Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

اختبار تنشيط باسوفيل لتشخيص الحساسية

Published: May 31, 2021 doi: 10.3791/62600
Automatic Translation
*1,2, *2, 2,3, 1,2,4,5
1Allergy Unit, Hospital Regional Universitario de Málaga, 2Allergy Research Group, Instituto de Investigación Biomédica de Málaga-IBIMA, 3Universidad de Málaga, Departamento de Biología celular, Genética y Fisiología, Universidad de Málaga, 4Departamento de Medicina, Universidad de Málaga, 5Nanostructures for Diagnosing and Treatment of Allergic Diseases Laboratory, Andalusian Center for Nanomedicine and Biotechnology-BIONAND
* These authors contributed equally

Summary

اختبار تنشيط basophil هو اختبار تشخيصي تكميلي في المختبر لتقييم تفاعلات الحساسية بوساطة IgE بناء على اكتشاف تنشيط basophil في وجود حافز محدد من خلال قياس علامات التنشيط عن طريق قياس التدفق الخلوي.

Abstract

اختبار تنشيط الباسولفيل (BAT) هو اختبار تشخيصي تكميلي في المختبر يمكن استخدامه بالإضافة إلى التاريخ السريري واختبار الجلد (ST) وتحديد IgE (sIgE) المحدد في تقييم تفاعلات الحساسية بوساطة IgE تجاه الطعام وسم الحشرات والأدوية وكذلك بعض أشكال الشرى المزمن. ومع ذلك ، فإن دور هذه التقنية في خوارزميات التشخيص متغير للغاية وغير محدد جيدا.

يعتمد BAT على تحديد استجابة القاعدية لتنشيط IgE المتقاطع للحساسية / الدواء من خلال قياس علامات التنشيط (مثل CD63 ، CD203c) عن طريق قياس التدفق الخلوي. يمكن أن يكون هذا الاختبار أداة مفيدة ومكملة لتجنب اختبارات التحدي الخاضعة للرقابة لتأكيد تشخيص الحساسية ، خاصة في الأشخاص الذين يعانون من ردود فعل شديدة تهدد الحياة. بشكل عام ، ينبغي النظر في أداء BAT إذا i) تسبب مسببات الحساسية / الدواء في نتائج إيجابية خاطئة في ST ؛ ب) لا يوجد مصدر للحساسية / دواء لاستخدامه لتحديد ST أو sIgE ؛ ج) هناك خلاف بين تاريخ المريض وتحديد ST أو sIgE ؛ د) تشير الأعراض إلى أن ST قد يؤدي إلى استجابة نظامية ؛ v) قبل التفكير في CCT لتأكيد الجاني مسببات الحساسية / المخدرات. ترتبط القيود الرئيسية للاختبار بالحساسية غير المثلى ، خاصة في حساسية الأدوية ، والحاجة إلى إجراء الاختبار لمدة لا تزيد عن 24 ساعة بعد استخراج العينة ، وعدم وجود توحيد بين المختبرات من حيث الإجراءات والتركيزات وعلامات الخلايا.

Introduction

يعتمد تشخيص الحساسية بوساطة IgE على التاريخ السريري ، واختبارات الجلد (STs) ، والقياس الكمي ل IgE الخاص بالمصل (sIgE) ، وإذا كان مطلوبا وموضحا ، اختبارات التحدي الخاضعة للرقابة (CCTs)1،2،3،4،5،6. ومع ذلك ، يمكن أن يكون التاريخ السريري غير موثوق به لأنه قد يكون هناك نقص في المعلومات الدقيقة ، و STs و CCTs ليست إجراءات خالية من المخاطر يمكن بطلانها في الأشخاص الذين يعانون من ردود فعل شديدة تهدد الحياة1،2،3،4،5،6 . هذه القضايا ، جنبا إلى جنب مع حقيقة أن تحديد sIgE عن طريق المقايسات المناعية للإنزيم الفلوري التجاري والتحقق من صحتها متاح فقط لعدد قليل من مسببات الحساسية والأدوية ، قد سلطت الضوء على الدور المهم للمقايسات الوظيفية الأخرى في المختبر مثل اختبار تنشيط القاعدية (BAT).

الخلايا القاعدية هي خلايا مستجيبة رئيسية تشارك في تفاعلات الحساسية بوساطة IgE والتي يتم تنشيطها عند الربط المتقاطع ل sIgE المجاورة المرتبطة بمستقبلات عالية التقارب (FcεRI) على سطح الخلية بعد التعرض للحساسية / المخدرات. يؤدي تنشيط Basophil إلى تحلل الخلايا وإطلاق وسطاء التهابيين تم تشكيلهم مسبقا وجديد وموجودين في حبيبات إفراز داخل الهيولى7،8،9. BAT هي طريقة في المختبر تحاول تقليد تنشيط basophil في وجود حافز (مسببات الحساسية أو المخدرات) وتحدد التغييرات في التعبير عن علامات تنشيط basophil عن طريق قياس التدفق الخلوي 7,10. هناك استراتيجيات مختلفة لتحديد الخلايا القاعدية (IgE + ، CCR3 + ، CRTH2 + ، CD203c +) وقياس تنشيط الخلايا (بشكل أساسي تنظيم CD63 و CD203c) باستخدام مجموعات من الأجسام المضادة الموسومة بالفلوروكروم 7,10. CD63 ، أفضل علامة تنشيط تم التحقق من صحتها سريريا 11،12،13،14 ، هو بروتين غشائي مثبت في حبيبات إفرازية تحتوي على الهيستامين الذي ، بعد تنشيط الخلايا واندماج الحبيبات مع الغشاء ، يتم التعبير عنه على سطح القاعدية 15،16،17،18،19،20،21 . CD203c هي علامة سطحية يتم التعبير عنها بشكل أساسي على الخلايا القاعدية ويتم تنظيمها بعد تحفيز FcεRI ، والتي أظهرت أيضا نتائج موثوقة في BAT15،22،23،24،25. إلى جانب ذلك ، يبدو أنه يعبر عن CD6326.

في العقود الماضية ، أظهرت BAT أنها مفيدة في تشخيص تفاعلات الحساسية بوساطة IgE التي تسببها محفزات مختلفة مثل الأدوية أو الطعام أو المستنشقات ، وكذلك في بعض أشكال الشرى المزمن ، كما هو موضح أدناه. ومع ذلك ، فإن موضع هذه التقنية في خوارزميات التشخيص متغير للغاية وغير محدد جيدا.

فرط الحساسية للأدوية
أظهرت BAT أنها مفيدة كاختبار تكميلي للأدوية والمرضى المختارين ، خاصة بالنسبة لأولئك الذين يعانون من ردود فعل شديدة بسبب حقيقة أن القيمة التشخيصية ل ST ليست راسخة لمعظم الأدوية ، حيث يتم التحقق من صحتها وتوحيدها لعدد محدود من الأدوية27،28،29،30. بالإضافة إلى ذلك ، لا يتوفر القياس الكمي ل sIgE إلا لعدد محدود من الأدوية ، مع حساسية أقل من ST27،28،29،30،31،32. لذلك ، يعتمد تشخيص فرط الحساسية للأدوية عادة على اختبار استفزاز الدواء ، والذي يمكن بطلانه في الأشخاص الذين يعانون من ردود فعل شديدة تهدد الحياة33.

تم الإبلاغ عن نتائج واعدة لاستخدام BAT في مرضى مختارين أبلغوا عن تفاعلات فرط الحساسية الفورية لأدوية مختلفة مثل betalactams (BLs) 20،34،35،36،37،38،39 ، عوامل حاصرات عصبية عضلية (NMBAs) 19،22،40،41،42 ، 43،44،45 ، الفلوروكينولونات (FQs) 46،47،48،49 ، بيرازولون 50،51،52 ، وسائط التباين الإشعاعي (RCM) 53،54،55،56 ، ومركبات البلاتين 57،58،59 . تم الإبلاغ عن أن أفضل التقنيات المتاحة لها حساسية ونوعية بين 51.7-66.9٪ و 89.2-97.8٪ على التوالي ؛ وتوصف القيم التنبؤية الإيجابية والسلبية بأنها تتراوح بين 93.4٪ و 66.3٪ على التوالي 27,31. علاوة على ذلك ، تم اقتراح BAT كعلامة حيوية تنبؤية لتفاعلات الاختراق أثناء إزالة الحساسية بمركبات البلاتين ، حيث يتم زيادة تعبير CD203c مقارنة ب CD63 في المرضى الذين يعانون من مخاطر عالية من ردود الفعل السلبية أثناء إزالة حساسية الدواء57.

من الجدير بالذكر أن BAT مفيد فقط في فرط الحساسية للأدوية عندما ينطوي التفاعل على تحلل القاعدية. لذلك ، فإنه ليس مفيدا في التفاعلات الناتجة عن تثبيط الأنزيمات الحلقية 142.

حساسية الطعام
برزت BAT كأداة تشخيصية محتملة لحساسية الطعام لأن تحديد مصل sIgE لمستخلص مسببات الحساسية بالكامل أو مسببات الحساسية الفردية غالبا ما يكون غامضا ، مما يتطلب تحدي الطعام عن طريق الفم لتأكيد التشخيص ، والذي ، على غرار فرط الحساسية للدواء ، هو إجراء مكلف وغير خال من المخاطر60. أظهرت العديد من الدراسات نتائج ذات صلة مع حليب البقر 61،62 ، البيض 61،63 ، القمح64،65،66،67،68 ، الفول السوداني 63،69،70،71،72 ، البندق73،74،75،76 ، 77 ، المحار78 ، الخوخ 79،80،81 ، التفاح 21 ، الكرفس ، والجزر82،83.

القيمة المضافة الرئيسية ل BAT في تشخيص حساسية الطعام مقارنة ب STs و sIgE في المصل هي أنها تظهر خصوصية أعلى وحساسية مماثلة. وبالتالي ، فإن BAT هي أداة مفيدة للتمييز بين مرضى الحساسية السريرية والأشخاص الذين لديهم حساسية ، ولكن متسامحة ، والذين لديهم خصوصية عالية (75-100٪) وحساسية (77-98٪)63،69،84. تعتمد قيم الحساسية والنوعية على مسببات الحساسية وعوامل أخرى مثل الأنماط الظاهرية (على سبيل المثال ، متلازمة حساسية الفم مقابل الحساسية المفرطة) ، والعمر ، وأنماط التحسس المتعلقة بالجغرافيا63,85.

يمكن أن يؤدي استخدام BAT لمكونات مسببة للحساسية المفردة إلى تحسين دقة التشخيص لبعض مسببات الحساسية الغذائية61,80. هناك دراسات تستخدم بروتينات تخزين البذور (على سبيل المثال ، Ara h 1 و Ara h 2 و Ara h 3 و Ara h 6 من الفول السوداني)86 ؛ بروتينات نقل الدهون (على سبيل المثال ، Pru p 3 من الخوخ و Ara h 9 من الفول السوداني) 80,86 ؛ و Bet v 1 متجانسات (على سبيل المثال ، Ara h 8 من الفول السوداني)87. ترتبط المرافق المحتملة الأخرى بتحديد مسببات الحساسية الجاني في حالات متلازمة حساسية حبوب اللقاح الغذائية21،87،88 ، أو الحساسية تجاه اللحوم الحمراء 89 ، أو الحساسية المفرطة التي يسببها التمرين المعتمد على الطعام66.

ومن المثير للاهتمام ، أن BAT يمكن أن توفر معلومات حول شدة وعتبة ردود الفعل التحسسية لأن المرضى الذين يعانون من ردود فعل أكثر حدة يظهرون نسبة أكبر من الخلايا القاعدية المنشطة ، كما لوحظ في دراسات مرضى الفول السوداني وحليب البقر84،90،91 ؛ والمرضى الذين يتفاعلون مع كميات ضئيلة من مسببات الحساسية يظهرون حساسية أكبرللباسوفيل 84،90،92. تشير هذه البيانات إلى أن BAT قد تكون مفيدة لتحديد مرضى الحساسية المعرضين لمخاطر عالية والذين يحتاجون إلى متابعة أوثق وتعليم أكثر كثافة93. علاوة على ذلك ، تم الإبلاغ عن أن أفضل التقنيات المتاحة يمكنها التنبؤ باستجابات التحدي الغذائي70،91،92،94 وعتبات التفاعل90،95 للمساعدة في تحديد متى يمكن (إعادة) إدخال الطعام بأمان 84. ومع ذلك ، فإن هذه النتائج مثيرة للجدل في بعض الدراسات63,96 وهناك حاجة إلى مزيد من البحث.

من ناحية أخرى ، تم استخدام BAT لمراقبة حل حساسية الطعام ، إما بشكل طبيعي أو تحت العلاجات المناعية ، بمرور الوقت ، والتي تم تقييمها حتى الآن فقط من خلال تحدي الطعام عن طريق الفم ، مع المخاطر والتكاليف المرتبطة بها84،97،98،99،100،101،102،103،104،105،106 ، 107,108. علاوة على ذلك ، فقد تم استخدامه أيضا لمراقبة تأثير أوماليزوماب في حساسية الطعام حيث ينخفض تنشيط القاعدية أثناء العلاج بأوماليزوماب ، لكنه يزداد بعد توقف العلاج109.

حساسية الاستنشاق
نادرا ما يكون BAT مفيدا في حساسية الاستنشاق حيث يمكن تحديد التشخيص بشكل روتيني عن طريق القياس الكمي sIgE و ST. ومع ذلك ، في حالات التهاب الأنف التحسسي الموضعي (مستويات لا يمكن اكتشافها من sIgE و STs السلبية مع اختبارات استفزاز الأنف الإيجابية) ، سمحت BAT بالتشخيص في 50٪ من الحالات110. وقد تم الإبلاغ كذلك عن وجود علاقة بين حساسية القاعدية والاستجابة لاختبارات استفزاز الأنف / الشعب الهوائية ، وكذلك بين شدة الربو وفعالية العلاج باستخدام أوماليزوماب111,112.

كما تم استخدام BAT لمراقبة العلاج المناعي للحساسية لعث غبار المنزل وحبوب اللقاح ، حيث تنخفض حساسية القاعدية أثناء العلاج المناعي ، ويرجع ذلك على الأرجح إلى تداخل الأجسام المضادة IgG 113،114،115،116،117.

حساسية سم غشائيات الأجنحة
يعتمد تشخيص حساسية سم غشاء البكارة بشكل روتيني على ST ومصل sIgE. أظهرت BAT حساسية عالية (85-100٪) وخصوصية (83-100٪) وقد تم الإبلاغ عن أنها مفيدة في الحالات التي تؤدي إلى نتائج ملتبسة أو في المرضى الذين لديهم تاريخ سريري موحي لحساسية السم ولكن لا يمكن اكتشافها sIgE و ST118,119 سلبي. ومع ذلك ، يبدو أن BAT لا تنبئ بشدة هذه التفاعلات120,121.

ما يصل إلى 60 ٪ من المرضى يظهرون sIgE لكل من سم الدبابير والنحل ، وتحديد مسببات الحساسية السائدة أمر بالغ الأهمية للعلاج المناعي المناسب. في هذه الحالات ، تم الإبلاغ عن أن BAT مفيد في تحديد مسببات الحساسية السائدة 119,122,123,124. على الرغم من أن sIgE إلى مسببات الحساسية الرئيسية لسموم النحل والدبابير قد يقلل من فائدة BAT في المرضى الذين يعانون من إيجابية مزدوجة لكلا السمين ، إلا أنه يوفر معلومات مفيدة بشكل رئيسي في الموضوعات ذات النتائج السلبية في تحديدات sIgE123.

تشير بعض الدراسات إلى أن BAT قد يكون مفيدا كمؤشر حيوي تنبؤي للآثار الجانبية خلال مرحلة تراكم العلاج المناعي للسم حيث تم الإبلاغ عن أن خيار العلاج هذا يقلل من حساسية القاعدية. ومع ذلك ، لا ينخفض التفاعل وهذه الأداة المساعدة BAT مثيرة للجدل في الوقت الحاضر 13,120,125,126,127,128,129,130.

الشرى والوذمة الوعائية
مجموعة فرعية من مرضى الشرى المزمن لديهم الفيزيولوجيا المرضية المناعية الذاتية ، بسبب الأجسام المضادة الذاتية IgE لمسببات الحساسية الذاتية والأجسام المضادة الذاتية IgG التي تستهدف مجمعات FcεRI أو IgE-FcεRI الموجودة على سطح الخلية البدينة131,132. في الممارسة السريرية ، اعتمد تشخيص هذا النوع من الشرى المزمن على المصل الذاتي الإيجابي ST ، الذي ينطوي على خطر الإصابة العرضية. تم اقتراح BAT كاختبار في المختبر لتشخيص ومراقبة المرضى الذين يعانون من الشرى المزمن المشتبه به. تم الإبلاغ عن زيادة تعبير CD63 و CD203c على سطح الخلايا القاعدية بعد التحفيز باستخدام الأمصال من مرضى الشرى المزمن ، مما يدل على اكتشاف الأجسام المضادة الذاتية النشطة 133،134،135،136،137. في الآونة الأخيرة ، تم الإبلاغ عن أن المرضى الذين يعانون من BAT الإيجابي غالبا ما يعانون من حالة المرض الأكثر نشاطا ، والتي يتم تقييمها من خلال درجة نشاط الشرى ، ويتطلبون جرعات أعلى من مضادات الهيستامين مع علاجات الخط الثالث (السيكلوسبورين A أو أوماليزوماب) ، مقارنة بأولئك الذين لديهم BAT138 سلبي.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تم تنفيذ البروتوكول وفقا لمبادئ إعلان هلسنكي ووافقت عليه لجنة الأخلاقيات المحلية (لجنة Ética para la Investigación Provincial de Málaga ، إسبانيا). تم إبلاغ جميع الأشخاص شفهيا بالدراسة البحثية ووقعوا على نموذج الموافقة المستنيرة المقابل.

ملاحظة: يفصل البروتوكول الحالي إجراء أفضل التقنيات المتاحة الذي يستخدمه المؤلفون يوميا. ومع ذلك ، هذه ليست طريقة موحدة وتوجد اختلافات مع الإجراءات التي نشرها مؤلفون آخرون. ترتبط تعديلات البروتوكول الرئيسية باستخدام IL-3 في المخزن المؤقت للتحفيز ، ووقت الحضانة مع التحفيز ، وطريقة إيقاف تحلل القاعدية ، واستراتيجيات قياس التدفق الخلوي. علاوة على ذلك ، تتضمن المجموعات المختلفة المتاحة تجاريا لأفضل التقنيات المتاحة بروتوكولات محددة أوصت بها الشركة المصنعة.

1. إعداد عينة

  1. اجمع الدم المحيطي في أنابيب هيبارينية سعة 9 مل واحتفظ بالعينة في درجة حرارة الغرفة (RT) في الدوار حتى تكون مطلوبة للبروتوكول التجريبي.
  2. تسمية أنابيب مقياس الخلايا 5 مل للضوابط السلبية (2 أنابيب) ، والضوابط الإيجابية (2 أنابيب) وتركيزات مختلفة من مسببات الحساسية / المخدرات (1 أنبوب لكل تركيز مسببات الحساسية / المخدرات اختبار). ضع الأنابيب في رف حيث تتناسب الأنابيب تماما دون انزلاق.
  3. تحضير محلول التحفيز في الماء المقطر المزدوج الذي يحتوي على 2٪ (v / v) HEPES ، 78 مجم / لتر كلوريد الصوديوم ، 3.7 مجم / لتر KCl ، 7.8 مجم / لتر CaCl 2 ، 3.3 مجم / لتر MgCl2 ، 1 جم / لتر HSA. اضبط الرقم الهيدروجيني على 7.4 وأضف IL-3 عند 2 نانوغرام / مل. عادة ما تحضر 100 مل وتقسم إلى 2.5 مل من القسمة ليتم تجميدها عند -20 درجة مئوية.
  4. إعداد ضوابط إيجابية في PBS-Tween-20 0.05٪ (v / v) (PBS-T): التحكم الإيجابي 1 ، N-Formylmethionyl-leucyl-phenylalanine (fMLP) (4 ميكرومتر) ، لتأكيد جودة الخلايا القاعدية ؛ التحكم الإيجابي 2 ، مضاد IgE (0.05 مجم / مل) كعنصر تحكم إيجابي بوساطة IgE.
  5. تحضير مسببات الحساسية / المخدرات في PBS-T في 2x التركيز النهائي المطلوب.
    ملاحظة: يجب تحديد التركيزات المثلى للحساسية / الأدوية التي سيتم استخدامها مسبقا باستخدام مجموعة واسعة من التركيزات ، ومنحنيات الاستجابة للجرعة ، ودراسات السمية الخلوية باتباع نفس خطوات البروتوكول139.

2. تلطيخ إعداد المزيج

  1. أضف الأجسام المضادة وحيدة النسيلة الموسومة بالفلوروكروم إلى مخزن التحفيز بعد تركيز الأجسام المضادة الموصى به من قبل الشركة المصنعة أو عن طريق معايرة الأجسام المضادة السابقة. في هذا البروتوكول نضيف 1 ميكرولتر من كل جسم مضاد (CCR3-APC و CD203c-PE لتحديد القاعدية. CD63-FITC لتنشيط القاعدية) 140 لكل 20 ميكرولتر من العازلة للتحفيز.
    ملاحظة: حماية إعداد مزيج تلطيخ من الضوء.
  2. أضف 23 ميكرولتر من مزيج التلوين إلى كل أنبوب.

3. تحفيز الدم

  1. أضف 100 ميكرولتر من PBS-T إلى الأنبوبين 1 و 2 (التحكم السلبي) ، و 100 ميكرولتر من fMLP إلى الأنبوب 3 ، و 100 ميكرولتر من مضاد IgE إلى الأنبوب 4 ، و 100 ميكرولتر من تركيزات مسببات الحساسية / الأدوية المختلفة إلى الأنابيب التالية. احتضن لمدة 10 دقائق عند 37 درجة مئوية في حمام ثرموستاتي مع تقليب متوسط لتسخين الكواشف.
  2. أضف بلطف 100 ميكرولتر من الدم إلى كل أنبوب لتجنب انحلال الدم. تغسل الأنابيب برفق وتحتضن لمدة 25 دقيقة عند 37 درجة مئوية في حمام ثرموستاتي مع تقليب متوسط.
  3. أوقف التحلل ، واحتفظ بالأنابيب عند 4 درجات مئوية لمدة 5 دقائق على الأقل.
    ملاحظة: يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتا هنا عند 4 درجات مئوية لمدة 30-45 دقيقة إذا لزم الأمر141,142,143.

4. تحلل كريات الدم الحمراء

  1. أضف 2 مل من 1x محلول محلول إلى كل أنبوب لتحلل كريات الدم الحمراء. دوامة كل أنبوب واحتضان لمدة 5 دقائق في RT.
    ملاحظة: في هذه الخطوة، يتم إصلاح الخلايا بسبب العوامل المثبتة (الفورمالديهايد) الموجودة في المخزن المؤقت.
  2. جهاز طرد مركزي عند 300 × جم عند 4 درجات مئوية لمدة 5 دقائق. صب الطافت ، وقلب الرف إلى حوض. تبقى الخلايا في قاع الأنابيب.
  3. أضف 3 مل من PBS-T إلى كل أنبوب لغسل الخلايا. دوامة كل أنبوب.
  4. جهاز طرد مركزي عند 300 × جم عند 4 درجات مئوية لمدة 5 دقائق. صب الطافت ، وقلب الرف إلى حوض.
    ملاحظة: احتفظ بالعينات عند 4 درجات مئوية ، محمية من الضوء حتى الحصول على مقياس التدفق الخلوي.

5. اكتساب قياس التدفق الخلوي

  1. الحصول على عينات عن طريق مقياس التدفق الخلوي (على سبيل المثال ، BD FACSCalibur Flow Cytometer). قم بتوصيل مقياس التدفق الخلوي ببرنامج الكمبيوتر وانتظر حتى يكون مقياس الخلايا جاهزا. قم بتحميل إعدادات القالب والأداة (الجدول 1).
  2. ابدأ اكتساب العينة.
  3. استخدم إستراتيجيات مقياس الخلايا التالية لاختيار الخلايا القاعدية المنشطة139.
    1. بوابة الخلايا الليمفاوية من مخطط التشتت الجانبي (SSC) - التشتت الأمامي (FSC).
    2. بوابة الخلايا القاعدية من السكان الليمفاوية كخلايا CCR3 + CD203c +. الحصول على ما لا يقل عن 500 الخلايا القاعدية لكل أنبوب.
    3. إظهار مخطط CCR3 - CD63 لتحليل التنشيط باستخدام CD63 كعلامة تنشيط. اضبط العتبة السلبية CD63 على حوالي 2.5٪ باستخدام أنابيب التحكم السلبية.
    4. الحصول على جميع العينات.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

يسمح BAT الذي يتم إجراؤه مع مسببات الحساسية أو الأدوية بالتحقيق في تفاعلات فرط الحساسية المعتمدة على IgE. يجب قياس تفاعل Basophil في تركيزين مثاليين على الأقل من أجل الحصول على أفضل النتائج34 ويتم تصور التنشيط من خلال تنظيم CD63 على سطح الخلية. في حالة المواد المسببة للحساسية ، علاوة على ذلك ، لتأكيد تفاعل basophil ، يجب تحليل حساسية basophil عن طريق قياس التفاعل عند تركيزات متعددة متناقصة من مسببات الحساسية114. يسمح هذا الإجراء بتحديد تركيز مسببات الحساسية الذي يحفز استجابة 50٪ من الخلايا القاعدية (EC50) ، والتي يمكن التعبير عنها ك "CD-sens"141. تم مؤخرا اقتراح قياس المنطقة الواقعة تحت منحنى الجرعة (AUC) لتقييم كل من تفاعل الباسوفيل وحساسية الباسوفيل معا58.

تظهر استراتيجية قياس التدفق الخلوي لتحليل نتائج BAT في الشكل 1 والشكل 2 وتتضمن الخلايا الليمفاوية البوابات من مخطط SSC-FSC (الخطوة 1) ، والخلايا القاعدية من مجموعة الخلايا الليمفاوية كخلايا CCR3 + CD203c + (الخطوة 2) ، مما يدل على مخطط CCR3 - CD63 لتحليل التنشيط باستخدام CD63 كعلامة تنشيط (الخطوة 3). تظهر الأشكال أمثلة تمثيلية لنتائج أفضل التقنيات المتاحة التي تم الحصول عليها للأدوية (الشكل 1) والمواد المسببة للحساسية (الشكل 2).

Figure 1
الشكل 1: تحليل تمثيلي لاختبار تنشيط القاعدية للدواء عن طريق قياس التدفق الخلوي . (أ) مخطط SSC-FSC لاختيار الخلايا الليمفاوية + سكان القاعدية. (ب) مخطط CCR3-CD203c لبوابة الخلايا القاعدية من مجموعات الخلايا الليمفاوية في صورة خلايا CCR3 + CD203c. (ج) مخطط CCR3-CD63 لتحليل التنشيط باستخدام CD63 كعلامة تنشيط للتحكم السلبي والتحكم الإيجابي والدواء. تمثل القيم المعروضة في كل لوحة النسبة المئوية للخلايا. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 2
الشكل 2: تحليل تمثيلي لاختبار تنشيط القاعدية المسببة للحساسية عن طريق قياس التدفق الخلوي. (أ) مخطط SSC-FSC لاختيار الخلايا الليمفاوية + مجموعة البازوفيل. (ب) مخطط CCR3-CD203c لبوابة الخلايا القاعدية من مجموعات الخلايا الليمفاوية في صورة خلايا CCR3 + CD203c +. (C) مخطط CCR3-CD63 لتحليل التنشيط باستخدام CD63 كعلامة تنشيط تظهر نتائج التحكم السلبي وتقليل تركيزات مسببات الحساسية (Ara h 9). تمثل القيم المعروضة في كل لوحة النسبة المئوية للخلايا. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

مصادر الضوء (الليزر) 488 نانومتر ليزر الأرجون الأيوني المتماسك المبرد بالهواء ؛ 20 ميغاواط ؛ 633 نانومتر JDS أحادي الطورTM HeNe ليزر مبرد بالهواء ؛ 17 ميغاواط
الطول الموجي المثير للضوء الليزر الأزرق: 488 نانومتر ؛ الليزر الأحمر: 633 نانومتر
قوة مصدر الضوء عند الطول الموجي المثير الليزر الأزرق: 20 ميغاواط ؛ الليزر الأحمر: 17 ميجاوات
مرشحات بصرية SSC: 488/10 ؛ FITC: 530/30 ، PE: 585/42 ، APC: 660/20
أجهزة الكشف البصري FSC ، SSC ، FL1-H FITC ، FL2-H PE ، FL4-H APC
أجهزة الكشف البصرية tye ليزر الأرجون أيون المبرد بالهواء
المسارات البصرية مثمن BD (خط ليزر 488 نانومتر) ؛ BD Trigons (خط ليزر 633 نانومتر)

الجدول 1: متطلبات مقياس التدفق الخلوي

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

BAT هو اختبار تشخيصي تكميلي في المختبر لتقييم تفاعلات الحساسية بوساطة IgE والتي أثبتت أنها مفيدة في تشخيص التفاعلات التي تسببها محفزات مختلفة مثل الأدوية أو الطعام أو المستنشقات ، وكذلك في بعض أشكال الشرى المزمن. بشكل عام ، يجب مراعاة أداء BAT إذا i) أنتجت مسببات الحساسية / الدواء نتائج إيجابية خاطئة في ST ؛ ب) مسببات الحساسية / المخدرات غير متاحة للاستخدام في القياس الكمي ST أو sIgE ؛ ج) وجود تنافر بين التاريخ السريري وتحديد ST أو sIgE ؛ د) تشير الأعراض إلى أن ST قد يؤدي إلى تفاعل نظامي ؛ v) قبل CCT لتأكيد مسببات الحساسية / المخدراتالجاني 10.

فيما يتعلق بالبروتوكول التجريبي ، هناك جوانب مهمة مختلفة يجب مراعاتها للحصول على عينات دم مناسبة للاختبار. يجب تجنب الستيرويدات الجهازية 146 ومثبطات المناعة ، بما في ذلك الكورتيكوستيرويدات الفموية ،147 قبل الاختبار بسبب انخفاض استجابة القاعدية 146 (مضادات الهيستامين والستيرويدات الموضعية لا تؤثر على نتائج BAT)146. لا ينبغي إجراء الاختبار أثناء العدوى أو الحالات الالتهابية المزمنة النشطة148. يجب ألا يزيد الفاصل الزمني بين التفاعل والاختبار عن 1 سنة بسبب السلبية المبلغ عنها لمستويات sIgE بمرور الوقت42,52,149. يتم إجراء الاختبار بدم كامل طازج ويجب إجراؤه لمدة لا تزيد عن 24 ساعة بعد استخراج الدم150,151. يجب جمع الدم في أنابيب مثبتة بالهيبارين لأن الخلايا القاعدية لا تتحلل إذا تم استخدام EDTA أو دكستروز سيترات الحمض كمثبت ، على الرغم من أنه يمكن استخدامه بعد إضافة الكالسيوم152. من ناحية أخرى ، يجب ألا يتضمن الحافز المستخدم في الاختبار أي سواغات ؛ لهذا السبب ، يوصى باستخدام مستخلصات مسببات الحساسية الموحدة أو مسببات الحساسية المؤتلفة أو المنقاة أو المكونات النشطة النقية أو مستحضرات الأدوية عن طريق الحقن عن طريق الوريد. علاوة على ذلك ، يجب مراعاة الخصائص الكيميائية للأدوية. على سبيل المثال ، بعض الأدوية غير مستقرة في المحلول ويجب تحضيرها حديثا قبل كل اختبار ، والبعض الآخر قابل للصور ويجب إجراؤه أثناء حماية الفحص من الضوء48. يجب تقييم السمية والتنشيط غير المحدد لكل مسببات الحساسية / الأدوية التي تم اختبارها ويجب تحليل منحنيات ROC مع المرضى المؤكدين ويجب تحليل الضوابط المتسامحة لتحديد القطع. وأخيرا، ينبغي إبراز أهمية كلا الضامنتين الإيجابيتين في تحليل أفضل التقنيات المتاحة. fMLP هو ببتيد بكتيري يحفز تنشيط القاعدية من خلال مستقبل fMLP المقترن بالبروتين G. لهذا السبب ، غالبا ما يتم استخدامه كعنصر تحكم إيجابي في التنشيط غير بوساطة IgE16. يتم استخدام Anti-IgE أو بدلا من ذلك anti-FcεRI كعناصر تحكم إيجابية لتنشيط الباسلفيل بوساطة IgE. لا يوجد تنشيط للباسوفيل في وجود كل من الضوابط الإيجابية غير IgE و IgE بوساطة IgE تشير إلى عدم وجود جودة كافية من الخلايا القاعدية أو أخطاء في البروتوكول التجريبي. في المقابل ، تم تعيين الخلايا القاعدية التي يتم تنشيطها باستخدام fMLP ولكن ليس مع anti-IgE أو anti-FcεRI على أنها خلايا قاعدية غير مستجيبة ، حيث يقدر أن 6-17٪ من عامة السكان غير مستجيبين للتحفيز من خلال FcεRI في BAT 63،84،153 ، على الرغم من أنها تعبر عن كثافات طبيعية لسطح الخلايا IgE. يمكن أن يكون عدم الاستجابة مرتبطا بمستويات منخفضة من Syk phosphatase 154,155,156 مع زيادة مستويات CD45 157. على الرغم من أن الدراسات أظهرت أن الخلايا القاعدية غير المستجيبة يمكن أن تتحول إلى مستجيبين في وجود IL-3158 في المقايسات المختبرية ، إلا أنه لا يزال من الممكن اكتشاف الخلايا القاعدية غير المستجيبة في BAT ، وفي هذه الحالات ، لا يمكن النظر في النتائج للتقييم.

فيما يتعلق بإدراج IL-3 ، وهو سيتوكين فتيلة قاعدية ، لا يوجد إجماع عام. تم الإبلاغ عن استخدام IL-3 لتعزيز استجابة القاعدية في أفضل التقنيات المتاحة المستندة إلى CD63 دون إحداث تنظيم CD63 من تلقاء نفسه بعد معالجة مسبقة قصيرة 7,159,160. ومع ذلك ، تشير دراسة أخرى إلى أن IL-3 ينظم تعبير CD63 عند خط الأساس161. في المقابل ، في حالة أفضل التقنيات المتاحة المستندة إلى CD203c ، تؤكد الدراسات أن فتيلة IL-3 تعزز تعبير CD203c عن طريق إراحة الخلايا القاعدية ، وتقليل الاختلافات بين الخلايا القاعدية غير المحفزة والمحفزة وتقليل حساسية BAT 159,161.

يمكن استخدام استراتيجيات بوابات مختلفة لتحديد عدد سكان القاعدية وتحليل تنشيط الباسوفيل عن طريق قياس التدفق الخلوي. الخلايا القاعدية هي خلايا تشتت جانبية منخفضة يمكن تحديدها من خلال خيارات علامة اختيار مختلفة 162,163,164 ، كونها نقطة رئيسية يمكن أن تؤثر على الكفاءة التشخيصية ل BAT165,166. يجب أن يعتمد اختيار علامة الخلية على الخصوصية لتمييز الخلايا القاعدية عن مجموعات الخلايا الأخرى وكذلك على تعبير علامة الخلية على الخلايا المريحة والمنشطة. علامات اختيار القاعدية المعروفة والشائعة الاستخدام هي: CD193 (CCR3) (يتم التعبير عنها أيضا على الخلايا البدينة ، والخلايا الليمفاوية Th2162 ، والحمضات) ، CD123 (يتم التعبير عنها أيضا على الخلايا المتغصنة البلازمية HLA-DR +) ، CD203c (يتم التعبير عنها حصريا على الخلايا القاعدية ويتم تنظيمها بعد تنشيط القاعدية) ، و FcεRI (يتم التعبير عنها أيضا على السلف متعدد القدرات للخلايا البدينة)139. بناء على علامات الخلايا هذه وبالاقتران مع SSC ، فإن استراتيجيات الاختيار الأكثر شيوعا هي SSC منخفض CCR3 + ، SSC منخفض CCR3 + CD203c + (مطبق في هذا البروتوكول) ، SSC منخفض CD123 + HLA-DR− ، SSC منخفض CD203c + CD123 + HLA-DR− ، SSCمنخفضFcεRI + HLA-DR− (لاستبعاد الخلايا المقدمة للمستضد والخلايا الوحيدة 146,161 ، 162,163) ، SSC منخفض CD203c + CRTH2 + CD3- (لاستبعاد الخلايا التائية) 164 ، SSC منخفض CD203c + أو SSC منخفض CCR3 + CD123 + 10,162,166 ، SSCمنخفضCD123 + (CD3-CD14-CD19-CD20-)167,168 ، و SSCمنخفضIgE + 169,170 ، على الرغم من أن هذا الأخير غير مستحسن بسبب القيود في المرضى الذين يعانون من انخفاض مستويات IgE. بعد الاختيار الدقيق لسكان القاعدية ، عادة ما يتم الكشف عن التنشيط من خلال الكشف عن CD63 ، الموجود في غشاء حبيبات إفراز 16,171 التي يرتبط تعبيرها على سطح الباسوفيل ارتباطا مباشرا بتحلل القاعدية وإطلاق الهيستامين16,172,173. خيار آخر هو تحليل CD203c ، على الرغم من أن الحساسية أقل بسبب تنظيمه بواسطة IL-3159,161 ، والذي يتم التعبير عنه بشكل أساسي على الخلايا القاعدية المستريحة والتنظيم على الخلايا القاعدية المنشطة.

يتم الكشف عن تنشيط Basophil عن طريق قياس النسبة المئوية للخلايا الإيجابية CD63 (أفضل التقنيات المتاحة المستندة إلى CD63) أو الاختلافات في متوسط كثافة التألق CD203c (MFI) (أفضل التقنيات المتاحة المستندة إلى CD203c) مقارنة بمجموعة تحكم سلبية كقيمة عتبة لكل فحص. يوصى باستخدام عتبة 2.5٪ من الخلايا الإيجابية CD63 في التحكم السلبي (الخلايا غير المحفزة) لتحديد نتائج BAT الأكثر دقة مقارنة باختبار التحدي الخاضع للرقابة. يعتمد النظر في الإيجابية على التحفيز الذي تم اختباره. يعتبر تنشيط Basophil موجبا للحافز إذا كانت النسبة المئوية للخلايا القاعدية الإيجابية CD63 في وجود التحفيز مقسومة على النسبة المئوية للخلايا القاعدية الإيجابية CD63 في السيطرة السلبية أعلى من الحد الفاصل المحسوب بواسطة تحليل منحنى ROC للبيانات التي تم الحصول عليها من مرضى الحساسية المؤكدين والمتبرعين الأصحاء.

يسمح أداء BAT بالتمييز بين تنشيط القاعدية المعتمد على IgE وتنشيط القاعدية المستقلة عن IgE من خلال تحليل التأثير المثبط ل wortmannin (WTM) 16,174,175 ، وهو مثبط قوي ومحدد للفوسفوينوسيتيد 3-كيناز المتورط في تنشيط القاعدية بوساطة IgE. يتم إجراء اختبار التثبيط عن طريق احتضان الدم باستخدام WTM (1 ميكرومتر) عند 37 درجة مئوية لمدة 5 دقائق قبل الحضانة مع التحفيز. للتأكد من صحة تثبيط BAT مع WTM ، يجب مراعاة تثبيط التحكم الإيجابي المضاد ل IgE ولكن ليس التحكم الإيجابي fMLP.

لسوء الحظ ، لا يوجد توحيد بين المختبرات المختلفة من حيث الإجراءات والتركيزات والعلامات. هناك حاجة إلى دراسات مستقبلية متعددة المراكز لتوحيد طريقة مقارنة النتائج بين المراكز وتوحيد الاختبار والتحقق من صحته سريريا.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgments

نشكر كلوديا كورازا على دعمها الذي لا يقدر بثمن في اللغة الإنجليزية. وحظي هذا العمل بدعم من معهد الصحة ''Carlos III'' (ISCIII) التابع ل MINECO (منحة يشترك في تمويلها صندوق ERDF: "Una manera de hacer Europa"؛ المنح رقم PI20/01715; PI18/00095; PI17/01410; PI17/01318; PI17/01237 و RETIC ARADYAL RD16/0006/0001 ؛ وزارة الصحة الأندلسية الإقليمية (المنحة رقم PI-0127-2020, PIO-0176-2018; PE-0172-2018 ؛ PE-0039-2018 ؛ PC-0098-2017 ؛ PI-0075-2017 ؛ PI-0241-2016). ID هو باحث إكلينيكي (B-0001-2017) و AA حاصل على عقد ما بعد الدكتوراه (RH-0099-2020) ، وكلاهما مدعوم من وزارة الصحة الإقليمية الأندلسية (بتمويل مشترك من ESF: "Andalucía se mueve con Europa").

Materials

Name Company Catalog Number Comments
5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube, without Cap, Nonsterile Corning 352008
APC anti-human CD193 (CCR3) Antibody BioLegend 310708
BD FACSCalibur Flow Cytometer BD Biosciences
Calcium chloride Sigma-Aldrich C1016
FITC anti-human CD63 Antibody BioLegend 353006
HEPES (1 M) Thermo-Fisher 15630106
Lysing Solution 10x concentrated BD Biosciences 349202
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M8266
N-Formyl-Met-Leu-Phe Sigma-Aldrich F3506
PE anti-human CD203c (E-NPP3) Antibody BioLegend 324606
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9541
Purified Mouse Anti-Human IgE BD Biosciences 555857
Recombinant Human IL-3 R&D Systems 203-IL
Sheath Fluid BD Biosciences 342003
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014
TUBE 9 mL LH Lithium Heparin Greiner Bio-One 455084
Tween 20 Sigma-Aldrich P1379

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  2. Romano, A., et al. Towards a more precise diagnosis of hypersensitivity to beta-lactams - an EAACI position paper. Allergy. 75 (6), 1300-1315 (2020).
  3. Garvey, L. H., et al. An EAACI position paper on the investigation of perioperative immediate hypersensitivity reactions. Allergy. 74 (10), 1872-1884 (2019).
  4. Gomes, E. R., et al. Drug hypersensitivity in children: report from the pediatric task force of the EAACI Drug Allergy Interest Group. Allergy. 71 (2), 149-161 (2016).
  5. Ansotegui, I. J., et al. IgE allergy diagnostics and other relevant tests in allergy, a World Allergy Organization position paper. World Allergy Organization Journal. 13 (2), 100080 (2020).
  6. Jeebhay, M. F., et al. Food processing and occupational respiratory allergy- An EAACI position paper. Allergy. 74 (10), 1852-1871 (2019).
  7. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted allergy diagnosis: current applications and future perspectives. Allergy. 61 (9), 1028-1039 (2006).
  8. Bochner, B. S. Systemic activation of basophils and eosinophils: markers and consequences. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 106 (5), Suppl 292-302 (2000).
  9. Ghannadan, M., et al. Detection of novel CD antigens on the surface of human mast cells and basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 127 (4), 299-307 (2002).
  10. Hoffmann, H. J., et al. The clinical utility of basophil activation testing in diagnosis and monitoring of allergic disease. Allergy. 70 (11), 1393-1405 (2015).
  11. Sainte-Laudy, J., Sabbah, A., Drouet, M., Lauret, M. G., Loiry, M. Diagnosis of venom allergy by flow cytometry. Correlation with clinical history, skin tests, specific IgE, histamine and leukotriene C4 release. Clinical & Experimental Allergy. 30 (8), 1166-1171 (2000).
  12. Sturm, G. J., et al. The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy. 59 (10), 1110-1117 (2004).
  13. Erdmann, S. M., et al. The basophil activation test in wasp venom allergy: sensitivity, specificity and monitoring specific immunotherapy. Allergy. 59 (10), 1102-1109 (2004).
  14. De Weck, A. L., et al. Diagnostic tests based on human basophils: more potentials and perspectives than pitfalls. International Archives of Allergy and Immunology. 146 (3), 177-189 (2008).
  15. Buhring, H. J., Streble, A., Valent, P. The basophil-specific ectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis. International Archives of Allergy and Immunology. 133 (4), 317-329 (2004).
  16. Knol, E. F., Mul, F. P., Jansen, H., Calafat, J., Roos, D. Monitoring human basophil activation via CD63 monoclonal antibody 435. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 88 (3), Pt 1 328-338 (1991).
  17. Fureder, W., Agis, H., Sperr, W. R., Lechner, K., Valent, P. The surface membrane antigen phenotype of human blood basophils. Allergy. 49 (10), 861-865 (1994).
  18. Sanz, M. L., et al. Allergen-induced basophil activation: CD63 cell expression detected by flow cytometry in patients allergic to Dermatophagoides pteronyssinus and Lolium perenne. Clinical & Experimental Allergy. 31 (7), 1007-1013 (2001).
  19. Monneret, G., et al. Monitoring of basophil activation using CD63 and CCR3 in allergy to muscle relaxant drugs. Clin Immunol. 102 (2), 192-199 (2002).
  20. Sanz, M. L., et al. Flow cytometric basophil activation test by detection of CD63 expression in patients with immediate-type reactions to betalactam antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 32 (2), 277-286 (2002).
  21. Ebo, D. G., et al. Flow cytometric analysis of in vitro activated basophils, specific IgE and skin tests in the diagnosis of pollen-associated food allergy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 64 (1), 28-33 (2005).
  22. Sudheer, P. S., Hall, J. E., Read, G. F., Rowbottom, A. W., Williams, P. E. Flow cytometric investigation of peri-anaesthetic anaphylaxis using CD63 and CD203c. Anaesthesia. 60 (3), 251-256 (2005).
  23. Binder, M., Fierlbeck, G., King, T., Valent, P., Buhring, H. J. Individual hymenoptera venom compounds induce upregulation of the basophil activation marker ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase 3 (CD203c) in sensitized patients. International Archives of Allergy and Immunology. 129 (2), 160-168 (2002).
  24. Hauswirth, A. W., et al. Recombinant allergens promote expression of CD203c on basophils in sensitized individuals. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 110 (1), 102-109 (2002).
  25. Boumiza, R., et al. Marked improvement of the basophil activation test by detecting CD203c instead of CD63. Clinical & Experimental Allergy. 33 (2), 259-265 (2003).
  26. Macglashan, D. Expression of CD203c and CD63 in human basophils: relationship to differential regulation of piecemeal and anaphylactic degranulation processes. Clinical & Experimental Allergy. 40 (9), 1365-1377 (2010).
  27. Mayorga, C., Dona, I., Perez-Inestrosa, E., Fernandez, T. D., Torres, M. J. The Value of In Vitro Tests to DiminishDrug Challenges. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), (2017).
  28. Brockow, K., et al. General considerations for skin test procedures in the diagnosis of drug hypersensitivity. Allergy. 57 (1), 45-51 (2002).
  29. Brockow, K., et al. Skin test concentrations for systemically administered drugs -- an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 68 (6), 702-712 (2013).
  30. Torres, M. J., et al. Approach to the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: similarities and differences between Europe and North America. Clinical and Translational Allergy. 7, 7 (2017).
  31. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  32. Mayorga, C., et al. Controversies in drug allergy: In vitro testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (1), 56-65 (2019).
  33. Aberer, W., et al. Drug provocation testing in the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: general considerations. Allergy. 58 (9), 854-863 (2003).
  34. De Week, A. L., et al. Diagnosis of immediate-type beta-lactam allergy in vitro by flow-cytometric basophil activation test and sulfidoleukotriene production: a multicenter study. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (2), 91-109 (2009).
  35. Abuaf, N., et al. Comparison of two basophil activation markers CD63 and CD203c in the diagnosis of amoxicillin allergy. Clinical & Experimental Allergy. 38 (6), 921-928 (2008).
  36. Torres, M. J., et al. The diagnostic interpretation of basophil activation test in immediate allergic reactions to betalactams. Clinical & Experimental Allergy. 34 (11), 1768-1775 (2004).
  37. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  38. Eberlein, B., et al. A new basophil activation test using CD63 and CCR3 in allergy to antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 40 (3), 411-418 (2010).
  39. Sanchez-Morillas, L., et al. Selective allergic reactions to clavulanic acid: a report of 9 cases. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 126 (1), 177-179 (2010).
  40. Leysen, J., et al. Allergy to rocuronium: from clinical suspicion to correct diagnosis. Allergy. 66 (8), 1014-1019 (2011).
  41. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted diagnostic management of anaphylaxis from rocuronium bromide. Allergy. 61 (8), 935-939 (2006).
  42. Kvedariene, V., et al. Diagnosis of neuromuscular blocking agent hypersensitivity reactions using cytofluorimetric analysis of basophils. Allergy. 61 (3), 311-315 (2006).
  43. Hagau, N., Gherman-Ionica, N., Sfichi, M., Petrisor, C. Threshold for basophil activation test positivity in neuromuscular blocking agents hypersensitivity reactions. Allergy Asthma Clin Immunol. 9 (1), 42 (2013).
  44. Uyttebroek, A. P., et al. Flowcytometric diagnosis of atracurium-induced anaphylaxis. Allergy. 69 (10), 1324-1332 (2014).
  45. Abuaf, N., et al. Validation of a flow cytometric assay detecting in vitro basophil activation for the diagnosis of muscle relaxant allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 104 (2), Pt 1 411-418 (1999).
  46. Aranda, A., et al. In vitro evaluation of IgE-mediated hypersensitivity reactions to quinolones. Allergy. 66 (2), 247-254 (2011).
  47. Fernandez, T. D., et al. Hypersensitivity to fluoroquinolones: The expression of basophil activation markers depends on the clinical entity and the culprit fluoroquinolone. Medicine (Baltimore). 95 (23), 3679 (2016).
  48. Mayorga, C., et al. Fluoroquinolone photodegradation influences specific basophil activation. International Archives of Allergy and Immunology. 160 (4), 377-382 (2013).
  49. Rouzaire, P., et al. Negativity of the basophil activation test in quinolone hypersensitivity: a breakthrough for provocation test decision-making. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 299-302 (2012).
  50. Hagau, N., Longrois, D., Petrisor, C. Threshold for positivity and optimal dipyrone concentration in flow cytometry-assisted basophil activation test. Allergy, Asthma & Immunology Research. 5 (6), 383-388 (2013).
  51. Gamboa, P. M., et al. Use of CD63 expression as a marker of in vitro basophil activation and leukotriene determination in metamizol allergic patients. Allergy. 58 (4), 312-317 (2003).
  52. Gomez, E., et al. Immunoglobulin E-mediated immediate allergic reactions to dipyrone: value of basophil activation test in the identification of patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1217-1224 (2009).
  53. Pinnobphun, P., Buranapraditkun, S., Kampitak, T., Hirankarn, N., Klaewsongkram, J. The diagnostic value of basophil activation test in patients with an immediate hypersensitivity reaction to radiocontrast media. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 106 (5), 387-393 (2011).
  54. Salas, M., et al. Diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (9), 1203-1206 (2013).
  55. Chirumbolo, S. Basophil activation test (BAT) in the diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (12), 1627-1628 (2013).
  56. Dona, I., et al. Hypersensitivity Reactions to Multiple Iodinated Contrast Media. Frontiers in Pharmacology. 11, 575437 (2020).
  57. Giavina-Bianchi, P., Galvao, V. R., Picard, M., Caiado, J., Castells, M. C. Basophil Activation Test is a Relevant Biomarker of the Outcome of Rapid Desensitization in Platinum Compounds-Allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 5 (3), 728-736 (2017).
  58. Iwamoto, T., et al. Evaluation of basophil CD203c as a predictor of carboplatin-related hypersensitivity reaction in patients with gynecologic cancer. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (9), 1487-1495 (2012).
  59. Iwamoto, T., et al. Carboplatin-induced severe hypersensitivity reaction: role of IgE-dependent basophil activation and FcepsilonRI. Cancer Science. 105 (11), 1472-1479 (2014).
  60. Muraro, A., et al. EAACI food allergy and anaphylaxis guidelines: diagnosis and management of food allergy. Allergy. 69 (8), 1008-1025 (2014).
  61. Sato, S., et al. Basophil activation marker CD203c is useful in the diagnosis of hen's egg and cow's milk allergies in children. International Archives of Allergy and Immunology. 152, Suppl 1 54-61 (2010).
  62. Ciepiela, O., et al. Basophil activation test based on the expression of CD203c in the diagnostics of cow milk allergy in children. European Journal of Medical Research. 15, Suppl 2 21-26 (2010).
  63. Ocmant, A., et al. Basophil activation tests for the diagnosis of food allergy in children. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1234-1245 (2009).
  64. Carroccio, A., et al. A comparison between two different in vitro basophil activation tests for gluten- and cow's milk protein sensitivity in irritable bowel syndrome (IBS)-like patients. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 51 (6), 1257-1263 (2013).
  65. Tokuda, R., et al. Antigen-induced expression of CD203c on basophils predicts IgE-mediated wheat allergy. Allergology International. 58 (2), 193-199 (2009).
  66. Chinuki, Y., et al. CD203c expression-based basophil activation test for diagnosis of wheat-dependent exercise-induced anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (5), 1404-1406 (2012).
  67. Carroccio, A., et al. Non-celiac wheat sensitivity diagnosed by double-blind placebo-controlled challenge: exploring a new clinical entity. Am J Gastroenterol. 107 (12), 1898-1906 (2012).
  68. Carroccio, A., et al. A cytologic assay for diagnosis of food hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Clin Gastroenterol Hepatol. 8 (3), 254-260 (2010).
  69. Santos, A. F., et al. Basophil activation test discriminates between allergy and tolerance in peanut-sensitized children. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 645-652 (2014).
  70. Glaumann, S., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, IgE-sensitization and DBPCFC in peanut-sensitized children. Allergy. 67 (2), 242-247 (2012).
  71. Javaloyes, G., et al. Performance of different in vitro techniques in the molecular diagnosis of peanut allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 22 (7), 508-513 (2012).
  72. Glaumann, S., Nopp, A., Johansson, S. G., Borres, M. P., Nilsson, C. Oral peanut challenge identifies an allergy but the peanut allergen threshold sensitivity is not reproducible. PLoS One. 8 (1), 53465 (2013).
  73. Elizur, A., et al. NUT Co Reactivity - ACquiring Knowledge for Elimination Recommendations (NUT CRACKER) study. Allergy. 73 (3), 593-601 (2018).
  74. Cucu, T., De Meulenaer, B., Bridts, C., Devreese, B., Ebo, D. Impact of thermal processing and the Maillard reaction on the basophil activation of hazelnut allergic patients. Food Chem Toxicol. 50 (5), 1722-1728 (2012).
  75. Worm, M., et al. Impact of native, heat-processed and encapsulated hazelnuts on the allergic response in hazelnut-allergic patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (1), 159-166 (2009).
  76. Brandstrom, J., et al. Basophil allergen threshold sensitivity and component-resolved diagnostics improve hazelnut allergy diagnosis. Clinical & Experimental Allergy. 45 (9), 1412-1418 (2015).
  77. Lotzsch, B., Dolle, S., Vieths, S., Worm, M. Exploratory analysis of CD63 and CD203c expression in basophils from hazelnut sensitized and allergic individuals. Clinical and Translational Allergy. 6, 45 (2016).
  78. Ebo, D. G., Bridts, C. H., Hagendorens, M. M., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Scampi allergy: from fancy name-giving to correct diagnosis. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 18 (3), 228-230 (2008).
  79. Gamboa, P. M., et al. Component-resolved in vitro diagnosis in peach-allergic patients. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (1), 13-20 (2009).
  80. Gamboa, P. M., et al. Two different profiles of peach allergy in the north of Spain. Allergy. 62 (4), 408-414 (2007).
  81. Diaz-Perales, A., et al. Recombinant Pru p 3 and natural Pru p 3, a major peach allergen, show equivalent immunologic reactivity: a new tool for the diagnosis of fruit allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 111 (3), 628-633 (2003).
  82. Erdmann, S. M., Heussen, N., Moll-Slodowy, S., Merk, H. F., Sachs, B. CD63 expression on basophils as a tool for the diagnosis of pollen-associated food allergy: sensitivity and specificity. Clinical & Experimental Allergy. 33 (5), 607-614 (2003).
  83. Erdmann, S. M., et al. In vitro analysis of birch-pollen-associated food allergy by use of recombinant allergens in the basophil activation test. International Archives of Allergy and Immunology. 136 (3), 230-238 (2005).
  84. Rubio, A., et al. Benefit of the basophil activation test in deciding when to reintroduce cow's milk in allergic children. Allergy. 66 (1), 92-100 (2011).
  85. Decuyper, I. i, et al. Performance of basophil activation test and specific IgG4 as diagnostic tools in nonspecific lipid transfer protein allergy: Antwerp-Barcelona comparison. Allergy. 75 (3), 616-624 (2020).
  86. Mayorga, C., et al. Basophil response to peanut allergens in Mediterranean peanut-allergic patients. Allergy. 69 (7), 964-968 (2014).
  87. Glaumann, S., et al. Evaluation of basophil allergen threshold sensitivity (CD-sens) to peanut and Ara h 8 in children IgE-sensitized to Ara h 8. Clinical and Molecular Allergy. 13 (1), 5 (2015).
  88. Wolbing, F., et al. The clinical relevance of birch pollen profilin cross-reactivity in sensitized patients. Allergy. 72 (4), 562-569 (2017).
  89. Commins, S. P., et al. Delayed clinical and ex vivo response to mammalian meat in patients with IgE to galactose-alpha-1,3-galactose. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (1), 108-115 (2014).
  90. Santos, A. F., et al. Distinct parameters of the basophil activation test reflect the severity and threshold of allergic reactions to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 135 (1), 179-186 (2015).
  91. Song, Y., et al. Correlations between basophil activation, allergen-specific IgE with outcome and severity of oral food challenges. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 114 (4), 319-326 (2015).
  92. Chinthrajah, R. S., et al. Development of a tool predicting severity of allergic reaction during peanut challenge. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 121 (1), 69-76 (2018).
  93. Santos, A. F., Shreffler, W. G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clinical & Experimental Allergy. 47 (9), 1115-1124 (2017).
  94. Santos, A. F., et al. Biomarkers of severity and threshold of allergic reactions during oral peanut challenges. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 146 (2), 344-355 (2020).
  95. Reier-Nilsen, T., et al. Predicting reactivity threshold in children with anaphylaxis to peanut. Clinical & Experimental Allergy. 48 (4), 415-423 (2018).
  96. Chapuis, A., et al. h 2 basophil activation test does not predict clinical reactivity to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (5), 1772-1774 (2018).
  97. Patil, S. U., et al. Early decrease in basophil sensitivity to Ara h 2 precedes sustained unresponsiveness after peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1310-1319 (2019).
  98. Chinthrajah, R. S., et al. Sustained outcomes in oral immunotherapy for peanut allergy (POISED study): a large, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet. 394 (10207), 1437-1449 (2019).
  99. Kim, E. H., et al. Long-term sublingual immunotherapy for peanut allergy in children: Clinical and immunologic evidence of desensitization. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1320-1326 (2019).
  100. Tsai, M., Mukai, K., Chinthrajah, R. S., Nadeau, K. C., Galli, S. J. Sustained successful peanut oral immunotherapy associated with low basophil activation and peanut-specific IgE. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 145 (3), 885-896 (2020).
  101. Nachshon, L., et al. Efficacy and Safety of Sesame Oral Immunotherapy-A Real-World, Single-Center Study. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 7 (8), 2775-2781 (2019).
  102. Goldberg, M. R., et al. Efficacy of baked milk oral immunotherapy in baked milk-reactive allergic patients. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 136 (6), 1601-1606 (2015).
  103. Keet, C. A., et al. The safety and efficacy of sublingual and oral immunotherapy for milk allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (2), 448-455 (2012).
  104. Matsui, T., et al. Changes in passively-sensitized basophil activation to alphaS1-casein after oral immunotherapy. Immunity, Inflammation and Disease. 8 (2), 188-197 (2020).
  105. Giavi, S., et al. Oral immunotherapy with low allergenic hydrolysed egg in egg allergic children. Allergy. 71 (11), 1575-1584 (2016).
  106. Jones, S. M., et al. Clinical efficacy and immune regulation with peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 124 (2), 292-300 (2009).
  107. Burks, A. W., et al. Oral immunotherapy for treatment of egg allergy in children. New England Journal of Medicine. 367 (3), 233-243 (2012).
  108. Elizur, A., et al. Clinical and laboratory 2-year outcome of oral immunotherapy in patients with cow's milk allergy. Allergy. 71 (2), 275-278 (2016).
  109. Gernez, Y., et al. Basophil CD203c levels are increased at baseline and can be used to monitor omalizumab treatment in subjects with nut allergy. International Archives of Allergy and Immunology. 154 (4), 318-327 (2011).
  110. Gomez, E., et al. Role of the basophil activation test in the diagnosis of local allergic rhinitis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 975-976 (2013).
  111. Nopp, A., et al. Basophil allergen threshold sensitivity: a useful approach to anti-IgE treatment efficacy evaluation. Allergy. 61 (3), 298-302 (2006).
  112. Dahlen, B., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, is a measure of allergen sensitivity in asthma. Clinical & Experimental Allergy. 41 (8), 1091-1097 (2011).
  113. Lalek, N., Kosnik, M., Silar, M., Korosec, P. Immunoglobulin G-dependent changes in basophil allergen threshold sensitivity during birch pollen immunotherapy. Clinical & Experimental Allergy. 40 (8), 1186-1193 (2010).
  114. Schmid, J. M., Wurtzen, P. A., Dahl, R., Hoffmann, H. J. Early improvement in basophil sensitivity predicts symptom relief with grass pollen immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 741-744 (2014).
  115. Sharif, H., et al. Immunologic mechanisms of a short-course of Lolium perenne peptide immunotherapy: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (3), 738-749 (2019).
  116. Kim, S. H., et al. Changes in basophil activation during immunotherapy with house dust mite and mugwort in patients with allergic rhinitis. Asia Pacific Allergy. 8 (1), 6 (2018).
  117. Feng, M., et al. Allergen Immunotherapy-Induced Immunoglobulin G4 Reduces Basophil Activation in House Dust Mite-Allergic Asthma Patients. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 30 (2020).
  118. Korosec, P., et al. Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. International Archives of Allergy and Immunology. 161 (4), 363-368 (2013).
  119. Ebo, D. G., Hagendorens, M. M., Bridts, C. H., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Hymenoptera venom allergy: taking the sting out of difficult cases. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 17 (6), 357-360 (2007).
  120. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted quantification of in vitro activated basophils in the diagnosis of wasp venom allergy and follow-up of wasp venom immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 72 (3), 196-203 (2007).
  121. Ott, H., Tenbrock, K., Baron, J., Merk, H., Lehmann, S. Basophil activation test for the diagnosis of hymenoptera venom allergy in childhood: a pilot study. Klin Padiatr. 223 (1), 27-32 (2011).
  122. Eberlein-Konig, B., Rakoski, J., Behrendt, H., Ring, J. Use of CD63 expression as marker of in vitro basophil activation in identifying the culprit in insect venom allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 14 (1), 10-16 (2004).
  123. Eberlein, B., Krischan, L., Darsow, U., Ollert, M., Ring, J. Double positivity to bee and wasp venom: improved diagnostic procedure by recombinant allergen-based IgE testing and basophil activation test including data about cross-reactive carbohydrate determinants. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (1), 155-161 (2012).
  124. Sturm, G. J., et al. Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One. 6 (6), 20842 (2011).
  125. Zitnik, S. E., et al. Monitoring honeybee venom immunotherapy in children with the basophil activation test. Pediatric Allergy and Immunology. 23 (2), 166-172 (2012).
  126. Kosnik, M., Silar, M., Bajrovic, N., Music, E., Korosec, P. High sensitivity of basophils predicts side-effects in venom immunotherapy. Allergy. 60 (11), 1401-1406 (2005).
  127. Celesnik, N., et al. Short-term venom immunotherapy induces desensitization of FcepsilonRI-mediated basophil response. Allergy. 67 (12), 1594-1600 (2012).
  128. Nullens, S., et al. Basophilic histamine content and release during venom immunotherapy: insights by flow cytometry. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 84 (3), 173-178 (2013).
  129. Bidad, K., Nawijn, M. C., Van Oosterhout, A. J., Van Der Heide, S., Elberink, J. N. Basophil activation test in the diagnosis and monitoring of mastocytosis patients with wasp venom allergy on immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 86 (3), 183-190 (2014).
  130. Eberlein-Konig, B., Schmidt-Leidescher, C., Behrendt, H., Ring, J. Predicting side-effects in venom immunotherapy by basophil activation. Allergy. 61 (7), 897 (2006).
  131. Kikuchi, Y., Kaplan, A. P. Mechanisms of autoimmune activation of basophils in chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 107 (6), 1056-1062 (2001).
  132. Huston, D. P., Sabato, V. Decoding the Enigma of Urticaria and Angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (4), 1171-1175 (2018).
  133. Netchiporouk, E., et al. Positive CD63 Basophil Activation Tests Are Common in Children with Chronic Spontaneous Urticaria and Linked to High Disease Activity. International Archives of Allergy and Immunology. 171 (2), 81-88 (2016).
  134. Irinyi, B., et al. Extended diagnostic value of autologous serum skin test and basophil CD63 expression assay in chronic urticaria. British Journal of Dermatology. 168 (3), 656-658 (2013).
  135. Chen, Q., et al. Basophil CD63 expression in chronic spontaneous urticaria: correlation with allergic sensitization, serum autoreactivity and basophil reactivity. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (3), 463-468 (2017).
  136. Wedi, B., Novacovic, V., Koerner, M., Kapp, A. Chronic urticaria serum induces histamine release, leukotriene production, and basophil CD63 surface expression--inhibitory effects ofanti-inflammatory drugs. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 105 (3), 552-560 (2000).
  137. Yasnowsky, K. M., et al. Chronic urticaria sera increase basophil CD203c expression. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 117 (6), 1430-1434 (2006).
  138. Curto-Barredo, L., et al. Basophil Activation Test identifies the patients with Chronic Spontaneous Urticaria suffering the most active disease. Immunity, Inflammation and Disease. 4 (4), 441-445 (2016).
  139. Santos, A. F., Alpan, O., Hoffmann, H. J. Basophil activation test: Mechanisms and considerations for use in clinical trials and clinical practice. Allergy. , (2021).
  140. Boumiza, R., Debard, A. L., Monneret, G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clinical and Molecular Allergy. 3, 9 (2005).
  141. Aljadi, Z., et al. Activation of basophils is a new and sensitive marker of biocompatibility in hemodialysis. Artif Organs. 38 (11), 945-953 (2014).
  142. Rasmussen, P., Spillner, E., Hoffmann, H. J. Inhibiting phosphatase SHIP-1 enhances suboptimal IgE-mediated activation of human blood basophils but inhibits IgE-mediated activation of cultured human mast cells. Immunology Letters. 210, 40-46 (2019).
  143. Mueller-Wirth, N., et al. IgE-mediated chlorhexidine allergy-Cross-reactivity with other biguanide disinfectants. Allergy. 75 (12), 3237-3247 (2020).
  144. Johansson, S. G., et al. Passive IgE-sensitization by blood transfusion. Allergy. 60 (9), 1192-1199 (2005).
  145. Ariza, A., et al. Basophil activation after nonsteroidal anti-inflammatory drugs stimulation in patients with immediate hypersensitivity reactions to these drugs. Cytometry A. 85 (5), 400-407 (2014).
  146. Sturm, G. J., et al. The basophil activation test in the diagnosis of allergy: technical issues and critical factors. Allergy. 64 (9), 1319-1326 (2009).
  147. Iqbal, K., Bhargava, K., Skov, P. S., Falkencrone, S., Grattan, C. E. A positive serum basophil histamine release assay is a marker for ciclosporin-responsiveness in patients with chronic spontaneous urticaria. Clinical and Translational Allergy. 2 (1), 19 (2012).
  148. Korosec, P., et al. high-affinity IgE receptors, and CCL2 in human anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 140 (3), 750-758 (2017).
  149. Fernandez, T. D., et al. Negativization rates of IgE radioimmunoassay and basophil activation test in immediate reactions to penicillins. Allergy. 64 (2), 242-248 (2009).
  150. Kwok, M., Lack, G., Santos, A. F. Improved standardisation of the whole blood basophil activation test to peanut. Clinical and Translational Allergy. 8 (26), Suppl 2 15-16 (2017).
  151. Mukai, K., et al. Assessing basophil activation by using flow cytometry and mass cytometry in blood stored 24 hours before analysis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 139 (3), 889-899 (2017).
  152. Sousa, N., Martinez-Aranguren, R., Fernandez-Benitez, M., Ribeiro, F., Sanz, M. L. Comparison of basophil activation test results in blood preserved in acid citrate dextrose and EDTA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 20 (6), 535-536 (2010).
  153. Knol, E. F., Koenderman, L., Mul, F. P., Verhoeven, A. J., Roos, D. Differential activation of human basophils by anti-IgE and formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine. Indications for protein kinase C-dependent and -independent activation pathways. European Journal of Immunology. 21 (4), 881-885 (1991).
  154. Macglashan, D. W. Basophil activation testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 777-787 (2013).
  155. Macglashan, D., Moore, G., Muchhal, U. Regulation of IgE-mediated signalling in human basophils by CD32b and its role in Syk down-regulation: basic mechanisms in allergic disease. Clinical & Experimental Allergy. 44 (5), 713-723 (2014).
  156. Macglashan, D. Subthreshold desensitization of human basophils re-capitulates the loss of Syk and FcepsilonRI expression characterized by other methods of desensitization. Clinical & Experimental Allergy. 42 (7), 1060-1070 (2012).
  157. Grochowy, G., Hermiston, M. L., Kuhny, M., Weiss, A., Huber, M. Requirement for CD45 in fine-tuning mast cell responses mediated by different ligand-receptor systems. Cell Signaling. 21 (8), 1277-1286 (2009).
  158. Schroeder, J. T., Chichester, K. L., Bieneman, A. P. Human basophils secrete IL-3: evidence of autocrine priming for phenotypic and functional responses in allergic disease. Journal of Immunology. 182 (4), 2432-2438 (2009).
  159. Ocmant, A., et al. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy. Journal of Immunology Methods. 320 (1-2), 40-48 (2007).
  160. Gentinetta, T., et al. Individual IL-3 priming is crucial for consistent in vitro activation of donor basophils in patients with chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 128 (6), 1227-1234 (2011).
  161. Sturm, E. M., et al. CD203c-based basophil activation test in allergy diagnosis: characteristics and differences to CD63 upregulation. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 78 (5), 308-318 (2010).
  162. Hausmann, O. V., et al. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy. 66 (1), 85-91 (2011).
  163. Nucera, E., et al. Utility of Basophil Activation Test for monitoring the acquisition of clinical tolerance after oral desensitization to cow's milk: Pilot study. United European Gastroenterol Journal. 3 (3), 272-276 (2015).
  164. Imoto, Y., et al. Peripheral basophil reactivity, CD203c expression by Cryj1 stimulation, is useful for diagnosing seasonal allergic rhinitis by Japanese cedar pollen. Immunity, Inflammation and Disease. 3 (3), 300-308 (2015).
  165. Konstantinou, G. N., et al. EAACI taskforce position paper: evidence for autoimmune urticaria and proposal for defining diagnostic criteria. Allergy. 68 (1), 27-36 (2013).
  166. Santos, A. F., Becares, N., Stephens, A., Turcanu, V., Lack, G. The expression of CD123 can decrease with basophil activation: implications for the gating strategy of the basophil activation test. Clinical and Translational Allergy. 6, 11 (2016).
  167. Dijkstra, D., et al. Identification and quantification of basophils in the airways of asthmatics following segmental allergen challenge. Cytometry A. 85 (7), 580-587 (2014).
  168. Dijkstra, D., Meyer-Bahlburg, A. Human Basophils Modulate Plasma Cell Differentiation and Maturation. Journal of Immunology. 198 (1), 229-238 (2017).
  169. Sihra, B. S., Kon, O. M., Grant, J. A., Kay, A. B. Expression of high-affinity IgE receptors (Fc epsilon RI) on peripheral blood basophils, monocytes, and eosinophils in atopic and nonatopic subjects: relationship to total serum IgE concentrations. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 99 (5), 699-706 (1997).
  170. Dehlink, E., Baker, A. H., Yen, E., Nurko, S., Fiebiger, E. Relationships between levels of serum IgE, cell-bound IgE, and IgE-receptors on peripheral blood cells in a pediatric population. PLoS One. 5 (8), 12204 (2010).
  171. Hoffmann, H. J., Frandsen, P. M., Christensen, L. H., Schiotz, P. O., Dahl, R. Cultured human mast cells are heterogeneous for expression of the high-affinity IgE receptor FcepsilonRI. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 246-250 (2012).
  172. Ebo, D. G., et al. Analyzing histamine release by flow cytometry (HistaFlow): a novel instrument to study the degranulation patterns of basophils. Journal of Immunology Methods. 375 (1-2), 30-38 (2012).
  173. Macglashan, D. Marked differences in the signaling requirements for expression of CD203c and CD11b versus CD63 expression and histamine release in human basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 159 (3), 243-252 (2012).
  174. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  175. Ariza, A., et al. Pyrazolones metabolites are relevant for identifying selective anaphylaxis to metamizole. Scientific Reports. 6, 23845 (2016).

Tags

الطب ، العدد 171 ، Basophil ، مسببات الحساسية ، المخدرات ، الحساسية ، التشخيص ، طريقة المختبر ، CD63 ، CD203c
اختبار تنشيط باسوفيل لتشخيص الحساسية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Doña, I., Ariza, A.,… More

Doña, I., Ariza, A., Fernández, T. D., Torres, M. J. Basophil Activation Test for Allergy Diagnosis. J. Vis. Exp. (171), e62600, doi:10.3791/62600 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter