Name: Observando mitótico Division e Dinâmica em um embrião de peixe-zebra ao vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
Description: Aprenda a visualizar mitose em embriões vivos de peixe-zebra usando proteínas fluorescentes e microscopia confocal de alta resolução. Este método permite estudar segregação cromossômica e defeitos mitóticos em vertebrados.

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Agradecemos a Kristen Kwan pelos vetores pCS2-H2A.F/Z-EGFP e pCS2-mCherry-CAAX. Agradecemos a Chris Rodesch por nos ensinar imagens ao vivo em peixe-zebra. Agradecemos a Shawn Williams, Erik Malarkey e Brad Yoder pela assistência em imagens confocais na UAB e no High Resolution Imaging Facility da UAB. A instalação de imagem de alta resolução é apoiada pelo UAB Comprehensive Cancer Center Support Grant (P30CA013148) e pelo Rheumatic Disease Core Center (P30 AR048311). O J.M.P. é apoiado pelo Instituto Nacional de Doenças Neurológicas e Derrame (NIH R21 NS092105) e por bolsas piloto da American Cancer Society (ACS IRG-60-001-53-IRG) e do UAB Comprehensive Cancer Center (P30CA013148). S.M.P. é apoiado pela Bolsa de Treinamento T32 de Biologia Celular e Molecular (5T32GM008111-28).

1. transcrição in vitro <ol><li> Linearizar pCS2-H2A.F / Z-EGFP e / ou vetores pCS2-mCherry-CAAX por restrição NotI enzima digerir 31. Utilizando um kit de ARN in vitro a transcrição, gerar produtos 5 &#39;de ARNm tapados de cada molde, de acordo com o protocolo do fabricante. </li><li> Purifica-se o ARNm utilizando um kit tapados purificação. Siga as instruções do fabricante. Eluir com livre de RNase H 2 O. </li><li> Determinar a concentração de ARN por absorvância a 260 nm utilizando um espectrofotómetro. (OD 260 x diluição x 40 ug / ml). </li><li> Diluir o RNA a 100 ng / mL para cada H H2A.F / Z-EGFP e mCherry-CAAX com RNase 2 O. Se a concentração de ARN é muito baixa, a fluorescência será diminuído ou ausente. amostras brilhantes vai diminuir as preocupações sobre a fototoxicidade e fotodegradação. Por outro lado, o excesso de ARN podem ser tóxicos e / ou causar efeitos fora do alvo. Nota: guarde o restantemRNA purificado de -80 ° C congelador. </li></ol> 2. Criação de peixe-zebra, colheita de embriões, e mRNA Injection 36-38 <ol><li> Montar tanques de criação com uma barreira para separar o tanque em duas regiões e encher cada tanque de criação com água sistema de aquicultura utilizados na instalação de peixe-zebra. </li><li> A fim de evitar a reprodução prematura, coloque dois peixes machos em um lado da barreira e dois peixes feminina do outro lado da noite antes de produzir. </li><li> No dia seguinte, descongelar a mistura previamente preparada de ARNm em gelo. Substitua a água em tanques de criação com água sistema de aquicultura frescos e remover as barreiras. Imediatamente após as barreiras são puxados, aquecer um molde de injecção de 28,5 ° C e configurar o equipamento para microinjecção. Nota: Para obter informações sobre moldes de injeção, consulte Gerlach 36. </li><li> Recolher os ovos a cada 10 - 15 minutos utilizando um coador de chá e lavar os ovos em um 100 x 15 mm de prato limpo Petri com E3 Azul (5 mM de NaCl, KCl 0,17 mM, CaCl2 0,33, MgSO4 0,33 mM, 10 -5% azul de metileno). E3 azul é utilizado para evitar o crescimento de fungos e garantir o correcto desenvolvimento de larvas de peixes. Para mais informações sobre o acasalamento e de colheita de embriões, consulte Gerlach 36 e Porazinkski 37. </li><li> Incorporar uma célula-encenado embriões num molde de injecção aquecido e injectar o ARN na gema no valor desejado de embriões (Figura 1A). Conta de morte embrionária natural e embriões não fertilizados por realizar injeções embrionárias em 15% mais embriões do que o necessário para o experimento. Para detalhes adicionais sobre a microinjeção de embriões de peixe-zebra, consulte Gerlach 36 e Porazinkski 37. NOTA: Para uso pela primeira vez de mRNA, realizar uma análise de dose-curva para determinar a dose ideal para a fluorescência e viabilidade (definida como ausência de defeitos de desenvolvimento brutas até 5 dpf) antes da realização de imagiologia 5D. 150-200 ng / ulinjectado em embriões é muitas vezes a concentração óptima, portanto, é um bom ponto de partida para a concentração final. </li><li> Cuidadosamente extrair os embriões injectados desde o molde usando uma versão modificada 9 &quot;pipeta de Pasteur de vidro. Para modificar a pipeta, derreter a fim usando um bico de Bunsen até formar uma bola. </li><li> Coloque embriões injetados em um prato de 100 x 15 mm Petri na E3 azul e casa em um C incubadora de 28,5 °. </li><li> Seis horas após a injecção, retire todos os embriões mortos ou não fertilizados das placas e adicionar E3 azul limpo. Casa dos embriões em 28,5 ° C. </li></ol> 3. Preparação e incorporação da Vivo embriões Zebrafish for Imaging (Figura 1B) <ol><li> Duas horas antes de imagem, a tela de embriões injectados para GFP, utilizando um microscópio de dissecação fluorescente. Coloque embriões verdes brilhantes que expressam GFP em uma nova placa de 100 mm x 15 Petri com E3 Azul. </li><li> Levar à ebulição uma solução de stock de 1% de agarose de baixa de fusão através da adição de 1 g de agarose a baixo ponto de fusão a 100 ml de E3 azul. Depois de usar a agarose, cobrir o balão com folha de alumínio. A solução permanece útil para até um mês. </li><li> Aliquota de 3 ml de agar derretido em um tubo de cultura de 17 x 100 mm. Manter a quente de agarose, colocando o tubo de cultura em um banho de água a 42 ° C até que esteja pronto para uso. Preparar uma solução de 15 tricaina mM em água deionizada para anestesiar os embriões de peixe-zebra 36. NOTA: Se imagiologia em pontos de tempo anteriores é desejada, a concentração de ágar pode ser diminuída tão baixo quanto 0,3% 39. </li><li> Trazer o mM tricaina 15, embriões selecionados, baixo agarose fundido, E3 Azul, e uma 35 milímetros lamela de vidro cultura fundo prato para um microscópio de luz dissecção. Remova cuidadosamente córion do embrião com # 5 pinças. Faça isso por três embriões. </li><li> Colocar os embriões dechorionated num recipiente separado a ser anestesiado. A tampa da placa de fundo lamela é frequentemente utilizado para este fim. Usando uma pipeta de transferência, adicione três gotas (cerca de 150 mL)tricaina de 15 mM para o prato de 5 ml E3 azul (se utilizar a tampa da lamela prato inferior) ou até os embriões foram suficientemente anestesiados. Além disso, adicionar 3-4 gotas (cerca de 150-200 ul) de 15 mM de solução tricaina ao tubo de agarose fundida a 1%. </li><li> Usando uma pipeta de p200 com 1 cm da ponta da pipeta cortada; transferir os embriões anestesiados para o prato de fundo lamela. Remova qualquer E3 Azul excesso: solução tricaina. </li><li> Lentamente, adicionar 5 - 10 jul de agarose de baixo ponto de fusão: solução tricaina ao longo dos embriões, mantendo cada gota separada para assegurar que os embriões não acidentalmente deriva perto um do outro. Aviso: Se a agarose é muito quente, ele irá danificar o embrião. Uma boa temperatura para manter o agar é a 42 ° C. </li><li> Usando uma agulha de 21 G 1 ½, gentilmente orientar o embrião no agarose para a posição desejada. Ao usar um microscópio invertido para geração de imagens de lapso de tempo, oriente a região de interesse (ROI) tão perto da lamela como possible. Nota: Para fins gerais, a região da cauda oferece facilidade de orientação e clareza devido ao tecido relativamente fino (Figura 1A). Outros tecidos, tais como a camada epitelial em torno das pregas de gema e de aleta, pode ser utilizada 28,29. Estes tecidos oferecem grande clareza, no entanto estas regiões são apenas algumas camadas de células de espessura. Para o propósito deste protocolo, é benéfico para a imagem região da cauda para adquirir como muitas divisões celulares quanto possível. </li><li> Permitir que um min poucos para a solidificação parcial do ágar. Usar a agulha para separar um pequeno pedaço de ágar para testar a sua solidificação. Quando um pedaço de agar pode ser puxado para fora da gota, prossiga para a próxima etapa. </li><li> Cobrir toda a lamela com baixa agar fundido formando uma cúpula sobre os embriões embutidos. Permitir que o agar solidificar antes de mover o prato para imagiologia confocal (Figura 1A). </li><li> Durante o processo de solidificação de agar (demora cerca de 10 min), 3 ml de o prepararf E3 solução azul com cinco gotas de (aproximadamente 250 ul) tricaina 15 mM a ser colocada sobre os embriões incorporados durante o exame. </li></ol> 4. 5D Imagem Confocal de US Jogos de embriões Zebrafish 40,41 NOTA: Ver Ariga 40 e O&#39;Brien 41 para detalhes sobre como realizar imagem 5D usando outros sistemas confocal. Para Z-intervalo, Z-pilha, profundidade Z, intervalo de tempo, e definições 5D ver Figura 1C. <ol><li> Abra o software de imagem e definir o microscópio para 60X NA 1.4 lente objetiva. Aplicar óleo de imersão para a lente objetiva e coloque o prato de cultura no compartimento de slides no palco microscópio. Usando o controlador de eixo, o centro do embrião de interesse acima da lente objectiva e trazer a lente objectiva para cima ao encontro do prato de cultura. </li><li> Clique no ícone da parte do olho e mudar para o filtro GFP no microscópio. Concentre-se no ROI. Centrando-se no tecido mais próximo da lamela será offer os melhores resultados de imagem. </li><li> Remova o encravamento. Selecionar os canais de GFP e mCherry (comprimentos de onda pré-estabelecidos em software) e definir a linha de opção ao normal média. </li><li> Use &quot;Controles de Ver / Aquisição / A1 Área de Digitalização&quot; comando para abrir a ferramenta A1 Área de Digitalização. </li><li> Iniciar a digitalização. Usando o eixo-controlador, posicionar o embrião de modo que a área de leitura é preenchido com tanto do peixe-zebra quanto possível. A potência do laser não precisa de ser óptima a este ponto. Diminuir a potência do laser para evitar a fotodegradação desnecessário. </li><li> Use os &quot;Controles de Ver / Aquisição / aquisição ND&quot; comando para abrir o painel de controle de aquisição da ND. </li><li> Iniciar a digitalização para definir os parâmetros Z-stack. Defina o limite superior Z-stack para onde as células não estão em foco e limite inferior para onde as células não são mais visíveis. Permitir um espaço de 3 micrómetros acima da amostra para o crescimento e o movimento celular, o que pode expandir-se para o campo de imagem. O Z-stack para as figuras mostradas neste proprotocolo cobriu uma Z-profundidade de 40 mm na cauda do embrião. </li><li> Defina o tamanho do Z-interval passo para 2 mm. Em média, uma célula é de 10 um de diâmetro; portanto, 2 m vai produzir cinco intervalos de dados de imagem a ser analisada para cada célula. NOTA: A profundidade da imagem que pode ser adquirida depende do intervalo Z. resolução Z é sacrificado para ganhar profundidade total na dimensão Z, a fim de imagem como muitas células que sofrem mitose possível (grande profundidade Z). O inverso é verdadeiro, na medida em que, ao diminuir o tamanho do passo, a resolução Z é adquirida, enquanto Z profundidade é sacrificado (pequena profundidade Z). </li><li> Ajustar a potência do laser de imagem, HV, e compensar os níveis. Para os experimentos demonstraram neste protocolo, use a seguinte potência do laser, HV, e compensar níveis fixados nos níveis correspondentes, respectivamente, para o canal de GFP; 2-5, 120-140, e -9 a -11. Para o canal mCherry, use a seguinte potência do laser, HV, e compensar os níveis, respectivamente; 3-6, 120-140, e -3 para-8. Uma vez que os parâmetros são definidos, desligue a varredura para evitar a exposição a laser desnecessário que pode causar fototoxicidade e fotodegradação da amostra. </li><li> Selecione o ícone de média linha de 2x. &quot;Não média&quot; produz uma imagem granulada enquanto &quot;linha 4x média&quot; aumenta drasticamente o tempo de verificação. Uso de linha 2x média proporciona a melhor qualidade de imagem e tempo mais rápido de digitalização. </li><li> Seleccione a duração do intervalo de tempo e tempo adequados necessários para o experimento. Para divisões de tipo selvagem, os intervalos de tempo de dois minutos durante 2 horas é o melhor para determinar a duração mitótico (utilizados nas Figuras 1, 2, 3A e 3B). Divisões que activam o ponto de verificação para a montagem do eixo mais longo do que 30 minutos são mais adequados para intervalos de cinco minutos, durante quatro horas, a fim de preservar a fluorescência como demonstrado na Figura 3C. </li><li> Marque a caixa &quot;salvar em arquivo&quot; e nome do arquivo para salvar automaticamente o arquivo tal como ele está sendo adquirido. verifique todos os patros estão definidos corretamente e clique em &quot;começar a correr&quot;. </li><li> Após a aquisição for concluída, para exibir o arquivo em um formato tridimensional, clique no ícone do limiar de volume. </li></ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

A utilização deste método permite inferir colapso nuclear de envelope, a formação de uma placa de metafase por anexos microtubule-cinetocoro, e a segregação de cromatídeos irmãos para formar duas novas células in vivo e de um modo dependente do tempo. A capacidade de observar a mitose no peixe-zebra é vantajosa em relação a amostras fixadas e sistemas de cultura de células porque as células estão a ser trabalhada na fisiologia natural, o tecido é transparente, o que permite que as proteínas fluorescentes a sere...

A mitose é essencial um processo celular fundamental para o crescimento, a diferenciação e regeneração de um organismo vivo. Após a preparação exacta e a replicação de ADN na interfase, a célula é preparado para dividir. A primeira fase da mitose, profase, é iniciada por activação de ciclina B / Cdk1. Prophase é caracterizada por condensação de material cromatina em cromossomas. repartição envelope nuclear ocorre na zona de transição entre a profase e prometáfase. Em prometáfase, centrossomas, o centro de nucleação para a formação do fuso, começam a migrar para os pólos opostos enquanto estende microtúbulos em busca de apego kinetochore. Após a fixação, as conversões ao fim-on fixação dos microtúbulos e forças de tensão orientar os cromossomos que formam uma placa metafásica 1. Se todos os cromossomos estão ligados corretamente, o ponto de verificação de montagem do fuso é satisfeito, anéis coesina segurando as cromátides irmãs em conjunto são clivados, e microtúbulos encurtar a puxar irmãchromatids para pólos opostos durante anaphase 2,3. A fase final, telofase, envolve o alongamento da célula e reformação do envelope nuclear em torno dos dois novos núcleos. A citocinese completa o processo de divisão, separando o citoplasma das duas células filhas novas 4-6. Alteração das vias principais de mitose (ou seja, ponto de verificação de montagem do fuso, a duplicação centrossoma, irmã chromatid coesão, etc.) Pode resultar em prisão metaphase, segregação errada dos cromossomas e instabilidade genômica 7-10. Em última análise, os defeitos nas vias mitose controle pode causar distúrbios do desenvolvimento e câncer, necessitando de visualização de mitose e seus defeitos em um, animal vertebrado, organismo multicelular vivo 10-16. embriões de peixe-zebra servir como um grande organismo modelo para imagens ao vivo devido ao tecido transparente, facilidade de microinjeção, e desenvolvimento rápido. Usando peixes-zebra, o objetivo geral deste artigo é o dedescrevem um método de 5D vivo (dimensões X, Y, Z, tempo, e comprimento de onda) imagiologia de mitose 17 (Figura 1C). O uso de peixe-zebra mutante defeituoso em diferentes vias mitóticas demonstram a consequência de tais defeitos. Para este protocolo, Aurora B e ESCO2 mutantes foram escolhidos para ilustrar esses defeitos. Aurora B é uma cinase que é parte do complexo do cromossoma de passageiros (CPC) envolvida na formação do fuso e do acessório de microtúbulos. Ele também é necessário para a formação de clivagem sulco na citocinese 18,19. Em peixe-zebra, a deficiência de Aurora B leva a defeitos de indução sulco, citocinese, e segregação cromossomo 20. ESCO2, por outro lado, é uma acetiltransferase que é essencial para a irmã cromatídeos coesão 21,22. Ele acetila cohesin na parte SMC3 do anel estabilizando assim cohesin para garantir a segregação cromossômica adequada na transição metaphase-anaphase 23. Perda de ESCO2 no peixe-zebra leva ao chsegregação errada romosome, irmã separação prematura chromatid, instabilidade genômica e dependente de p53 e apoptose independente 24,25. Devido à disponibilidade, auroraB hi1045 e hi2865 ESCO2 peixe-zebra mutante (doravante referida como aurB m / m e ESCO2 m / m, respectivamente) será usada para ilustrar esta técnica 25-27. Acoplamento microscopia confocal com maquinaria da célula fluorescente marcado com permitiu visualizar os investigadores a cromatina e a dinâmica da membrana celular durante a mitose 25,28,29. histonas fluorescentes etiquetadas têm sido historicamente usado para visualizar cromatina. As histonas são proteínas nucleares compostas por quatro pares diferentes (H2A, H2B, H3, e H4), que são responsáveis ​​pela estrutura do nucleossoma que compõe 30 cromossomas. Enquanto H2B é indiscutivelmente a histona mais utilizado para proteínas fluorescentes emrato e a cultura de células, a utilização de Histona 2A, Z Família (H2A.F / Z) revelou-se bem para o uso em peixes-zebra 31,32. Concanavalina A e de caseína-quinase 1-gama por exemplo, localizar na membrana celular e que tenham sido previamente mostrado eficaz em visualizar a membrana celular em Drosophila e ouriços-do-mar 33,34. Outros estudos têm mostrado que a proteína fluorescente marcado com CAAX rotula a membrana celular e foi bem sucedido em peixes-zebra 31. CAAX é um motivo que é reconhecida por enzimas modificadoras de pós-traducionais tais como farnesyltransferases e geranylgeranyltransferases. Modificações por estas enzimas proteínas causar a tornar-se associada a membrana, rotulagem, assim, a membrana da célula 35. Devido ao uso prévio no peixe-zebra, este protocolo escolheu usar H2A.F / Z e CAAX para rotular cromatina e da membrana celular. A aplicação do presente método permitirá que o investigador para monitorar a mitose ao nível da célula individual ao observar cromossomadinâmica, como monitorar bem como, simultaneamente múltiplas divisões celulares que podem afetar a diferenciação e desenvolvimento do tecido. Este artigo irá se concentrar em imagiologia a dinâmica da segregação dos cromossomos durante a mitose no nível da célula individual. Dentro deste manuscrito, a capacidade de observar várias divisões mitóticas, calcular o tempo de divisão, e decifrar os fenótipos mitóticas serão ilustradas e discutidas. Ao usar estes parâmetros, fisiologicamente relevantes de dados pode ser recolhido e aplicado a vários estados de doenças afectadas por defeitos mitóticas.

<table><tbody><tr><td>Vetores pCS2</td><td>Presente de K. Kwan</td><td></td><td>Para plasmídeo de interesse</td></tr><tr><td>NotI-HF enzima de restrição</td><td>New England BioLabs</td><td>R3189S</td><td>Para digestão de restrição de plasmídeo</td></tr><tr><td>mMessage SP6 kit</td><td>Life Technologies</td><td>AM1340</td><td>Para transcrição in vitro</td></tr><tr><td>RNeasy Mini kit</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td>Para purificação de mRNA</td></tr><tr><td>100 x 15 mm Placas de Petri</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875712</td><td>Para abrigar embriões molde</td></tr><tr><td>de microinjeção</td><td>caseiro</td><td></td><td>Para segurar embriões durante a microinjeção</td></tr><tr><td>Agarose II</td><td>Amresco</td><td>0815-25G</td><td>Para embriões de embutir</td></tr><tr><td>Tricaine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521-10G</td><td>Para anestesiar embriões</td></tr><tr><td>Cloreto de sódio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9888</td><td>Para água embrionária (E3 Blue), dissolvida em UltraPure H2O</td></tr><tr><td>Cloreto de Potássio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td>Para água embrionária (E3 Blue), dissolvido em UltraPure H2O</td></tr><tr><td>Cloreto de Cálcio Dihidratado</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8106</td><td>Para água embrionária (E3 Blue), dissolvido em UltraPure H2O</td></tr><tr><td>Sulfato de Magnésio</td><td>Fisher Scientific</td><td>M7506</td><td>Para água embrionária (E3 Blue), dissolvida em UltraPure H2O</td></tr><tr><td>Methylene Blue Hydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MB1</td><td>Para água embrionária (E3 Blue), dissolvida em tubo de cultura UltraPure H2O</td></tr><tr><td>100 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-819-812</td> Para prato de cultura de fundo de lamínula de <td>ágar derretido</td></tr><tr><td>35 mm&nbsp;</td><td>MatTek Corp</td><td>P35G-0-20-C&nbsp;</td><td>Nº 0, vidro de 20 mm, Para embriões embutidos</td></tr><tr><td>#5 pinças</td><td>Dumont</td><td>72701-D</td><td>Para descorionar embriões</td></tr><tr><td>21 G Agulha de calibre 1 1/2</td><td>Becton Dickinson</td><td>305167</td><td>Para posicionar embriões em ágar</td></tr><tr><td>Microscópio de dissecação</td><td>Nikon AZ100</td><td></td><td>Para triagem e incorporação de embriões, qualquer escopo de dissecação servirá</td></tr><tr><td>Microscópio confocal</td><td>Nikon A1+</td><td></td><td>Para imagens de lapso de tempo</td></tr><tr><td>Software confocal</td><td>NIS Elements AR 4.13.00</td><td></td><td>Para aquisição e processamento de imagens</td></tr></tbody></table>

observando mitótico division e dinâmica em um embrião de peixe-zebra ao vivo

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

A mitose é essencial para o crescimento do organismo e diferenciação. O processo é muito dinâmico e requer ordenou eventos para realizar a condensação adequada cromatina, o apego microtúbulos-kinetochore, segregação cromossômica, e citocinese em um pequeno período de tempo. Erros no delicado processo pode resultar em doenças humanas, incluindo defeitos de nascença e câncer. As abordagens tradicionais investigam estados de doença mitótico humanos muitas vezes dependem de sistemas de cultura celular, que não têm a fisiologia natural e contexto de desenvolvimento / específicas do tecido vantajoso quando estudar doenças humanas. Este protocolo supera muitos obstáculos, fornecendo uma forma de visualizar, com alta resolução, a dinâmica de cromossomos em um sistema de vertebrados, o peixe-zebra. Este protocolo irá detalhar uma abordagem que pode ser usada para obter imagens dinâmicas de células em divisão, que incluem: a transcrição in vitro, produção de peixe-zebra / registo, a incorporação de embrião e de imagem time-lapse. Otimização e modifications deste protocolo também são explorados. Usando H2A.F / Z-EGFP (etiquetas cromatina) e mCherry-CAAX (membrana celular etiquetas) embriões com injecção de mRNA, mitose em AB-tipo selvagem, auroraB hi1045 e hi2865 ESCO2 peixe-zebra mutante é visualizado. Alta resolução de imagem ao vivo no peixe-zebra permite observar várias mitoses quantificar estatisticamente defeitos mitóticas e tempo de progressão da mitose. Além disso, a observação de aspectos qualitativos que definem processos inadequados de mitose (ou seja, defeitos congression, segregação errada dos cromossomas, etc.) e os resultados cromossômicas imprópria (isto é, a aneuploidia, poliploidia, micronúcleos, etc.) são observados. Este ensaio pode ser aplicado para a observação de tecido diferenciação / desenvolvimento e é receptivo à utilização de peixe-zebra mutante e agentes farmacológicos. Visualização de como defeitos na mitose levar a distúrbios de câncer e de desenvolvimento será muitomelhorar o entendimento da patogênese da doença.

A Figura 2 demonstra a capacidade de observar muitas divisões celulares utilizando uma ampla visão de campo de um tipo selvagem de cauda de peixe-zebra AB. Mais de sete células mitóticas são gravadas em um prazo de 14 min (Filme 1). Dentro de duas horas tempo de curso, mais de 40 eventos de mitose foram capturados. Em média, 50 células em divisão foram observados no AB e 30 células que se dividem em AUR B M / m embriões <stro...

A mitose é crítica para todos os organismos vivos e os defeitos geralmente levam ao câncer e distúrbios do desenvolvimento. Usando este protocolo de imagem e o peixe-zebra como sistema modelo, os pesquisadores podem visualizar a mitose em um organismo vertebrado vivo e a infinidade de defeitos que surgem quando os processos mitóticos são defeituosos.

Observando mitótico Division e Dinâmica em um embrião de peixe-zebra ao vivo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

O objetivo geral deste procedimento é monitorar a fidelidade da segregação cromossômica durante a mitose em um embrião de peixe-zebra vivo, utilizando proteínas da cromatina e da membrana celular marcadas com fluorescência, que serão capturadas por meio de microscopia confocal de alta resolução. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área da mitose, como, por exemplo, como defeitos mitóticos resultam em defeitos no desenvolvimento ou na formação de tumores em um organismo vertebrado vivo? A principal vantagem desta técnica é que estamos observando a mitose em um organismo vertebrado vivo, o que permite coletar dados fisiologicamente relevantes.Após acasalar peixes-zebra adultos e injetar ovos com RNA H2A.F/Z-EGFP e/ou pCS2 mCherry-CAAX, cerca de duas horas antes da aquisição de imagens, utilize um microscópio estereoscópico fluorescente para identificar embriões positivos para GFP. Transfira embriões brilhantes e verdes, que expressam GFP, para um novo recipiente de Petri de 100 por 15 milímetros contendo meio E3 azul.Ferva uma solução estoque de agarose a 1% de baixo ponto de fusão em E3 azul. Aliquote três mililitros da agarose fundida em um tubo de cultura de 17 por 100 milímetros. Mantenha a agarose aquecida colocando o tubo de cultura em um banho-maria a 42 graus Celsius até o momento do uso.Reúna tricaina 15-milimolar, embriões selecionados, agarose de baixo ponto de fusão, E3 azul e um recipiente de cultura com fundo de lamínula de vidro de 35 milímetros, e um microscópio estereoscópico. Em seguida, com pinças número cinco, remova cuidadosamente as corionas de três embriões e coloque os embriões em um recipiente separado para serem anestesiados. Depois, usando uma pipeta de transferência, adicione três gotas de tricaina 15-milimolar ao recipiente contendo os embriões e cinco mililitros de meio.Adicione três a quatro gotas de solução de tricaina 15-milimolar ao tubo com agarose fundida a 1%. Quando os embriões estiverem suficientemente anestesiados, utilizando um Pipetman P200 com um centímetro da ponteira cortado, transfira os embriões anestesiados para a placa com fundo de lamínula. Remova qualquer excesso da solução azul de tricaina E3.Adicione lentamente de cinco a 10 microlitros de solução de tricaina com agarose de baixo ponto de fusão sobre os embriões, mantendo cada gota separada, para garantir que os embriões não se desloquem próximos uns dos outros. Em seguida, usando uma agulha de 21 gauge e um e meio, oriente suavemente os embriões na agarose para a posição desejada, posicionando a região de interesse o mais próximo possível da lamínula, caso esteja utilizando um microscópio invertido. Devido aos deslocamentos que podem ocorrer, pode ser necessário retornar a cada embrião para assegurar que permaneçam na posição requerida.Isso pode precisar ser feito várias vezes, até que a posição ideal seja alcançada enquanto o ágar solidifica. Após alguns minutos, para testar se o ágar já está firme, use uma agulha para separar um pequeno pedaço de agarose. Quando for possível removê-lo da gota, use agarose de baixo ponto de fusão adicional para formar uma cúpula sobre os embriões embutidos, cobrindo toda a lamínula.Enquanto a agarose solidifica, prepare três mililitros de meio E3 azul com cinco gotas de tricaina 15-milimolar, para ser colocado sobre os embriões embutidos durante a aquisição de imagens. Para realizar a imagem confocal 5D de embriões de peixe-zebra vivos, abra o software de aquisição de imagens e configure o microscópio com uma objetiva de 60X e abertura numérica 1,4. Aplique óleo de imersão na objetiva e coloque a placa de cultura no porta-lâminas sobre a platina do microscópio.Usando o controlador de eixos, centralize o embrião de interesse acima da lente objetiva e eleve a lente até encontrar a placa de cultura. Despeje a solução azul E3 e tricaina sobre os embriões embutidos em ágar. Em seguida, clique no ícone do Olho do Porta-ocular para visualizar os embriões através da ocular.Desative a seleção da porta ocular e escolha Visualizar, Controles de Aquisição, Área de Varredura A1, para abrir a ferramenta Área de Varredura A1. Selecione o canal GFP, reinicie a varredura e foque em uma região de interesse próxima à lamínula. Pare a varredura, selecione os canais GFP e mCherry e defina a opção de média de linhas para normal.Agora, escolha Visualizar, Controles de Aquisição, Aquisição ND, para abrir a ferramenta A1 de Aquisição ND. Inicie a varredura. Em seguida, utilizando o controlador de eixos, posicione os embriões de modo que a área de varredura seja preenchida com a maior parte do peixe-zebra possível.Defina o limite superior do Z-stack no ponto em que as células estão fora de foco, permitindo um espaço adicional de três micrômetros acima da amostra, para crescimento e movimento celular. Em seguida, defina o limite inferior no ponto em que as células deixam de ser visíveis e defina o tamanho do passo do intervalo Z como dois micrômetros. Para os experimentos demonstrados aqui, ajuste, respectivamente, a potência do laser de imagem, o HV ou ganho e os níveis de compensação, conforme listado abaixo.Uma vez definidos os parâmetros, desligue a varredura para evitar exposição desnecessária ao laser, que pode causar fototoxicidade e fotobranqueamento da amostra. Agora, selecione o ícone de média de linha 2X, que oferece a melhor qualidade de imagem e o tempo de varredura mais rápido. Selecione o intervalo de tempo e a duração necessários para o experimento.Para divisões celulares do tipo selvagem, intervalos de dois minutos durante um período de duas horas são adequados para determinar a duração da mitose. Divisões que ativam o ponto de verificação da montagem do fuso por mais de trinta minutos são mais adequadas para intervalos de quatro a cinco minutos durante quatro horas, a fim de preservar a fluorescência, como demonstrado aqui. Para salvar automaticamente o arquivo enquanto ele está sendo adquirido, marque a caixa Salvar no Arquivo e nomeie o arquivo.Por fim, verifique novamente se todos os parâmetros estão configurados corretamente e clique em Executar Agora. Após a conclusão da aquisição, para visualizar o arquivo em formato tridimensional, clique no ícone Limite de Volume. Esta figura demonstra a capacidade de observar diversas divisões celulares utilizando um amplo campo de visão da cauda de um peixe-zebra selvagem AB.As divisões celulares são indicadas por asteriscos. O filme correspondente é mostrado aqui. Em média, foram observadas 50 células em divisão em AB e 30 células em divisão no mutante aurora B.Para levar em consideração o número reduzido de células em mitose imagiadas no embrião mutante da aurora B, calculou-se a razão entre o número de células em mitose e o número total de células imagiadas, sugerindo que não há um número menor de células passando por mitose nos embriões mutantes da aurora B, mas, sim, um número menor de células totais sendo imagiadas. Para quantificar a duração da mitose, multiplica-se o número de intervalos de tempo que compõem uma divisão celular pelo intervalo de tempo entre cada Z-stack. Conforme revelado neste gráfico, o tempo médio de divisão do tipo selvagem AB é de 25 minutos, e de 58 minutos para o mutante aurora B.Como observado em embriões selvagens, cada fase mitótica pode ser distinguida. No entanto, defeitos mitóticos são observados no embrião mutante aurora B, que incluem parada mitótica e citocinese falhada, resultando em uma célula binucleada e subsequente formação de micronúcleos, o que sustenta o aumento do tempo de divisão medido nesse mutante. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em uma hora, desde a triagem de embriões até o ajuste dos parâmetros do microscópio confocal.Ao realizar este procedimento, é importante lembrar o contexto do experimento em questão, conforme se relaciona com a região de interesse, duração temporal, intervalo de tempo e profundidade em Z. Isso ajudará a maximizar a eficiência, bem como a prevenir fotodegradação e fototoxicidade. Após este procedimento, outros métodos, como espalhamentos cromossômicos, podem ser realizados para responder perguntas adicionais sobre a causa dos defeitos mitóticos observados, ou o uso de um tratamento farmacológico para determinar os efeitos sobre a progressão mitótica, duração ou destino celular.Após seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores na área de biologia explorarem a mitose no contexto da biologia do desenvolvimento e da biologia do câncer utilizando peixe-zebra. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como embutir embriões de peixe-zebra, capturar imagens vivas da mitose e analisar a frequência mitótica, duração e o destino celular. Não se esqueça de que trabalhar com lasers de alta potência e luz fluorescente pode ser prejudicial aos olhos, e precauções, como evitar o contato direto dos olhos com os lasers, devem sempre ser tomadas ao realizar este procedimento.

observing-mitotic-division-and-dynamics-in-a-live-zebrafish-embryo

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

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