Name: Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-29T14:35:00.000+00:00
Duration: 5 min 43 s
Description: Poznaj metodę implantacji elektrod EMG w mięśnie kończyn przednich myszy do rejestracji aktywności mięśniowej. Technika ta umożliwia badanie różnicowego wpływu pierwotnej i wtórnej kory ruchowej na kontrolę ruchu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować dr Claire Warriner za wkład w rozwój tej metody. Mark Agrios i Sajishnu Savya pomagali w przygotowaniu figurek. Badania te były wspierane przez Searle Scholar Award, Sloan Research Fellowship, Simons Collaboration on the Global Brain Pilot Award, Whitehall Research Grant Award, The Chicago Biomedical Consortium przy wsparciu Searle Funds w The Chicago Community Trust, grant NIH DP2 NS120847 (AM) oraz grant NIH 2T32MH067564 (AK).

Fabrication and Surgical Implantation of Electromyographic Electrodes in Mice

<ol><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+large+scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake+mobile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging large scale neural activity with cellular resolution in awake mobile mice.</a> Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+of+cortical+activity+underlying+a+tactile+decision+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Flow of cortical activity underlying a tactile decision in mice.</a> Neuron. 81 (1), 179-194 (2014).</li>
<li>Guo, J. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortex+commands+the+performance+of+skilled+movement%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Cortex commands the performance of skilled movement.</a> eLife. 4, e10774(2015).</li>
<li>Morandell, K., Huber, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+forelimb+motor+cortex+areas+in+goal+directed+action+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">The role of forelimb motor cortex areas in goal directed action in mice.</a> Sci Rep. 7 (1), 15759(2017).</li>
<li>Galiñanes, G. L., Bonardi, C., Huber, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directional+reaching+for+water+as+a+cortex-dependent+behavioral+framework+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Directional reaching for water as a cortex-dependent behavioral framework for mice.</a> Cell Rep. 22 (10), 2767-2783 (2018).</li>
<li>Evarts, E. V., Tanji, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reflex+and+intended+responses+in+motor+cortex+pyramidal+tract+neurons+of+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Reflex and intended responses in motor cortex pyramidal tract neurons of monkey.</a> J Neurophysiol. 39 (5), 1069-1080 (1976).</li>
<li>Hounsgaard, J., Hultborn, H., Jespersen, B., Kiehn, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bistability+of+alpha-motoneurones+in+the+decerebrate+cat+and+in+the+acute+spinal+cat+after+intravenous+5-hydroxytryptophan%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Bistability of alpha-motoneurones in the decerebrate cat and in the acute spinal cat after intravenous 5-hydroxytryptophan.</a> J Physiol. 405, 345-367 (1988).</li>
<li>Murphy, P. R., Hammond, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+cutaneous+afferents+in+the+control+of+gamma-motoneurones+during+locomotion+in+the+decerebrate+cat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The role of cutaneous afferents in the control of gamma-motoneurones during locomotion in the decerebrate cat.</a> J Physiol. 434, 529-547 (1991).</li>
<li>Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaling+of+motor+output%2C+from+mouse+to+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Bethesda+Md%22%5BJournal%5D)">Scaling of motor output, from mouse to humans.</a> Physiol Bethesda Md. 34 (1), 5-13 (2019).</li>
<li>Sauerbrei, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+pattern+generation+during+dexterous+movement+is+input-driven%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cortical pattern generation during dexterous movement is input-driven.</a> Nature. 577 (7790), 386-391 (2020).</li>
<li>Barrett, J. M., Raineri Tapies, M. G., Shepherd, G. M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+dexterity+of+mice+during+food-handling+involves+the+thumb+and+a+set+of+fast+basic+movements%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Manual dexterity of mice during food-handling involves the thumb and a set of fast basic movements.</a> PLoS One. 15 (1), e0226774(2020).</li>
<li>Serradj, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Task-specific+modulation+of+corticospinal+neuron+activity+during+motor+learning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Task-specific modulation of corticospinal neuron activity during motor learning in mice.</a> Nat Commun. 14, 2708(2023).</li>
<li>Scholle, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+surface+EMG+characteristics+from+rat+triceps+brachii+muscle+during+treadmill+locomotion+indicate+selective+recruitment+of+functionally+distinct+muscle+regions%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal surface EMG characteristics from rat triceps brachii muscle during treadmill locomotion indicate selective recruitment of functionally distinct muscle regions.</a> Exp Brain Res. 138 (1), 26-36 (2001).</li>
<li>Scholle, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinematic+and+electromyographic+tools+for+characterizing+movement+disorders+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mov+Disord+off+J+Mov+Disord+Soc%22%5BJournal%5D)">Kinematic and electromyographic tools for characterizing movement disorders in mice.</a> Mov Disord off J Mov Disord Soc. 25 (3), 265-274 (2010).</li>
<li>Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+electrode+configuration+for+recording+electromyographic+activity+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice.</a> J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).</li>
<li>Akay, T., Acharya, H. J., Fouad, K., Pearson, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+electromyographic+characterization+of+mice+lacking+EphA4+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and electromyographic characterization of mice lacking EphA4 receptors.</a> J Neurophysiol. 96 (2), 642-651 (2006).</li>
<li>Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degradation+of+mouse+locomotor+pattern+in+the+absence+of+proprioceptive+sensory+feedback%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 111 (47), 16877-16882 (2014).</li>
<li>Miri, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behaviorally+selective+engagement+of+short-latency+effector+pathways+by+motor+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Behaviorally selective engagement of short-latency effector pathways by motor cortex.</a> Neuron. 95 (3), 683-696 (2017).</li>
<li>Osborne, J., Dudman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+A+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: A mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PloS One. 9 (2), e89007(2014).</li>
<li>Santuz, A., Laflamme, O. D., Akay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+brain+integrates+proprioceptive+information+to+ensure+robust+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The brain integrates proprioceptive information to ensure robust locomotion.</a> J Physiol. 600 (24), 5267-5294 (2022).</li>
<li>Warriner, C. L., Fageiry, S., Saxena, S., Costa, R. M., Miri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+cortical+influence+relies+on+task-specific+activity+covariation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Motor cortical influence relies on task-specific activity covariation.</a> Cell Rep. 40, 111427(2022).</li>
</ol>

Protokół ten umożliwia stabilne rejestrowanie aktywności mięśni myszy z głową wykonujących różne zachowania przez kilka tygodni. Ostatnio metoda ta została zastosowana do zbadania neuronalnej kontroli mięśni kończyn podczas zachowań takich jak lokomocja na bieżni18,20, zadanie ciągnięcia joysticka18 i zadanie współskurczu21. Chociaż opisany tutaj protokół jest specyficzny dla mięśni łokci i nadgarstków myszy, można go łatwo zmodyfikować tak, aby rejestrował z różnych mięśni lub różnej liczby mięśni, zmieniając długość i/lub całkowitą liczbę par elektrod. Opisana tutaj metoda została zaadaptowana z metod stosowanych wcześniej do rejestrowania aktywności mięśni kończyn przednich i tylnych u myszy bez zagłówka 15,16,17.
Produkcja elektrod wymaga znacznej praktyki do opanowania. Podczas nauki zalecana jest codzienna praktyka przez 1-2 godziny. Zdejmowanie izolacji z elektrod jest najtrudniejszym krokiem ze względu na dokładny poziom siły wymaganej do przecięcia izolacji bez uszkodzenia leżącego pod spodem drutu. Ten poziom siły zależy od ostrości ostrza, więc częsta wymiana ostrza skalpela może pomóc w zapewnieniu powtarzalności podczas nauki. przewodów do mosiężnych ostrzy złącza może być również trudne, ponieważ stal nierdzewna nie lutuje się łatwo. Zastosowanie dużej ilości topnika kompatybilnego ze stalą nierdzewną pomaga promować połączenie.
Głównym wyzwaniem podczas zabiegu implantacji jest zawiązanie węzła dystalnego bez naruszania wszczepionego drutu lub węzła proksymalnego. Węzeł proksymalny musi być wystarczająco duży, aby nie wślizgiwał się w mięśnie w miejscu wkłucia - dlatego należy unikać zbyt mocnego wiązania węzła w kroku 2 produkcji zestawu elektrod. Jeśli węzeł proksymalny migruje po implantacji, użyj kleszczy zakończonych włóknem węglowym, aby ostrożnie zmienić jego położenie. Powoli zaciskaj węzeł dystalny, mocno trzymając drut kleszczami, aby uniknąć przeciągania całej elektrody. Ten krok ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia długowieczności wszczepionych elektrod: zbyt duże napięcie elektrody może spowodować jej pęknięcie, gdy zwierzę się porusza, podczas gdy luźna elektroda może przesunąć się podczas rekonwalescencji i stracić kontakt z powiązanym mięśniem w miarę gojenia się tkanki.
Zwierzęta bardzo dobrze wracają do zdrowia po operacji, chociaż należy zwrócić uwagę na potencjalne komplikacje. Po pierwsze, myszy będą żuć szwy i elektrody, jeśli będą miały okazję. Podczas gdy obroża elżbietańska zapobiega temu, uniemożliwia również zwierzęciu samodzielną pielęgnację. U niektórych myszy wokół oczu gromadzi się śluz. Od czasu do czasu samce myszy, szczególnie starsze, doświadczają zablokowania cewki moczowej, co może być niepokojące dla zwierzęcia. Pozwolenie zwierzęciu na pielęgnację przez 20 minut każdego dnia przed sprawdzeniem szwów powinno dać zwierzęciu wystarczająco dużo czasu, aby zapobiec tym problemom.
Należy zwrócić uwagę na ważne ograniczenia tej metody. Po pierwsze, te niestandardowe elektrody na ogół nie są w stanie rozwiązać aktywności pojedynczej jednostki motorycznej. Co więcej, nie ma gwarancji, że sygnał elektryczny będzie pochodził wyłącznie z określonego mięśnia (np. bicepsa), ponieważ trudno jest wykluczyć przesłuch z aktywności w pobliskich mięśniach synergicznych. Dlatego w publikacjach badacze powszechnie odnoszą się do zarejestrowanych mięśni przez pryzmat ich grupy synergii (tj. zginacza łokcia). Zaleca się przeprowadzanie sekcji pośmiertnych po każdym eksperymencie w celu sprawdzenia położenia każdej elektrody, ponieważ mogą one przesunąć się w tkance podczas rekonwalescencji.
Naukowcy zainteresowani aktywnością pojedynczej jednostki motorycznej powinni rozważyć wypróbowanie nowo opracowanych elektrod EMG przez Center for Advanced Motor Bioengineering Research (CAMBER) na Uniwersytecie Emory. Elektrody te są nadal opracowywane, ale CAMBER dostarczy najnowszą konstrukcję elektrody. Główną wadą tych elektrod jest ich długowieczność: ręcznie wytwarzane elektrody opisane w tym protokole zazwyczaj pozwalają na zapisy przez kilka tygodni, podczas gdy elektrody CAMBER najlepiej sprawdzają się w krótkoterminowych eksperymentach. Badacze wybierający metodę zapisu EMG mogą skontaktować się bezpośrednio z CAMBER w celu ustalenia, czy ich elektrody będą odpowiednie do danego eksperymentu.

W ostatnich dziesięcioleciach myszy stały się atrakcyjnym organizmem modelowym do badania układu motorycznego ssaków. Typowe podejścia eksperymentalne obejmują myszy z głową wykonujące zadania motoryczne wraz z monitorowaniem i/lub zaburzeniami aktywności neuronalnej1,2,3,4,5. Badania układu motorycznego u większych gatunków (takich jak koty i naczelne) tradycyjnie opierały się na elektromiografii (EMG) do bezpośredniego pomiaru mocy motorycznej podczas takich eksperymentów6,7,8. Jednak rejestrowanie aktywności mięśni u myszy jest trudne, ponieważ ich muskulatura jest zbyt mała dla dostępnych na rynku elektrod EMG używanych w eksperymentach z dużymi ssakami9. Wielu badaczy decyduje się na śledzenie kinematyki kończyn za pomocą video4,10,11 i/lub behawioralnej wydajności2,4,12 do pośredniego badania mocy motorycznej, ale metodom tym brakuje rozdzielczości do wykrycia milisekundowego wpływu aktywności neuronalnej i jej zaburzeń na mięśnie. Dlatego zapis EMG jest pożądany dla badaczy zainteresowanych bezpośrednią kontrolą neuronalną mięśni.
EMG polega na pomiarze napięcia między dwoma punktami, zazwyczaj oddzielonymi od siebie krótką odległością, mniej więcej równoległą do rejestrowanych włókien mięśnia. Elektrody EMG występują w wersji powierzchniowej (lub "łatowej") i domięśniowej (lub "igłowej"). Elektrody powierzchniowe są umieszczane na skórze lub nakładane na tkankę mięśniową i zabezpieczane za pomocą kleju lub szwu. W związku z tym elektrody powierzchniowe są mniej inwazyjne niż elektrody domięśniowe i są najbardziej popularne wśród ludzi, kotów i naczelnych ze względu na ich względną łatwość użycia. Elektrody powierzchniowe są również z powodzeniem stosowane u szczurów i myszy13,14; Muszą być jednak ręcznie wykonane i chirurgicznie wszczepione pod skórę ze względu na skłonność gryzoni do prób usunięcia ciał obcych podczas pielęgnacji. Z kolei domięśniowe elektrody EMG są chirurgicznie wszczepiane w tkankę mięśniową. Ponieważ są one otoczone tkanką mięśniową, zapewniają wysoką rozdzielczość przestrzenną i pozostają nieruchome w pozycji przez czas nieokreślony. W związku z tym wszczepione domięśniowe elektrody EMG są idealne do długotrwałych eksperymentów z udziałem gryzoni. Aby wiarygodnie rejestrować domięśniowe EMG u myszy, naukowcy opracowali metodę ręcznego wytwarzania i wszczepiania elektrod EMG w mięśnie tak małe, jak te w przedramieniu dorosłej myszy. Elektrody te umożliwiają przewlekłą rejestrację mięśni podczas zachowań motorycznych u gryzoni przez kilka tygodni.
Opisany tutaj protokół jest wynikiem dziesięcioletniego udoskonalania uznanych metod15,16,17,18, który zaowocował procedurą ręcznego wytwarzania, wszczepiania i rejestrowania z drutowych elektrod EMG chronicznie wszczepionych w pary mięśni zginaczy/prostowników łokcia i nadgarstka u zachowujących się myszy. Pierwsza sekcja opisuje ręczne wytwarzanie zestawu elektrod z czterema parami elektrod i 8-pinowym złączem dla interfejsu stopnia głównego. Następna sekcja szczegółowo opisuje chirurgiczne wszczepianie elektrod domięśniowo w mięśniach górnych i dolnych ramion w tej samej operacji, co implantacja płyty głowy. Na koniec omówiono reprezentatywne nagrania myszy wykonujących różne zachowania. Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta jest opłacalnym i konfigurowalnym sposobem włączania pomiarów aktywności mięśni do eksperymentów z zachowaniem ustalonym na głowie, co jest idealne dla laboratoriów z pewnym doświadczeniem w produkcji elektrod.

<table><tbody><tr><td>#11 Ostrza skalpela</td><td>World Precision Instruments</td><td>504170</td><td>Do produkcji elektrod EMG</td></tr><tr><td>#3 Uchwyt skalpela</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>Do produkcji elektrod EMG</td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml Sub-Q (100 szt.)&nbsp;</td><td>Becton Dickinson</td><td>309597</td><td>Do podawania leków iniekcyjnych</td></tr><tr><td>Złącze 12-pinowe</td><td>Newark</td><td>33AC2371</td><td>12-pinowe złącze z mosiężnymi złączkami; do produkcji elektrod EMG</td></tr><tr><td>Igły 18 G</td><td>Exel International</td><td>26419</td><td>Do produkcji elektrod EMG</td></tr><tr><td>Igły 27 G&nbsp;</td><td>Exel International</td><td>26426</td><td>Do produkcji elektrod EMG</td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna 3 M Transpore</td><td>3M</td><td>1527-0</td><td>Do zaklejania kończyn zwierzęcia podczas operacji</td></tr><tr><td>6-0 szwy jedwabne</td><td>Henry Schein</td><td>101-2636</td><td>Te szwy dobrze sprawdzają się w przypadku delikatnej skóry wokół nadgarstków&nbsp;</td></tr><tr><td>C& B Metabond Complete Kit</td><td>Pearson Dental</td><td>P16-0126</td><td>Cement dentystyczny do mocowania łącznika do płyty czołowej</td></tr><tr><td>C57BL6/J Myszy&nbsp;</td><td>Jackson Laboratories</td><td>#000664</td><td>Myszy typu dzikiego&nbsp;</td></tr><tr><td>Pęseta Carbofib 5-CF (2)</td><td>Narzędzia rabatowe&nbsp;</td><td>18762</td><td>Kleszczyki z końcówką z włókna węglowego, służące do manipulowania delikatnymi częściami elektrody (odcinki odizolowane lub włożone)&nbsp;</td></tr><tr><td>Karprodyl (karprofen) 50 mg/ml Iniekcja</td><td>Ceva Animal Health, LLC</td><td>G43010B</td><td>Iniekcyjne środki przeciwbólowe do leczenia bólu w trakcie i po operacji</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle</td><td>Holder Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>12060-01</td><td>Do szycia</td></tr><tr><td>Castroviejo Uchwyt igły (duży)</td><td>Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>12565-14</td><td>Do wprowadzania igły do mięśni&nbsp;</td></tr><tr><td>Delikatna skrobaczka do kości</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>10075-16</td><td>Do oddzielania skóry od tkanki leżącej pod spodem&nbsp;</td></tr><tr><td>Dietgel 76A Suplement diety</td><td>Clear H2O</td><td>72-07-5022</td><td>Do pielęgnacji pooperacyjnej</td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Kleszcze</td><td>Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>11251-35</td><td>Do usuwania powięzi nad mięśniami&nbsp;</td></tr><tr><td>Obroża elżbietańska dla myszy</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>EC201V-10</td><td>Do opieki pooperacyjnej</td></tr><tr><td>Enrofloksacyna 2,27%</td><td>Covetrus</td><td>#074743</td><td>Antybiotyk do wstrzykiwań do stosowania w trakcie i po operacji</td></tr><tr><td>Żel epoksydowy</td><td>Devcon</td><td>14265</td><td>Do produkcji elektrod EMG</td></tr><tr><td>Zacisk Hopkins Bulldog (4)</td><td>Stoelting</td><td>10-000-481</td><td>Zaciski do tkanek do płyty czołowej implantacja</td></tr><tr><td>Roztwór izofluranu</td><td>Covetrus</td><td>11695067771</td><td>Znieczulenie wziewne</td></tr><tr><td>Chlorowodorek lidokainy do wstrzykiwań - 2%</td><td>Covetrus</td><td>#002468</td><td>Miejscowy środek przeciwbólowy do leczenia bólu podczas operacji</td></tr><tr><td>Medyczny Tlen</td><td>Airgas</td><td>OX USP200</td><td>Do podawania izofluranu podczas operacji</td></tr><tr><td>MetriCide 1 galon</td><td>Metrex</td><td>10-1400</td><td>Roztwór aldehydu glutarowego do sterylizacji na zimno płyty głowicy i elektrod&nbsp;</td></tr><tr><td>Paski testowe MetriTest 1,5%</td><td>Metrex</td><td>10-303</td><td>Paski testowe do monitorowania roztworu aldehydu glutarowego (zalecane)</td></tr><tr><td>Model 900LS Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt</td><td>Instrumenty Kopf&nbsp;</td><td>900LS</td><td>Stereotax z funkcją Lazy Susan, która umożliwia obracanie platformy podczas operacji&nbsp;</td></tr><tr><td>Drut ze stali nierdzewnej w oplocie 0,0055" powlekany PFA&nbsp;</td><td>Systemy A-M&nbsp;</td><td>793200</td><td>Do produkcji elektrod EMG Podkładki</td></tr><tr><td>przygotowawcze powidonowo-jodowe</td><td>Dynarex</td><td>1108</td><td>Do czyszczenia skóry&nbsp;</td></tr><tr><td>Maść weterynaryjna Puralume&nbsp;</td><td>Dechra</td><td>37327</td><td>Maść do oczu do zabiegu chirurgicznego&nbsp;</td></tr><tr><td>Sterylne waciki nasączone alkoholem</td><td>Dynarex</td><td>1113</td><td>Do oczyszczania skóry&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleszczyki proste drobne #5</td><td>Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>11295-10</td><td>Do zwijania drutu po włożeniu&nbsp;</td></tr><tr><td>Proste cienkie nożyczki</td><td>Narzędzia precyzyjne</td><td>14060-11</td><td>Do cięcia drutu&nbsp;</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Student Vannas</td><td>Narzędzia do precyzyjnej nauki</td><td>91500-09</td><td>Do wykonywania nacięć, przycinania tłuszczu i powięzi oraz szycia&nbsp;</td></tr><tr><td>Pęseta Technik 7B-SA (2)</td><td>Narzędzia Aven</td><td>18074USA</td><td>Zakrzywione kleszcze, do ogólnego użytku podczas operacji</td></tr><tr><td>Maść z potrójnym antybiotykiem</td><td>Walgreens</td><td>975863</td><td>Miejscowy antybiotyk do zabiegu</td></tr><tr><td>V-1 Stołowy laboratoryjny system znieczulenia zwierząt</td><td>VetEquip</td><td>901806</td><td>Zawiera wszystkie niezbędne urządzenia do indukcji znieczulenia i oczyszczania, w tym parownik, komorę indukcyjną, ruchomy stożek nosowy z tworzywa sztucznego i rurki&nbsp;</td></tr></tbody></table>

rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami emg

Recording Forelimb Muscle Activity in Head&#45;Fixed Mice with Chronically Implanted EMG Electrodes

Potężne narzędzia genetyczne i molekularne dostępne w badaniach neurobiologicznych systemów myszy umożliwiły badaczom badanie funkcji układu motorycznego z niespotykaną precyzją u myszy z głową wykonujących różne zadania. Niewielki rozmiar myszy utrudnia pomiar mocy motorycznej, ponieważ tradycyjna metoda elektromiograficznego (EMG) rejestracji aktywności mięśni została zaprojektowana dla większych zwierząt, takich jak koty i naczelne. W oczekiwaniu na komercyjnie dostępne elektrody EMG dla myszy, obecną złotą metodą rejestrowania aktywności mięśni u myszy jest wytwarzanie zestawów elektrod we własnym zakresie. W artykule opisano udoskonalenie ustalonych procedur ręcznego wytwarzania zestawu elektrod, implantacji elektrod w tym samym zabiegu chirurgicznym, co implantacja płyty głowy, mocowania łącznika na płycie głowy oraz opieki pooperacyjnej w okresie rekonwalescencji. Po rekonwalescencji, zapisy EMG w rozdzielczości milisekundowej można uzyskać podczas zachowania w pozycji skupionej na głowie przez kilka tygodni bez zauważalnych zmian w jakości sygnału. Zapisy te umożliwiają precyzyjny pomiar aktywności mięśni kończyn przednich wraz z rejestracją neuronalną in vivo i/lub zaburzeniami w celu zbadania mechanizmów kontroli motorycznej u myszy.

Rysunek 2, Rysunek 3 i Rysunek 4 przedstawiają znormalizowaną aktywność mięśniową zarejestrowaną z mięśni przednich kończyn myszy wykazujących różne zachowania: chód na bieżni bez unieruchomienia głowy (Rysunek 2), wspinanie się na obracającym się kole z unieruchomieniem głowy (Rysunek 3) oraz sięganie po krople wody z unieruchomieniem głowy (Rysunek 4). Rysunek 2 przedstawia 1,5 s lokomocji na bieżni z przybliżonym cyklem kroku oszacowanym na podstawie czasu między dwiema aktywacjami zginaczy łokciowych. Rysunek 3 przedstawia 5 s danych EMG z zwierzęcia, u którego elektroda prostownika nadgarstka uległa awarii 6 tygodni po implantacji. Na Rysunku 3A wszystkie cztery elektrody generują czysty sygnał EMG, który koreluje z obrotem koła (co wskazuje na wspinanie się). Rysunek 3B przedstawia sygnał z tych samych elektrod po awarii: elektroda prostownika nadgarstka generuje zaszumiony sygnał, który nie zmienia się wraz z ruchem zwierzęcia. Rysunek 4 przedstawia 1 s zapisu EMG z czterech grup mięśni przednich kończyn podczas zadania, w którym mysz przeszła ze stanu unieruchomienia do sięgania po kroplę wody.
Na Rysunku 2, Rysunku 3 i Rysunku 4 sygnały napięcia zostały wzmocnione i przefiltrowane pasmowo (250-20 000 Hz) przy użyciu wzmacniacza różnicowego. Surowe napięcie zostało następnie poddane podpróbkowaniu do 1 kHz i standaryzowane (z-score) w celu porównania zestawów danych. Należy ponownie zauważyć, że mimo wszczepienia elektrod do czterech mięśni określonych w protokole (biceps, triceps, ECR i PL), nie ma gwarancji, że sąsiednie mięśnie synergistyczne nie wpłynęły na sygnał EMG; dlatego w celu zapewnienia dokładności każde nagranie przypisano do odpowiedniej grupy synergistycznej (np. zginacze łokcia). Weryfikacja odizolowanych nagrań z pojedynczych mięśni wymagałaby jednoczesnych pomiarów w wielu mięśniach synergistycznych w celu oceny przekłamań (crosstalk) między nagraniami mięśniowymi, co może być nadmiernie trudne, zwłaszcza w przedramieniu myszy.
<img alt="Schemat zestawu elektrod z konektorami; pokazuje przylutowane przewody i rurki termokurczliwe dla układu neurofizjologicznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66584/66584fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Schematy wykonania zestawu elektrod. (A) Schemat pojedynczej pary elektrod. Szare obszary wskazują miejsca do odizolowania. (B) Schemat montażu konektora z jedną włożoną do niego kompletną parą elektrod. Schemat na rysunku (B) nie zachowuje proporcji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66584/66584fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat sygnałów elektromiograficznych; aktywność mięśni zginaczy i prostowników łokcia/nadgarstka podczas cyklu kroku." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66584/66584fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Reprezentatywny zapis EMG z czterech mięśni swobodnie poruszającej się (bez unieruchomienia głowy) myszy idącej na bieżni. Całkowity czas trwania wynosi 1,5 s. Cykl kroku oszacowano na podstawie czasu między następującymi po sobie aktywacjami prostownika łokcia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66584/66584fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykresy sygnałów elektromiograficznych wykazujące pracę zginaczy i prostowników łokcia oraz nadgarstka przed i po awarii elektrody." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66584/66584fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3Reprezentatywny zapis EMG z czterech mięśni myszy z unieruchomioną głową podczas wykonywania naturalnego zachowania wspinaczkowego. 5th wiersz przedstawia pozycję koła wspinaczkowego odczytaną przez enkoder obrotowy; zmiany tej wartości wskazują, że koło się obraca, a zwierzę aktywnie się wspina. Całkowity czas trwania wynosi 5 s. (A) Rejestracja 36 dni po implantacji podczas wspinania. (B) Rejestracja 72 dni po implantacji u tej samej myszy, po awarii elektrody prostownika nadgarstka. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66584/66584fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Wykres elektromiografii przedstawiający aktywność mięśni podczas unieruchomienia i sięgania; mięśnie łokcia i nadgarstka." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66584/66584fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Reprezentatywny zapis EMG z czterech mięśni myszy z unieruchomioną głową podczas przejścia ze stanu unieruchomienia do wykonania ruchu sięgania. Całkowity czas trwania wynosi 1 s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66584/66584fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>

Ten protokół opisuje wytwarzanie rąk i chirurgiczne wszczepianie elektrod elektromiograficznych (EMG) w mięśniach kończyn przednich myszy, aby rejestrować aktywność mięśni podczas eksperymentów z zachowaniem głowy.

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

Powerful genetic and molecular tools available in mouse systems neuroscience research have enabled researchers to interrogate motor system function with ...

Interesuje mnie, w jaki sposób części kory ruchowej myszy, zwane pierwotną i wtórną korą ruchową, oddziałują na siebie, wpływając na aktywność mięśni podczas różnych rodzajów ruchów. Wiemy więc, że zarówno pierwotna, jak i wtórna kora ruchowa rzutują na rdzeń kręgowy, ale nie jest jasne, w jaki sposób wpływają one w różny sposób na ruch. Używam więc tego protokołu do porównania wpływu dezaktywacji pierwszorzędowej i wtórnej kory ruchowej na aktywność mięśni kończyn przednich podczas ruchu, aby zrozumieć, w jaki sposób różnie kontrolują ruch.Wykorzystanie EMG mięśni kończyn przednich umożliwiło nam zmierzenie wpływu inaktywacji optogenetycznej różnych obszarów układu motorycznego na moc motoryczną. Na przykład udało nam się wykazać, że bezpośredni wpływ kory ruchowej na mięśnie jest specyficzny dla pewnych zachowań motorycznych i określonych stanów aktywności mięśni podczas tych zachowań. Nowe, wielkoskalowe matryce wieloelektrodowe, takie jak neuro-piksele, umożliwiają nam teraz rejestrowanie z dużych populacji neuronów w wielu regionach układu motorycznego jednocześnie.Wykonywanie zapisów EMG podczas tych nagrań neuronalnych pozwoli nam scharakteryzować, w jaki sposób interakcje między tymi obszarami układu motorycznego zależą od stanu aktywności mięśni. Aby rozpocząć produkcję zestawu elektrod, najpierw zwiąż ze sobą dwa kawałki plecionych drutów ze stali nierdzewnej pokrytych PFA jednym węzłem. Włóż igłę o rozmiarze 18 do kawałka tektury falistej.Umieść węzeł sześć centymetrów od końca wkłucia igły. Następnie pociągnij pasma elektrody do kartonu, aby zacisnąć je wokół igły. Ostrożnie wyjmij igłę, aby zachować integralność węzła i pociągnij go mocno dwa razy, aby go jeszcze bardziej zacisnąć.Następnie przyklej elektrodę napiętą do kawałka płaskiego kartonu. Upewnij się, że dwa przewody końcowe złącza są razem, a przewody końcowe wkładania są rozsunięte. Za pomocą skalpela wykonaj precyzyjne nacięcia w izolacji, zaznaczając końce, z których izolacja zostanie usunięta.Wykonaj serię około sześciu nacięć w każdym zaznaczonym miejscu, po dwa nacięcia na górze, po bokach i pod drutem. Ustaw ostrze skalpela pod kątem, aby przeciąć wzdłuż poluzowanej izolacji wzdłuż i użyj kleszczy, aby ostrożnie usunąć je z drutu. Zdejmij jeden milimetr izolacji z końca każdego przewodu na końcu złącza i pięć milimetrów na końcu wkładania.Skręć ze sobą segmenty drutu na końcu wkładania i zaciśnij odsłonięte końce w trzpieniu igły o rozmiarze 0.5 cala i rozmiarze 27. Następnie użyj pary prostych kleszczyków, aby ostrożnie ponownie włożyć każdą przylutowaną mosiężną złączkę z powrotem do złącza. Upewnij się, że przewody każdej pary elektrod przylegają do siebie i są rozplątane.Pokryj szczeliny styków żywicą epoksydową, aby zaizolować cały metal lub drut w pobliżu złącza od tkanki. Aby rozpocząć, przedłuż nacięcie z tyłu szyi znieczulonej myszy za pomocą implantacji płytki głowy. Za pomocą skrobaka do kości oddziel skórę pod nacięciem szyi od leżącej pod nią tkanki.Wsuń skrobak pod skórę i za nacięcie szyi, aby oczyścić ścieżkę dla elektrod. Włóż końcówkę dużego wkrętaka igły przez nacięcie tricepsa i poza nacięcie szyi. Clamp sterownik igły wokół igły elektrody wzdłuż.Następnie przeciągnij go do nacięcia tricepsa. Następnie zegnij igłę o rozmiarze 27, aby nadać jej lekką krzywiznę. Przytrzymaj igłę za pomocą wkrętaka, a następnie dociśnij ją do uchwytu kleszczy, aby uzyskać dodatkowe zgięcie pod kątem od 5 do 10 stopni.Dodaj łącznie trzy zgięcia w różnych pozycjach na całej długości igły. Następnie zidentyfikuj punkty wejścia i wyjścia na mięśniu. Za pomocą cienkich kleszczy usuń tłuszcz z powięzi zasłaniającej miejsce wejścia i wyjścia.Po zanurzeniu od trzech do pięciu milimetrów drutu równolegle do włókien mięśniowych, użyj sterownika igłowego, aby wprowadzić igłę w bliższy koniec mięśnia. Teraz wepchnij igłę przez mięsień do miejsca wyjścia. Gdy igła opuści mięsień, chwyć końcówkę kleszczami i przeciągnij igłę.Za pomocą kleszczy zawiąż luźny węzeł dystalny w miejscu wyjścia. Zaciśnij węzeł do jednocentymetrowej pętli. Popchnij pętlę kleszczami i umieść ją nad miejscem wyjścia.Po zidentyfikowaniu miejsca, w którym ma być zamknięty węzeł dystalny, delikatnie chwyć pętlę parą drobno zgiętych kleszczyków i mocno naciągnij pętlę na kleszcze. Usuń cienkie kleszcze z węzła. Popchnij węzeł w kierunku miejsca wyjścia za pomocą drobno wygiętych kleszczyków i pociągnij koniec igły palcami, aby zakończyć jego zaciskanie.Użyj prostych, cienkich kleszczy, aby chwycić węzeł wyjściowy. Następnie mocno zawiń dystalny drut wokół kleszczy, aby zgiąć drut wokół węzła i w kierunku mięśnia. Na koniec odetnij drut około 0,5 milimetra dystalnie do dystalnego węzła, pozostawiając mały guzek zwinięty wokół węzła.Wszystkie wszczepione elektrody wytwarzały czysty sygnał elektromiograficzny 36 dni po implantacji. Jednak po 72 dniach elektroda prostownika nadgarstka uległa awarii.

recording-forelimb-muscle-activity-head-fixed-mice-with-chronically

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film demonstruje technikę in vivo pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u myszy. Przedstawiono w nim kroki ustawiania elektrod, stymulacji neuronów kończyn przednich, które unerwiają włókna mięśniowe, oraz rejestrowania reakcji mięśni. Technika ta ocenia demielinizację neuronów i funkcjonalną utratę neuronów.

Pomiar złożonych potencjałów czynnościowych mięśni w mięśniach kończyn przednich myszy in vivo

Ten film przedstawia protokół wszczepienia wielozębowej liniowej sondy krzemowej do mózgu myszy w celu pomiaru lokalnych potencjałów pola. Procedura polega na przymocowaniu sondy do jednostki stereotaktycznej, ustawieniu jej dokładnie nad docelowym obszarem mózgu, wprowadzeniu jej do mózgu i zabezpieczeniu cementem dentystycznym. Po implantacji zespół zabezpieczany jest obudową. Po powrocie do zdrowia konfiguracja pozwala na rejestrowanie lokalnych potencjałów pola, zapewniając wgląd w...

Rejestrowanie aktywności elektrycznej mózgu u zachowujących się myszy za pomocą liniowych sond krzemowych z wieloma zębami

Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Ten artykuł przedstawia metodę wielokrotnych pomiarów wentylacji i aktywności mięśni oddechowych w swobodnie zachowującym się modelu myszy ze stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS) podczas postępu choroby za pomocą pletyzmografii całego ciała i elektromiografii za pomocą wszczepionego urządzenia telemetrycznego.

Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Ten protokół dostarcza otwarty program MATLAB, który generuje spektrogramy wielostożkowe dla danych elektroencefalograficznych.

Komputerowy program do spektrogramu wielostożkowego do danych elektroencefalograficznych

Tutaj opisujemy projekt mikronapędu, procedurę implantacji chirurgicznej i strategię rekonwalescencji po operacji, które pozwalają na przewlekłe zapisy pola i pojedyncze jednostki z wielu regionów mózgu jednocześnie u młodocianych i dorastających myszy w krytycznym oknie rozwojowym od 20 dnia po urodzeniu (p20) do 60 dnia po urodzeniu (p60) i później.

Lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania in vivo, wysokiej gęstości nagrań pojedynczych neuronów z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową. Podejście to jest stosowane do pomiaru potencjału czynnościowego neuronów w brzuszno-bocznej szarości okołowodociągowej - regionie pnia mózgu nieaktywnym podczas snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) - przed i podczas znieczulenia ogólnego.

Ostre jednojednostkowe nagrania wieloelektrodowe z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Poznaj metodę implantacji elektrod EMG w mięśnie kończyn przednich myszy do rejestracji aktywności mięśniowej. Technika ta umożliwia badanie różnicowego wpływu pierwotnej i wtórnej kory ruchowej na kontrolę ruchu.

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

Przeglądaj więcej filmów