Name: Szybka konfiguracja obrazowania mikromacierzy tkankowej i obszaru kafelkowego w mikroskopie obrazowania z multipleksowaną wiązką jonów za pomocą interfejsu Tile/SED/Array (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-15T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 15 s
Description: Poznaj szybką konfigurację pól widzenia w obrazowaniu MIBI dla mikromacierzy tkankowych przy użyciu interfejsu TSAI. Ta metoda upraszcza pozycjonowanie obszarów obrazowania i redukuje błędy użytkownika.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

H. Piyadasa był wspierany przez Stypendium Kanadyjskich Instytutów Badań nad Zdrowiem (CIHR) (MFE-176490). B. Oberlton był wspierany przez National Science Foundation (NSF) Fellowship (2020298220). A. Tsai była wspierana przez stypendium Damon Runyon Cancer Research Foundation (DRCRF) (DRG-118-16), Stanford Department of Pathology, Annelies Gramberg Fund i NIH 1U54HL165445-01. Dodatkowe podziękowania należą się dr Avery Lam, dr Davide Franchina i Mako Goldston za pomoc w testowaniu i debugowaniu programu.

Accelerating MIBI Run Setup Using TSAI for Tissue Microarray Imaging

<ol><li>Liu, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplexed+Ion+Beam+Imaging%3A+Insights+into+Pathobiology%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Pathol%22%5BJournal%5D)">Multiplexed Ion Beam Imaging: Insights into Pathobiology.</a> Annu Rev Pathol. 17, 403-423 (2022).</li>
<li>Keren, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MIBI-TOF%3A+A+multiplexed+imaging+platform+relates+cellular+phenotypes+and+tissue+structure%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">MIBI-TOF: A multiplexed imaging platform relates cellular phenotypes and tissue structure.</a> Sci Adv. 5 (10), 1-16 (2019).</li>
<li>Elhanani, O., Keren, L., Angelo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Dimensional+Tissue+Profiling+by+Multiplexed+Ion+Beam+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">High-Dimensional Tissue Profiling by Multiplexed Ion Beam Imaging.</a> Methods Mol Biol. 2386, 147-156 (2022).</li>
<li>Greenwald, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-cell+segmentation+of+tissue+images+with+human-level+performance+using+large-scale+data+annotation+and+deep+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Whole-cell segmentation of tissue images with human-level performance using large-scale data annotation and deep learning.</a> Nat Biotechnol. 40 (4), 555-565 (2022).</li>
<li>Risom, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transition+to+invasive+breast+cancer+is+associated+with+progressive+changes+in+the+structure+and+composition+of+tumor+stroma%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Transition to invasive breast cancer is associated with progressive changes in the structure and composition of tumor stroma.</a> Cell. 185 (2), 299.e18-310.e18 (2022).</li>
<li>McCaffrey, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+immunoregulatory+landscape+of+human+tuberculosis+granulomas%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">The immunoregulatory landscape of human tuberculosis granulomas.</a> Nat. Immunol. 23 (2), 318-329 (2022).</li>
<li>Greenbaum, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+spatially+resolved+timeline+of+the+human+maternal%E2%80%93fetal+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A spatially resolved timeline of the human maternal–fetal interface.</a> Nature. 619 (7970), 595-605 (2023).</li>
<li>Hartmann, F. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+metabolic+profiling+of+human+cytotoxic+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Single-cell metabolic profiling of human cytotoxic T cells.</a> Nat Biotechnol. 39 (2), 186-197 (2021).</li>
<li>Patwa, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplexed+imaging+analysis+of+the+tumor-immune+microenvironment+reveals+predictors+of+outcome+in+triple-negative+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Commun+Biol%22%5BJournal%5D)">Multiplexed imaging analysis of the tumor-immune microenvironment reveals predictors of outcome in triple-negative breast cancer.</a> Commun Biol. 4 (1), 852(2021).</li>
<li>Keren, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Structured+Tumor-Immune+Microenvironment+in+Triple+Negative+Breast+Cancer+Revealed+by+Multiplexed+Ion+Beam+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A Structured Tumor-Immune Microenvironment in Triple Negative Breast Cancer Revealed by Multiplexed Ion Beam Imaging.</a> Cell. 174 (6), 1373.e19-1387.e19 (2018).</li>
<li>Vijayaragavan, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+spatial+proteomic+imaging+for+human+neuropathology%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol.+Commun%22%5BJournal%5D)">Single-cell spatial proteomic imaging for human neuropathology.</a> Acta Neuropathol. Commun. 10 (1), 158(2022).</li>
<li>GitHub - angelolab/toffy: Scripts for interacting with and generating data from the commercial MIBIScope. (n.d.). , https://github.com/angelolab/toffy (2023).</li>
<li>Web Hypertext Application Technology Working Group (WHATWG). (n.d.). HTML Living Standard. , from https://html.spec.whatwg.org/multipage (2023).</li>
<li>ECMA International. (n.d.). ECMAScript 2022 Language Specification. , https://www.ecma-international.org/publications-and-standards/standards/ecma-262 (2023).</li>
<li>World Wide Web Consortium (W3C). (n.d.). Cascading Style Sheets (CSS). , from https://www.w3.org/Style/CSS/Overview.en.html (2023).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Multipleksowane obrazowanie wiązką jonów (MIBI) jest potężną techniką analizowania szczegółowych fenotypów komórkowych i histoarchitektury tkanek 5,6,7,8,9,10,11. Wysiłki obliczeniowe związane z MIBI w dużej mierze koncentrowały się na przetwarzaniu danych po obrazowaniu, ale niewiele zrobio...

Multipleksowane obrazowanie wiązką jonów (MIBI) to technika obrazowania 40+ białek jednocześnie na histologicznych przekrojach tkanek w rozdzielczości do 250 nm1,2,3. Po wybarwieniu histologicznego wycinka tkanki przy użyciu przeciwciał znakowanych izotopowo czystymi metalami elementarnymi, instrument MIBI przeprowadza spektrometrię mas jonów wtórnych, aby jednocześnie określić ilościowo wszystkie izotopy - a tym samym ekspresję wszystkich antygenów 40+ - w poszczególnych miejscach na tkance. Wykonane na siatkach milionów plamek, wynikowe 40+ pleksowych obrazów ekspresji białek umożliwia wytyczenie granic komórek i identyfikację określonych typów komórek przy jednoczesnym zachowaniu kontekstu przestrzennego1,2,3,4. Technika ta została wykorzystana przez setki użytkowników w około 20 miejscach do badania składu komórkowego, profili metabolicznych i/lub architektury dziesiątek typów tkanek w ramach badania odpowiedzi immunologicznej na nowotwory, zapalenie tkanek wywołane przez czynniki zakaźne, neuropatologię demencji i tolerancję immunologiczną w ciąży5,6,7,8,9,10,11.
Kluczowym wąskim gardłem w działaniu instrumentu MIBI jest ustawienie pól widzenia (FOV) - od 200 x 200 μm2 do 800 x 800 μm2 obszarów tkanki - do obrazowania. Obrazy MIBI po jednym polu widzenia na raz, do 800 x 800 μm2, dlatego obrazowanie większych obszarów wymaga zszycia ze sobą wielu pól widzenia. Obrazowanie mikromacierzy tkankowej (np. osiem okrągłych tkanek w <silna klasa="xfig">Rysunek 1A) polega na umieszczeniu wielu pól widzenia w odstępach od siebie. Aby skonfigurować pola widzenia, interfejs producenta dostarcza 1) obraz slajdu z kamery optycznej z krzyżem nitkowym, który w przybliżeniu odpowiada określonej współrzędnej obrazowania (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A) oraz 2) obraz wtórnego detektora elektronów (SED), który pokazuje dokładny obszar na współrzędnej, podobno z dokładnością do 0,1 μm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B). Po pierwsze, użytkownik z grubsza pozycjonuje pojedyncze pole widzenia za pomocą obrazu optycznego. Ponieważ rozdzielczość obrazu wynosi tylko około 60 μm na piksel, jeśli rozmieszczenie jest przesunięte o dwa piksele (2 piksele x 60 μm na piksel), standardowe pole widzenia 400 μm będzie odchylone o 30%. W związku z tym użytkownik musi użyć obrazu SED, aby dostroić pozycję - żmudna sekwencja kilkunastu kroków obejmująca wiele wyskakujących okienek, wpisywanie współrzędnych w polach tekstowych, powolne popychanie SED za pomocą przycisków sterujących kierunkowych, a często nawet zapisywanie współrzędnych na papierze (rysunek uzupełniający 1). Proces ten należy powtórzyć dla każdego miejsca 100+ mikromacierzy tkanek rdzeniowych (TMA). Niektóre narzędzia innych firm mogą pomóc w początkowym zgrubnym pozycjonowaniu12. Jednak nadal wymagają one pewnej wiedzy programistycznej, a ostateczne pozycjonowanie nadal odbywa się w procesie dwunastu kroków. Bardzo kłopotliwe jest również umieszczanie siatek sąsiednich pól widzenia, które zostaną później zszyte w kafelkowy obraz panoramiczny.
Tak więc, interfejs kafelka/SED/tablicy (TSAI) został opracowany w celu umożliwienia użytkownikom szybkiego pozycjonowania dużej liczby pól widzenia za pomocą intuicyjnego, interaktywnego interfejsu graficznego. TSAI składa się z dwóch głównych komponentów: 1) internetowego graficznego interfejsu użytkownika (web UI) do szybkiego umieszczania punktów TMA i kafelków tkanek oraz 2) integracji z interfejsem sterowania użytkownika MIBI w celu generowania kafelkowego obrazu SED i dostosowywania pozycji FOV. Jeśli tylko korzysta się z obrazu optycznego, wiele pól widzenia można z grubsza ustawić, a następnie szybko dostosować za pomocą narzędzi do nawigacji/regulacji pola widzenia (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2, TSAI, lewe odgałęzienie). Jeśli jednak zostanie wykonane kafelkowanie SED, pola widzenia mogą być dokładnie rozmieszczone na kafelkowym obrazie SED bez konieczności dalszych regulacji w trybie SED (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2, TSAI, prawa gałąź). Narzędzia te, które cieszą się ogólnym zainteresowaniem setek obecnych użytkowników MIBI, sprawiają, że kafelkowanie i pozycjonowanie TMA jest bardzo proste nawet dla nowicjuszy i redukują skomplikowane ustawienia MIBI z kilku godzin do kilkudziesięciu minut.

<table><tbody><tr><td>Komputer MIBI</td><td>Ionpath</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MIBIcontrol (oprogramowanie)</td><td>Ionpath</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MIBIscope</td><td>Mikroskop</td><td></td> do <td>obrazowania wiązką jonów (MIBI</td></tr><tr><td>) Ionpath Ionpath</td><td></td><td>567001</td><td>Szkiełko przewodzące do interfejsu MIBI</td></tr><tr><td>Tile/SED/Array Interface (TSAI) (oprogramowanie)</td><td></td><td>https://github.com/ag-tsai/mibi_tsai/</td><td></td></tr></tbody></table>

szybka konfiguracja obrazowania mikromacierzy tkankowej i obszaru kafelkowego w mikroskopie obrazowania z multipleksowaną wiązką jonów za pomocą interfejsu tile/sed/array

Rapid Setup of Tissue Microarray and Tiled Area Imaging on the Multiplexed Ion Beam Imaging Microscope Using the Tile/SED/Array Interface

Multiplexed ion beam imaging (MIBI) to technika mikroskopii nowej generacji oparta na spektrometrii mas, która generuje 40+ pleksów obrazów ekspresji białek w tkankach histologicznych, umożliwiając szczegółową analizę fenotypów komórkowych i organizacji histoarchitektonicznej. Kluczowe wąskie gardło w działaniu występuje, gdy użytkownicy wybierają fizyczne lokalizacje na tkance do obrazowania. Wraz ze wzrostem skali i złożoności eksperymentów MIBI, interfejs dostarczony przez producenta i narzędzia innych firm stają się coraz bardziej nieporęczne do obrazowania dużych mikromacierzy tkankowych i kafelkowych obszarów tkanek. W związku z tym opracowano internetową, interaktywną warstwę interfejsu graficznego typu "what-you-see-is-what-you-get" (WYSIWYG) - interfejs kafelka/SED/tablicy (TSAI) - dla użytkowników do ustawiania lokalizacji obrazowania za pomocą znanych i intuicyjnych gestów myszy, takich jak przeciąganie i upuszczanie, klikanie i przeciąganie oraz rysowanie wielokątów. Napisany zgodnie ze standardami internetowymi już wbudowanymi w nowoczesne przeglądarki internetowe, nie wymaga instalacji zewnętrznych programów, rozszerzeń ani kompilatorów. Interfejs ten, interesujący dla setek obecnych użytkowników MIBI, znacznie upraszcza i przyspiesza konfigurację dużych, złożonych przebiegów MIBI.

TSAI oferuje dwie metody konfigurowania pól widzenia (FOV) (Rysunek 2). Pierwsza z nich wykorzystuje wyłącznie obraz optyczny (Rysunek 2, TSAI, lewa gałąź), podobnie jak inne istniejące metody. Druga metoda – generowanie kafelkowego obrazu SED – jest unikalna dla TSAI (Rysunek 2, TSAI, prawa gałąź). TSAI precyzyjnie nanosi FOV na ten obraz, co eliminuje potrzebę spędzania wielu godzin na ręcznym dopasowywaniu pozycji FOV w trybie SE...

Obrazowanie wiązką jonów (MIBI) jest często używane do obrazowania mikromacierzy tkanek i sąsiadujących, sąsiadujących ze sobą obszarów tkanek, ale obecne oprogramowanie do konfiguracji tych eksperymentów jest kłopotliwe. Interfejs kafelków/SED/tablicy to intuicyjne, interaktywne narzędzie graficzne opracowane w celu znacznego uproszczenia i przyspieszenia konfiguracji uruchamiania MIBI.

Szybka konfiguracja obrazowania mikromacierzy tkankowej i obszaru kafelkowego w mikroskopie obrazowania z multipleksowaną wiązką jonów za pomocą interfejsu Tile/SED/Array

Multiplexed ion beam imaging (MIBI) is a next-generation mass spectrometry-based microscopy technique&#160;that generates 40+ plex images of protein ...

Multipleksowane obrazowanie wiązką jonów (MIBI) to technika obrazowania ekspresji białek w tkankach histologicznych w kilkudziesięciu białkach jednocześnie. Korzystając z MIBI, naukowcy mogą identyfikować, lokalizować i charakteryzować komórki w ich natywnym środowisku tkankowym. Kluczowym wąskim gardłem w działaniu urządzenia MIBI jest ustawianie pól widzenia (FOV) do obrazowania.Pola widzenia to obszary o wymiarach od 200 na 200 mikronów do 800 na 800 mikronów na szkiełku, które użytkownicy umieszczają tak, aby zakryć interesujące obszary tkanki. Pozycjonowanie pól widzenia dla dużych przyległych obszarów tkanki i dużych mikromacierzy tkankowych jest nieporęczne przy użyciu interfejsu producenta. Opracowaliśmy kafelkowy interfejs macierzy SED, aby pomóc użytkownikom w szybkim pozycjonowaniu dużej liczby pól widzenia za pomocą intuicyjnego interaktywnego interfejsu graficznego.Aby rozpocząć, otwórz sieciowy interfejs użytkownika TSAI w przeglądarce internetowej. Następnie otwórz menu Optyczna korejestracja i kliknij Kopiuj automatyczny kod korejestracji do schowka. Otwórz interfejs sterowania użytkownika MIBI w przeglądarce internetowej i naciśnij Ctrl+Shift+J, aby otworzyć konsolę przeglądarki.Wklej kod do konsoli i naciśnij Enter. Kliknij link wygenerowany w konsoli, aby załadować korejestrację do internetowego interfejsu użytkownika TSAI i zapisać ją jako plik cookie. Przeciągnij i upuść obraz optyczny png i pliki json do internetowego interfejsu użytkownika TSAI.Otwórz menu SED Tiler i kliknij pole tekstowe w górnym rzędzie. Kliknij i przeciągnij obraz optyczny, aby wybrać lewy górny róg skanu SED. Naciśnij D, a następnie kliknij i przeciągnij obraz optyczny, aby wybrać prawy dolny róg skanowania SED.W menu SED Tiler (Płytkowce SED) kliknij polecenie Copy SED Scan and Shift Correction Code to Clipboard (Kopiuj kod korekcyjny SED Skan i Shift do schowka). Następnie otwórz interfejs sterowania użytkownikiem MIBI w przeglądarce internetowej. Wklej kod do konsoli i naciśnij Enter.Przełącz MIBI w tryb SED na ustawieniach QC 300 i przejdź do obszaru, który nie zostanie przejęty. Następnie dostosuj wzmocnienie, ostrość i stygmatyzację. Naciśnij Shift+T, aby rozpocząć kafelkowe skanowanie SED.Po zakończeniu system automatycznie zapisuje nowy plik png z kafelkowym obrazem SED. Następnie sprawdź kafelkowy skan SED pod kątem dużych niewspółosiowości. Gdy kafelkowy SED jest odpowiedni, naciśnij Escape i wróć do TSAI web interfejs użytkownika.Przeciągnij i upuść kafelkowy plik png SED do internetowego interfejsu użytkownika TSAI. Kliknij kartę SED i dostosuj powiększenie. Użyj menu opcji slajdu nad obrazem SED, aby dostosować grubość linii oraz rozmiar kursora, jasność i kontrast.Prawidłowo ułożony obraz SED pokazuje minimalne niewspółosiowości między płytkami SED. Z kolei nieoptymalna konfiguracja powoduje duże niewspółosiowości między płytkami SED. Aby ustawić pole widzenia (FOV) dla siatki mikromacierzy tkankowej lub plamek TMA, otwórz kafelkowy obraz SED.Na odpowiednim kafelku kolumny kafelków dostosuj kolumny i wiersze. Następnie zaznacz lub odznacz pola na mapie. Na odpowiednim kafelku kliknij pozycję TMA, aby otworzyć menu opcji TMA.Ustaw liczbę wierszy i kolumn miejsc TMA. W razie potrzeby dodaj prefiks nazewnictwa i edytuj początkową numerację wierszy i kolumn. Na obrazie slajdu kliknij cztery rogi TMA.Następnie kliknij i przeciągnij zakreślone rogi, aby dostosować położenie krzyża nitkowego tak, aby jak najlepiej pasowało do miejsc TMA. W menu opcji TMA kliknij polecenie Build TMA (Zbuduj TMA). Aby sprawdzić położenie kafelków, najedź kursorem na każdy kafelek w kolumnie kafelka.Kliknij przycisk Przenieś, aby dostosować położenie kafelka. Następnie kliknij i przeciągnij obraz slajdu. Aby ustawić pola widzenia tak, aby obejmowały ciągły obszar tkanki, najpierw dostosuj ustawienia pola widzenia w odpowiednim kafelku kolumny kafelka.Na odpowiednim kafelku kliknij opcję Wielokąt, aby pokryć ciągły obszar tkanki. Następnie kliknij obraz slajdu, aby ustawić wierzchołki i rogi obszaru, który ma zostać podzielony na kafelki. Kliknij dwukrotnie, aby zamknąć wielokąt i pokryć obszar polami widzenia.Przewiń do dołu kolumny kafelków i kliknij przycisk trzech ułożonych linii na nowym kafelku wielokąta, aby wyświetlić mapę kafelków. Kliknij gumkę, aby wyłączyć wiele pól widzenia. Następnie kliknij i przeciągnij kafelkowe pola widzenia na obrazie slajdu.Aby włączyć wiele pól widzenia, kliknij Clicker. Następnie kliknij i przeciągnij puste obszary na obrazie slajdu zakryte mapą kafelków. Aby wstawić powyższe wiersze, kliknij przycisk strzałki w górę.Kliknij przycisk strzałki w lewo, aby wstawić kolumny po lewej stronie. Aby dostosować położenie kafelków, kliknij przycisk Przenieś. Następnie kliknij i przeciągnij obraz slajdu.

rapid-setup-tissue-microarray-tiled-area-imaging-on-multiplexed-ion

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Szczegółowy protokół dla sześciomarkerowego multipleksowego panelu immunofluorescencyjnego jest zoptymalizowany i wykonany, przy użyciu automatycznego barwnika dla bardziej spójnych wyników i krótszego czasu zabiegu. Podejście to może być bezpośrednio zaadaptowane przez dowolne laboratorium do badań immunoonkologicznych.

Zautomatyzowany multipleksowy panel immunofluorescencyjny do badań immunoonkologicznych na próbkach tkanek raka utrwalonego formaliną

Szczegółowa instrukcja jest opisana, jak zbudować mikroskop HIST (o dużym nachyleniu) i jego zastosowanie do obrazowania pojedynczych molekuł.

Przewodnik po budowie mikroskopu z dużymi nachylonymi płytkami do obrazowania pojedynczych cząsteczek w rozszerzonym polu widzenia

Opisujemy przygotowanie wstęg odcinków szeregowych i ich zbieranie na dużym nośniku transferu do użycia jako próbki tomografii matrycowej, wraz z automatycznymi procedurami obrazowania w skaningowym mikroskopie elektronowym. Protokół umożliwia badania przesiewowe, wyszukiwanie i ukierunkowane obrazowanie miejscowych, rzadkich zdarzeń oraz pozyskiwanie dużych ilości danych.

Tomografia matrycowa do ukierunkowanego pozyskiwania informacji objętościowych za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej

Analiza obrazu z multipleksowanym kodowaniem kreskowym ostatnio poprawiła charakterystykę mikrośrodowiska guza, umożliwiając kompleksowe badania składu komórki, stanu funkcjonalnego i interakcji komórka-komórka. W niniejszym artykule opisano protokół barwienia i obrazowania z wykorzystaniem kodowania kreskowego przeciwciał sprzężonych z oligonukleotydami i obrazowania cyklicznego, który pozwala na zastosowanie techniki wysokowymiarowej analizy obrazu.

Multipleksowa analiza obrazu z kodowaniem kreskowym do charakterystyki immunoprofilowania i mapowania przestrzennego w analizie pojedynczej komórki próbek tkanek parafinowych

W tym artykule opisany jest protokół ręcznego wzmacniania sygnału tyramidowego (TSA) multipleksowego immunofluorescencji (mIF) połączonego z analizą obrazu i analizą przestrzenną. Protokół ten może być stosowany z sekcjami zatopionymi w parafinie (FFPE) utrwalonymi w formalinie do barwienia od dwóch do sześciu antygenów na szkiełko, w zależności od skanera do szkiełek dostępnego w laboratorium.

Multipleksowa immunofluorescencja połączona z przestrzenną analizą obrazu w celu klinicznej i biologicznej oceny mikrośrodowiska guza

Ten protokół demonstruje izolację pod kontrolą mikroskopii i barwienie immunofluorescencyjne mysich żył płucnych. Przygotowujemy próbki tkanek zawierających lewy przedsionek, żyły płucne i odpowiadające im płuca i wybarwiamy je pod kątem sercowej troponiny T i Connexin 43.

Mikrodysekcja i barwienie immunofluorescencyjne rękawów mięśnia sercowego w mysich żyłach płucnych

Ta metoda opisuje wykorzystanie endogennego sygnału w transgenicznym modelu myszy ARL13B-CENTRIN-2 do obrazowania pierwotnych rzęsek in situ, w trzech wymiarach na dużych obszarach zmineralizowanej tkanki, od pobrania tkanki do analizy organizacji rzęsek. Protokół ten może być również stosowany do innych rodzajów tkanek.

Obrazowanie wolumetryczne i analiza rzęsek pierwotnych w tkance mięśniowo-szkieletowej przy użyciu modelu myszy ARL13B-CENTRIN-2

Ten artykuł opisuje protokół immunofluorescencji multipleksowej zoptymalizowany pod kątem charakterystyki trójwymiarowej architektury przerzutów otrzewnowych.

Trójwymiarowe obrazowanie tkanki nośnej guza przy użyciu iteracyjnego wybielania rozszerza podejście multipleksywalne

Zastosowanie taniej, wszechstronnej techniki fotonapromieniania manualną metodą IBEX pozwala na optymalne obrazowanie tkanki ludzkiej ze znaczną natywną autofluorescencją. Protokół ten szczegółowo opisuje, w jaki sposób uzyskać multipleksowane obrazy całych preparatów z archiwalnych próbek klinicznych przy użyciu odwróconego mikroskopu, powszechnie dostępnych odczynników i oprogramowania typu open source do wyrównywania i przetwarzania obrazu.

Zoptymalizowany przepływ pracy dla iteracyjnego wybielania rozszerza obrazowanie multipleksowe wysoce autofluorescencyjnych próbek klinicznych

Protokół ten opisuje metodologię wykrywania multipleksowego mRNA za pomocą obrazowania białek w tkankach tkanek osadzonych formaliną w parafinie.

Kartografia molekularna z podwójną modalnością: Integracja detekcji multipleksowego mRNA z obrazowaniem białek z cytometrią masową

Spektralne iteracyjne wybielanie rozszerza multipleksencję (IBEX) opiera się na podstawowej technice IBEX, dodając blokowanie heparyny w celu minimalizacji wiązania niespecyficznego oraz wykorzystując detekcję spektralną z obliczeniowym rozmieszaniem w celu tłumienia autofluorescencji. Takie podejście przyspiesza akwizycję obrazu, jednocześnie ograniczając źródła tła, umożliwiając solidne wielorundowe, wysokoparametryczne analizy przestrzenne proteomiczne.

Obrazowanie wysoko-plexowe z użyciem spektralnej mikroskopii konfokalnej w celu minimalizacji niespecyficznej fluorescencji tkanek

Poznaj szybką konfigurację pól widzenia w obrazowaniu MIBI dla mikromacierzy tkankowych przy użyciu interfejsu TSAI. Ta metoda upraszcza pozycjonowanie obszarów obrazowania i redukuje błędy użytkownika.

Szybka konfiguracja obrazowania mikromacierzy tkankowej i obszaru kafelkowego w mikroskopie obrazowania z multipleksowaną wiązką jonów za pomocą interfejsu Tile/SED/Array (Wideo) | JoVE Journal

Szybka konfiguracja obrazowania mikromacierzy tkankowej i obszaru kafelkowego w mikroskopie obrazowania z multipleksowaną wiązką jonów za pomocą interfejsu Tile/SED/Array

Przeglądaj więcej filmów