozwoju RSA u Arabidopsis są opisane w tym protokole w następujący sposób: (1) metoda sterylizacji powierzchni nasion roślin (Arabidopsis), (2) kroki do założenia systemu hydroponicznego, a następnie wysiew nasion na podłożu, (3) procedura pobierania kompletnych nasion i rozsiewania na płytce Petriego w celu analizy RSA, (4) jak rejestrować obrazy dla RSA oraz (5) obliczać ważne parametry RSA za pomocą oprogramowania ImageJ.

<table><tbody><tr><td>Arabidospsis thaliana (Col 0)</td><td>Lehle Seeds</td><td>WT-02</td><td>Columbia (Col-0**, bez markerów)*</td></tr> <tr><td>Pędzle artystyczne</td><td>Amazon lub dowolny inny sprzedawca</td><td></td><td>Okrągły pędzel do akwareli nr 14 (8 mm), 16 (9,5 mm), 18 (12 mm) i 20 (14,2 mm)</td></tr><tr><td>Mikroskop automatyczny z kamerą cyfrową</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>LAS wersja 4.12.0, oprogramowanie do obrazowania Leica Microsystems</td></tr><tr><td></td><td>ImageJ</td><td></td><td>ImageJ V &nbsp; 1.8.0</td></tr><tr><td>Purpurowe pudełko GA-7</td><td>Fisher Scientific&nbsp;</td><td>50-255-176</td><td></td></tr><tr><td>Medicago sativa</td><td>Johnny's Seeds Płytka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petriego (150 mm x 15 mm)</td><td>USA Scientific</td><td>8609-0215</td><td>150 mm x 15 mm PS Szalka Petriego (https://www.usascientific.com)</td></tr><tr><td>Aparat fotograficzny</td><td>Cannon lub Nikon</td><td></td><td>Dowolny aparat o wysokiej rozdzielczości megapikseli (co najmniej 12 megapikseli na cal) w trybie makro</td></tr><tr><td>Plant-Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3301</td><td>Agargel&nbsp; Nadaje się do hodowli tkanek roślinnych</td></tr><tr><td>Arkusze poliwęglanu</td><td>Amazon</td><td></td><td>1 mm&nbsp; gruba</td></tr><tr><td>siatka polipropylenowa</td><td>Amazon</td><td></td><td>Rozmiar porów 250 i mikro; m, 500 i mikro; m oraz 1000 &mikro; </td></tr><tr><td>m Skaner</td><td>Epson</td><td></td><td>Epson Perfection V700 Photo (skanowanie w rozdzielczości 600 dpi)</td></tr></tbody></table>

prosty protokół mapowania cech architektury systemu korzeniowego roślin

A Simple Protocol for Mapping the Plant Root System Architecture Traits

Kompleksowa wiedza na temat rozwoju architektury systemu korzeniowego roślin (RSA) jest kluczowa dla poprawy efektywności wykorzystania składników odżywczych i zwiększenia tolerancji odmian roślin uprawnych na wyzwania środowiskowe. Przedstawiono protokół eksperymentalny dotyczący konfiguracji systemu hydroponicznego, wzrostu sadzonek, rozprzestrzeniania RSA i obrazowania. W podejściu wykorzystano purpurowy system hydroponiczny oparty na pudełku zawierającym siatkę polipropylenową wspartą na klinach poliwęglanowych. Przykładem warunków eksperymentalnych jest ocena RSA sadzonek przy zmiennym zaopatrzeniu w składniki odżywcze (fosforany [Pi]). System został stworzony do badania RSA rzodkiewnika, ale można go łatwo przystosować do badania innych roślin, takich jak Medicago sativa (lucerna). Sadzonki Arabidopsis thaliana (Col-0) są używane w tym badaniu jako przykład pozwalający zrozumieć roślinę RSA. Nasiona są sterylizowane powierzchniowo poprzez obróbkę etanolem i rozcieńczonym wybielaczem komercyjnym i przechowywane w temperaturze 4 °C w celu rozwarstwienia. Nasiona kiełkują i rosną na płynnym podłożu pół-MS na siatce polipropylenowej wspartej na klinach poliwęglanowych. Sadzonki są uprawiane w standardowych warunkach wzrostu przez żądaną liczbę dni, delikatnie wybierane z siatki i zanurzane w płytkach agarowych zawierających wodę. Każdy system korzeniowy sadzonek jest delikatnie rozprowadzany na wypełnionej wodą płytce za pomocą okrągłego pędzla artystycznego. Te płytki Petriego są fotografowane lub skanowane w wysokiej rozdzielczości w celu udokumentowania cech RSA. Cechy korzenia, takie jak korzeń pierwotny, korzenie boczne i strefa rozgałęzienia, są mierzone za pomocą bezpłatnego oprogramowania ImageJ. Badanie to dostarcza technik pomiaru cech korzeni roślin w kontrolowanych warunkach środowiskowych. Omówiliśmy, jak (1) uprawiać sadzonki oraz zbierać i rozprowadzać próbki korzeni, (2) uzyskiwać zdjęcia rozsianych próbek RSA, (3) przechwytywać obrazy i (4) używać oprogramowania do analizy obrazu do ilościowego określania atrybutów korzeni. Zaletą obecnej metody jest wszechstronny, łatwy i skuteczny pomiar cech RSA.

Różne cechy morfometryczne architektury systemu korzeniowego (RSA) są mierzone przy użyciu prostych narzędzi laboratoryjnych, a poszczególne kroki przedstawiono schematycznie na Rysunku 1. Szczegóły dotyczące ustawienia hydroponicznego demonstrują potencjał protokołu w pomiarze RSA (Rysunek 1 i Rysunek 2).
Biorąc pod uwagę zaobserwowane różnice w czynnikach żelujących, wszystkie badania przeprowadzono z w...

Używamy prostych narzędzi laboratoryjnych do badania architektury systemu korzeniowego (RSA) Arabidopsis i Medicago. Sadzonki są uprawiane hydroponicznie na siatce i rozprowadzane za pomocą pędzla artystycznego, aby odsłonić RSA. Obrazy są wykonywane za pomocą skanowania lub kamery o wysokiej rozdzielczości, a następnie analizowane za pomocą ImageJ w celu zmapowania cech.

Prosty protokół mapowania cech architektury systemu korzeniowego roślin

Comprehensive knowledge of plant root system architecture (RSA) development is critical for improving nutrient use efficiency and increasing crop cultivar ...

Jest to nieinwazyjna metoda hydroponiczna do pomiaru architektury systemu korzeniowego przy użyciu rutynowych urządzeń laboratoryjnych. Protokół ten pozwala na pełną wizualizację całego systemu korzeniowego rośliny poprzez jego ręczne rozprowadzanie. Jedną z głównych zalet analizy RSA jest to, że pozwala ona na badanie systemu korzeniowego roślin bez konieczności wprowadzania niepożądanych zanieczyszczeń pierwiastkowych.Metoda ta może rejestrować bezpośrednią interakcję środowiskową, w tym hormonalną, składników odżywczych i warunków klimatycznych, z RSA systemów roślinnych. Rozpocznij powierzchniową sterylizację nasion Arabidopsis, mocząc maleńką miarkę około 100 nasion w wodzie destylowanej o temperaturze pokojowej. Po 30 minutach krótko odwirować nasiona w sile 500 G przez pięć sekund za pomocą wirówki stołowej.Następnie zdekantuj wodę i dodaj 700 mikrolitrów 70% etanolu przed wirowaniem rurki przez kilka sekund. Ponownie odwiruj nasiona. W razie potrzeby powtórzyć wirowanie i odwirowanie, upewniając się, że obróbka 70% etanolem nie przekracza trzech minut.Po trzech minutach natychmiast spłucz nasiona sterylną wodą. Następnie potraktuj nasiona rozcieńczonym komercyjnym wybielaczem zawierającym kroplę TWEEN 20 przez siedem minut. Wymieszaj nasiona z roztworem wybielacza, szybko odwracając rurki od ośmiu do 12 razy.Po krótkim odwirowaniu zdekantować supernatant za pomocą pipety o pojemności jednego mililitra i przepłukać nasiona co najmniej pięć razy sterylną wodą, postępując zgodnie z tą samą procedurą wirowania. Pozostaw wysterylizowane nasiona na powierzchni w wodzie i inkubuj je przez dwa do trzech dni w temperaturze czterech stopni Celsjusza w celu rozwarstwienia. Autoklaw standardowe purpurowe pudełko wypełnione do połowy wodą destylowaną.Pokrój autoklawowany arkusz poliwęglanu na prostokąty o wymiarach cztery na osiem centymetrów z punktem środkowym naciętym więcej niż w połowie prostokąta, tak aby dwa prostokąty mogły się ze sobą zesnąć, tworząc kształt litery X. Użyj tej konfiguracji, aby przytrzymać siatkę polipropylenową o wielkości porów 250 mikrometrów, pociętą na kwadraty o wymiarach sześć na sześć centymetrów. W komorze z laminarnym przepływem powietrza dodaj sterylną połowę podłoża podstawowego MS z witaminami oraz 1,5% sacharozy do każdego pudełka, aby dotrzeć do dolnej krawędzi siatki polipropylenowej.Wysterylizowane nasiona wysterylizowane na powierzchni siej hydroponicznie na siatce i hoduj je przez trzy dni. Po trzech dniach przenieś sadzonki na siatkę o wielkości porów 500 mikrometrów i pozwól im rosnąć przez dwa dni. Następnie przenieś sadzonki na pożywkę kontrolną i na pożywkę eksperymentalną i pozwól nasionom rosnąć przez siedem dni.Dodaj 10 do 20 mililitrów autoklawowanej przefiltrowanej wody z kranu do płytki Petriego. Delikatnie wyciągnij sadzonki z siatki o grubości 500 mikrometrów. Za pomocą okrągłego pędzla artystycznego rozłóż korzenie przypominające rośliny w wypełnionej wodą płytce i zanurz je w wodzie.Lekko przechyl talerz, aby usunąć wodę. Zeskanuj lub sfotografuj te płytki Petriego w odpowiedni sposób. Zmierz architekturę systemu root lub cechy RSA za pomocą bezpłatnego oprogramowania ImageJ, a następnie otwórz plik, który chcesz przeanalizować.Po ustawieniu skali użyj narzędzia Linia prosta, aby utworzyć zaznaczenie linii, która obrysuje pasek podziałki. Zakończ tworzenie konspektu, klikając prawym przyciskiem myszy, klikając dwukrotnie lub klikając pole na początku. Aby zmierzyć długość znanej skali w pikselach, kliknij Analizuj, a następnie Zmierz na pasku narzędzi.Zanotuj długość w pikselach. Otwórz okno dialogowe Ustawianie skali, klikając kartę Ustawianie skali na karcie analizy. Sprawdź długość piksela w polu odległości w pikselach.Następnie wprowadź wartość podziałki liniowej w polu znanej odległości i ustaw jednostkę długości w milimetrach. Zablokuj skalę dla tego konkretnego obrazu, klikając OK. Użyj narzędzia Linia segmentowa, aby wybrać linię, która wyznacza długość korzenia.Po zakończeniu tworzenia konturu dostosuj wybór linii, klikając i przeciągając małe czarno-białe uchwyty wzdłuż konturu. Na karcie analizy ImageJ wybierz polecenie zmierz i określ ilościowo długość pierwiastka. Przenieś zmierzone dane do arkusza kalkulacyjnego, klikając prawym przyciskiem myszy okno wyników, wybierając kopiuj wszystko z menu podręcznego, przełączając się do arkusza kalkulacyjnego i wklejając dane.W celu pomiaru i obliczenia cech RSA zmierz pierwotną długość korzenia między połączeniem hipokotylowym a końcem wierzchołków korzeni. Następnie zmierz korzenie boczne pierwszego rzędu, czyli jeden stopień długości LR, i korzenie boczne drugiego rzędu, czyli dwa stopnie długości LR. Po zakończeniu skopiuj i wklej wszystkie pomiary do arkusza kalkulacyjnego.Zmierz i zapisz strefę rozgałęzienia korzenia pierwotnego (BZPR), która rozciąga się od pierwszego punktu wyłaniającego się korzenia bocznego do ostatniego punktu wyłaniającego się korzenia bocznego. Podobnie zapisz liczbę korzeni bocznych wychodzących w obrębie granicy BZPR. Następnie zmierz średnią długość korzeni bocznych pierwszego i wyższego rzędu.Wyznacz średnią długość pierwotnych korzeni bocznych, dzieląc całkowitą długość pierwotnych korzeni bocznych przez całkowitą liczbę pierwotnych korzeni bocznych. Następnie, aby zmierzyć średnią długość korzeni bocznych drugiego rzędu, oblicz średnią długość wtórnych korzeni bocznych, dzieląc całkowitą długość wtórnych korzeni bocznych przez całkowitą liczbę wtórnych korzeni bocznych. Zmierz pierwotną gęstość korzeni bocznych, dzieląc liczbę pierwotnych korzeni bocznych przez długość BZPR.Następnie zmierz strefę rozgałęzień poszczególnych korzeni bocznych i oblicz wtórną gęstość korzeni bocznych, dzieląc liczbę wtórnych korzeni bocznych przez długość stref rozgałęzień o długości korzeni bocznych drugiego rzędu. Po zakończeniu zmierz całkowitą długość korzenia lub TRL. Jest to suma korzeni pierwotnych oraz pierwotnych i wtórnych długości korzeni bocznych.System hydroponiczny użyty w tym eksperymencie działał dobrze, odzwierciedlając pozornie kontrastujący fenotyp w warunkach niedoboru nieorganicznych fosforanów i wystarczającej ilości. Różne cechy RSA analizowano w kontrastujących ze sobą nieorganicznych reżimach fosforanowych w warunkach hydroponicznych. Leczenie niedoborem fosforanów nieorganicznych wywołało fenotyp korzenia wykazujący krótszy, płytszy i mniej rozgałęziony RSA w porównaniu z wystarczającym stanem fosforanu nieorganicznego.Pierwotna długość korzenia była znacznie osłabiona w warunkach niedoboru fosforanów nieorganicznych. Znaczny i szybki przyrost długości korzenia pierwotnego w obecności 1,25 milimolowego fosforanu nieorganicznego lub pożywki kontrolnej wskazywał na wydajność systemu hydroponicznego i odpowiednio odzwierciedlał zmiany fizjologiczne. Strefa rozgałęzień uległa znacznemu zmniejszeniu w warunkach niedoboru fosforanów nieorganicznych.Średnia długość pierwotnego korzenia bocznego uległa znacznemu zmniejszeniu w stanie z niedoborem liczby pi. Średnia długość korzenia bocznego wtórnego była podobnie zmniejszona ze względu na niedobór fosforanów, jednak była ona mniejsza niż średnia długość korzenia bocznego pierwotnego. Liczba pierwotnych i wtórnych korzeni bocznych znacznie zmniejszyła się w stanie niedoboru fosforanów, w porównaniu z kontrolnym, 1,25 milimolowym nieorganicznym stanem fosforanowym.Pierwotna gęstość korzeni bocznych nie uległa zmianie w warunkach niedoboru fosforanów, w stosunku do kontrolnych, 1,25 milimolowego fosforanu nieorganicznego. Wtórna boczna gęstość korzeni nie wykazała żadnej istotnej zmiany, co wskazuje na znaczenie bocznej gęstości korzeni dla uzyskania wglądu w plastyczność RSA. Delikatnie usunąłem sadzonki z siatki za pomocą pęsety.Za pomocą okrągłej szczotki rozprowadzam korzenie w wypełnionej wodą płytce wszystkie korzenie pierwotne i rozprowadzam je prosto, symetrycznie rozprowadzam korzenie boczne, rozprowadzam korzenie boczne drugiego rzędu połączone z korzeniami bocznymi pierwszego rzędu. Podobną metodę można zastosować do obliczenia powierzchni sadzy końcówek roślin Arabidopsis. Liście Arabidopsis można rozłożyć na drugiej płytce, a następnie wykonać zdjęcie i przeprowadzić analizę za pomocą ogólnodostępnego oprogramowania ImageJ w celu określenia obszaru sadzy.Protokół ten może być wykorzystany do udzielenia odpowiedzi na wszelkie pytania dotyczące wpływu środowiska na plastyczność systemu korzeniowego.

a-simple-protocol-for-mapping-plant-root-system-architecture

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Niniejszy artykuł przedstawia protokół hodowli siewek Arabidopsis w RootChip, mikrofluidycznej platformie obrazowania, która łączy zautomatyzowaną kontrolę warunków wzrostu z mikroskopijnym monitorowaniem korzeni oraz pomiarem wewnątrzkomórkowych poziomów metabolitów w oparciu o technikę FRET.

Obrazowanie fluorescencyjne w czasie rzeczywistym wzrostu korzeni Arabidopsis z szybką manipulacją środowiskiem korzenia przy użyciu urządzenia RootChip

Ten protokół opisuje proces szybkiego zbierania obrazów sadzonek rzodkiewnika reagujących na bodziec grawitacyjny za pomocą dostępnych na rynku skanerów płaskich.  Metoda ta pozwala na niedrogie, wysokonakładowe przechwytywanie obrazów o wysokiej rozdzielczości, które można poddać dalszym algorytmom analizy.

Używanie skanerów płaskich do zbierania poklatkowych obrazów o wysokiej rozdzielczości odpowiedzi grawitropowej korzenia rzodkiewnika

System Lateral Root Induible System (LRIS) pozwala na synchroniczną indukcję korzeni bocznych i jest prezentowany dla Arabidopsis thaliana i kukurydzy.

System indukowany korzeniami bocznymi u Arabidopsis i kukurydzy

Przedstawiono metodologię uzyskiwania wizualnych i ilościowych informacji o strukturze korzeni z danych rentgenowskiej tomografii komputerowej uzyskanych w glebie.

Wyodrębnianie metryk dla trójwymiarowych systemów korzeniowych: analiza objętości i powierzchni z danych rentgenowskiej tomografii komputerowej w glebie

Przedstawiona tutaj jest prosta technika konfokalnego obrazowania poklatkowego o wysokiej rozdzielczości rozwoju korzeni i hipokotylu przez okres do 3 dni przy użyciu obiektywów o dużej aperturze numerycznej i perfluorodekaliny jako medium immersyjnego.

Prosta komora do długoterminowego obrazowania konfokalnego rozwoju korzeni i hipokotylu

Ten artykuł pokazuje, jak hodować siewki Arabidopsis thaliana w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej, która ogranicza główny korzeń i włośniki do jednej płaszczyzny optycznej. Platforma ta może być wykorzystywana do obrazowania optycznego w czasie rzeczywistym drobnej morfologii korzeni, a także do obrazowania w wysokiej rozdzielczości za pomocą innych środków.

Obrazowanie morfologii włośnika siewek rzodkiewnika w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej

Przedstawiono eksperymentalny protokół oceny systemów korzeniowych roślin uprawianych w glebie za pomocą RGB i obrazowania hiperspektralnego. Połączenie szeregów czasowych obrazu RGB z informacjami chemometrycznymi ze skanów hiperspektralnych optymalizuje wgląd w dynamikę korzeni roślin.

RGB i spektralne obrazowanie korzeni do fenotypowania roślin i badań fizjologicznych: konfiguracja eksperymentalna i protokoły obrazowania

Wizualizacja i pomiar wzrostu korzeni in situ jest niezwykle trudne. Przedstawiamy konfigurowalną metodę rhizobox do śledzenia rozwoju i proliferacji korzeni w czasie w odpowiedzi na wzbogacenie w składniki odżywcze. Metoda ta służy do analizy różnic genotypowych w plastyczności korzeni kukurydzy w odpowiedzi na organiczne źródło azotu.

Zoptymalizowany protokół Rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze

Tłumaczenie oczyszczania powinowactwa rybosomów (TRAP) oferuje możliwość analizowania programów rozwojowych przy minimalnym przetwarzaniu narządów i tkanek. Protokół zapewnia wysokiej jakości RNA z komórek ukierunkowanych na podjednostkę rybosomalną znakowaną zielonym białkiem fluorescencyjnym (GFP). Narzędzia do dalszej analizy, takie jak qRT-PCR lub sekwencja RNA, ujawniają profile ekspresji specyficzne dla typu tkanki i komórki.

Translacja oczyszczania powinowactwa rybosomów (TRAP) w celu zbadania rozwoju korzeni rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) w skali specyficznej dla typu komórki

Charakterystyka cech systemu korzeniowego jest jednym z obszarów badań, który jest wciąż w powijakach, szczególnie w przypadku trzciny cukrowej. Integracja wielu podejść do precyzyjnego fenotypu korzeni trzciny cukrowej prowadzi do kompleksowych i holistycznych wyników, umożliwiając wykorzystanie zidentyfikowanych cech i mechanizmów w hodowli konwencjonalnej i molekularnej.

Wielotorowe podejścia do fenotypowania w celu scharakteryzowania systemów korzeniowych trzciny cukrowej

Protokół tutaj opisuje metody oceny wzorców i strategii kolonizacji mikoryzowej w korzeniach dla dwóch gatunków: Zea mays i Festuca rubra. Zastosowanie metody MycoPatt pozwala na obliczanie parametrów, konwersję struktur mikoryzowych na dane cyfrowe oraz odwzorowanie ich rzeczywistego położenia w korzeniach.

Mapy mikoryzowe jako narzędzie do badania wzorców kolonizacji i strategii grzybów w korzeniach Festuca rubra i Zea mays

Poznaj nieinwazyjną metodę hydroponiczną do analizy architektury systemu korzeniowego Arabidopsis i Medicago. Protokół umożliwia wizualizację korzeni bez ryzyka zanieczyszczenia pierwiastkami.

Prosty protokół mapowania cech architektury systemu korzeniowego roślin

Przeglądaj więcej filmów