Blut-Entzug ich

Lab Animal Research

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Overview

Quelle: Kay Stewart, RVT, RLATG, Anus; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN

Blutentnahme ist eine häufige Anforderung für Forschungsstudien, die Mäuse und Ratten betreffen. Die Methode der Blutentnahme bei Mäusen und Ratten ist die Menge Blut benötigt, die Häufigkeit der Probenahme, der Gesundheitszustand des Tieres, entlüftet werden und der Schwierigkeitsgrad des Technikers abhängig. 1 alle Methoden diskutiert-Retro-Orbital Sinus blutet, erste Rute Snip blutet und intrakardialen blutet-erfordern den Einsatz von einer Vollnarkose.

Cite this Video

JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Blut-Entzug ich. JoVE, Cambridge, MA, (2018).

Principles

Vor dem blutenden Eingriff muss die Art der Probe erforderlich ermittelt werden. Experimentelle Verfahren könnte Vollblut, Plasma oder Serum erfordern. Für Vollblut muss die Probe ein Antigerinnungsmittel hinzugefügt werden. Plasma, das Fibrinogen und andere Gerinnungsfaktoren als getrennt von den roten Blutkörperchen enthält, kann aus einer Antikoagulanzien Probe extrahiert werden. Serum wird gewonnen durch Blutentnahme ohne ein Antigerinnungsmittel. Das Serum wird resultieren aus Zentrifugation der Probe, sobald ein Blutgerinnsel gebildet hat. Wie das Beispiel geronnen ist, wird das Serum Fibrinogen oder andere Gerinnungsfaktoren nicht enthalten. Plasma und Serum ergeben sich durch den Einsatz einer Zentrifuge bei 2200-2500 u/min für mindestens 15 Minuten laufen.

Für eine Probe, die Vollblut oder Plasma ergeben muss, muss eine geeignete Antikoagulans verwendet werden. Häufigsten verwendete Antikoagulantien für Versuchstiere sind Heparin, Natriumcitrat und Ethylenediamine Tetraacetic Säure (EDTA); die Auswahl basiert auf Forschungsbedarf. Sequester-eine flüssiger Form von EDTA, Heparin und Natriumcitrat-kann werden direkt in die Spritze zur Beschichtung von Oberflächen geladen. Dies ermöglicht Kontakt der Antigerinnungsmittel direkt wenn das Blut gezeichnet wird, helfen bei der Prävention von Blutgerinnung. Als Ratte Blut gerinnt schneller als die meisten Säugetierblut ist es wichtig, dass das richtige Verhältnis von Antigerinnungsmittel Blut zur Blutentnahme verwendet werden.

Nadelauswahl basiert auf der Größe des Tieres und die Website der Venenpunktion. In der Regel, je größer die Bohrung der Nadel, desto schneller die Probe gesammelt werden kann. Weniger Schäden an den Blutzellen ist ein weiterer Vorteil für größere Nadeln. Die größte Nachteil an großen Nadeln Bohrung ist jedoch die mögliche Beschädigung des Schiffes. An Mäusen und Ratten die Auswahl der Größe reicht von 20-29-g-Nadeln, die 0,5-1,5 Zoll in der Länge. Wenn eine Nadel zu lang ist, nicht nur ist es umständlich zu bedienen, aber mit den zusätzlichen Platz in der Nadel Blutgerinnung führen könnte. Die entsprechende Nadelstärke ist für jede Methode im Abschnitt "Vorgehensweise" aufgeführt.

Außerdem muss die Größe der erforderlichen Probe vorgegebenen. Aufgrund der geringen Größe der Maus oder Ratte muss der Höchstbetrag der Blutentnahme für ein Überleben bluten berechnet werden. Eine durchschnittliche Maus mit einem Gewicht von 25 Gramm hat eine gesamte Blutvolumen von 1,8 ml; die durchschnittliche Ratte mit einem Gewicht von 250 Gramm hat eine gesamte Blutvolumen von 16 ml. Für einen einzigen Blutprobe auf eine Maus oder Ratte ohne Flüssigkeitsersatz ist die maximale Blutvolumen, das sicher entfernt werden kann 10 % des gesamten Blutvolumens oder 7,7-8 µl/g. Somit ist für eine durchschnittliche Maus, 10 % seines Volumens Blut 193-200 µl. Für eine durchschnittliche Ratte von 250 Gramm, das entspricht bis zu 1,9-2,0 ml. Studien haben gezeigt, dass mehr als 15 % des Blutvolumens entfernen Hypovolämischen Schock führen kann. 1,2 jedoch mit Flüssigkeitsersatz bis zu 15 % des gesamten Blutvolumens- oder 12 µl/g-kann entfernt werden. Für eine Maus 25 Gramm ist dies gleichbedeutend mit 300 µl; für eine Ratte 250 Gramm entspricht 3 ml. Für Flüssigkeitsersatz sollte die Flüssigkeit erwärmt und subkutan gegeben.

Ist es notwendig, mehrere Proben zu nehmen, sinkt das Blutvolumen gezeichnet. Die maximale Blutmenge, die pro Woche gezogen werden kann ist nicht mehr als 7,5 % des gesamten Blutvolumens oder 6 µl/g. Für eine Maus 25 Gramm entspricht dies 145-150 µl pro Woche. Für eine Ratte 250 Gramm entspricht dies 1,45-1,50 ml pro Woche. Ob Probenahme alle 2 Wochen stattfinden wird, kann bis zu 10 % des gesamten Blutvolumens (8 µl/g) gezogen werden. Dies ist gleichbedeutend mit 200 µl alle 2 Wochen für eine durchschnittliche Maus und bis zu 2,00 ml alle 2 Wochen für eine 250 Gramm-Ratte. Eine Studie an Ratten mit dem durchschnittlichen Gewicht von 250 Gramm, ergab, dass wenn Blut Volumen von 15-20 % entfernt wurden, es mehr als 29 Tage für Blutwerte dauerte zu normalisieren. 1,2 für die wiederholte Blutentnahme Flüssigkeitsersatz erlaubt nicht für ein größeres Blutvolumen oder häufigere Blutentnahme, als es nur Volumen ersetzt. Das Tier braucht Zeit um Blutzellen wieder aufzufüllen.

Die Verwendung von Retro-Orbital Plexus ist eine gängige Praxis in der Vergangenheit gewesen. Jedoch haben viele Bedenken über die Menschlichkeit dieses Verfahrens ergeben. Während des Eingriffs kann übermäßige Bewegung des Hämatokrit Röhre einmal in der medialen Augenwinkel des Auges das umliegende Gewebe, was zu Schwellungen der Augenlider und/oder Bindehaut Membranen beschädigen. Das geschwollene Gewebe können den Augapfel zu ragen weit genug so dass Schließung des Augenlids behindert wird, was zu Hornhaut zu trocknen und zu Schäden führen. Schmerzen durch Schwellung auslösen kann, kratzen und Selbstverstümmelung, die Enukleation des Auges führt. Falsche Platzierung der Hämatokrit Röhre während einer Retro-Orbital bluten kann den Sehnerv, was zu Blindheit trennen. Wenn die Hämatokrit-Röhre in einem falschen Winkel fortgeschritten ist, kann das Auge aus der Umlaufbahn, so dass die Augenlider fallen hinter den Augapfel gezwungen werden. In diesem Fall ist es sehr schwierig, das Auge korrekt in die Steckdose zu ersetzen. Andere Probleme, die auftreten können, gehören Frakturierung der fragilen Umlaufbahn Knochen, Durchdringung des Augapfels, die Ergebnisse in den Verlust der Glaskörper oder die Bildung von einem Hämatom hinter dem Auge, das extreme Schmerzen durch den Druck auf das Auge führen können und Umgebung Strukturen. Trotz all dieser Bedenken wenn eine Fachkraft die Prozedur führt und das Tier ist vollständig mit einer Vollnarkose, wie Isoflurane Inhalat Anästhesie betäubt Retro-Orbital Blutungen erwiesenermaßen eine wirksame Methode des Blutes werden Kollektion bei Nagetieren.

Die anatomische Struktur der orbitalen Bereich unterscheidet sich zwischen der Maus und Ratte. Die Maus hat die Retro-Orbital Sinus-eine Sammlung von Schiffen, die Sinus in den orbitalen Bereich erstellen. In der Umlaufbahn des Auges Ratte ist ein Plexus von Schiffen, die hinter das Auge fließen; jedoch bilden sie keinen Sinus, wie in der Maus. Infolgedessen ist es einfacher, diesen Vorgang an Mäusen. Für wiederholte Bemusterung Sammlung über den Retro-Orbital-Plexus muss mindestens 10 Tage zwischen blutet das Gewebe im Bereich heilen zu lassen. Vollnarkose wird empfohlen, kann das Verfahren bei Mäusen ohne Vollnarkose durchgeführt werden, wenn eine ophthalmologische Lokalanästhetikum, wie Proparacaine oder Tetracaine, vor dem Eingriff angewendet wird. Ratten haben nicht den Retro-Orbital-Sinus, und weil ihre Membranen um die Umlaufbahn viel stärker sind, es zwingend erforderlich ist, um sie für dieses Verfahren zu betäuben.

Serielle Proben von einem kleinen Volumen können mithilfe eine Heck-Clip-Methode abgerufen werden. Die ersten Amputation der Rute muss auf eine Schwanzspitze, ca. 0,5-1,0 mm in der Länge bei Mäusen und Ratten 2,0 mm begrenzt werden. 1 Rute Snip Verfahren zur Blutentnahme für serielle Sammlungen ermöglicht, durch Störung der Schorf oder Blutgerinnsel des Originals schneiden Sie am Ende der Rute. Weitere Amputation der Schwanzspitze ist in der Regel nicht notwendig. Mengen von Blut gesammelt Bereich von 20-100 µL für Mäuse und 75-150 µL für Ratten. Der gesammelte Betrag ist variabel zwischen Tieren und kann nach Alter, Gesundheitszustand und Gewicht beeinflusst werden.

Die Probe von einem Schweif Snip kann arteriellen und venösen Blut zusammen mit Gewebe Produktkontamination enthalten. Die Probenqualität verringert sich, wenn das Heck ist gestreichelt oder "gemolken", um mehr Blut zu erhalten. Um die Durchblutung zu erhöhen, kann die Rute mit warmen Kompressen, Wärmelampe oder Eintauchen in warmes Wasser beheizt werden. Druck auf die Schwanzspitze für Blutstillung angewendet werden sollen, und Tiere überprüft werden alle 5-10 Minuten um sicherzustellen, dass die Hämostase erreicht worden ist. Blutstillung wird oft mit wiederholten Sampling verzögert. Eine blutstillendes Pulver kann zur Blutstillung verwendet werden. Für die ersten Amputation ist Anästhesie (Vollnarkose oder lokaler) empfohlen. Nachfolgenden Blutungen sollten keine Anästhesie, erfordern, zumal die Tiere an das Verfahren gewöhnt werden. Anästhesie wird einen Tropfen des Blutdrucks, erschwert die Blutentnahme mit dieser Technik verursachen.

Eine Alternative zu einem Schweif Snip ist die Rute Schiff Nick. Dieses Verfahren ist leicht auf Mäuse und Ratten durchgeführt. Jedoch wie bei den Schweif Snip, können die Proben mit Gewebe-Produkte, vor allem in der Maus kontaminiert sein. Für Ratten eine Injektionsnadel in das Schiff eingefügt wird, und das Blut wird aus der Nabe der Nadel gesammelt. Eine Studie demonstriert die Verwendung von einem Druckverband oberhalb der Einstichstelle Nadel zur Blutentnahme Unterstützung. 3 Eine Spritze dient nicht das Blut aus dem Gefäß zu zeichnen, wie der Druck entsteht aus der Spritze das Schiff zusammenbrechen wird. Diese Methode kann auch für serielle Probenahme verwendet werden, da ein Gerinnsel entfernt werden, um die Site wieder zu bluten verursachen. Wie bei Heck-Scheren, ist es unerlässlich, die Blutstillung durch Druck auf die Seite und immer wieder geprüft das Tier alle 5-10 Minuten zu gewährleisten.

Studien erfordern oft, ein Nonsurvival, große Blutprobe, die über eine intrakardiale bluten oder der kaudalen Vena Cava durch Entbluten gesammelt werden. 4 etwa kann die Hälfte des gesamten Blutvolumens aus einer Maus oder Ratte durch Herzpunktion abgeholt werden. Dies entspricht 40 µl/g oder ca. 1 ml bei einer durchschnittlichen 25 Gramm-Maus. Eine 250 Gramm-Ratte würden ca. 10 ml Blut führen. Das Tier muss werden für Entbluten betäubt. Inhalat Anästhesie oder CO2 Narkose kann durch einen kompetenten Techniker verwendet werden; injizierbare Anästhesie kann auch verwendet werden. Es kann jedoch eine Abnahme der Blutdruck und Durchblutung, die die Menge an Blut verringern könnte.

Die Caudale Vena Cava-Methode erfordert, dass das Tier tief betäubt werden, um das Schiff chirurgisch freizulegen. CO2 Narkose ist nicht ausreichend, wie das Herz schlägt sein muss und das Tier Atmung während der Blutentnahme. Während des Verfahrens kann zu schnellen Blutentnahme das Schiff auf die Abschrägung der Spritze, verschließen die Öffnung und verhindert Blutentnahme Zusammenbruch verursachen. Auch die Gefäßwände sind dünn, und so Bewegung der Hand und der Nadel muss vermieden werden, um Bruch oder Austritt von Blut aus der Einführungsstelle Eintrag zu verhindern. Als die Nadel durch die Haut nicht vorbei ist, führt diese Methode in der Auflistung einer sterilen Probe. Zusatztherapie Euthanasie Methoden müssen eingesetzt werden, um sicherzustellen, dass das Tier nicht aus der Narkose zu erholen. Diese Methode wird oft von Herz- oder aortalen Perfusion gefolgt.

Die intrakardiale-Methode durchgeführt, entweder mit dem Tier manuell zurückhaltend, sobald es narkotisierten (geschlossene Methode), oder das Herz chirurgisch entsprechend dem Protokoll für kaudalen Vena Cava Blut Erfassungsmethode (offene Methode) ausgesetzt werden kann. Für die geschlossene Methode sind Wahrzeichen für Nadelplatzierung der Nut durch den Brustkorb am Xiphoid Prozeß, linksseitig des Tieres gebildet.

Procedure

1. Retro-Orbital bluten

  1. Ausrüstung
    1. Bereiten Sie eine Glasglocke oder Betäubungsmittel Induktion Kammer, eine betäubende Gas wie Isoflurane verwalten. Bei der Verwendung einer Glasglocke ist es unerlässlich, dass die flüssige Narkose nicht in Kontakt mit dem Tier zur Absorption durch die Haut zu vermeiden. Eine Plattform mit kleinen Löchern kann verwendet werden.
    2. Microhematocrit Rohre, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Mylar umwickelte Rohre sind weniger wahrscheinlich, zwischen den Fingern des Betreibers zu brechen und gilt als eine Sicherheitsmaßnahme.
    3. Mehreren Papier Handtuch dicken oder anderen isolierenden Materialien befinden sich auf der Arbeitsfläche, die Körperwärme des Tieres während des Verfahrens zu halten.
  2. Vorbereitung und Positionierung des Tieres
    1. Das Tier ist mit einer Inhalation Narkose, wie Isoflurane in einer Glasglocke oder Gas Narkose Induktion, Effekt betäubt.
    2. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, wird es entfernt und in seitlichen liegen.
    3. Das Auge ist indem man einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Unterkiefer ragte, und ziehen die Haut zurück und nach unten.
    4. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, wie das kann zusammenbrechen oder verdecken die Atemwege verursacht Tod durch Asphyxie.
  3. Blutentnahme
    1. Die Microhematocrit ist in der medialen Augenwinkel des Auges platziert und kaudal gerichtet in einem Winkel von 30-45° von der Ebene der Nase.
    2. Druck und leichtes Drehen der Hämatokrit-Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus.
    3. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung.
    4. Zu vermeiden, schieben so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum getroffen.
    5. Sobald Blut zu fließen beginnt, behalten Sie Druck, ragte Auge bei.
    6. Um mehrere Röhrchen Blut zu sammeln, es ist nicht notwendig, das nächste Rohr in das Okular Plexus, statt, wie das Blut fließen weiterhin und können gesammelt werden, wie es aus der medialen Augenwinkel kommt.
    7. Um die Blutung zu stoppen, die Haut und lassen Sie das Auge in die Normalposition zurück. Druck auf die Umlaufbahn zur Blutstillung zu gewährleisten.

Figure 1
Abbildung 1. Retro-orbital Blutentnahme bei Mäusen.

(2) Tail bluten Verfahren: Tail Snip und Schweif Nick

  1. Ausrüstung
    1. Einem sterilen Skalpellklinge, vorzugsweise eine Nummer 11 Blade oder einer Rasierklinge einseitig wird verwendet, um die ersten Amputation für die Heck-Snip-Methode zu machen. Schere sollte nicht verwendet werden, da der Schnitt gemacht durch Scheren damit Gerinnung und Verringerung der Durchblutung zu fördern Zerkleinern ist. Für das Heck-Nick-Verfahren wird eine Nummer 11 oder 15 Skalpellklinge verwendet, um den Schnitt zu machen.
    2. Eine Zurückhaltung-Rohr, das Ende der Maus zuzugreifen ist bereit.
    3. Saugfähiges Küchenpapier oder Mull dienen als Substrat für die Durchführung der Schweif Snip.
    4. Röhrchen oder Hämatokrit Röhren sind ebenfalls erforderlich.
    5. Blutstillenden Puder sollte zur Blutstillung Unterstützung verfügbar sein.
  2. Zurückhaltung
    1. Das Tier wird in das Rohr so platziert, dass das Heck zugänglich ist. Für Broome Typ Wachstumsbefürworter wird das Tier Hinterteil zuerst in das Rohr gezogen. Für andere Röhren befindet sich das Tier zuerst Kopf.
    2. Tiere sind in das Rohr gesichert, so dass sie nicht umdrehen oder der Rute zurückziehen.
    3. Einige Mäuse werden die Rute Snip und Blut-Sammlung mit minimalem manuellen Zurückhaltung zulassen, wenn sie berechtigt sind, eine raue Oberfläche zu greifen.
    4. Einige Ratten benötigen Inhalation Anästhesie für diese Methode der Blutentnahme.
  3. Blutentnahme
    1. Die Rute wird mit lauwarmem Wasser entfernen Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen abgewischt. KEIN verwenden Sie heißes Wasser.
    2. Für den Schweif Snip das Heck verlängert, und zum Ende der Rute (0,5-1 mm bis zu 2 mm für Ratten und Mäuse) wird mit dem Skalpellklinge geschnitten.
    3. Für den Heck-Nick, erstreckt sich das Heck, und machte einen Schnitt mit dem Skalpellklinge ca. 2/3 der Abstand von der Bürzel, direkt über die seitlichen Schweif Vene.
    4. Das Heck kann vom Rumpf bis zur Spitze, Durchblutung fördern streichelte; Allerdings wird dadurch die Qualität der Probe verringern.
    5. Das Blut aus der Spitze oder Hämatokrit Röhren mit Nick gesammelt oder erlaubt, in einen Sammelbehälter Tropfen.

(3) kardiale Blutentnahme

  1. Ausrüstung
    1. Für eine Maus ist eine 3 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 x 1" Nadel bevorzugt. Kleinere Spritzen haben nicht die gleichen Gegendruck und Blutentnahme schwieriger machen können. Kleiner als 25 Gauge Nadeln den Fluss von Blut, was zu erhöhter Blutgerinnung beschränken und Schäden an den Blutzellen. Nadeln kürzer als 1" können nicht erreichen das Niveau des Herzens, bei der Annäherung von der Membran an.
    2. Für eine Ratte ist eine 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge x 1.5" Nadel bevorzugt. Abhängig von der Größe der Ratte eine kleinere Spritze kann nicht halten das gesamte Blutvolumen gesammelt werden, und somit die Spritze während des Verfahrens geändert werden. Kleiner als 20 Gauge Nadeln beschränken den Fluss des Blutes, was zu erhöhter Blutgerinnung. Nadeln kürzer als 1,5" können nicht erreichen das Niveau des Herzens, bei der Annäherung von der Membran an.
    3. Eine Blut-Sammelrohr von ausreichender Größe wird verwendet, um das Blut gesammelt zu halten.
  2. Zurückhaltung
    1. Angemessene Zurückhaltung ist entscheidend für den Erfolg dieser Methode. Das Tier wird durch das Genick mit dem Körper hängen senkrecht gehalten. Es ist wichtig, dass der Körper gerade um Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern.
    2. Eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die Nadel zwischen den Rippen des Tieres links platzieren. Dies ist besonders nützlich für sehr große Ratten oder wenn mehrere Tiere müssen entlüftet werden.

Figure 2
Abbildung 2. Kardiale Blutentnahme mit Maus vertikal gehalten.

  1. Blutentnahme
    1. Der Ansatz von der hinteren Seite, Punktion der Membran wird leichter erreicht, wenn die Maus oder Ratte durch das Genick vertikal gehalten wird.
      1. Die Nadel wird in die Kerbe nur auf der linken Seite des Tieres Xiphoid vorgeschoben.
      2. Die Nadel sollte parallel zur Wirbelsäule und nur unter den Rippen gelegt.
      3. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      4. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz zu durchbohren.
      5. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      6. Warten Sie, bis Blut Spritze gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die Spritze.
    2. Die seitlichen Ansatz von der linken Seite des Tieres erfordert Positionierung des Tieres in dorsal liegen.
      1. Der Einstieg ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      2. Die Nadel ist eingefügten senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand dorsoventrally gemessen.
      3. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz zu durchbohren.
      4. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      5. Warten Sie, bis Blut Spritze gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die Spritze.

Figure 3
Abbildung 3. Kardiale Blutentnahme mit Maus in Position dorsal liegen.

  1. Technische Tipps
    1. Die normale Herz liegt mit der Spitze nach links zeigt. In seltenen Fällen kann das Herz aufgehoben werden, was zu Schwierigkeiten bei der Punktion des Herzes.
    2. Übermäßigen Druck auf die Spritze kann das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze zusammenbrechen.
    3. Anwenden von Gegendruck und es immer wieder die Freigabe initiiert Blutgerinnung in der Spritze.
    4. Sanft Druck auf der Leber kann zusätzliche Blutvolumen in den Blutkreislauf, so dass es zur Auszahlung zur Verfügung erzwingen.

(4) hintere Hohlvene Blutentnahme

  1. Ausrüstung
    1. Eine TB-Spritze mit einem 25-29-Gauge-Nadel ist für die Blutentnahme in der Maus verwendet. Für Ratten ist eine 10-12 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 x 1" Nadel erforderlich.
    2. Eine chirurgische Plattform, Dissektion Tablett oder eine andere Oberfläche, das Tier zu sichern ist zusammen mit Krawatten, Klebeband oder Pins erforderlich, um die Gliedmaßen in Position zu bringen.
    3. Injizierbare Anästhesie oder Inhalation Anästhesie ist notwendig. Wenn Sie einatmen Anästhesie verwenden, ist es wünschenswert, dass die Betäubung über eine Präzision Verdampfer mit einem Prüfkopf geliefert werden. Verfahren ist, dass mit einer Induktion Kammer ohne zusätzliche betäubende Gas-Lieferung nicht zur Verfügung ausreichend Zeit stellen wird für die Blutabnahme abgeschlossen sein, bevor das Tier belebt.
    4. Iris-Schere für die Maus oder OP-Saal Sharp-stumpfe Scheren für die Ratte sind erforderlich, zusammen mit kleinen atraumatische Daumen Zange und einem 2 "x 2" Gaze-Schwamm.
  2. Zurückhaltung
    1. Wenn das Tier vollständig betäubt ist, vom Zeh kneifen oder Schweif Prise festgelegten, befindet sich das Tier im dorsalen liegen.
    2. Die Gliedmaßen sind auf der Plattform mit Klebeband oder Stifte gesichert. Die Gliedmaßen sollte vom Körper ausgedehnt werden.
  3. Widerrufsrecht
    1. Die Haut wird angehoben und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch die Haut oberhalb des Beckens bei Frauen oder oberhalb der Vorhaut bei Männern.
    2. Der Punkt der Schere wird in den Schnitt gelegt, und ein Mittellinie Schnitt durch die Haut von der Becken/Vorhaut, die Xiphoid gemacht.
    3. Die Haut spiegelt sich seitlich an jeder Seite. Stumpfe Dissektion möglicherweise notwendig, um ihn aus der darunter liegenden Muskeln zu lösen.
    4. Der Muskel wird angehoben, und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.
    5. Der Punkt der Schere wird in den Bauchraum gelegt und ein Mittellinie Schnitt erfolgt durch den Muskel an der Xiphoid. Achten Sie darauf, die Schere Punkt nach oben, um zu vermeiden, schneiden alle Organe Winkel.
    6. Schnitt quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Üben Sie besondere Vorsicht walten lassen, nicht, die Leber zu durchbohren.
    7. Sanft bewegen den Darm des Tieres links um die hintere untere Hohlvene verfügbar zu machen.
    8. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber und ruhen Sie zeige- und Mittelfinger auf die Leber.
    9. Mit der anderen Hand die Nadel, schräge nach oben, in die Vena Cava auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und den Beckenkamm Bifurkation.
    10. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Figure 4
Abbildung 4. Blutentnahme aus der hinteren Hohlvene.

Blutentnahme ist eine häufige Anforderung für mehrere Studien, die Mäuse und Ratten zu beteiligen. Die Wahl der Methode für die Blutentnahme bei diesen Tieren ist abhängig von vielen Faktoren wie Volumen von Blut benötigt, Häufigkeit der Probenahme, Gesundheitszustand des Tieres, entlüftet werden und der Schwierigkeitsgrad des Technikers.

Hier überprüfen wir diese Überlegungen und Gliederung Blut Sammlung Verfahren einschließlich der Retro-Orbital Auge bluten, Rute scheren und nicks, sowie Intra kardiale Blutentnahme. Andere Methoden finden Sie im zweiten Video in dieser Serie.

Vor dem Eintauchen in die Blut-Rückzug-Protokolle, betrachten wir zunächst einige allgemeine Überlegungen einschließlich Probenart, Nadelauswahl und die maximale Blutvolumen, das gesammelt werden kann. Vor der Blutentnahme aus einer Maus oder einer Ratte, muss die Art der Blutprobe erforderlich ermittelt werden. Experimentelle Verfahren könnte Vollblut, Plasma oder Serum erfordern.

Wenn Vollblut zu sammeln, muss die Probe zur Gerinnung zu verhindern, dass ein Antigerinnungsmittel hinzugefügt werden. Häufigsten verwendete Antikoagulantien gehören Heparin, Natriumcitrat und Ethylenediamine Tetraacetic Säure, abgekürzt als EDTA. Antikoagulantien können direkt in die Spritze zur Beschichtung von Oberflächen geladen werden. Dies ermöglicht Kontakt der Antigerinnungsmittel direkt, wie das Blut gezeichnet wird, helfen bei der Vorbeugung der Blutgerinnung. Da Nagetier Blut schnell gerinnt, ist es wichtig, dass das richtige Verhältnis von Antigerinnungsmittel Blut verwendet werden. Plasmagewinnung erfordert Zentrifugieren Vollblut mit Antigerinnungsmittel. Nach der Drehung ist die transluzente Flüssigkeit über der WBC und Thrombozyten Ebene Plasma. Es enthält Fibrinogen und andere Gerinnungsfaktoren. Auf der anderen Seite wird Serum von Vollblut Probe ohne Antikoagulantien gesammelt. Und weil die Probe geronnen ist, das Serum, das die Top-Spieler ist, enthält keine Fibrinogen oder andere Gerinnungsfaktoren.

Nadelauswahl basiert auf der Größe des Tieres und die Website der Venenpunktion. In der Regel große Bohrung Nadeln verursachen weniger Schäden an Blutzellen und ermöglichen eine schnellere Blutentnahme; sind aber eher Schiff Schaden verursachen. Länge der Nadel sollte auch berücksichtigt werden. Wenn eine Nadel zu lang ist, könnte es umständlich zu bedienen, oder Blut könnte anfangen, während noch im Inneren der Nadel zu gerinnen. Die Wahl der Größe reicht von 18 bis 29 Manometer und 0,5 bis 1,5 Zoll in der Länge. Die entsprechende Nadelstärke für jede Methode wird im Abschnitt "Vorgehensweise" diskutiert werden.

Schließlich wegen der geringen Größe der Nagetiere gibt es eine maximale Menge Blut, die aus einer einzigen Blutprobe gesammelt werden kann, die nicht für den Organismus ernsthaft schädigen wird. Blutabnahme könnte ohne oder mit Flüssigkeitsersatz - in der Regel mit physiologischer Kochsalzlösung 0,9 %. Die Obergrenze in jedem Fall wird im nachfolgenden Text Protokoll aufgeführt. Darüber hinaus einige Experimente erfordern mehrere Musterkollektion und in solchen Fällen zusammen mit Flüssigkeitsersatz Tier benötigen Zeit dazwischen, Blutkörperchen sowie wieder aufzufüllen. Wiederum gibt es ein Höchstbetrag, der während der seriellen Erfassung gesammelt werden kann, und die oberen Grenzwerte sind im Protokoll unten aufgeführten.

Nach der Überprüfung einige allgemeine Überlegungen, lasst uns springen in die spezifischen Blut Rückzug Techniken, beginnend mit Retro-Orbital Blutungen - eine Technik verwendet, von Wissenschaftlern um Kleinmengen aus den Gefäßen in der Nähe des Auges zu sammeln. Beachten Sie, dass die anatomische Struktur der orbitalen Bereich zwischen Ratte und Maus unterscheidet. Die Ratten haben einen Plexus der Schiffe, die sich hinter dem Auge, während die Maus hat eine Sammlung von Schiffen, die eine Retro-orbital Sinus, erstellen, wodurch es einfacher zum Ausführen dieses Verfahrens bei Mäusen.

Durch ein Rohr zur Blutentnahme zu greifen beginnen. Mikro Hämatokrit-Röhren, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Legen Sie einige Papiertücher oder anderen Dämmstoffen auf der Arbeitsfläche. Dies ist auf die Körperwärme des Tieres während des Verfahrens zu halten. Jetzt das Tier mit einer Narkose wie Isofluran Inhalation zu betäuben. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, entfernen Sie es aus der Kammer und legen Sie es auf eine Seite, die im seitlichen liegen Position ist. Als nächstes legen Sie einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Kiefer-Linie und ziehen Sie die Haut zurück und nach unten Sie, um Auge Vorsprung zu induzieren. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, da, die Tod durch Erstickung führen kann. Anschließend legen Sie die Mikro-Hämatokrit-Röhre in der medialen Augenwinkel des Auges und leiten Sie es kaudal in einem Winkel von 30 bis 45 Grad von der Ebene der Nase. Druck und leichtes Drehen der Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus oder Sinus. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung. Zu vermeiden, schieben das Rohr so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum getroffen. Sobald Blut zu fließen beginnt, behalten Sie Druck, ragte Auge bei. Um die Blutung zu stoppen, die Haut und lassen Sie das Auge in die Normalposition zurück. Druck zur Blutstillung zu fördern. Wiederholter Probenentnahme ermöglichen Sie, mindestens 10 Tage zwischen den Blutungen. Dadurch werden Gewebe einige Zeit um zu heilen.

Obwohl Retro-Orbital Blutung ein gängiges Verfahren ist, gibt es viele Bedenken hinsichtlich seiner Menschlichkeit. Dazu gehören Schwellungen durch übermäßige Bewegung des Rohres Hämatokrit. Dies kann wiederum dazu führen, dass den Augapfel Vorsprung und behindern die Schließung des Augenlids was Hornhaut trocknen, Schäden und Schmerzen, die kratzen und Selbstverstümmelung auslösen können. Falsche Platzierung der Hämatokrit Röhre kann den Sehnerv, was zu Blindheit trennen. Eine weitere mögliche Komplikation ist, dass das Auge aus der Umlaufbahn, so dass die Augenlider fallen hinter den Augapfel gezwungen werden kann. Darüber hinaus können Probleme ergeben sich aus den Bruch der fragilen Umlaufbahn Knochen, Durchdringung des Augapfels, die wiederum den Verlust der Glaskörper oder die Bildung von einem Hämatom hinter dem Auge, das in extremen Schmerzen führen kann. Trotz all dieser Bedenken ist, wenn eine Fachkraft die Prozedur führt und das Tier vollständig betäubt ist, Retro-Orbital Blutungen eine wirksame Methode zur Blutentnahme bei Nagetieren.

Jetzt betrachten wir die Überlegungen und Verfahren für die Rute Blutungen, wodurch eine serielle Probenahme von Kleinmengen. Das Gerät benötigt für dieses Verfahren ein Skalpell steril Nr. 11 gehören. Schere sollte nicht verwendet werden, weil der Schnitt mit einer Schere Zerkleinern ist, die Förderung der Blutgerinnung und Blutfluss reduzieren können. Andere Instrumente sind ein Zurückhaltung-Schlauch, der das Tier Schweif zuzugreifen; saugfähiges Papierhandtücher; Sammlung oder Hämatokrit Röhren und blutstillenden Puder - Blutstillung unterstützen.

Starten Sie durch die Sicherung des Tieres in das Rohr Zurückhaltung. Wischen Sie dann das Heck mit warmem Wasser, um Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen. KEIN verwenden Sie heißes Wasser. Die Rute zu erweitern und mit der Skalpellklinge Schnipp zum Ende des Hecks, das Blut mit Hämatokrit oder Sammlung Röhren zu sammeln. Das Heck kann gestreichelt oder "gemolken" von Rump, Tipp: um die Durchblutung zu fördern. Dies verringert jedoch die Qualität der Probe.

Um die Blutung zu stoppen, Druck auf die Schwanzspitze mit einem Tupfer. Die blutstillenden Puder kann zur Blutstillung zu erreichen. Überprüfen Sie die Tiere alle 5 bis 10 Minuten um sicherzustellen, dass die Hämostase erreicht worden ist, die nach der wiederholten Entnahme verzögert werden könnte. Die Probe von einem Schweif Snip kann arteriellen und venösen Blut zusammen mit Gewebe Produktkontamination enthalten. Allerdings ermöglicht dieses Verfahren für die Blutentnahme für serielle Sammlungen durch Störung der Schorf oder Klumpen von den ursprünglichen Schnitt am Ende der Rute.

Eine alternative Blut Erfassungsmethode auf eine Heck-Snip ist die Rute Schiff Nick, die relativ weniger invasiv ist. Hierzu verwenden die gleichen Skalpellklinge machen Sie einen kleinen Schnitt direkt über die seitlichen Schweif Vene, etwa zwei Drittel der Abstand von der Bürzel. Blut kann als mit Schweif Snips, Sammlung oder Hämatokrit Rohre gesammelt werden. Und es ist zwingend notwendig, um die Hämostase zu gewährleisten, indem Druck auf die Website und das Tier alle 5-10 Minuten nachzuprüfen. Jedoch wie bei den Schweif Snip, können die Proben mit Tissueprodukte kontaminiert sein.

Oft Studien, die eine nicht-überleben große Blutprobe erforderlich, die durch Entbluten über eine Intra Herz bluten oder der kaudalen Vena Cava erreicht ist.

Für Intra kardiale Methode bei Mäusen benötigen Sie eine 3 cc Spritze mit einem 22 -25 g-1 Zoll-Nadel. Und bei Ratten, eine 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge-Nadel 1,5 Zoll wird bevorzugt. Siehe unten, um zu verstehen, warum das Protokoll eignen sich diese Bedürfnisse und Spritzen.

Starten von euthanizing das Tier mit Kohlendioxid. Halten Sie nach Euthanasie das Nagetier mit dem Körper vertikal hängend durch das Genick. Dieses zurückhalten ist entscheidend, wie der Körper sein sollte, direkt auf die Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern. Beachten Sie, dass das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens. Der Einschubseite ist in der Kerbe links neben der Xiphoid, parallel zur Wirbelsäule und unter den Rippen.

Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, in die Brust und das Herz zu durchbohren. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze. Warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Etwa kann die Hälfte des gesamten Blutvolumens aus einer Maus oder Ratte durch Herzpunktion abgeholt werden. Dies entspricht etwa 1 mL Blut aus einer durchschnittlichen Maus und ca. 10 mL Blut aus einer durchschnittlichen Ratte

Eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die seitlichen Ansatz verwenden. In diesem Fall platzieren Sie die Nadel zwischen den Rippen des Tieres links. Der Einstieg ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel in das Herzblut fließt in die Spritze. Wieder warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Beachten Sie, dass in beiden Positionen, übermäßige Gegendruck das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze zusammenbrechen kann.

Eine weitere Methode zur kardialen Blut zu sammeln ist durch den kaudalen Vena Cava. Die notwendige Ausrüstung für dieses Verfahren sind eine geeignete Spritze mit einer richtigen Größe Nadel befestigt; Schere für die Eröffnung der Bauchhöhle, kleine atraumatische Daumen Zange und Gaze Schwamm. Diese Technik erfordert, dass das Tier tief narkotisiert und in Narkose während des Verfahrens gewartet werden. CO2-Narkose ist keine Option, wie das tierische Herz für dieses Verfahren schlägt sein muss. Legen Sie das Tier in dorsal liegen Position, und sichern Sie die Glieder auf der Plattform zu. Die Gliedmaßen sollte vom Körper ausgedehnt werden.

Jetzt heben Sie die Haut mit Zange und verwenden Sie Schere, um einen kleinen quer-Schnitt durch die Haut oberhalb des Beckens in Weibchen oder Vorhaut bei Männern zu machen. Als nächstes geben Sie den Punkt der Schere zum Schnitt und eine Mittellinie Einschnitt durch die Haut aus dem Becken oder Vorhaut, die Xiphoid. Heben Sie mit der Haut seitlich reflektiert den Muskel und machen Sie einen kleinen quer-Schnitt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.

Platzieren Sie den Punkt von der Schere in den Bauch und nehmen Sie einen Mittellinie Schnitt durch den Muskel an der Xiphoid vor. Achten Sie darauf, die Schere Punkt nach oben, um zu verhindern, dass alle Organe schneiden Winkel. Schnitt quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Achten Sie darauf, dass Sie nicht die Leber punktieren. Sanft bewegen den Darm des Tieres links um die hintere untere Hohlvene verfügbar zu machen. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber und ruhen Sie Ihren zeige- und Mittelfinger auf ihm. Mit der anderen Hand die Nadel, Abschrägung bis in die untere Hohlvene, auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und Beckenkamm Bifurkation. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Vermeiden Sie Handbewegung, da das Schiff Bruch verursachen könnte. Auch kann zu schnellen Blutentnahme das Schiff auf der schräge verschließen die Öffnung und verhindert Blutentnahme Zusammenbruch führen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Fähigkeit, eine sterile Probe zu sammeln, da die Nadel durch die Haut nicht übergeben wird.

Zu guter Letzt schauen wir einige Anwendungen dieser Blut-Rückzug-Techniken. Immuno-Onkologie ist ein aufstrebendes Gebiet, und Forscher auf diesem Gebiet führen oft Blutentnahme um die Immunzellen in verschiedenen Stadien der Entwicklung von Krebs zu studieren. Z. B. sammelte hier Forscher Herz Blut von Krebs-tragenden Mäusen zu isolieren und zu quantifizieren, Neutrophile um zehn, zwanzig und dreißig Tagen nach Tumor Engraftment.

Auf der anderen Seite wird die Blutzusammensetzung auch häufig von Physiologen untersucht. Wie in dieser Studie waren Forscher bei der Bewertung der Nierenfunktion bei diabetischen Tieren interessiert. Um das zu tun, injiziert diese Wissenschaftler zunächst einen Farbstoff in eine Diabetes-Tiermodell. Als nächstes verwendet sie dann Schweif Snip Methode sammeln Blut zu mehreren Zeitpunkten auszuwertende Farbstoff-Konzentration im Blut, die letztlich zur glomerulären Filtrationsrate berechnen, die den Unterschied der Nierenfunktion nach Diabetes hervorgehoben verwendet wurde Induktion.

Zu guter Letzt verwenden Stammzellen Forscher Blutproben bewerten den Erfolg der Eingliederung der Spenderzellen in dem System des Empfängers. Hier verpflanzt die Ermittler zunächst Knochenmarkzellen von einer männlichen Maus in ein Wildtyp und gentechnisch veränderten weibliches Tier über die Rute Vene Injektion. Als nächstes sammelten sie Blut von den Retro-orbital Sinus der Empfänger Maus die genomische DNA Blut Zellen mittels Polymerase-Kettenreaktion zu studieren. Dies bot den Prozentsatz der Spender Zellen Engraftment in zwei Arten von Tieren.

Sie habe nur Jupiters erste Rate auf Blut Rückzug Techniken beobachtet. Finden Sie das nächste Video Serie, wie Sie andere verwendeten Techniken der Blutentnahme bei Labortieren durchführen zu überprüfen. Wie immer vielen Dank für das ansehen!

Summary

Blutentnahme für Mäuse und Ratten kann mit einer Vielzahl von Techniken durchgeführt werden. Obwohl viele Faktoren, wie z. B. Stichprobengröße, Häufigkeit der Probenahme, sowie Größe und Alter des Tieres dies beeinflussen, ist die wichtigste Komponente der Spielstärke des Technikers Durchführung der Probenentnahme. Für die hier beschriebenen Methoden ist die ordnungsgemäße Verwendung von Anästhetika auch für Proben und das Wohlergehen der Tiere entscheidend.

References

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  2. Diehl, K.H., Hull, R., Morton, D., Pfister, R., Rabemampianina, Y., Smith, D., Vidal, J.M., and van de Vorstenbosch, C. 2001. A good practical guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21. 15-23.
  3. Omaye, S.T., Skala, J.H., Gretz, M.D., Schaus, E.E., and Wade, C.E. 1987. Simple method for bleeding the unanaesthetized rat by tail venipuncture. Laboratory Animals. 21. 261-264.
  4. Adeghe, A.J-H. and Cohen, J. 1986. A better method for terminal bleeding of mice. Laboratory Animals. 20. 70-72.

1. Retro-Orbital bluten

  1. Ausrüstung
    1. Bereiten Sie eine Glasglocke oder Betäubungsmittel Induktion Kammer, eine betäubende Gas wie Isoflurane verwalten. Bei der Verwendung einer Glasglocke ist es unerlässlich, dass die flüssige Narkose nicht in Kontakt mit dem Tier zur Absorption durch die Haut zu vermeiden. Eine Plattform mit kleinen Löchern kann verwendet werden.
    2. Microhematocrit Rohre, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Mylar umwickelte Rohre sind weniger wahrscheinlich, zwischen den Fingern des Betreibers zu brechen und gilt als eine Sicherheitsmaßnahme.
    3. Mehreren Papier Handtuch dicken oder anderen isolierenden Materialien befinden sich auf der Arbeitsfläche, die Körperwärme des Tieres während des Verfahrens zu halten.
  2. Vorbereitung und Positionierung des Tieres
    1. Das Tier ist mit einer Inhalation Narkose, wie Isoflurane in einer Glasglocke oder Gas Narkose Induktion, Effekt betäubt.
    2. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, wird es entfernt und in seitlichen liegen.
    3. Das Auge ist indem man einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Unterkiefer ragte, und ziehen die Haut zurück und nach unten.
    4. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, wie das kann zusammenbrechen oder verdecken die Atemwege verursacht Tod durch Asphyxie.
  3. Blutentnahme
    1. Die Microhematocrit ist in der medialen Augenwinkel des Auges platziert und kaudal gerichtet in einem Winkel von 30-45° von der Ebene der Nase.
    2. Druck und leichtes Drehen der Hämatokrit-Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus.
    3. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung.
    4. Zu vermeiden, schieben so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum getroffen.
    5. Sobald Blut zu fließen beginnt, behalten Sie Druck, ragte Auge bei.
    6. Um mehrere Röhrchen Blut zu sammeln, es ist nicht notwendig, das nächste Rohr in das Okular Plexus, statt, wie das Blut fließen weiterhin und können gesammelt werden, wie es aus der medialen Augenwinkel kommt.
    7. Um die Blutung zu stoppen, die Haut und lassen Sie das Auge in die Normalposition zurück. Druck auf die Umlaufbahn zur Blutstillung zu gewährleisten.

Figure 1
Abbildung 1. Retro-orbital Blutentnahme bei Mäusen.

(2) Tail bluten Verfahren: Tail Snip und Schweif Nick

  1. Ausrüstung
    1. Einem sterilen Skalpellklinge, vorzugsweise eine Nummer 11 Blade oder einer Rasierklinge einseitig wird verwendet, um die ersten Amputation für die Heck-Snip-Methode zu machen. Schere sollte nicht verwendet werden, da der Schnitt gemacht durch Scheren damit Gerinnung und Verringerung der Durchblutung zu fördern Zerkleinern ist. Für das Heck-Nick-Verfahren wird eine Nummer 11 oder 15 Skalpellklinge verwendet, um den Schnitt zu machen.
    2. Eine Zurückhaltung-Rohr, das Ende der Maus zuzugreifen ist bereit.
    3. Saugfähiges Küchenpapier oder Mull dienen als Substrat für die Durchführung der Schweif Snip.
    4. Röhrchen oder Hämatokrit Röhren sind ebenfalls erforderlich.
    5. Blutstillenden Puder sollte zur Blutstillung Unterstützung verfügbar sein.
  2. Zurückhaltung
    1. Das Tier wird in das Rohr so platziert, dass das Heck zugänglich ist. Für Broome Typ Wachstumsbefürworter wird das Tier Hinterteil zuerst in das Rohr gezogen. Für andere Röhren befindet sich das Tier zuerst Kopf.
    2. Tiere sind in das Rohr gesichert, so dass sie nicht umdrehen oder der Rute zurückziehen.
    3. Einige Mäuse werden die Rute Snip und Blut-Sammlung mit minimalem manuellen Zurückhaltung zulassen, wenn sie berechtigt sind, eine raue Oberfläche zu greifen.
    4. Einige Ratten benötigen Inhalation Anästhesie für diese Methode der Blutentnahme.
  3. Blutentnahme
    1. Die Rute wird mit lauwarmem Wasser entfernen Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen abgewischt. KEIN verwenden Sie heißes Wasser.
    2. Für den Schweif Snip das Heck verlängert, und zum Ende der Rute (0,5-1 mm bis zu 2 mm für Ratten und Mäuse) wird mit dem Skalpellklinge geschnitten.
    3. Für den Heck-Nick, erstreckt sich das Heck, und machte einen Schnitt mit dem Skalpellklinge ca. 2/3 der Abstand von der Bürzel, direkt über die seitlichen Schweif Vene.
    4. Das Heck kann vom Rumpf bis zur Spitze, Durchblutung fördern streichelte; Allerdings wird dadurch die Qualität der Probe verringern.
    5. Das Blut aus der Spitze oder Hämatokrit Röhren mit Nick gesammelt oder erlaubt, in einen Sammelbehälter Tropfen.

(3) kardiale Blutentnahme

  1. Ausrüstung
    1. Für eine Maus ist eine 3 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 x 1" Nadel bevorzugt. Kleinere Spritzen haben nicht die gleichen Gegendruck und Blutentnahme schwieriger machen können. Kleiner als 25 Gauge Nadeln den Fluss von Blut, was zu erhöhter Blutgerinnung beschränken und Schäden an den Blutzellen. Nadeln kürzer als 1" können nicht erreichen das Niveau des Herzens, bei der Annäherung von der Membran an.
    2. Für eine Ratte ist eine 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge x 1.5" Nadel bevorzugt. Abhängig von der Größe der Ratte eine kleinere Spritze kann nicht halten das gesamte Blutvolumen gesammelt werden, und somit die Spritze während des Verfahrens geändert werden. Kleiner als 20 Gauge Nadeln beschränken den Fluss des Blutes, was zu erhöhter Blutgerinnung. Nadeln kürzer als 1,5" können nicht erreichen das Niveau des Herzens, bei der Annäherung von der Membran an.
    3. Eine Blut-Sammelrohr von ausreichender Größe wird verwendet, um das Blut gesammelt zu halten.
  2. Zurückhaltung
    1. Angemessene Zurückhaltung ist entscheidend für den Erfolg dieser Methode. Das Tier wird durch das Genick mit dem Körper hängen senkrecht gehalten. Es ist wichtig, dass der Körper gerade um Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern.
    2. Eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die Nadel zwischen den Rippen des Tieres links platzieren. Dies ist besonders nützlich für sehr große Ratten oder wenn mehrere Tiere müssen entlüftet werden.

Figure 2
Abbildung 2. Kardiale Blutentnahme mit Maus vertikal gehalten.

  1. Blutentnahme
    1. Der Ansatz von der hinteren Seite, Punktion der Membran wird leichter erreicht, wenn die Maus oder Ratte durch das Genick vertikal gehalten wird.
      1. Die Nadel wird in die Kerbe nur auf der linken Seite des Tieres Xiphoid vorgeschoben.
      2. Die Nadel sollte parallel zur Wirbelsäule und nur unter den Rippen gelegt.
      3. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      4. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz zu durchbohren.
      5. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      6. Warten Sie, bis Blut Spritze gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die Spritze.
    2. Die seitlichen Ansatz von der linken Seite des Tieres erfordert Positionierung des Tieres in dorsal liegen.
      1. Der Einstieg ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens.
      2. Die Nadel ist eingefügten senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand dorsoventrally gemessen.
      3. Legen Sie die Nadel, Abschrägung, in der Brust, und das Herz zu durchbohren.
      4. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze.
      5. Warten Sie, bis Blut Spritze gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck auf die Spritze.

Figure 3
Abbildung 3. Kardiale Blutentnahme mit Maus in Position dorsal liegen.

  1. Technische Tipps
    1. Die normale Herz liegt mit der Spitze nach links zeigt. In seltenen Fällen kann das Herz aufgehoben werden, was zu Schwierigkeiten bei der Punktion des Herzes.
    2. Übermäßigen Druck auf die Spritze kann das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze zusammenbrechen.
    3. Anwenden von Gegendruck und es immer wieder die Freigabe initiiert Blutgerinnung in der Spritze.
    4. Sanft Druck auf der Leber kann zusätzliche Blutvolumen in den Blutkreislauf, so dass es zur Auszahlung zur Verfügung erzwingen.

(4) hintere Hohlvene Blutentnahme

  1. Ausrüstung
    1. Eine TB-Spritze mit einem 25-29-Gauge-Nadel ist für die Blutentnahme in der Maus verwendet. Für Ratten ist eine 10-12 cc Spritze mit einer Spurweite von 22-25 x 1" Nadel erforderlich.
    2. Eine chirurgische Plattform, Dissektion Tablett oder eine andere Oberfläche, das Tier zu sichern ist zusammen mit Krawatten, Klebeband oder Pins erforderlich, um die Gliedmaßen in Position zu bringen.
    3. Injizierbare Anästhesie oder Inhalation Anästhesie ist notwendig. Wenn Sie einatmen Anästhesie verwenden, ist es wünschenswert, dass die Betäubung über eine Präzision Verdampfer mit einem Prüfkopf geliefert werden. Verfahren ist, dass mit einer Induktion Kammer ohne zusätzliche betäubende Gas-Lieferung nicht zur Verfügung ausreichend Zeit stellen wird für die Blutabnahme abgeschlossen sein, bevor das Tier belebt.
    4. Iris-Schere für die Maus oder OP-Saal Sharp-stumpfe Scheren für die Ratte sind erforderlich, zusammen mit kleinen atraumatische Daumen Zange und einem 2 "x 2" Gaze-Schwamm.
  2. Zurückhaltung
    1. Wenn das Tier vollständig betäubt ist, vom Zeh kneifen oder Schweif Prise festgelegten, befindet sich das Tier im dorsalen liegen.
    2. Die Gliedmaßen sind auf der Plattform mit Klebeband oder Stifte gesichert. Die Gliedmaßen sollte vom Körper ausgedehnt werden.
  3. Widerrufsrecht
    1. Die Haut wird angehoben und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch die Haut oberhalb des Beckens bei Frauen oder oberhalb der Vorhaut bei Männern.
    2. Der Punkt der Schere wird in den Schnitt gelegt, und ein Mittellinie Schnitt durch die Haut von der Becken/Vorhaut, die Xiphoid gemacht.
    3. Die Haut spiegelt sich seitlich an jeder Seite. Stumpfe Dissektion möglicherweise notwendig, um ihn aus der darunter liegenden Muskeln zu lösen.
    4. Der Muskel wird angehoben, und ein kleiner quer-Schnitt erfolgt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.
    5. Der Punkt der Schere wird in den Bauchraum gelegt und ein Mittellinie Schnitt erfolgt durch den Muskel an der Xiphoid. Achten Sie darauf, die Schere Punkt nach oben, um zu vermeiden, schneiden alle Organe Winkel.
    6. Schnitt quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Üben Sie besondere Vorsicht walten lassen, nicht, die Leber zu durchbohren.
    7. Sanft bewegen den Darm des Tieres links um die hintere untere Hohlvene verfügbar zu machen.
    8. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber und ruhen Sie zeige- und Mittelfinger auf die Leber.
    9. Mit der anderen Hand die Nadel, schräge nach oben, in die Vena Cava auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und den Beckenkamm Bifurkation.
    10. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Figure 4
Abbildung 4. Blutentnahme aus der hinteren Hohlvene.

Blutentnahme ist eine häufige Anforderung für mehrere Studien, die Mäuse und Ratten zu beteiligen. Die Wahl der Methode für die Blutentnahme bei diesen Tieren ist abhängig von vielen Faktoren wie Volumen von Blut benötigt, Häufigkeit der Probenahme, Gesundheitszustand des Tieres, entlüftet werden und der Schwierigkeitsgrad des Technikers.

Hier überprüfen wir diese Überlegungen und Gliederung Blut Sammlung Verfahren einschließlich der Retro-Orbital Auge bluten, Rute scheren und nicks, sowie Intra kardiale Blutentnahme. Andere Methoden finden Sie im zweiten Video in dieser Serie.

Vor dem Eintauchen in die Blut-Rückzug-Protokolle, betrachten wir zunächst einige allgemeine Überlegungen einschließlich Probenart, Nadelauswahl und die maximale Blutvolumen, das gesammelt werden kann. Vor der Blutentnahme aus einer Maus oder einer Ratte, muss die Art der Blutprobe erforderlich ermittelt werden. Experimentelle Verfahren könnte Vollblut, Plasma oder Serum erfordern.

Wenn Vollblut zu sammeln, muss die Probe zur Gerinnung zu verhindern, dass ein Antigerinnungsmittel hinzugefügt werden. Häufigsten verwendete Antikoagulantien gehören Heparin, Natriumcitrat und Ethylenediamine Tetraacetic Säure, abgekürzt als EDTA. Antikoagulantien können direkt in die Spritze zur Beschichtung von Oberflächen geladen werden. Dies ermöglicht Kontakt der Antigerinnungsmittel direkt, wie das Blut gezeichnet wird, helfen bei der Vorbeugung der Blutgerinnung. Da Nagetier Blut schnell gerinnt, ist es wichtig, dass das richtige Verhältnis von Antigerinnungsmittel Blut verwendet werden. Plasmagewinnung erfordert Zentrifugieren Vollblut mit Antigerinnungsmittel. Nach der Drehung ist die transluzente Flüssigkeit über der WBC und Thrombozyten Ebene Plasma. Es enthält Fibrinogen und andere Gerinnungsfaktoren. Auf der anderen Seite wird Serum von Vollblut Probe ohne Antikoagulantien gesammelt. Und weil die Probe geronnen ist, das Serum, das die Top-Spieler ist, enthält keine Fibrinogen oder andere Gerinnungsfaktoren.

Nadelauswahl basiert auf der Größe des Tieres und die Website der Venenpunktion. In der Regel große Bohrung Nadeln verursachen weniger Schäden an Blutzellen und ermöglichen eine schnellere Blutentnahme; sind aber eher Schiff Schaden verursachen. Länge der Nadel sollte auch berücksichtigt werden. Wenn eine Nadel zu lang ist, könnte es umständlich zu bedienen, oder Blut könnte anfangen, während noch im Inneren der Nadel zu gerinnen. Die Wahl der Größe reicht von 18 bis 29 Manometer und 0,5 bis 1,5 Zoll in der Länge. Die entsprechende Nadelstärke für jede Methode wird im Abschnitt "Vorgehensweise" diskutiert werden.

Schließlich wegen der geringen Größe der Nagetiere gibt es eine maximale Menge Blut, die aus einer einzigen Blutprobe gesammelt werden kann, die nicht für den Organismus ernsthaft schädigen wird. Blutabnahme könnte ohne oder mit Flüssigkeitsersatz - in der Regel mit physiologischer Kochsalzlösung 0,9 %. Die Obergrenze in jedem Fall wird im nachfolgenden Text Protokoll aufgeführt. Darüber hinaus einige Experimente erfordern mehrere Musterkollektion und in solchen Fällen zusammen mit Flüssigkeitsersatz Tier benötigen Zeit dazwischen, Blutkörperchen sowie wieder aufzufüllen. Wiederum gibt es ein Höchstbetrag, der während der seriellen Erfassung gesammelt werden kann, und die oberen Grenzwerte sind im Protokoll unten aufgeführten.

Nach der Überprüfung einige allgemeine Überlegungen, lasst uns springen in die spezifischen Blut Rückzug Techniken, beginnend mit Retro-Orbital Blutungen - eine Technik verwendet, von Wissenschaftlern um Kleinmengen aus den Gefäßen in der Nähe des Auges zu sammeln. Beachten Sie, dass die anatomische Struktur der orbitalen Bereich zwischen Ratte und Maus unterscheidet. Die Ratten haben einen Plexus der Schiffe, die sich hinter dem Auge, während die Maus hat eine Sammlung von Schiffen, die eine Retro-orbital Sinus, erstellen, wodurch es einfacher zum Ausführen dieses Verfahrens bei Mäusen.

Durch ein Rohr zur Blutentnahme zu greifen beginnen. Mikro Hämatokrit-Röhren, die 50-75 Mikroliter halten werden bevorzugt. Legen Sie einige Papiertücher oder anderen Dämmstoffen auf der Arbeitsfläche. Dies ist auf die Körperwärme des Tieres während des Verfahrens zu halten. Jetzt das Tier mit einer Narkose wie Isofluran Inhalation zu betäuben. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, entfernen Sie es aus der Kammer und legen Sie es auf eine Seite, die im seitlichen liegen Position ist. Als nächstes legen Sie einen Finger auf die Oberseite des Kopfes und entlang der Kiefer-Linie und ziehen Sie die Haut zurück und nach unten Sie, um Auge Vorsprung zu induzieren. Vermeiden Sie Druck auf die Luftröhre, da, die Tod durch Erstickung führen kann. Anschließend legen Sie die Mikro-Hämatokrit-Röhre in der medialen Augenwinkel des Auges und leiten Sie es kaudal in einem Winkel von 30 bis 45 Grad von der Ebene der Nase. Druck und leichtes Drehen der Röhre. Dies wird Schnitt durch die Bindehaut Membranen und Bruch der okulären Plexus oder Sinus. Das Blut fließt in die Hämatokrit-Röhre durch Kapillarwirkung. Zu vermeiden, schieben das Rohr so tief, dass Sie den Knochen an der Rückseite der okulären Hohlraum getroffen. Sobald Blut zu fließen beginnt, behalten Sie Druck, ragte Auge bei. Um die Blutung zu stoppen, die Haut und lassen Sie das Auge in die Normalposition zurück. Druck zur Blutstillung zu fördern. Wiederholter Probenentnahme ermöglichen Sie, mindestens 10 Tage zwischen den Blutungen. Dadurch werden Gewebe einige Zeit um zu heilen.

Obwohl Retro-Orbital Blutung ein gängiges Verfahren ist, gibt es viele Bedenken hinsichtlich seiner Menschlichkeit. Dazu gehören Schwellungen durch übermäßige Bewegung des Rohres Hämatokrit. Dies kann wiederum dazu führen, dass den Augapfel Vorsprung und behindern die Schließung des Augenlids was Hornhaut trocknen, Schäden und Schmerzen, die kratzen und Selbstverstümmelung auslösen können. Falsche Platzierung der Hämatokrit Röhre kann den Sehnerv, was zu Blindheit trennen. Eine weitere mögliche Komplikation ist, dass das Auge aus der Umlaufbahn, so dass die Augenlider fallen hinter den Augapfel gezwungen werden kann. Darüber hinaus können Probleme ergeben sich aus den Bruch der fragilen Umlaufbahn Knochen, Durchdringung des Augapfels, die wiederum den Verlust der Glaskörper oder die Bildung von einem Hämatom hinter dem Auge, das in extremen Schmerzen führen kann. Trotz all dieser Bedenken ist, wenn eine Fachkraft die Prozedur führt und das Tier vollständig betäubt ist, Retro-Orbital Blutungen eine wirksame Methode zur Blutentnahme bei Nagetieren.

Jetzt betrachten wir die Überlegungen und Verfahren für die Rute Blutungen, wodurch eine serielle Probenahme von Kleinmengen. Das Gerät benötigt für dieses Verfahren ein Skalpell steril Nr. 11 gehören. Schere sollte nicht verwendet werden, weil der Schnitt mit einer Schere Zerkleinern ist, die Förderung der Blutgerinnung und Blutfluss reduzieren können. Andere Instrumente sind ein Zurückhaltung-Schlauch, der das Tier Schweif zuzugreifen; saugfähiges Papierhandtücher; Sammlung oder Hämatokrit Röhren und blutstillenden Puder - Blutstillung unterstützen.

Starten Sie durch die Sicherung des Tieres in das Rohr Zurückhaltung. Wischen Sie dann das Heck mit warmem Wasser, um Schmutz und leichten Vasodilatation verursachen. KEIN verwenden Sie heißes Wasser. Die Rute zu erweitern und mit der Skalpellklinge Schnipp zum Ende des Hecks, das Blut mit Hämatokrit oder Sammlung Röhren zu sammeln. Das Heck kann gestreichelt oder "gemolken" von Rump, Tipp: um die Durchblutung zu fördern. Dies verringert jedoch die Qualität der Probe.

Um die Blutung zu stoppen, Druck auf die Schwanzspitze mit einem Tupfer. Die blutstillenden Puder kann zur Blutstillung zu erreichen. Überprüfen Sie die Tiere alle 5 bis 10 Minuten um sicherzustellen, dass die Hämostase erreicht worden ist, die nach der wiederholten Entnahme verzögert werden könnte. Die Probe von einem Schweif Snip kann arteriellen und venösen Blut zusammen mit Gewebe Produktkontamination enthalten. Allerdings ermöglicht dieses Verfahren für die Blutentnahme für serielle Sammlungen durch Störung der Schorf oder Klumpen von den ursprünglichen Schnitt am Ende der Rute.

Eine alternative Blut Erfassungsmethode auf eine Heck-Snip ist die Rute Schiff Nick, die relativ weniger invasiv ist. Hierzu verwenden die gleichen Skalpellklinge machen Sie einen kleinen Schnitt direkt über die seitlichen Schweif Vene, etwa zwei Drittel der Abstand von der Bürzel. Blut kann als mit Schweif Snips, Sammlung oder Hämatokrit Rohre gesammelt werden. Und es ist zwingend notwendig, um die Hämostase zu gewährleisten, indem Druck auf die Website und das Tier alle 5-10 Minuten nachzuprüfen. Jedoch wie bei den Schweif Snip, können die Proben mit Tissueprodukte kontaminiert sein.

Oft Studien, die eine nicht-überleben große Blutprobe erforderlich, die durch Entbluten über eine Intra Herz bluten oder der kaudalen Vena Cava erreicht ist.

Für Intra kardiale Methode bei Mäusen benötigen Sie eine 3 cc Spritze mit einem 22 -25 g-1 Zoll-Nadel. Und bei Ratten, eine 10-12 cc Spritze mit einer 18-Gauge-Nadel 1,5 Zoll wird bevorzugt. Siehe unten, um zu verstehen, warum das Protokoll eignen sich diese Bedürfnisse und Spritzen.

Starten von euthanizing das Tier mit Kohlendioxid. Halten Sie nach Euthanasie das Nagetier mit dem Körper vertikal hängend durch das Genick. Dieses zurückhalten ist entscheidend, wie der Körper sein sollte, direkt auf die Durchbiegung des Herzens oder eine Verdrehung der Brust zu verhindern. Beachten Sie, dass das Herz befindet sich etwa auf dem Niveau des Ellenbogens. Der Einschubseite ist in der Kerbe links neben der Xiphoid, parallel zur Wirbelsäule und unter den Rippen.

Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, in die Brust und das Herz zu durchbohren. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel im Herzen ist, fließt Blut in die Spritze. Warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Etwa kann die Hälfte des gesamten Blutvolumens aus einer Maus oder Ratte durch Herzpunktion abgeholt werden. Dies entspricht etwa 1 mL Blut aus einer durchschnittlichen Maus und ca. 10 mL Blut aus einer durchschnittlichen Ratte

Eine alternative Position ist dorsal liegen, wenn die seitlichen Ansatz verwenden. In diesem Fall platzieren Sie die Nadel zwischen den Rippen des Tieres links. Der Einstieg ist gegen den Punkt des Ellenbogens auf der Brustwand gemessen. Stechen Sie die Nadel, Abschrägung, senkrecht zur Ebene der Tabelle auf einen Punkt in der Mitte auf der Brustwand. Wenden Sie leichten Gegendruck mit der Spritze. Wenn die Nadel in das Herzblut fließt in die Spritze. Wieder warten Sie, bis das Blut das Fass gefüllt hat, vor dem Hinzufügen von zusätzlichen Gegendruck. Beachten Sie, dass in beiden Positionen, übermäßige Gegendruck das Herz Verschließen der Nadel Abschrägung und stoppen Blutfluss in die Spritze zusammenbrechen kann.

Eine weitere Methode zur kardialen Blut zu sammeln ist durch den kaudalen Vena Cava. Die notwendige Ausrüstung für dieses Verfahren sind eine geeignete Spritze mit einer richtigen Größe Nadel befestigt; Schere für die Eröffnung der Bauchhöhle, kleine atraumatische Daumen Zange und Gaze Schwamm. Diese Technik erfordert, dass das Tier tief narkotisiert und in Narkose während des Verfahrens gewartet werden. CO2-Narkose ist keine Option, wie das tierische Herz für dieses Verfahren schlägt sein muss. Legen Sie das Tier in dorsal liegen Position, und sichern Sie die Glieder auf der Plattform zu. Die Gliedmaßen sollte vom Körper ausgedehnt werden.

Jetzt heben Sie die Haut mit Zange und verwenden Sie Schere, um einen kleinen quer-Schnitt durch die Haut oberhalb des Beckens in Weibchen oder Vorhaut bei Männern zu machen. Als nächstes geben Sie den Punkt der Schere zum Schnitt und eine Mittellinie Einschnitt durch die Haut aus dem Becken oder Vorhaut, die Xiphoid. Heben Sie mit der Haut seitlich reflektiert den Muskel und machen Sie einen kleinen quer-Schnitt durch den Muskel oberhalb der Haut Schnitt.

Platzieren Sie den Punkt von der Schere in den Bauch und nehmen Sie einen Mittellinie Schnitt durch den Muskel an der Xiphoid vor. Achten Sie darauf, die Schere Punkt nach oben, um zu verhindern, dass alle Organe schneiden Winkel. Schnitt quer entlang der Kurve der Rippen auf jeder Seite. Achten Sie darauf, dass Sie nicht die Leber punktieren. Sanft bewegen den Darm des Tieres links um die hintere untere Hohlvene verfügbar zu machen. Legen Sie einen Tupfer auf die Leber und ruhen Sie Ihren zeige- und Mittelfinger auf ihm. Mit der anderen Hand die Nadel, Abschrägung bis in die untere Hohlvene, auf halbem Weg zwischen der Kreuzung der renalen Schiffe und Beckenkamm Bifurkation. Ziehen Sie langsam das Blut während der Druck auf die Leber.

Vermeiden Sie Handbewegung, da das Schiff Bruch verursachen könnte. Auch kann zu schnellen Blutentnahme das Schiff auf der schräge verschließen die Öffnung und verhindert Blutentnahme Zusammenbruch führen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Fähigkeit, eine sterile Probe zu sammeln, da die Nadel durch die Haut nicht übergeben wird.

Zu guter Letzt schauen wir einige Anwendungen dieser Blut-Rückzug-Techniken. Immuno-Onkologie ist ein aufstrebendes Gebiet, und Forscher auf diesem Gebiet führen oft Blutentnahme um die Immunzellen in verschiedenen Stadien der Entwicklung von Krebs zu studieren. Z. B. sammelte hier Forscher Herz Blut von Krebs-tragenden Mäusen zu isolieren und zu quantifizieren, Neutrophile um zehn, zwanzig und dreißig Tagen nach Tumor Engraftment.

Auf der anderen Seite wird die Blutzusammensetzung auch häufig von Physiologen untersucht. Wie in dieser Studie waren Forscher bei der Bewertung der Nierenfunktion bei diabetischen Tieren interessiert. Um das zu tun, injiziert diese Wissenschaftler zunächst einen Farbstoff in eine Diabetes-Tiermodell. Als nächstes verwendet sie dann Schweif Snip Methode sammeln Blut zu mehreren Zeitpunkten auszuwertende Farbstoff-Konzentration im Blut, die letztlich zur glomerulären Filtrationsrate berechnen, die den Unterschied der Nierenfunktion nach Diabetes hervorgehoben verwendet wurde Induktion.

Zu guter Letzt verwenden Stammzellen Forscher Blutproben bewerten den Erfolg der Eingliederung der Spenderzellen in dem System des Empfängers. Hier verpflanzt die Ermittler zunächst Knochenmarkzellen von einer männlichen Maus in ein Wildtyp und gentechnisch veränderten weibliches Tier über die Rute Vene Injektion. Als nächstes sammelten sie Blut von den Retro-orbital Sinus der Empfänger Maus die genomische DNA Blut Zellen mittels Polymerase-Kettenreaktion zu studieren. Dies bot den Prozentsatz der Spender Zellen Engraftment in zwei Arten von Tieren.

Sie habe nur Jupiters erste Rate auf Blut Rückzug Techniken beobachtet. Finden Sie das nächste Video Serie, wie Sie andere verwendeten Techniken der Blutentnahme bei Labortieren durchführen zu überprüfen. Wie immer vielen Dank für das ansehen!

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