Blut-Entzug ich

Lab Animal Research

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Overview

< p Class = "Jove_content" > Quelle: Kay Stewart, RVT, RLATG, Anus; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universität von Notre Dame, IN

Blutentnahme ist eine häufige Anforderung für Forschungsstudien, die Mäuse und Ratten betreffen. Die Methode der Blutentnahme bei Mäusen und Ratten ist die Menge Blut benötigt, die Häufigkeit der Probenahme, der Gesundheitszustand des Tieres, entlüftet werden und der Schwierigkeitsgrad des Technikers abhängig. 1 alle Methoden diskutiert-Retro-Orbital Sinus blutet, erste Rute Snip blutet und intrakardialen blutet-erfordern den Einsatz von einer Vollnarkose.

Cite this Video

JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Blut-Entzug ich. JoVE, Cambridge, MA, (2017).

Principles

< p Class = "Jove_content" > vor dem blutenden Eingriff muss die Art der Probe erforderlich ermittelt werden. Experimentelle Verfahren könnte Vollblut, Plasma oder Serum erfordern. Für Vollblut muss die Probe ein Antigerinnungsmittel hinzugefügt werden. Plasma, das Fibrinogen und andere Gerinnungsfaktoren als getrennt von den roten Blutkörperchen enthält, kann aus einer Antikoagulanzien Probe extrahiert werden. Serum wird gewonnen durch Blutentnahme ohne ein Antigerinnungsmittel. Das Serum wird resultieren aus Zentrifugation der Probe, sobald ein Blutgerinnsel gebildet hat. Wie das Beispiel geronnen ist, wird das Serum Fibrinogen oder andere Gerinnungsfaktoren nicht enthalten. Plasma und Serum ergeben sich durch den Einsatz einer Zentrifuge bei 2200-2500 u/min für mindestens 15 Minuten lang laufen.

< p Class = "Jove_content" > für eine Probe, die Vollblut oder Plasma ergeben muss, muss eine geeignete Antikoagulans verwendet werden. Häufigsten verwendete Antikoagulantien für Versuchstiere sind Heparin, Natriumcitrat und Ethylenediamine Tetraacetic Säure (EDTA); die Auswahl basiert auf Forschungsbedarf. Sequester-eine flüssiger Form von EDTA, Heparin und Natriumcitrat-kann werden direkt in die Spritze zur Beschichtung von Oberflächen geladen. Dies ermöglicht Kontakt der Antigerinnungsmittel direkt wenn das Blut gezeichnet wird, helfen bei der Prävention von Blutgerinnung. Wie Blut gerinnt schneller als die meisten Säugetierblut Ratte, ist es wichtig, dass das richtige Verhältnis von Antigerinnungsmittel Blut zur Blutentnahme verwendet werden.

< p Class = "Jove_content" > Nadelauswahl basiert auf der Größe des Tieres und die Website der Venenpunktion. In der Regel, je größer die Bohrung der Nadel, desto schneller die Probe gesammelt werden kann. Weniger Schäden an den Blutzellen ist ein weiterer Vorteil für größere Nadeln. Die größte Nachteil an großen Nadeln Bohrung ist jedoch die mögliche Beschädigung des Schiffes. An Mäusen und Ratten die Auswahl der Größe reicht von 20-29-g-Nadeln, die 0,5-1,5 Zoll in der Länge. Wenn eine Nadel zu lang ist, nicht nur ist es umständlich zu bedienen, aber mit den zusätzlichen Platz in der Nadel Blutgerinnung führen könnte. Die entsprechende Nadelstärke für jede Methode im Abschnitt "Vorgehensweise" aufgelistet ist.

< p Class = "Jove_content" > auch muss die Größe der erforderlichen Probe vorgegebenen. Aufgrund der geringen Größe der Maus oder Ratte muss der Höchstbetrag der Blutentnahme für ein Überleben bluten berechnet werden. Eine durchschnittliche Maus mit einem Gewicht von 25 Gramm hat eine gesamte Blutvolumen von 1,8 ml; die durchschnittliche Ratte mit einem Gewicht von 250 Gramm hat eine gesamte Blutvolumen von 16 ml. Für einen einzigen Blutprobe auf eine Maus oder Ratte ohne Flüssigkeitsersatz ist die maximale Blutvolumen, das sicher entfernt werden kann 10 % des gesamten Blutvolumens oder 7,7-8 µl/g. Somit ist für eine durchschnittliche Maus, 10 % seines Volumens Blut 193-200 µl. Für eine durchschnittliche Ratte von 250 Gramm, das entspricht bis zu 1,9-2,0 ml. Studien haben gezeigt, dass mehr als 15 % des Blutvolumens entfernen Hypovolämischen Schock führen kann. 1,2 jedoch mit Flüssigkeitsersatz bis zu 15 % des gesamten Blutvolumens- oder 12 µl/g-kann entfernt werden. Für eine Maus 25 Gramm ist dies gleichbedeutend mit 300 µl; für eine Ratte 250 Gramm entspricht 3 ml. Für Flüssigkeitsersatz, die Flüssigkeiten erwärmt und subkutan gegeben werden sollten.

< p Class = "Jove_content" > ist es notwendig, mehrere Proben zu nehmen, sinkt das Blutvolumen gezeichnet. Die maximale Blutmenge, die pro Woche gezogen werden kann ist nicht mehr als 7,5 % des gesamten Blutvolumens oder 6 µl/g. Für eine Maus 25 Gramm entspricht dies 145-150 µl pro Woche. Für eine Ratte 250 Gramm entspricht dies 1,45-1,50 ml pro Woche. Ob Probenahme alle 2 Wochen stattfinden wird, kann bis zu 10 % des gesamten Blutvolumens (8 µl/g) gezogen werden. Dies ist gleichbedeutend mit 200 µl alle 2 Wochen für eine durchschnittliche Maus und bis zu 2,00 ml alle 2 Wochen für eine 250 Gramm-Ratte. Eine Studie an Ratten mit dem durchschnittlichen Gewicht von 250 Gramm, ergab, dass wenn Blut Volumen von 15-20 % entfernt wurden, es mehr als 29 Tage für Blutwerte dauerte zu normalisieren. 1,2 für die wiederholte Blutentnahme Flüssigkeitsersatz erlaubt nicht für ein größeres Blutvolumen oder häufigere Blutentnahme, als es nur Volumen ersetzt. Das Tier wird Zeit brauchen, um Blutzellen aufzufüllen.

< p Class = "Jove_content" > die Verwendung von Retro-Orbital Plexus ist eine gängige Praxis in der Vergangenheit gewesen. Jedoch haben viele Bedenken über die Menschlichkeit dieses Verfahrens ergeben. Während des Eingriffs kann übermäßige Bewegung des Hämatokrit Röhre einmal in der medialen Augenwinkel des Auges das umliegende Gewebe, was zu Schwellungen der Augenlider und/oder Bindehaut Membranen beschädigen. Das geschwollene Gewebe können den Augapfel zu ragen weit genug so dass Schließung des Augenlids behindert wird, was zu Hornhaut zu trocknen und zu Schäden führen. Schmerzen durch Schwellung auslösen kann, kratzen und Selbstverstümmelung, die Enukleation des Auges führt. Falsche Platzierung der Hämatokrit Röhre während einer Retro-Orbital bluten kann den Sehnerv, was zu Blindheit trennen. Wenn die Hämatokrit-Röhre in einem falschen Winkel fortgeschritten ist, kann das Auge aus der Umlaufbahn, so dass die Augenlider fallen hinter den Augapfel gezwungen werden. In diesem Fall ist es sehr schwierig, das Auge korrekt in die Steckdose zu ersetzen. Andere Probleme, die auftreten können, gehören Frakturierung der fragilen Umlaufbahn Knochen, Durchdringung des Augapfels, die Ergebnisse in den Verlust der Glaskörper oder die Bildung von einem Hämatom hinter dem Auge, das extreme Schmerzen durch den Druck auf das Auge führen können und Umgebung Strukturen. Trotz all dieser Bedenken wenn eine Fachkraft die Prozedur führt und das Tier ist vollständig mit einer Vollnarkose, wie Isoflurane Inhalat Anästhesie betäubt Retro-Orbital Blutungen erwiesenermaßen eine wirksame Methode des Blutes werden Kollektion bei Nagetieren.

< p Class = "Jove_content" > die anatomische Struktur der orbitalen Bereich unterscheidet sich zwischen der Maus und Ratte. Die Maus hat die Retro-Orbital Sinus-eine Sammlung von Schiffen, die Sinus in den orbitalen Bereich erstellen. In der Umlaufbahn des Auges Ratte ist ein Plexus von Schiffen, die hinter das Auge fließen; jedoch bilden sie keinen Sinus, wie in der Maus. Infolgedessen ist es einfacher, diesen Vorgang an Mäusen. Für wiederholte Bemusterung Sammlung über den Retro-Orbital-Plexus muss mindestens 10 Tage zwischen blutet das Gewebe im Bereich heilen zu lassen. Vollnarkose wird empfohlen, kann das Verfahren bei Mäusen ohne Vollnarkose durchgeführt werden, wenn eine ophthalmologische Lokalanästhetikum, wie Proparacaine oder Tetracaine, vor dem Eingriff angewendet wird. Ratten haben nicht den Retro-Orbital-Sinus, und weil ihre Membranen um die Umlaufbahn viel stärker sind, es zwingend erforderlich ist, um sie für dieses Verfahren zu betäuben.

< p Class = "Jove_content" > serielle Proben von einem kleinen Volumen mit einer Rute Clip-Methode erzielt werden. Die ersten Amputation der Rute muss auf eine Schwanzspitze, ca. 0,5-1,0 mm in der Länge bei Mäusen und Ratten 2,0 mm begrenzt werden. 1 Rute Snip Verfahren zur Blutentnahme für serielle Sammlungen ermöglicht, durch Störung der Schorf oder Blutgerinnsel des Originals schneiden Sie am Ende der Rute. Weitere Amputation der Schwanzspitze ist in der Regel nicht notwendig. Mengen von Blut gesammelt Bereich von 20-100 µL für Mäuse und 75-150 µL foR Ratten. Der gesammelte Betrag ist variabel zwischen Tieren und nach Alter, Gesundheitszustand und Gewicht beeinflusst werden kann.

< p Class = "Jove_content" > die Probe von einem Schweif Snip kann arteriellen und venösen Blut zusammen mit Gewebe Produktkontamination enthalten. Die Probenqualität verringert sich, wenn das Heck ist gestreichelt oder "gemolken", um mehr Blut zu erhalten. Um die Durchblutung zu erhöhen, kann die Rute mit warmen Kompressen, Wärmelampe oder Eintauchen in warmes Wasser beheizt werden. Druck auf die Schwanzspitze für Blutstillung angewendet werden sollen, und Tiere überprüft werden alle 5-10 Minuten um sicherzustellen, dass die Hämostase erreicht worden ist. Blutstillung wird oft mit wiederholten Sampling verzögert. Eine blutstillendes Pulver kann zur Blutstillung verwendet werden. Für die ersten Amputation ist Anästhesie (Vollnarkose oder lokaler) empfohlen. Nachfolgenden Blutungen sollten keine Anästhesie, erfordern, zumal die Tiere an das Verfahren gewöhnt werden. Anästhesie bewirkt einen Rückgang des Blutdrucks, erschwert die Blutentnahme mit dieser Technik.

< p Class = "Jove_content" > eine Alternative zu einem Schweif Snip ist die Rute Schiff Nick. Dieses Verfahren ist leicht auf Mäuse und Ratten durchgeführt. Jedoch wie bei den Schweif Snip, können die Proben mit Gewebe-Produkte, vor allem in der Maus kontaminiert sein. Für Ratten eine Injektionsnadel in das Schiff eingefügt wird, und das Blut wird aus der Nabe der Nadel gesammelt. Eine Studie demonstriert die Verwendung von einem Druckverband oberhalb der Einstichstelle Nadel zur Blutentnahme Unterstützung. 3 Eine Spritze dient nicht das Blut aus dem Gefäß zu zeichnen, wie der Druck entsteht aus der Spritze das Schiff zusammenbrechen wird. Diese Methode kann auch für serielle Probenahme verwendet werden, da ein Gerinnsel entfernt werden, um die Site wieder zu bluten verursachen. Wie bei Heck-Scheren, ist es unerlässlich, die Blutstillung durch Druck auf die Seite und immer wieder geprüft das Tier alle 5-10 Minuten zu gewährleisten.

Studien erfordern oft eine Nonsurvival, große Blutprobe, die über eine intrakardiale bluten oder der kaudalen Vena Cava durch Entbluten gesammelt werden. 4 etwa die Hälfte des gesamten Blutvolumens von einer Maus oder Ratte durch Herzpunktion eingesammelt werden können. Dies entspricht 40 µl/g oder ca. 1 ml bei einer durchschnittlichen 25 Gramm-Maus. Eine 250 Gramm-Ratte würden ca. 10 ml Blut führen. Das Tier muss werden für Entbluten betäubt. Inhalat Anästhesie oder CO 2 Narkose kann durch einen kompetenten Techniker verwendet werden; injizierbare Anästhesie kann auch verwendet werden. Es kann jedoch eine Abnahme der Blutdruck und Durchblutung, die die Menge an Blut verringern könnte.

< p Class = "Jove_content" > der kaudalen Vena Cava-Methode erfordert, dass das Tier tief betäubt werden, um das Schiff chirurgisch freizulegen. CO 2 Narkose ist nicht ausreichend, wie das Herz schlägt sein muss und das Tier Atmung während der Blutentnahme. Während des Verfahrens kann zu schnellen Blutentnahme das Schiff auf die Abschrägung der Spritze, verschließen die Öffnung und verhindert Blutentnahme Zusammenbruch verursachen. Auch die Gefäßwände sind dünn, und so Bewegung der Hand und der Nadel muss vermieden werden, um Bruch oder Austritt von Blut aus der Einführungsstelle Eintrag zu verhindern. Als die Nadel durch die Haut nicht vorbei ist, führt diese Methode in der Auflistung einer sterilen Probe. Zusatztherapie Euthanasie Methoden müssen eingesetzt werden, um sicherzustellen, dass das Tier nicht aus der Narkose zu erholen. Diese Methode wird oft von Herz- oder aortalen Perfusion gefolgt.

die intrakardiale Methode sein kann entweder mit dem Tier zurückhaltend manuell einmal narkotisierten (geschlossene Methode), oder das Herz chirurgisch werden, entsprechend dem Protokoll für kaudalen Vena Cava Blut Sammlung Methode ausgesetzt kann (durchgeführt offene Methode). Für die geschlossene Methode sind Wahrzeichen für Nadelplatzierung der Nut durch den Brustkorb am Xiphoid Prozeß, linksseitig des Tieres gebildet.

Procedure

1. Retro-Orbital bluten

  1. Anlagen
    1. bereiten Sie eine Glocke Glas oder Betäubungsmittel Induktion Kammer, eine betäubende Gas wie Isoflurane verwalten. Bei der Verwendung einer Glasglocke ist es unerlässlich, dass die flüssige Narkose nicht in Kontakt mit dem Tier zur Absorption durch die Haut zu vermeiden. Eine Plattform mit kleinen Löchern verwendet werden kann.
    2. Microhematocrit Röhren, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Mylar umwickelte Rohre sind weniger wahrscheinlich, zwischen den Fingern des Betreibers zu brechen und gilt als eine Sicherheitsmaßnahme.
    3. Mehrere Papier Handtuch dicken oder anderen isolierenden Materialien befinden sich auf der Arbeitsfläche zu pflegen das Tier ' s Körperwärme während des Verfahrens.
  2. Vorbereitung und Positionierung des Tieres
    1. das Tier betäubt, mit Narkose, wie Isoflurane in einer Glasglocke oder Gas Narkose Induktion, Wirkung Inhalation.
    2. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, wird es entfernt und in seitlichen liegen.
    3. Das Auge ist indem man einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Unterkiefer ragte, und ziehen die Haut zurück und nach unten.
    4. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, wie das kann zusammenbrechen oder verdecken die Atemwege verursacht Tod durch Asphyxie.
  3. Blut Rückzug
    1. der Microhematocrit ist in der medialen Augenwinkel des Auges platziert und in einem Winkel von 30-45° von der Ebene der Nase kaudal gerichtet.
    2. Übernehmen Druck und leichtes Drehen der Hämatokrit-Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus.
    3. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung.
    4. Vermeiden Sie drängen so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum schlagen.
    5. Sobald Blut beginnt zu fließen, behalten Sie den Druck, das Auge ragte.
    6. Um mehrere Röhrchen Blut zu sammeln, es ist nicht notwendig, das nächste Rohr in das Okular Plexus, statt, wie das Blut fließen weiterhin und können gesammelt werden, wie es aus der medialen Augenwinkel kommt.
    7. Blutungen, die Haut und lassen das Auge in die Normalposition zurück. Üben Sie Druck auf die Umlaufbahn zur Blutstillung gewährleisten.

Figure 1
Abbildung 1. Retro-orbital Blutentnahme in Mäuse.

2. Tail bluten Verfahren: Tail Snip und Schweif Nick

sterilen Skalpellklinge
  1. Anlagen
    1. A, vorzugsweise eine Nummer 11 Messer oder einer Rasierklinge einseitig wird verwendet, um die ersten Amputation für die Heck-Snip-Methode zu machen. Schere sollte nicht verwendet werden, da der Schnitt gemacht durch Scheren damit Gerinnung und Verringerung der Durchblutung zu fördern Zerkleinern ist. Für das Heck-Nick-Verfahren eine Nummer 11 oder 15 Skalpellklinge wird verwendet, um den Schnitt zu machen.
    2. Bereitet man eine Zurückhaltung-Rohr, das Ende der Maus zuzugreifen.
    3. Saugfähiges Küchenpapier oder Mull dienen als Substrat für die Durchführung der Schweif Snip.
    4. Röhrchen oder Hämatokrit Röhren sind ebenfalls erforderlich.
    5. Blutstillendes Pulver sollte zur Blutstillung unterstützen.
  2. Zurückhaltung
    1. das Tier wird in das Rohr so platziert, dass das Heck zugänglich ist. Für Broome Typ Wachstumsbefürworter wird das Tier Hinterteil zuerst in das Rohr gezogen. Für andere Röhren, das Tier zuerst Kopf platziert ist.
    2. Tiere sind in das Rohr gesichert, so dass sie nicht umdrehen oder der Schweif zurückziehen.
    3. Einige Mäuse werden die Rute Snip und Blut-Sammlung mit minimalem manuellen Zurückhaltung zulassen, wenn sie berechtigt sind, eine raue Oberfläche greifen.
    4. Einige Ratten benötigen für diese Methode der Blutentnahme Inhalation Anästhesie.
  3. Blut Rückzug
    1. die Rute wird mit lauwarmem Wasser entfernen Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen abgewischt. KEIN heißes Wasser verwenden.
    2. Für den Schweif Snip, erstreckt sich das Heck, und zum Ende der Rute (0,5-1 mm bis zu 2 mm für Ratten und Mäuse) wird mit dem Skalpellklinge geschnitten.
    3. Für die Rute Nick, erstreckt sich das Heck, und machte einen Schnitt mit dem Skalpellklinge ca. 2/3 der Abstand von der Bürzel, direkt über die seitlichen Schweif Vene.
    4. Das Heck kann vom Rumpf bis zur Spitze, Durchblutung fördern streichelte, jedoch sinkt dadurch die Qualität der Stichprobe.
    5. Das Blut gesammelt aus Spitze oder Nick mit Hämatokrit Röhren oder erlaubt in einem Sammelbehälter tropft.

3. Kardiale Blutentnahme

    1. Ausstattung für eine Maus, ein 3 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 X 1 " Nadel wird bevorzugt. Kleinere Spritzen haben nicht die gleichen Gegendruck und Blutentnahme schwieriger machen können. Kleiner als 25 Gauge Nadeln den Fluss von Blut, was zu erhöhter Blutgerinnung beschränken und Schäden an den Blutzellen. Nadeln kürzer als 1 " erreichen nicht das Niveau des Herzens bei der Annäherung von der Membran an.
    2. Für eine Ratte, ein 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge x 1,5 " Nadel wird bevorzugt. Abhängig von der Größe der Ratte eine kleinere Spritze kann nicht halten das gesamte Blutvolumen gesammelt werden, und somit die Spritze während des Verfahrens geändert werden. Kleiner als 20 Gauge Nadeln beschränken den Fluss des Blutes, was zu erhöhter Blutgerinnung. Nadeln kürzer als 1,5 " erreichen nicht das Niveau des Herzens bei der Annäherung von der Membran an.
    3. Ein Blut-Sammelrohr von ausreichender Größe wird verwendet, um das Blut gesammelt halten.
  1. Zurückhaltung
    1. angemessene Zurückhaltung ist entscheidend für den Erfolg dieser Methode. Das Tier wird durch das Genick mit dem Körper hängen senkrecht gehalten. Es ist wichtig, dass der Körper gerade um Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern.
    2. Eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die Nadel zwischen den Rippen auf dem Tier zu Platzierung ' s linke Seite. Dies ist besonders nützlich für sehr große Ratten oder wenn mehrere Tiere entlüftet werden sollen.

Figure 2
Abbildung 2. Kardiale Blutentnahme mit Maus vertikal gehalten.

  1. Blutentnahme
    1. der Ansatz von der hinteren Seite, Punktion der Membran wird leichter erreicht, wenn die Maus oder Ratte durch das Genick vertikal gehalten wird.
      1. Die Nadel ist nur auf der linken Seite des Tieres in der Kerbe fortgeschritten ' s xiphoid.
      2. Die Nadel sollte parallel zur Wirbelsäule und nur unter den Rippen platziert.
      3. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      4. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz durchbohren.
      5. Übernehmen leichte Vorder Druck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      6. Warten Sie, bis Blut Spritze gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die syrInge.
    2. Der seitlichen Ansatz vom Tier ' s linke Seite erfordert Positionierung des Tieres in dorsal liegen.
      1. Der Punkt der Eintragung ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      2. Die Nadel ist eingefügten senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand gemessen dorsoventrally.
      3. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz durchbohren.
      4. Übernehmen leichte Vorder Druck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      5. Warten, bis Blut die Spritze vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die Spritze gefüllt hat.

Figure 3
Abbildung 3. Kardiale Blutentnahme mit Maus in dorsal liegen Lage.

  1. technische Tipps
    1. normales Herz liegt mit der Spitze nach links zeigt. In seltenen Fällen das Herz kann rückgängig gemacht werden, was zu Schwierigkeiten in das Herz durchbohren.
    2. Übermäßige Rückseite Druck auf die Spritze kann das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze einstürzen.
    3. Anwendung Gegendruck und es immer wieder die Freigabe initiiert in der Spritze Gerinnung.
    4. Sanft Druck auf die Leber in den Blutkreislauf, so dass es zur Auszahlung zur Verfügung zusätzliche Blutvolumen zwingen kann.

4. Hintere untere Hohlvene Blutentnahme

  1. Anlagen
    1. A TB Spritze mit einem 25-29-Gauge-Nadel dient zur Blutentnahme in der Maus. Für Ratten, eine 10-12 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 X 1 " Nadel ist erforderlich.
    2. Eine chirurgische Plattform, Dissektion Tablett oder eine andere Oberfläche, das Tier zu sichern muss, zusammen mit Krawatten, Klebeband oder Stifte die Gliedmaßen in Position zu bringen.
    3. Injizierbaren Anästhesie oder Inhalation Anästhesie ist notwendig. Wenn Sie einatmen Anästhesie verwenden, ist es wünschenswert, dass die Betäubung über eine Präzision Verdampfer mit einem Prüfkopf geliefert werden. Die Länge der Verfahren ist so, dass mit einer Induktion Kammer ohne zusätzliche betäubende Gas-Lieferung nicht zur Verfügung ausreichend Zeit stellen wird für die Blutabnahme abgeschlossen sein, bevor das Tier belebt.
    4. Iris-Schere für die Maus oder OP-Saal Sharp-stumpfe Scheren für die Ratte sind erforderlich, zusammen mit kleinen atraumatische Daumen Zangen und 2 " 2 " Gaze Schwamm.
  2. Zurückhaltung
    1. Wenn das Tier vollständig betäubt ist, vom Zeh kneifen oder Schweif Prise festgelegten, befindet sich das Tier im dorsalen liegen.
    2. Sind die Glieder auf die Plattform mit Klebeband oder Stifte gesichert. Die Extremitäten vom Körper ausgedehnt werden.
  3. Auszahlung
    1. die Haut wird angehoben und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch die Haut oberhalb des Beckens bei Frauen oder oberhalb der Vorhaut bei Männern.
    2. Der Punkt der Schere wird in den Schnitt gelegt und ein Mittellinie Schnitt erfolgt durch die Haut von der Becken/Vorhaut, die Xiphoid.
    3. Die Haut spiegelt sich seitlich an jeder Seite. Stumpfe Dissektion kann notwendig sein, ihn von der darunter liegenden Muskeln zu lösen.
    4. Des Muskels wird angehoben und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.
    5. Den Punkt der Schere wird in den Bauchraum gelegt und ein Mittellinie Schnitt erfolgt durch den Muskel an der Xiphoid. Achten Sie darauf, die Schere Winkel ' Punkt nach oben zu vermeiden, schneiden alle Organe.
    6. Schneiden quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Zusätzliche Vorsicht nicht auf die Leber Punktion.
    7. Sanft bewegen den Darm des Tieres ' s verließ, um die hintere untere Hohlvene aussetzen.
    8. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber, und ruhen Sie zeige- und Mittelfinger auf die Leber.
    9. Mit der anderen Hand, stechen Sie die Nadel, schräge nach oben, in die Vena Cava auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und den Beckenkamm Bifurkation.
    10. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Figure 4
Abbildung 4. Blut-Rückzug aus dem hinteren Hohlvene.

Blutentnahme ist eine häufige Anforderung für mehrere Studien, die Mäuse und Ratten zu beteiligen. Die Wahl der Methode für die Blutentnahme bei diesen Tieren ist von vielen Faktoren abhängig wie das Volumen des Blutes benötigt, Häufigkeit der Probenahme, Gesundheitszustand des Tieres, entlüftet werden und der Schwierigkeitsgrad des Technikers.

Hier, wir werden diese Überlegungen überprüfen und Gliederung Blut Mahnverfahren einschließlich der Retro-Orbital Auge bluten, Rute scheren sowie nicks, sowie Intra kardiale Blutentnahme. Andere Methoden finden Sie im zweiten Video in dieser Serie.

vor dem Eintauchen in die Blut-Rückzug-Protokolle, lassen Sie ' s überprüfen zunächst einige allgemeine Überlegungen einschließlich Probenart, Nadelauswahl und die maximale Blutvolumen, die gesammelt werden kann. Vor der Blutentnahme aus einer Maus oder einer Ratte, muss die Art der Blutprobe erforderlich ermittelt werden. Experimentelle Verfahren erfordern könnte, Vollblut, Plasma oder Serum.

Wenn Vollblut zu sammeln, muss ein Antigerinnungsmittel hinzugefügt werden, zum Beispiel zur Gerinnung zu verhindern. Häufigsten verwendete Antikoagulantien gehören Heparin, Natriumcitrat und Ethylenediamine Tetraacetic Säure, abgekürzt als EDTA. Antikoagulantien können direkt in die Spritze zur Beschichtung von Oberflächen geladen werden. Dies ermöglicht Kontakt der Antigerinnungsmittel direkt, wie das Blut gezeichnet wird, helfen bei der Vorbeugung der Blutgerinnung. Da Nagetier Blut schnell gerinnt, ist es wichtig, dass das richtige Verhältnis von Antigerinnungsmittel Blut verwendet werden. Plasmagewinnung erfordert Zentrifugieren Vollblut mit Antigerinnungsmittel. Nach der Drehung ist die transluzente Flüssigkeit über der WBC und Thrombozyten Ebene Plasma. Es enthält Fibrinogen und andere Gerinnungsfaktoren. Auf der anderen Seite wird Serum von Vollblut Probe ohne Antikoagulantien gesammelt. Und weil die Probe geronnen ist, das Serum, das die Top-Spieler ist, enthält keine Fibrinogen oder andere Gerinnungsfaktoren.

Nadelauswahl basiert auf der Größe des Tieres und die Website der Venenpunktion. In der Regel große Bohrung Nadeln verursachen weniger Schäden an Blutzellen und ermöglichen eine schnellere Blutentnahme; sind aber eher Schiff Schaden verursachen. Länge der Nadel sollte auch berücksichtigt werden. Wenn eine Nadel zu lang ist, könnte es umständlich zu bedienen, oder Blut könnte anfangen, während noch im Inneren der Nadel zu gerinnen. Die Wahl der Größe reicht von 18 bis 29 Manometer und 0,5 bis 1,5 Zoll in der Länge. Die entsprechende Nadelstärke für jede Methode im Abschnitt "Vorgehensweise" diskutiert wird.

Schließlich wegen der geringen Größe der Nagetiere, gibt es eine maximale Menge Blut, die aus einer einzigen Blutprobe gesammelt werden kann, die nicht für den Organismus ernsthaft schädigen wird. Blutabnahme könnte ohne oder mit Flüssigkeitsersatz - in der Regel mit physiologischer Kochsalzlösung 0,9 %. Die Obergrenze in jedem Fall wird im nachfolgenden Text Protokoll aufgeführt. Darüber hinaus einige Experimente erfordern mehrere Musterkollektion und in solchen Fällen zusammen mit Flüssigkeitsersatz Tier benötigen Zeit dazwischen, Blutkörperchen sowie wieder aufzufüllen. Wieder gibt es ein Höchstbetrag, der während der seriellen Erfassung gesammelt werden kann, und die oberen Grenzwerte sind im Protokoll unten aufgeführten.

nach Überprüfung der einige allgemeine Überlegungen, lassen Sie & #39; s in bestimmten Blut Rückzug Techniken, beginnend mit Retro-Orbital springen Blutungen - eine Technik, die von Wissenschaftlern um Kleinmengen aus den Gefäßen in der Nähe des Auges zu sammeln. Beachten Sie, dass die anatomische Struktur der orbitalen Bereich zwischen Ratte und Maus unterscheidet. Die Ratten haben einen Plexus der Schiffe, die sich hinter dem Auge, während die Maus eine Sammlung von Schiffen, die eine Retro-orbital Sinus, erstellen hat, wodurch es einfacher zum Ausführen dieses Verfahrens bei Mäusen ist.

Begin packte ein Rohr zur Blutentnahme. Mikro Hämatokrit-Röhren, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Legen Sie einige Papiertücher oder anderen Dämmstoffen auf der Arbeitsfläche. Dies ist weiterhin das Tier ' s Körperwärme während des Verfahrens. Jetzt das Tier mit einer Narkose wie Isofluran Inhalation zu betäuben. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, entfernen Sie es aus der Kammer und legen Sie es auf eine Seite, die im seitlichen liegen Position ist. Als nächstes legen Sie einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Kiefer-Linie und ziehen Sie die Haut zurück und nach unten Sie, um Auge Vorsprung zu induzieren. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, da, die Tod durch Erstickung führen kann. Anschließend legen Sie die Mikro-Hämatokrit-Röhre in der medialen Augenwinkel des Auges und leiten Sie es kaudal in einem Winkel von 30 bis 45 Grad von der Ebene der Nase. Druck und leichtes Drehen der Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus oder Sinus. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung. Zu vermeiden, schieben das Rohr so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum getroffen. Sobald Blut zu fließen beginnt, behalten Sie Druck, ragte Auge bei. Um die Blutung zu stoppen, die Haut und lassen Sie das Auge in die Normalposition zurück. Druck zur Blutstillung zu fördern. Wiederholter Probenentnahme ermöglichen Sie, mindestens 10 Tage zwischen den Blutungen. Dadurch haben die Gewebe einige Zeit um zu heilen.

Obwohl Retro-Orbital Blutung ein gängiges Verfahren ist, gibt es viele Bedenken hinsichtlich seiner Menschlichkeit. Dazu gehören Schwellungen durch übermäßige Bewegung des Rohres Hämatokrit. Dies kann wiederum dazu führen, dass den Augapfel Vorsprung und behindern die Schließung des Augenlids was Hornhaut trocknen, Schäden und Schmerzen, die kratzen und Selbstverstümmelung auslösen können. Falsche Platzierung der Hämatokrit Röhre kann den Sehnerv, was zu Blindheit trennen. Eine weitere mögliche Komplikation ist, dass das Auge aus der Umlaufbahn, so dass die Augenlider fallen hinter den Augapfel gezwungen werden kann. Darüber hinaus können Probleme ergeben sich aus den Bruch der fragilen Umlaufbahn Knochen, Durchdringung des Augapfels, die wiederum den Verlust der Glaskörper oder die Bildung von einem Hämatom hinter dem Auge, das in extremen Schmerzen führen kann. Trotz all dieser Bedenken, wenn eine Fachkraft die Prozedur führt und das Tier vollständig betäubt ist, Retro-Orbital Blutungen ist eine wirksame Methode der Blutentnahme bei Nagetieren.

lass ' s zu überprüfen, die Überlegungen und Verfahren für die Rute Blutungen, wodurch eine serielle Probenahme von Kleinmengen. Das Gerät benötigt für dieses Verfahren ein Skalpell steril Nr. 11 gehören. Schere sollte nicht verwendet werden, weil der Schnitt mit einer Schere Zerkleinern ist, die Förderung der Blutgerinnung und Blutfluss reduzieren können. Andere Instrumente sind eine Zurückhaltung-Schlauch, der ermöglicht Zugriff auf das Tier ' s Endstück; saugfähiges Papierhandtücher; Sammlung oder Hämatokrit Röhren und blutstillenden Puder - Blutstillung unterstützen.

-Start durch die Sicherung des Tieres in das Rohr Zurückhaltung. Wischen Sie dann das Heck mit warmem Wasser, um Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen. KEIN verwenden Sie heißes Wasser. Die Rute zu erweitern und mit der Skalpellklinge Schnipp zum Ende des Hecks, das Blut mit Hämatokrit oder Sammlung Röhren zu sammeln. Das Heck kann gestreichelt oder " gemolken " von Rump, Tipp: um die Durchblutung zu fördern. Dies verringert jedoch die Qualität der Stichprobe.

Zu stoppen Blutungen, üben Sie Druck auf die Schwanzspitze mit einem Tupfer. Die blutstillenden Puder kann zur Blutstillung zu erreichen. Überprüfen Sie die Tiere alle 5 bis 10 Minuten um sicherzustellen, dass die Hämostase erreicht worden ist, die nach der wiederholten Entnahme verzögert werden könnte. Die Probe von einem Schweif Snip kann arteriellen und venösen Blut zusammen mit Gewebe Produktkontamination enthalten. Jedoch dieses Verfahren für die Blutentnahme serielle Sammlungen durch Störung der Schorf oder Klumpen von den ursprünglichen Schnitt am Ende der Rute erlaubt.

Ist eine alternative Blut Sammlung Methode auf eine Heck-Snip die Rute Schiff Nick, die relativ weniger invasiv ist. Hierzu verwenden die gleichen Skalpellklinge machen Sie einen kleinen Schnitt direkt über die seitlichen Schweif Vene, etwa zwei Drittel der Abstand von der Bürzel. Blut kann als mit Schweif Snips, Sammlung oder Hämatokrit Rohre gesammelt werden. Und es ist zwingend notwendig, um die Hämostase zu gewährleisten, indem Druck auf die Website und das Tier alle 5-10 Minuten nachzuprüfen. Jedoch wie bei den Schweif Snip, die Proben können mit Tissueprodukte kontaminiert werden.

oft Studien, die eine nicht-überleben große Blutprobe erforderlich, die durch Entbluten über eine Intra Herz bluten oder der kaudalen Vena Cava erreicht ist.

Für Intra kardiale Methode bei Mäusen, Sie brauchen eine 3 cc Spritze mit einem 22 -25 g-1 Zoll-Nadel. Und bei Ratten, eine 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge-Nadel 1,5 Zoll wird bevorzugt. Siehe unten, um zu verstehen, warum das Protokoll eignen sich diese Bedürfnisse und Spritzen.

Start von euthanizing das Tier mit Kohlendioxid. Halten Sie nach Euthanasie das Nagetier mit dem Körper vertikal hängend durch das Genick. Dieses zurückhalten ist entscheidend, wie der Körper sein sollte, direkt auf die Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern. Beachten Sie, dass das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens. Der Einschubseite in der Kerbe links neben der Xiphoid, parallel zur Wirbelsäule und unter den Rippen ist.

Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, in die Brust und das Herz zu durchbohren. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze. Warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Etwa kann die Hälfte des gesamten Blutvolumens aus einer Maus oder Ratte durch Herzpunktion abgeholt werden. Dies entspricht etwa 1 mL Blut aus einer durchschnittlichen Maus und ca. 10 mL Blut aus einer durchschnittlichen Ratte

eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die seitlichen Ansatz verwenden. In diesem Fall legen Sie die Nadel zwischen den Rippen des Tieres ' s linke Seite. Der Einstieg ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel in das Herzblut fließt in die Spritze. Wieder warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Beachten Sie, dass in beiden Positionen, übermäßige Gegendruck das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze zusammenbrechen kann.

Ist eine weitere Methode zur kardialen Blut zu sammeln durch den kaudalen Vena Cava. Die notwendige Ausrüstung für dieses Verfahren sind eine geeignete Spritze mit einer richtigen Größe Nadel befestigt; Schere für die Eröffnung der Bauchhöhle, kleine atraumatische Daumen Zange und Gaze Schwamm. Diese Technik erfordert, dass das Tier tief narkotisiert werden eined in Narkose während des Verfahrens beibehalten. CO2-Narkose ist keine Option, wie das tierische Herz für dieses Verfahren schlägt sein muss. Legen Sie das Tier in dorsal liegen Position, und sichern Sie die Glieder auf der Plattform zu. Die Extremitäten vom Körper ausgedehnt werden.

Jetzt heben Sie die Haut mit Zange und Schere verwenden, um einen kleinen quer-Schnitt durch die Haut oberhalb des Beckens in Weibchen oder Vorhaut bei Männern zu machen. Als nächstes geben Sie den Punkt der Schere zum Schnitt und eine Mittellinie Einschnitt durch die Haut aus dem Becken oder Vorhaut, die Xiphoid. Mit der Haut seitlich reflektiert, heben Sie den Muskel und machen einen kleinen quer-Schnitt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.

Geben Sie den Punkt von der Schere in den Bauch und einen Mittellinie Schnitt durch den Muskel an der Xiphoid vornehmen. Achten Sie darauf, die Schere Punkt nach oben, um zu verhindern, dass alle Organe schneiden Winkel. Schnitt quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Achten Sie darauf, dass Sie nicht die Leber punktieren. Sanft bewegen den Darm des Tieres ' s verließ, um die hintere untere Hohlvene aussetzen. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber und ruhen Sie Ihren zeige- und Mittelfinger auf ihm. Mit der anderen Hand die Nadel, Abschrägung bis in die untere Hohlvene, auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und Beckenkamm Bifurkation. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Vermeiden Handbewegung, die möglicherweise des Schiff Bruchs. Auch kann zu schnellen Blutentnahme das Schiff auf der schräge verschließen die Öffnung und verhindert Blutentnahme Zusammenbruch führen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Fähigkeit, eine sterile Probe zu sammeln, da die Nadel durch die Haut nicht übergeben wird.

zu guter Letzt lassen Sie ' s Blick auf einige Anwendungen dieser Blut-Rückzug-Techniken. Immuno-Onkologie ist ein aufstrebendes Gebiet, und Forscher auf diesem Gebiet führen oft Blutentnahme um die Immunzellen in verschiedenen Stadien der Entwicklung von Krebs zu studieren. Zum Beispiel hier Forscher sammelten Herz Blut von Krebs-tragenden Mäusen zu isolieren und zu quantifizieren, Neutrophile um zehn, zwanzig und dreißig Tagen nach Tumor Engraftment.

Auf der anderen Seite Blut-Zusammensetzung wird auch häufig von Physiologen erforscht. Wie in dieser Studie waren Forscher bei der Bewertung der Nierenfunktion bei diabetischen Tieren interessiert. Um das zu tun, injiziert diese Wissenschaftler zunächst einen Farbstoff in eine Diabetes-Tiermodell. Als nächstes verwendet sie dann Schweif Snip Methode sammeln Blut zu mehreren Zeitpunkten auszuwertende Farbstoff-Konzentration im Blut, die letztlich zur glomerulären Filtrationsrate berechnen, die den Unterschied der Nierenfunktion nach Diabetes hervorgehoben verwendet wurde Induktion.

Ergeben sich schließlich Zellen Forscher Verwendung Blutproben um den Erfolg der Eingliederung der Spenderzellen in den Empfänger zu bewerten ' s-System. Hier verpflanzt die Ermittler zunächst Knochenmarkzellen von einer männlichen Maus in ein Wildtyp und gentechnisch veränderten weibliches Tier über die Rute Vene Injektion. Als nächstes sammelten sie Blut von den Retro-orbital Sinus der Empfänger Maus die genomische DNA Blut Zellen mittels Polymerase-Kettenreaktion zu studieren. Dies bot den Prozentsatz der Spender Zellen Engraftment in zwei Arten von Tieren.

Sie ' Ve beobachtete, wie Jupiter ' s erste Rate auf Blut-Rückzug-Techniken. Finden Sie das nächste Video Serie, wie Sie andere verwendeten Techniken der Blutentnahme bei Labortieren durchführen zu überprüfen. Wie immer, vielen Dank für das Ansehen von!

Summary

< p Class = "Jove_content" > Blutentnahme für Mäuse und Ratten mit einer Vielzahl von Techniken erreicht werden kann. Obwohl viele Faktoren, wie z. B. Stichprobengröße, Häufigkeit der Probenahme, sowie Größe und Alter des Tieres dies beeinflussen, ist die wichtigste Komponente der Spielstärke des Technikers Durchführung der Probenentnahme. Für Proben und das Wohlergehen der Tiere entscheidend für die hier beschriebenen Methoden ist auch die ordnungsgemäße Verwendung von Anästhetika.

References

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  2. Diehl, K.H., Hull, R., Morton, D., Pfister, R., Rabemampianina, Y., Smith, D., Vidal, J.M., and van de Vorstenbosch, C. 2001. A good practical guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21. 15-23.
  3. Omaye, S.T., Skala, J.H., Gretz, M.D., Schaus, E.E., and Wade, C.E. 1987. Simple method for bleeding the unanaesthetized rat by tail venipuncture. Laboratory Animals. 21. 261-264.
  4. Adeghe, A.J-H. and Cohen, J. 1986. A better method for terminal bleeding of mice. Laboratory Animals. 20. 70-72.

1. Retro-Orbital bluten

  1. Anlagen
    1. bereiten Sie eine Glocke Glas oder Betäubungsmittel Induktion Kammer, eine betäubende Gas wie Isoflurane verwalten. Bei der Verwendung einer Glasglocke ist es unerlässlich, dass die flüssige Narkose nicht in Kontakt mit dem Tier zur Absorption durch die Haut zu vermeiden. Eine Plattform mit kleinen Löchern verwendet werden kann.
    2. Microhematocrit Röhren, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Mylar umwickelte Rohre sind weniger wahrscheinlich, zwischen den Fingern des Betreibers zu brechen und gilt als eine Sicherheitsmaßnahme.
    3. Mehrere Papier Handtuch dicken oder anderen isolierenden Materialien befinden sich auf der Arbeitsfläche zu pflegen das Tier ' s Körperwärme während des Verfahrens.
  2. Vorbereitung und Positionierung des Tieres
    1. das Tier betäubt, mit Narkose, wie Isoflurane in einer Glasglocke oder Gas Narkose Induktion, Wirkung Inhalation.
    2. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, wird es entfernt und in seitlichen liegen.
    3. Das Auge ist indem man einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Unterkiefer ragte, und ziehen die Haut zurück und nach unten.
    4. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, wie das kann zusammenbrechen oder verdecken die Atemwege verursacht Tod durch Asphyxie.
  3. Blut Rückzug
    1. der Microhematocrit ist in der medialen Augenwinkel des Auges platziert und in einem Winkel von 30-45° von der Ebene der Nase kaudal gerichtet.
    2. Übernehmen Druck und leichtes Drehen der Hämatokrit-Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus.
    3. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung.
    4. Vermeiden Sie drängen so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum schlagen.
    5. Sobald Blut beginnt zu fließen, behalten Sie den Druck, das Auge ragte.
    6. Um mehrere Röhrchen Blut zu sammeln, es ist nicht notwendig, das nächste Rohr in das Okular Plexus, statt, wie das Blut fließen weiterhin und können gesammelt werden, wie es aus der medialen Augenwinkel kommt.
    7. Blutungen, die Haut und lassen das Auge in die Normalposition zurück. Üben Sie Druck auf die Umlaufbahn zur Blutstillung gewährleisten.

Figure 1
Abbildung 1. Retro-orbital Blutentnahme in Mäuse.

2. Tail bluten Verfahren: Tail Snip und Schweif Nick

sterilen Skalpellklinge
  1. Anlagen
    1. A, vorzugsweise eine Nummer 11 Messer oder einer Rasierklinge einseitig wird verwendet, um die ersten Amputation für die Heck-Snip-Methode zu machen. Schere sollte nicht verwendet werden, da der Schnitt gemacht durch Scheren damit Gerinnung und Verringerung der Durchblutung zu fördern Zerkleinern ist. Für das Heck-Nick-Verfahren eine Nummer 11 oder 15 Skalpellklinge wird verwendet, um den Schnitt zu machen.
    2. Bereitet man eine Zurückhaltung-Rohr, das Ende der Maus zuzugreifen.
    3. Saugfähiges Küchenpapier oder Mull dienen als Substrat für die Durchführung der Schweif Snip.
    4. Röhrchen oder Hämatokrit Röhren sind ebenfalls erforderlich.
    5. Blutstillendes Pulver sollte zur Blutstillung unterstützen.
  2. Zurückhaltung
    1. das Tier wird in das Rohr so platziert, dass das Heck zugänglich ist. Für Broome Typ Wachstumsbefürworter wird das Tier Hinterteil zuerst in das Rohr gezogen. Für andere Röhren, das Tier zuerst Kopf platziert ist.
    2. Tiere sind in das Rohr gesichert, so dass sie nicht umdrehen oder der Schweif zurückziehen.
    3. Einige Mäuse werden die Rute Snip und Blut-Sammlung mit minimalem manuellen Zurückhaltung zulassen, wenn sie berechtigt sind, eine raue Oberfläche greifen.
    4. Einige Ratten benötigen für diese Methode der Blutentnahme Inhalation Anästhesie.
  3. Blut Rückzug
    1. die Rute wird mit lauwarmem Wasser entfernen Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen abgewischt. KEIN heißes Wasser verwenden.
    2. Für den Schweif Snip, erstreckt sich das Heck, und zum Ende der Rute (0,5-1 mm bis zu 2 mm für Ratten und Mäuse) wird mit dem Skalpellklinge geschnitten.
    3. Für die Rute Nick, erstreckt sich das Heck, und machte einen Schnitt mit dem Skalpellklinge ca. 2/3 der Abstand von der Bürzel, direkt über die seitlichen Schweif Vene.
    4. Das Heck kann vom Rumpf bis zur Spitze, Durchblutung fördern streichelte, jedoch sinkt dadurch die Qualität der Stichprobe.
    5. Das Blut gesammelt aus Spitze oder Nick mit Hämatokrit Röhren oder erlaubt in einem Sammelbehälter tropft.

3. Kardiale Blutentnahme

    1. Ausstattung für eine Maus, ein 3 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 X 1 " Nadel wird bevorzugt. Kleinere Spritzen haben nicht die gleichen Gegendruck und Blutentnahme schwieriger machen können. Kleiner als 25 Gauge Nadeln den Fluss von Blut, was zu erhöhter Blutgerinnung beschränken und Schäden an den Blutzellen. Nadeln kürzer als 1 " erreichen nicht das Niveau des Herzens bei der Annäherung von der Membran an.
    2. Für eine Ratte, ein 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge x 1,5 " Nadel wird bevorzugt. Abhängig von der Größe der Ratte eine kleinere Spritze kann nicht halten das gesamte Blutvolumen gesammelt werden, und somit die Spritze während des Verfahrens geändert werden. Kleiner als 20 Gauge Nadeln beschränken den Fluss des Blutes, was zu erhöhter Blutgerinnung. Nadeln kürzer als 1,5 " erreichen nicht das Niveau des Herzens bei der Annäherung von der Membran an.
    3. Ein Blut-Sammelrohr von ausreichender Größe wird verwendet, um das Blut gesammelt halten.
  1. Zurückhaltung
    1. angemessene Zurückhaltung ist entscheidend für den Erfolg dieser Methode. Das Tier wird durch das Genick mit dem Körper hängen senkrecht gehalten. Es ist wichtig, dass der Körper gerade um Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern.
    2. Eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die Nadel zwischen den Rippen auf dem Tier zu Platzierung ' s linke Seite. Dies ist besonders nützlich für sehr große Ratten oder wenn mehrere Tiere entlüftet werden sollen.

Figure 2
Abbildung 2. Kardiale Blutentnahme mit Maus vertikal gehalten.

  1. Blutentnahme
    1. der Ansatz von der hinteren Seite, Punktion der Membran wird leichter erreicht, wenn die Maus oder Ratte durch das Genick vertikal gehalten wird.
      1. Die Nadel ist nur auf der linken Seite des Tieres in der Kerbe fortgeschritten ' s xiphoid.
      2. Die Nadel sollte parallel zur Wirbelsäule und nur unter den Rippen platziert.
      3. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      4. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz durchbohren.
      5. Übernehmen leichte Vorder Druck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      6. Warten Sie, bis Blut Spritze gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die syrInge.
    2. Der seitlichen Ansatz vom Tier ' s linke Seite erfordert Positionierung des Tieres in dorsal liegen.
      1. Der Punkt der Eintragung ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      2. Die Nadel ist eingefügten senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand gemessen dorsoventrally.
      3. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz durchbohren.
      4. Übernehmen leichte Vorder Druck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      5. Warten, bis Blut die Spritze vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die Spritze gefüllt hat.

Figure 3
Abbildung 3. Kardiale Blutentnahme mit Maus in dorsal liegen Lage.

  1. technische Tipps
    1. normales Herz liegt mit der Spitze nach links zeigt. In seltenen Fällen das Herz kann rückgängig gemacht werden, was zu Schwierigkeiten in das Herz durchbohren.
    2. Übermäßige Rückseite Druck auf die Spritze kann das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze einstürzen.
    3. Anwendung Gegendruck und es immer wieder die Freigabe initiiert in der Spritze Gerinnung.
    4. Sanft Druck auf die Leber in den Blutkreislauf, so dass es zur Auszahlung zur Verfügung zusätzliche Blutvolumen zwingen kann.

4. Hintere untere Hohlvene Blutentnahme

  1. Anlagen
    1. A TB Spritze mit einem 25-29-Gauge-Nadel dient zur Blutentnahme in der Maus. Für Ratten, eine 10-12 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 X 1 " Nadel ist erforderlich.
    2. Eine chirurgische Plattform, Dissektion Tablett oder eine andere Oberfläche, das Tier zu sichern muss, zusammen mit Krawatten, Klebeband oder Stifte die Gliedmaßen in Position zu bringen.
    3. Injizierbaren Anästhesie oder Inhalation Anästhesie ist notwendig. Wenn Sie einatmen Anästhesie verwenden, ist es wünschenswert, dass die Betäubung über eine Präzision Verdampfer mit einem Prüfkopf geliefert werden. Die Länge der Verfahren ist so, dass mit einer Induktion Kammer ohne zusätzliche betäubende Gas-Lieferung nicht zur Verfügung ausreichend Zeit stellen wird für die Blutabnahme abgeschlossen sein, bevor das Tier belebt.
    4. Iris-Schere für die Maus oder OP-Saal Sharp-stumpfe Scheren für die Ratte sind erforderlich, zusammen mit kleinen atraumatische Daumen Zangen und 2 " 2 " Gaze Schwamm.
  2. Zurückhaltung
    1. Wenn das Tier vollständig betäubt ist, vom Zeh kneifen oder Schweif Prise festgelegten, befindet sich das Tier im dorsalen liegen.
    2. Sind die Glieder auf die Plattform mit Klebeband oder Stifte gesichert. Die Extremitäten vom Körper ausgedehnt werden.
  3. Auszahlung
    1. die Haut wird angehoben und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch die Haut oberhalb des Beckens bei Frauen oder oberhalb der Vorhaut bei Männern.
    2. Der Punkt der Schere wird in den Schnitt gelegt und ein Mittellinie Schnitt erfolgt durch die Haut von der Becken/Vorhaut, die Xiphoid.
    3. Die Haut spiegelt sich seitlich an jeder Seite. Stumpfe Dissektion kann notwendig sein, ihn von der darunter liegenden Muskeln zu lösen.
    4. Des Muskels wird angehoben und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.
    5. Den Punkt der Schere wird in den Bauchraum gelegt und ein Mittellinie Schnitt erfolgt durch den Muskel an der Xiphoid. Achten Sie darauf, die Schere Winkel ' Punkt nach oben zu vermeiden, schneiden alle Organe.
    6. Schneiden quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Zusätzliche Vorsicht nicht auf die Leber Punktion.
    7. Sanft bewegen den Darm des Tieres ' s verließ, um die hintere untere Hohlvene aussetzen.
    8. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber, und ruhen Sie zeige- und Mittelfinger auf die Leber.
    9. Mit der anderen Hand, stechen Sie die Nadel, schräge nach oben, in die Vena Cava auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und den Beckenkamm Bifurkation.
    10. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Figure 4
Abbildung 4. Blut-Rückzug aus dem hinteren Hohlvene.

Blutentnahme ist eine häufige Anforderung für mehrere Studien, die Mäuse und Ratten zu beteiligen. Die Wahl der Methode für die Blutentnahme bei diesen Tieren ist von vielen Faktoren abhängig wie das Volumen des Blutes benötigt, Häufigkeit der Probenahme, Gesundheitszustand des Tieres, entlüftet werden und der Schwierigkeitsgrad des Technikers.

Hier, wir werden diese Überlegungen überprüfen und Gliederung Blut Mahnverfahren einschließlich der Retro-Orbital Auge bluten, Rute scheren sowie nicks, sowie Intra kardiale Blutentnahme. Andere Methoden finden Sie im zweiten Video in dieser Serie.

vor dem Eintauchen in die Blut-Rückzug-Protokolle, lassen Sie ' s überprüfen zunächst einige allgemeine Überlegungen einschließlich Probenart, Nadelauswahl und die maximale Blutvolumen, die gesammelt werden kann. Vor der Blutentnahme aus einer Maus oder einer Ratte, muss die Art der Blutprobe erforderlich ermittelt werden. Experimentelle Verfahren erfordern könnte, Vollblut, Plasma oder Serum.

Wenn Vollblut zu sammeln, muss ein Antigerinnungsmittel hinzugefügt werden, zum Beispiel zur Gerinnung zu verhindern. Häufigsten verwendete Antikoagulantien gehören Heparin, Natriumcitrat und Ethylenediamine Tetraacetic Säure, abgekürzt als EDTA. Antikoagulantien können direkt in die Spritze zur Beschichtung von Oberflächen geladen werden. Dies ermöglicht Kontakt der Antigerinnungsmittel direkt, wie das Blut gezeichnet wird, helfen bei der Vorbeugung der Blutgerinnung. Da Nagetier Blut schnell gerinnt, ist es wichtig, dass das richtige Verhältnis von Antigerinnungsmittel Blut verwendet werden. Plasmagewinnung erfordert Zentrifugieren Vollblut mit Antigerinnungsmittel. Nach der Drehung ist die transluzente Flüssigkeit über der WBC und Thrombozyten Ebene Plasma. Es enthält Fibrinogen und andere Gerinnungsfaktoren. Auf der anderen Seite wird Serum von Vollblut Probe ohne Antikoagulantien gesammelt. Und weil die Probe geronnen ist, das Serum, das die Top-Spieler ist, enthält keine Fibrinogen oder andere Gerinnungsfaktoren.

Nadelauswahl basiert auf der Größe des Tieres und die Website der Venenpunktion. In der Regel große Bohrung Nadeln verursachen weniger Schäden an Blutzellen und ermöglichen eine schnellere Blutentnahme; sind aber eher Schiff Schaden verursachen. Länge der Nadel sollte auch berücksichtigt werden. Wenn eine Nadel zu lang ist, könnte es umständlich zu bedienen, oder Blut könnte anfangen, während noch im Inneren der Nadel zu gerinnen. Die Wahl der Größe reicht von 18 bis 29 Manometer und 0,5 bis 1,5 Zoll in der Länge. Die entsprechende Nadelstärke für jede Methode im Abschnitt "Vorgehensweise" diskutiert wird.

Schließlich wegen der geringen Größe der Nagetiere, gibt es eine maximale Menge Blut, die aus einer einzigen Blutprobe gesammelt werden kann, die nicht für den Organismus ernsthaft schädigen wird. Blutabnahme könnte ohne oder mit Flüssigkeitsersatz - in der Regel mit physiologischer Kochsalzlösung 0,9 %. Die Obergrenze in jedem Fall wird im nachfolgenden Text Protokoll aufgeführt. Darüber hinaus einige Experimente erfordern mehrere Musterkollektion und in solchen Fällen zusammen mit Flüssigkeitsersatz Tier benötigen Zeit dazwischen, Blutkörperchen sowie wieder aufzufüllen. Wieder gibt es ein Höchstbetrag, der während der seriellen Erfassung gesammelt werden kann, und die oberen Grenzwerte sind im Protokoll unten aufgeführten.

nach Überprüfung der einige allgemeine Überlegungen, lassen Sie & #39; s in bestimmten Blut Rückzug Techniken, beginnend mit Retro-Orbital springen Blutungen - eine Technik, die von Wissenschaftlern um Kleinmengen aus den Gefäßen in der Nähe des Auges zu sammeln. Beachten Sie, dass die anatomische Struktur der orbitalen Bereich zwischen Ratte und Maus unterscheidet. Die Ratten haben einen Plexus der Schiffe, die sich hinter dem Auge, während die Maus eine Sammlung von Schiffen, die eine Retro-orbital Sinus, erstellen hat, wodurch es einfacher zum Ausführen dieses Verfahrens bei Mäusen ist.

Begin packte ein Rohr zur Blutentnahme. Mikro Hämatokrit-Röhren, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Legen Sie einige Papiertücher oder anderen Dämmstoffen auf der Arbeitsfläche. Dies ist weiterhin das Tier ' s Körperwärme während des Verfahrens. Jetzt das Tier mit einer Narkose wie Isofluran Inhalation zu betäuben. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, entfernen Sie es aus der Kammer und legen Sie es auf eine Seite, die im seitlichen liegen Position ist. Als nächstes legen Sie einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Kiefer-Linie und ziehen Sie die Haut zurück und nach unten Sie, um Auge Vorsprung zu induzieren. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, da, die Tod durch Erstickung führen kann. Anschließend legen Sie die Mikro-Hämatokrit-Röhre in der medialen Augenwinkel des Auges und leiten Sie es kaudal in einem Winkel von 30 bis 45 Grad von der Ebene der Nase. Druck und leichtes Drehen der Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus oder Sinus. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung. Zu vermeiden, schieben das Rohr so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum getroffen. Sobald Blut zu fließen beginnt, behalten Sie Druck, ragte Auge bei. Um die Blutung zu stoppen, die Haut und lassen Sie das Auge in die Normalposition zurück. Druck zur Blutstillung zu fördern. Wiederholter Probenentnahme ermöglichen Sie, mindestens 10 Tage zwischen den Blutungen. Dadurch haben die Gewebe einige Zeit um zu heilen.

Obwohl Retro-Orbital Blutung ein gängiges Verfahren ist, gibt es viele Bedenken hinsichtlich seiner Menschlichkeit. Dazu gehören Schwellungen durch übermäßige Bewegung des Rohres Hämatokrit. Dies kann wiederum dazu führen, dass den Augapfel Vorsprung und behindern die Schließung des Augenlids was Hornhaut trocknen, Schäden und Schmerzen, die kratzen und Selbstverstümmelung auslösen können. Falsche Platzierung der Hämatokrit Röhre kann den Sehnerv, was zu Blindheit trennen. Eine weitere mögliche Komplikation ist, dass das Auge aus der Umlaufbahn, so dass die Augenlider fallen hinter den Augapfel gezwungen werden kann. Darüber hinaus können Probleme ergeben sich aus den Bruch der fragilen Umlaufbahn Knochen, Durchdringung des Augapfels, die wiederum den Verlust der Glaskörper oder die Bildung von einem Hämatom hinter dem Auge, das in extremen Schmerzen führen kann. Trotz all dieser Bedenken, wenn eine Fachkraft die Prozedur führt und das Tier vollständig betäubt ist, Retro-Orbital Blutungen ist eine wirksame Methode der Blutentnahme bei Nagetieren.

lass ' s zu überprüfen, die Überlegungen und Verfahren für die Rute Blutungen, wodurch eine serielle Probenahme von Kleinmengen. Das Gerät benötigt für dieses Verfahren ein Skalpell steril Nr. 11 gehören. Schere sollte nicht verwendet werden, weil der Schnitt mit einer Schere Zerkleinern ist, die Förderung der Blutgerinnung und Blutfluss reduzieren können. Andere Instrumente sind eine Zurückhaltung-Schlauch, der ermöglicht Zugriff auf das Tier ' s Endstück; saugfähiges Papierhandtücher; Sammlung oder Hämatokrit Röhren und blutstillenden Puder - Blutstillung unterstützen.

-Start durch die Sicherung des Tieres in das Rohr Zurückhaltung. Wischen Sie dann das Heck mit warmem Wasser, um Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen. KEIN verwenden Sie heißes Wasser. Die Rute zu erweitern und mit der Skalpellklinge Schnipp zum Ende des Hecks, das Blut mit Hämatokrit oder Sammlung Röhren zu sammeln. Das Heck kann gestreichelt oder " gemolken " von Rump, Tipp: um die Durchblutung zu fördern. Dies verringert jedoch die Qualität der Stichprobe.

Zu stoppen Blutungen, üben Sie Druck auf die Schwanzspitze mit einem Tupfer. Die blutstillenden Puder kann zur Blutstillung zu erreichen. Überprüfen Sie die Tiere alle 5 bis 10 Minuten um sicherzustellen, dass die Hämostase erreicht worden ist, die nach der wiederholten Entnahme verzögert werden könnte. Die Probe von einem Schweif Snip kann arteriellen und venösen Blut zusammen mit Gewebe Produktkontamination enthalten. Jedoch dieses Verfahren für die Blutentnahme serielle Sammlungen durch Störung der Schorf oder Klumpen von den ursprünglichen Schnitt am Ende der Rute erlaubt.

Ist eine alternative Blut Sammlung Methode auf eine Heck-Snip die Rute Schiff Nick, die relativ weniger invasiv ist. Hierzu verwenden die gleichen Skalpellklinge machen Sie einen kleinen Schnitt direkt über die seitlichen Schweif Vene, etwa zwei Drittel der Abstand von der Bürzel. Blut kann als mit Schweif Snips, Sammlung oder Hämatokrit Rohre gesammelt werden. Und es ist zwingend notwendig, um die Hämostase zu gewährleisten, indem Druck auf die Website und das Tier alle 5-10 Minuten nachzuprüfen. Jedoch wie bei den Schweif Snip, die Proben können mit Tissueprodukte kontaminiert werden.

oft Studien, die eine nicht-überleben große Blutprobe erforderlich, die durch Entbluten über eine Intra Herz bluten oder der kaudalen Vena Cava erreicht ist.

Für Intra kardiale Methode bei Mäusen, Sie brauchen eine 3 cc Spritze mit einem 22 -25 g-1 Zoll-Nadel. Und bei Ratten, eine 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge-Nadel 1,5 Zoll wird bevorzugt. Siehe unten, um zu verstehen, warum das Protokoll eignen sich diese Bedürfnisse und Spritzen.

Start von euthanizing das Tier mit Kohlendioxid. Halten Sie nach Euthanasie das Nagetier mit dem Körper vertikal hängend durch das Genick. Dieses zurückhalten ist entscheidend, wie der Körper sein sollte, direkt auf die Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern. Beachten Sie, dass das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens. Der Einschubseite in der Kerbe links neben der Xiphoid, parallel zur Wirbelsäule und unter den Rippen ist.

Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, in die Brust und das Herz zu durchbohren. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze. Warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Etwa kann die Hälfte des gesamten Blutvolumens aus einer Maus oder Ratte durch Herzpunktion abgeholt werden. Dies entspricht etwa 1 mL Blut aus einer durchschnittlichen Maus und ca. 10 mL Blut aus einer durchschnittlichen Ratte

eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die seitlichen Ansatz verwenden. In diesem Fall legen Sie die Nadel zwischen den Rippen des Tieres ' s linke Seite. Der Einstieg ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel in das Herzblut fließt in die Spritze. Wieder warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Beachten Sie, dass in beiden Positionen, übermäßige Gegendruck das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze zusammenbrechen kann.

Ist eine weitere Methode zur kardialen Blut zu sammeln durch den kaudalen Vena Cava. Die notwendige Ausrüstung für dieses Verfahren sind eine geeignete Spritze mit einer richtigen Größe Nadel befestigt; Schere für die Eröffnung der Bauchhöhle, kleine atraumatische Daumen Zange und Gaze Schwamm. Diese Technik erfordert, dass das Tier tief narkotisiert werden eined in Narkose während des Verfahrens beibehalten. CO2-Narkose ist keine Option, wie das tierische Herz für dieses Verfahren schlägt sein muss. Legen Sie das Tier in dorsal liegen Position, und sichern Sie die Glieder auf der Plattform zu. Die Extremitäten vom Körper ausgedehnt werden.

Jetzt heben Sie die Haut mit Zange und Schere verwenden, um einen kleinen quer-Schnitt durch die Haut oberhalb des Beckens in Weibchen oder Vorhaut bei Männern zu machen. Als nächstes geben Sie den Punkt der Schere zum Schnitt und eine Mittellinie Einschnitt durch die Haut aus dem Becken oder Vorhaut, die Xiphoid. Mit der Haut seitlich reflektiert, heben Sie den Muskel und machen einen kleinen quer-Schnitt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.

Geben Sie den Punkt von der Schere in den Bauch und einen Mittellinie Schnitt durch den Muskel an der Xiphoid vornehmen. Achten Sie darauf, die Schere Punkt nach oben, um zu verhindern, dass alle Organe schneiden Winkel. Schnitt quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Achten Sie darauf, dass Sie nicht die Leber punktieren. Sanft bewegen den Darm des Tieres ' s verließ, um die hintere untere Hohlvene aussetzen. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber und ruhen Sie Ihren zeige- und Mittelfinger auf ihm. Mit der anderen Hand die Nadel, Abschrägung bis in die untere Hohlvene, auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und Beckenkamm Bifurkation. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Vermeiden Handbewegung, die möglicherweise des Schiff Bruchs. Auch kann zu schnellen Blutentnahme das Schiff auf der schräge verschließen die Öffnung und verhindert Blutentnahme Zusammenbruch führen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Fähigkeit, eine sterile Probe zu sammeln, da die Nadel durch die Haut nicht übergeben wird.

zu guter Letzt lassen Sie ' s Blick auf einige Anwendungen dieser Blut-Rückzug-Techniken. Immuno-Onkologie ist ein aufstrebendes Gebiet, und Forscher auf diesem Gebiet führen oft Blutentnahme um die Immunzellen in verschiedenen Stadien der Entwicklung von Krebs zu studieren. Zum Beispiel hier Forscher sammelten Herz Blut von Krebs-tragenden Mäusen zu isolieren und zu quantifizieren, Neutrophile um zehn, zwanzig und dreißig Tagen nach Tumor Engraftment.

Auf der anderen Seite Blut-Zusammensetzung wird auch häufig von Physiologen erforscht. Wie in dieser Studie waren Forscher bei der Bewertung der Nierenfunktion bei diabetischen Tieren interessiert. Um das zu tun, injiziert diese Wissenschaftler zunächst einen Farbstoff in eine Diabetes-Tiermodell. Als nächstes verwendet sie dann Schweif Snip Methode sammeln Blut zu mehreren Zeitpunkten auszuwertende Farbstoff-Konzentration im Blut, die letztlich zur glomerulären Filtrationsrate berechnen, die den Unterschied der Nierenfunktion nach Diabetes hervorgehoben verwendet wurde Induktion.

Ergeben sich schließlich Zellen Forscher Verwendung Blutproben um den Erfolg der Eingliederung der Spenderzellen in den Empfänger zu bewerten ' s-System. Hier verpflanzt die Ermittler zunächst Knochenmarkzellen von einer männlichen Maus in ein Wildtyp und gentechnisch veränderten weibliches Tier über die Rute Vene Injektion. Als nächstes sammelten sie Blut von den Retro-orbital Sinus der Empfänger Maus die genomische DNA Blut Zellen mittels Polymerase-Kettenreaktion zu studieren. Dies bot den Prozentsatz der Spender Zellen Engraftment in zwei Arten von Tieren.

Sie ' Ve beobachtete, wie Jupiter ' s erste Rate auf Blut-Rückzug-Techniken. Finden Sie das nächste Video Serie, wie Sie andere verwendeten Techniken der Blutentnahme bei Labortieren durchführen zu überprüfen. Wie immer, vielen Dank für das Ansehen von!

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