Summary
نادرا ما تم استكشاف التروية الآلية خارج الجسم الحي (NEVP) للحفاظ على الطعم الخيفي للبنكرياس. نقدم تقنية مبتكرة للحفاظ على الطعم الخيفي للبنكرياس قبل الزرع.
Abstract
زراعة البنكرياس (PTx) هي علاج علاجي للأشخاص الذين يعيشون مع عبء تشخيص مرض السكري (DM). ومع ذلك ، نظرا لنقص الأعضاء وزيادة أعداد المرضى المدرجين في PTx ، هناك حاجة إلى استراتيجيات جديدة لزيادة عدد الطعوم المتاحة للزراعة.
تعتبر غرفة التبريد الثابتة (SCS) المعيار الذهبي لأجهزة المعايير القياسية. ومع ذلك ، أصبحت الجهات المانحة ذات المعايير القياسية (SCD) نادرة وهناك حاجة ماسة إلى استراتيجيات جديدة يمكن أن تزيد من معدل قبول الأعضاء من الجهات المانحة ذات المعايير الموسعة (ECD).
يعد التروية النورمومية خارج الجسم الحي (NEVP) إحدى الاستراتيجيات التي أصبحت شائعة بشكل متزايد على مدار العقدين الماضيين. تم بالفعل استخدام طريقة الحفظ هذه بنجاح في أعضاء أخرى (الكبد والكلى والرئتين) ولكن تم استكشافها بالحد الأدنى في زراعة البنكرياس. تظهر الأوراق القليلة التي تصف طريقة البنكرياس نجاحا ضئيلا ، حيث تعد الوذمة واحدة من القضايا الرئيسية. تصف المخطوطة التالية طريقة NEVP الناجحة والإعداد الذي طورته مجموعتنا لتغذية بنكرياس الخنازير.
Introduction
وفقا لتقرير إحصاءات مرض السكري الوطني ، كان ما مجموعه 28.7 مليون شخص في الولايات المتحدة يعيشون مع تشخيص مرض السكري في عام 2019. ما يقرب من 1.8 مليون من هؤلاء تم تشخيص مرض السكري من النوع الأول1. PTx هو حاليا العلاج الأكثر فعالية والوحيد لمرض السكري من النوع 1 المعقد 2 ، وهو إجراء يزيدمن متوسط العمر المتوقع ونوعية حياة هؤلاء المرضى3.
البنكرياس هو العضو الذي يتم التخلص منه في أغلب الأحيان بعد استرجاعها من المتبرعين المتوفين4. مع النقص المستمر في الأعضاء وزيادة أوقات قائمة الانتظار ، تستخدم مراكز زراعة الأعضاء المزيد من ترقيع البنكرياس من ECDs ، بما في ذلك التبرع بعد وفاة الدورة الدموية (DCD) 5. هناك حاجة إلى استراتيجيات للحفاظ على الطعم الخيفي القادم من الجهات المانحة ذات المعايير الموسعة وتحسينها وتقييمها وإصلاحها بأمان.
أثبت NEVP نجاحه في الحفاظ على الرئة6 والكبد7,8 وترقيع الكلى 9,10. ومع ذلك ، فإن عدد المجموعات التي تعمل على التروية الآلية للبنكرياس ، سواء كانت منخفضة الحرارة أو عادية الحرارة ، وعدد المنشورات ، قليل ومحدود بسبب وذمة الكسب غير المشروع والإصابة11،12،13،14.
الهدف من هذه الدراسة هو تقديم بروتوكول لتروية البنكرياس خارج الجسم الحي (NEVPP) ، باستخدام نموذج خنزير بهدف توفير منصة في النهاية للحفظ المطول وتقييم الأعضاء والإصلاح قبل الزرع. سيسمح هذا لمجموعات بحثية أخرى بإنشاء نموذج نضح لدراسة الطعم الخيفي للبنكرياس.
Protocol
تلقت جميع الحيوانات المستخدمة في هذه الدراسة رعاية إنسانية وفقا ل "مبادئ رعاية المختبر" التي صاغتها الجمعية الوطنية للبحوث الطبية و "دليل رعاية المختبر" الذي نشرته المعاهد الوطنية للصحة ، أونتاريو ، كندا. تمت الموافقة على جميع الدراسات من قبل لجنة رعاية الحيوان التابعة لمعهد تورنتو العام للبحوث.
ملاحظة: يعتمد بروتوكول الدراسة هذا على نموذج الخنازير. يتم تخزين الكسب غير المشروع في البرد لمدة 2 ساعة ثم يخضع للتروية الآلية الحرارية العادية لمدة 3 ساعات قبل الزرع (الشكل 1).
1. الحيوانات
- استخدام الخنازير يوركشاير الذكور (40-50 كجم).
2. شراء الأعضاء
ملاحظة: الإجراء قبل الجراحة وجزء من الإجراء الجراحي هما نفس الأوراق السابقة التي نشرتها مجموعتنا15 وهي كما يلي:
- إيواء الخنازير في منشأة الأبحاث لمدة لا تقل عن 7 أيام للسماح بالتأقلم وتقليل مستوى التوتر لديهم.
- صوم الخنازير لمدة لا تقل عن 6 ساعات قبل تحريض التخدير.
- قم بتخدير الخنزير بالحقن العضلي (IM) من الميدازولام (0.15 مجم / كجم) والكيتامين (25 مجم / كجم) والأتروبين (0.04 مجم / كجم).
ملاحظة: يتم ذلك في مرفق الإسكان. - نقل الحيوان من مرفق السكن إلى غرفة العمليات (OR) ، حيث سيتم إجراء استعادة العضو.
- ضع الخنزير في وضع ضعيف على طاولة غرفة العمليات وضع قناع وجه مع 2 لتر من الأكسجين و 5٪ من الأيزوفلوران حتى يرتاح الفك.
- تصور الحبال الصوتية باستخدام منظار الحنجرة ورشها بنسبة 2٪ يدوكائين لمنع التشنج أثناء التنبيب. استبدل القناع بالأكسجين والأيزوفلوران لمدة 30 ثانية على الأقل قبل محاولة التنبيب.
- أدخل أنبوب القصبة الهوائية 7 مم وسد الكفة ب 5 مل من الهواء. استخدم قياس السعة للتأكد من أن الأنبوب في الموضع الصحيح.
- تقليل غاز الأيزوفلوران إلى 2.5٪. قم بتشغيل جهاز التنفس الصناعي واضبطه على 15-20 نفسا / دقيقة وحجم المد والجزر على 10-15 مل / كجم من وزن الجسم. مراقبة معدل ضربات القلب وتشبع الأكسجين باستمرار.
- باستخدام تقنية Seldinger 16 ، أدخل قسطرة 8.5 Fr. ×10 سم في الوريد الوداجي (إما الأيمن أو الأيسر).
- استخدم قسطرة الوريد الوداجي لبدء ضخ الفنتانيل (2.5 مل في 500 مل من رينجر) عند 250 مل / ساعة.
- تحقق من ردود الفعل العضلية لتحديد عمق التخدير. لهجة الفك هي المنعكس العضلي الأكثر موثوقية 17.
ملاحظة: إذا لوحظ صلابة عضلات الفك السفلي ، فقم بزيادة ضخ الأيزوفلوران و / أو الفنتانيل.
3. الإجراء الجراحي
- تطهير وتغطية المجال الجراحي. إجراء شق خط الوسط من xyphoid إلى الارتفاق العاني. قم بتمديد المجال الجراحي بشق جانبي أيسر لتحسين التعرض.
- تشريح الوريد الأجوف السفلي (IVC) من الشريان الأورطي البطني. مزيد من تحرير الشريان الأورطي من الأنسجة المحيطة وربط فروع الأبهر القطني الصغيرة. تحديد ووضع الأربطة حول كل من الشرايين الكلوية.
ملاحظة: يجب عدم ربط الأحرف المركبة في هذه النقطة الزمنية. - بمجرد أن يصبح الجزء الخلفي من الشريان الأورطي حرا ، مرر رباطين حوله. سيتم ربط الرباط السفلي في النهاية فوق تشعب الشريان الحرقفي مباشرة وسيتم ربط الرباط العلوي بمقدار 5 سم فوق الرباط السابق.
- تشريح هيلوم الكبد. اربط جميع الشرايين بالقرب من الكبد قدر الإمكان. تحديد القناة الصفراوية المشتركة ، ووضع اثنين من الأربطة بالقرب من الكبد ، وتقسيم الهيكل.
- تشريح حول الشريان الأورطي ولكن لا تقطع في هذه النقطة الزمنية. تحديد وتشريح حول الجزء فوق الكبدي من الشريان الأورطي ووضع ربطة عنق حوله.
ملاحظة: يجب عدم ربط الأحرف المركبة في هذه النقطة الزمنية. - افتح الكيس الأصغر للسماح للثلج بتبريد البنكرياس. حرك البنكرياس بأقل قدر ممكن قبل التنظيف.
- تطبيق 500 وحدة دولية من الهيبارين لكل كيلوغرام من وزن المتبرع عبر الخط المركزي. انتظر 5 دقائق وابدأ في جمع الدم في أكياس السيترات والفوسفات وسكر العنب والمحلول الملحي والأدينين والجلوكوز والمانيتول (CPD / SAG-M) باستخدام القسطرة الوداجية.
- اربط الرباط الأبهري السفلي ، وقم بقنية الشريان الأورطي بخط تدفق فوق ربطة التشعب الحرقفي ، وقم بتأمين القنية بربطة علوية. ربط كل من الشرايين الكلوية.
- اربط الشريان الأورطي فوق الكبدي (المشبك المتقاطع) بمجرد جمع كمية كافية من الدم (600 مل). تطبيق 10 مل من كلوريد البوتاسيوم للتضحية.
- ابدأ تدفقا باستخدام حل الحفظ بجامعة ويسكونسن (UW). قطع فتحة في الوريد البابي (أعلى مستوى ممكن) والأجوف للتنفيس. ضع الثلج في تجويف البطن.
- تقييم ذيل البنكرياس وحلقة C الاثني عشر بعد شطف 1 لتر من محلول UW. إذا كان التدفق الكافي ، ابدأ في تشريح الأوعية المساريقية وتحديدها وتثبيتها. إبطاء التنظيف للتر الثاني من UW.
- استرجاع طعم البنكرياس وجزء من الوريد الأجوف أو الوريد الحرقفي لتمديد الوريد البابي.
ملاحظة: تتم إزالة طعم البنكرياس مع الطحال. - ضع العضو داخل كيس عضو يوضع داخل حوض مملوء بالثلج.
4. إعداد الجدول الخلفي للكسب غير المشروع البنكرياس (الشكل 2 أ)
- قم بإزالة خط التدفق من الجزء البعيد من الشريان الأورطي وأغلقه برباط. املأ كيس الجهاز بمحلول UW المتبقي. حرر البنكرياس من الأنسجة الملتصقة ، بما في ذلك الطحال.
- إجراء تمديد الوريد البابي باستخدام الوريد الأجوف أو الوريد الحرقفي المسترد مسبقا مع 6-0 Prolene. قنية الوريد البابي والشريان الأورطي القريب مع 1/4 بوصة × 3/8 في المخفض.
- قنية الجزء البعيد من الاثني عشر مع قسطرة Malecot وربطة عنق. ثبت نهاية القسطرة لتجنب انسكاب محتوى الاثني عشر. أشرف على أوعية مساريقي مع 4-0 برولين.
- سجل وزن الكسب غير المشروع. احتفظ بالكسب غير المشروع في غرفة تبريد ثابتة (SCS) حتى بداية NEVPP.
5. نضح البنكرياس خارج الجسم الحي (NEVPP)
ملاحظة: تتكون دائرة التروية من معدات المجازة القلبية الرئوية لحديثي الولادة (الشكل 3).
- قم بتوصيل الأنبوب المقابل بجهاز الأكسجين والخزان الوريدي ، وكذلك الخط الشرياني بتدفق المؤكسج ووضع مرشح الفقاعة في حامله. قم بتوصيل خط التطهير الذي ينتقل من مرشح الفقاعة إلى الخزان الوريدي. افتح غطاء مرشح الفقاعات للسماح لكل الهواء بالخروج.
- قم بتوصيل الخط الوريدي بمدخل الخزان الوريدي. قم بتوصيل مرشح غسيل الكلى والأنابيب حيث سيتم حقن الديالة. قم بتوصيل مستشعر مقياس التدفق وخطوط الضغط ومسبار درجة الحرارة. قم بتوصيل خطوط العينات الشريانية والوريدية بمنافذ العينة.
- ضع حجرة البنكرياس (الشكل 3) على طاولة Mayo وأدخل الأنبوب الشرياني والوريدي من خلال الثقوب المخصصة لهذا الغرض. قم بتوصيل وتشغيل وحدة السخان الخارجية.
- ضع أنبوب الشفط داخل المضخة الدوارة وقم بتوصيل أحد طرفيه بالأنبوب الذي يخرج من الحجرة لجمع السوائل ، والطرف الآخر بالخزان الوريدي لجمع كل الأعضاء المفقودة من البيروسات.
- قم بتوصيل أنبوب الأكسجين (الأخضر) بخزان الغاز الذي يحتوي على خليط الكاربوجين (95٪ O 2/5٪ CO2) والأكسجين. قم بتوصيل أنبوب وحدة مضخة السخان بالأكسجين.
- المشبك خطوط التدفق الشرياني والوريدي ، وكذلك تدفق الخزان الوريدي.
6. تحضير البيروسوات وفتيلة الدائرة
- املأ الخزان الوريدي بالبيروسات (الجدول 1).
- استخدم مضخة حقنة واحدة للإعطاء المستمر لموسع الأوعية (إيبوبروستينول) بمعدل 8 مل / ساعة في الخط الشرياني. استخدم مضخة حقنة ثانية للإعطاء المستمر لمثبط الإنزيم مباشرة في الخزان الوريدي (15 مجم ، 10 مل / ساعة).
- قم بتشغيل جهاز القلب والرئة (HLM) وابدأ تشغيل لوحات الضغط ودرجة الحرارة والمؤقت. قم بتشغيل مضخة التسخين لتسخين محلول التروية إلى 38 درجة مئوية. افتح مصدر O 2 / CO2.
- قم بإزالة مشبك الأنبوب الموجود على تدفق الخزان الوريدي ، وابدأ تشغيل مضخة الطرد المركزي ، وخذها حتى 1500 دورة في الدقيقة. المشبك الأنبوب ، وتجاوز مرشح الشرايين وإطلاق الهواء من مرشح الشرايين. صفر خطوط الضغط الشرياني والوريدي.
7. نضح ترقيع البنكرياس (الشكل 2 ب)
- افتح كيس الجهاز حيث يتم تخزين البنكرياس. تدفق مع 200 مل من الألبومين من خلال القنية الشريانية. أخرج البنكرياس من الجليد وضعه داخل حجرة العضو. تأكد من خلو الأنبوب الشرياني والوريدي من الهواء.
- حرر المشبك من الجانب الشرياني وقم بتثبيت الاختصار بين الأنبوب الشرياني والوريدي. بمجرد أن يبدأ الدم في الخروج من الأنابيب الشريانية ، قم بتوصيل الخط بالقنية الشريانية. ضبط الضغط الشرياني على 20-25 مم زئبق ، من خلال تنظيم سرعة مضخة الطرد المركزي. قم بتوصيل الأنابيب الوريدية بمجرد أن يبدأ الدم في الخروج من القنية الوريدية.
- يتم تطبيق قنينة واحدة من فيراباميل (2.5 ملغ/مل) مباشرة على الجانب الشرياني، عندما يكون البنكرياس متصلا تماما ولا يلاحظ حدوث نزيف كبير.
- تسجيل الضغوط وتدفق الشرايين ودرجة الحرارة وإفراز الاثني عشر بشكل مستمر. جمع الدم ، وتسجيل إخراج الاثني عشر كل ساعة ، وتقييم المجهرية كل ساعة للوذمة. تسجيل معلمات التروية وأخذ عينات للتحليل (عينات غازات الدم الوريدية والشريانية ، وكذلك عينات الأميليز والليباز و LDH).
- افصل الأنابيب الشريانية والوريدية عند انتهاء التروية ، وقم بإزالة الكسب غير المشروع من غرفة الأعضاء ، واغسله بالبرد UW ووزنه. تخزين الكسب غير المشروع على الجليد في كيس عضو معقم حتى لحظة الزرع.
Representative Results
تظهر البيانات القادمة النتائج التمثيلية لسبع تجارب باستخدام نموذج لاسترجاع البنكرياس من متبرع ينبض بالقلب. بعد قنية الشريان الأورطي ، والتدفق بمحلول UW ، واسترجاع البنكرياس ، تم الاحتفاظ بالطعوم على SCS لمدة 2 ساعة بينما تم تحضير خلايا الدم الحمراء. تم إجراء NEVPP في هذا النموذج لمدة 3 ساعات ، وهو ما اعتبرناه أقل قدر من الوقت اللازم للتروية إذا كان من المفترض تقييم الكسب غير المشروع وإصلاحه في المستقبل. تم تسجيل العينات والقياسات في نقاط زمنية كل ساعة. (0 = خط الأساس ، مباشرة بعد توصيل العضو بالدائرة ، 1 = 1 ساعة ، 2 = 2 ساعة ، 3 = 3 ساعات).
تم وضع ترقيع البنكرياس على غرفة الأعضاء التي تم تصميمها خصيصا لهذا الغرض وتتضمن سخان (ملف تكميلي). الغرض من NEVPP هو توفير بيئة فسيولوجية قريبة للعضو. لهذا الغرض ، تم ضبط الضغط الشرياني ليظل بين 20-25 مم زئبق في جميع عمليات التروية. تم قياس الضغط والتدفق طوال فترة التروية بأكملها وظلوا مستقرين (الشكل 4). تم تقدير النشاط الأيضي عن طريق حساب استهلاك الأكسجين للكسب غير المشروع باستخدام الصيغة التالية: [(pO 2 art-pO2ven) *التدفق / الوزن] (الشكل 5). كانت قياسات الأس الهيدروجيني والصوديوم والكالسيوم و HCO3 ضمن القيم الفسيولوجية خلال التروية بأكملها (الشكل 6). انخفضت مستويات اللاكتات والبوتاسيوم أثناء التروية ، وحققت ما يقرب من القيم الطبيعية في 3 ساعات (الشكل 7). نظرا لأن الدائرة عبارة عن نظام مغلق ، فمن المتوقع أن تزداد مستويات الأميليز والليباز أثناء التروية (الشكل 8). ومع ذلك ، لا يبدو أن الزيادة في المستويات مرتبطة بالأضرار التي لحقت بالكسب غير المشروع (الشكل 9). تم استخدام مقياس شبه كمي لتسجيل نخر الدهون والحمة وكذلك سلامة الخلايا الجزيرية. (0 - لا تغييرات ، 1 - تغييرات خفيفة ، 2 - تغييرات معتدلة ، 3 - تغييرات شديدة). تم ذلك من قبل أخصائي علم الأمراض أعمى عن المجموعات التجريبية ، ولم يلاحظ أي علامات على التهاب البنكرياس.
تم وزن الطعم الخيفي للبنكرياس قبل وبعد التروية لتقييم الوذمة (الجدول 2).
الشكل 1. بروتوكول الدراسة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2. البنكرياس قبل وبعد التروية. أ: قبل التروية. ب: بعد التروية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3. رسم تخطيطي لدائرة التروية. مع استخدام تقنية المجازة القلبية الرئوية لحديثي الولادة. يسكب البيرفوسات في الخزان الوريدي ثم يتم دفعه بمساعدة مضخة طرد مركزي في جهاز الأكسجين. بعد مغادرة جهاز الأكسجين ، تنقسم الدائرة إلى أنبوب يرسل perfusate إلى كاسيت غسيل الكلى والعودة إلى الخزان والأنبوب الذي يذهب إلى مرشح الشرايين. بعد اجتياز مرشح الفقاعة الشريانية ، يتم دفع perfusate بضغط 20-25 مم زئبق عبر الشريان الأورطي إلى البنكرياس. يؤدي التدفق الوريدي إلى عودة البيروزيت إلى الخزان الوريدي. (مقتبس من 18). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4. متوسط التدفق الشرياني مع الانحراف المعياري (مل / دقيقة). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5. متوسط استهلاك الأكسجين مع الانحراف المعياري (مل / دقيقة / جم). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 6. أ: متوسط الأس الهيدروجيني، و(ب) الهيدروكلوريك3، و(ج) الصوديوم، (د) قياسات الكالسيوم ذات الانحرافات المعيارية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 7. أ: متوسط اللاكتات، ب: قياسات البوتاسيوم ذات الانحرافات المعيارية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 8. أ: متوسط الأميليز وب: قياسات الليبيز ذات الانحرافات المعيارية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 9. الخزعات الأساسية قبل وبعد التروية. أ: حمة البنكرياس الطبيعية قبل الترويةالآلية 18. ب: خزعة ما بعد التروية مع الحفاظ الجيد على خلايا العنيبات البنكرياسية والخلايا الجزيرية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| العنصر | مبلغ |
| لاكتات رينغر | 260 مل |
| ستين الحل | 195 مل |
| كريات الدم الحمراء المغسولة | 162.5 مل |
| مياه التناضح العكسي المزدوج (DRO) | 35 مل |
| الهيبارين (10000 وحدة دولية / 10 مل) | 1.3 مل |
| بيكربونات الصوديوم (8.4٪) | 10.4 مل |
| غلوكونات الكالسيوم (10٪) | 1.3 مل |
| ميتيل بريدنيزولون (سولو ميدرول) | 325 ملغ |
| أبروتينين | 15 ملغ |
الجدول 1. تكوين البيروسات.
| الوزن قبل | الوزن بعد | كسب | ٪ الفرق | |
| الحالة 1 | ٢٤٤ غرام | ٢٤٠ غرام | -4 غرام | -1.63 |
| الحالة 2 | ١٥٤ غرام | ١٦٤ غرام | 10 غرام | 6.49 |
| الحالة 3 | ١٨٤ غرام | ٢٤٥ غرام | ٦١ غرام | 33.15 |
| الحالة 4 | ١٩٠ غرام | ٢٢٦ غرام | ٣٦ غرام | 18.94 |
| الحالة 5 | ١٩٨ غرام | ٣٠٧ غرام | ١٠٩ غرام | 55.05 |
| القضية 6 | ٢٠٥ غرام | ٣١٥ غرام | ١٠٧ غرام | 51.44 |
| القضية 7 | ١٩٣ جرام | ٢٥٦ غرام | ٦٣ غرام | 32.64 |
الجدول 2. الوزن قبل وبعد التروية.
الملف التكميلي: غرفة البنكرياس حسب الطلب للتروية. تم تصميمه بالتعاون مع ورشة الآلات التابعة لبرنامج الفيزياء الطبية - الطب الإشعاعي في مركز الأميرة مارغريت للسرطان. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
Discussion
توضح هذه الدراسة أنه يمكن تحقيق NEVPP المستقر لطعم البنكرياس الخيفي مع الحد الأدنى من الضرر النسيجي بعد 3 ساعات من التروية مع الإعداد المقدم مسبقا. تظل معلمات التروية مثل التدفق الشرياني والضغط ودرجة الحموضة و HCO3 و Na مستقرة أثناء التروية ، ولاحظنا انخفاضا واستقرارا في K واللاكتات.
من الأهمية بمكان التعامل مع الكسب غير المشروع بأقل قدر ممكن أثناء الشراء وإعداد الطاولة الخلفية والتروية. من المهم أيضا الحفاظ على رقابة مشددة على الضغط الشرياني. نظرا لأن البنكرياس عضو منخفض الضغط ، فقد تؤدي زيادة الضغط إلى تلف لا رجعة فيه للعضو.
يختلف تحضير الطاولة الخلفية لهذه الدراسة عن تحضير الطعوم البشرية (الشكل 2 أ). نظرا لأن البنكرياس كان العضو الوحيد الذي تم شراؤه من الخنازير ، فقد تمكنا من أخذ جزء من الشريان الأورطي الذي يتضمن الجذع البطني والشريان المساريقي العلوي. أما بالنسبة للوريد البابي ، فقد تم إجراء تمديد باستخدام الوريد الحرقفي. في حالة الطعوم البشرية ، يجب أن يتم تحضير الطاولة الخلفية بنفس الطريقة التي يتم بها الزرع ، باستخدام الطعوم الحرقفية لإعادة بناء الشرايين وإطالة البوابة19.
قد تكون هذه الطريقة محدودة بسبب تعقيد الإعداد. قررنا إضافة كاسيت غسيل الكلى بعد ملاحظة وذمة شديدة من الكسب غير المشروع عند القيام به بدونه. كما تم بناء غرفة أعضاء مخصصة لهذه التجارب التي تحتوي على مصدر تسخين خارجي أثبت أنه مفيد في التروية المثلى للطعوم.
هناك عدد قليل من الدراسات التي تصف نضح البنكرياس الطبيعي الحرارة خارج الجسم الحي . في معظم هذه الدراسات ، يبدو أن الوذمة هي العامل المحدد الرئيسي. على حد علمنا ، هذه الطريقة هي التقرير الوحيد لاستخدام كاسيت غسيل الكلى للسيطرة على الوذمة.
لا يزال التروية خارج الجسم الحي للبنكرياس في مهده مقارنة بالأعضاء الأخرى. تركز البروتوكولات الحالية على الجهات المانحة ذات المعايير الموسعة (DCD) ، وتحسين المعطيات ، وأوقات التروية الأطول ، والمؤشرات الحيوية لتقييم تلف الكسب غير المشروع أثناء التروية. لا يبدو أن مستويات الأميليز والليباز علامات موثوقة ، لأننا نستخدم نظاما مغلقا ، ولا يبدو أنها ترتبط بعلم أمراضالأنسجة 20. حتى الآن ، تمكنت مجموعتنا أيضا من زرع الطعم الخيفي للبنكرياس بعد التروية بنتائج جيدة18.
مع التحسينات المستمرة في هذه التكنولوجيا ، نأمل أن تكون هذه التكنولوجيا قابلة للتطبيق على الزراعة السريرية وتسمح بتقييم وإصلاح الطعم الخيفي للبنكرياس. نأمل أن يؤدي هذا في النهاية إلى مزيد من استخدام الكسب غير المشروع ، وتقليل وقت الانتظار للمرضى ، ونتائج أفضل للمرضى
Disclosures
ليس لدى المؤلفين أي شيء للكشف عنه.
Acknowledgments
اي.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alburex 5 | CSL Behring AG | 187337 | 25 g of Albumin (human) in 500 mL of buffered diluent |
| Aprotinin from bovine lung | Sigma-Aldrich | A1153 | |
| Belzer UW Cold storage solution | Bridge to life Ltd | 4055 | |
| Calcium gluconate (10%) | Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON) | C360019 | |
| Composelect (blood collection bags) | Fresenius Kabi Canada Ltd | PQ31555 | |
| Epoprostenol | GlaxoSmithKline Inc. | 218761 | |
| Heart lung machine, Stöckert S3 | Sorin Group Canada Inc. | Custom made | Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit |
| Hemoflow, Fresenius Polysulfone | Fresenius Medical Care North America | 0520165A | |
| Heparin (10000 IU/10 mL) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C504710 | |
| Lactated Ringer's solution | Baxter | JB2324 | |
| Neonatal cardiopulmonary bypass techonolgy | Sorin Group Canada Inc | Custom made | Dideco perfusion tubing systems, centrifugal blood pump (Revolution), arterial blood filter, microporous hollow fibre memebrane oxygenator), cannulas |
| Pancreas chamber | Custom made | With external heater | |
| Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters | Arrow International LLC | SI-09880 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C908950 | |
| Solu-Medrol | Pfizer Canada Inc. | 52246-14-2 | |
| Steen | XVIVO | 19004 | |
| Urethral catheter | Bard Inc | 86020 | 20 Fr, malecot model drain |
| Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 8960 |
References
- National Diabetes Statistics Report | Diabetes | CDC. , Available from: https://www.cdc.gov/diabetes/data/statistics-report/index.html (2022).
- Shyr, Y. M., Wang, S. E., Chen, S. C., Shyr, B. U.
- Dholakia, S., et al. Pancreas transplantation: past, present, future. American Journal of Medicine. 129 (7), 667-673 (2016).
- Johnson, P., Sharples, E., Sinha, S., Friend, P. J. Pancreas and islet transplantation: pancreas and islet transplantation in diabetes mellitus. Transplantation Surgery. , 205-217 (2021).
- Kopp, W. H., et al. Pancreas transplantation with grafts from donors deceased after circulatory death: 5 years single-center experience. Transplantation. 102 (2), 333-339 (2018).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
- Selzner, M., et al. Normothermic ex vivo liver perfusion using steen solution as perfusate for human liver transplantation: First North American results. Liver Transplantation: Official Publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. 22 (11), 1501-1508 (2016).
- Hosgood, S. A., Thompson, E., Moore, T., Wilson, C. H., Nicholson, M. L. Normothermic machine perfusion for the assessment and transplantation of declined human kidneys from donation after circulatory death donors. The British Journal of Surgery. 105 (4), 388-394 (2018).
- Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early dcd graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
- Barlow, A. D., et al. Use of ex vivo normothermic perfusion for quality assessment of discarded human donor pancreases. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 15 (9), 2475-2482 (2015).
- Kumar, R., et al. Ex vivo normothermic porcine pancreas: A physiological model for preservation and transplant study. International journal of surgery. 54, London, England. 206-215 (2018).
- Hamaoui, K., et al. Development of pancreatic machine perfusion: translational steps from porcine to human models. The Journal of Surgical Research. 223, 263-274 (2018).
- Prudhomme, T., et al. Successful pancreas allotransplantations after hypothermic machine perfusion in a novel diabetic porcine model: a controlled study. Transplant International: Official Journal of the European Society for Organ Transplantation. 34 (2), 353-364 (2021).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e353 (2015).
- Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V.
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , CRC Press, Taylor & Francis Group. CRC Press. (2015).
- Mazilescu, L. I., et al. Normothermic ex situ pancreas perfusion for the preservation of porcine pancreas grafts. American Journal of Transplantation. , (2022).
- Fridell, J. A., et al. Preparation of the pancreas allograft for transplantation. Clinical transplantation. 25 (2), (2011).
- Nassar, A., Liu, Q., Walsh, M., Quintini, C. Normothermic ex vivo perfusion of discarded human pancreas. Artificial Organs. 42 (3), 334-335 (2018).
