Summary
Den här artikeln beskriver en steg-för-steg-procedur för att etablera en musmodell med en oronasal fistel. Den oronasala fisteln skapades genom att använda uppvärmd oftalmologisk kauteri för att skada mittlinjedelen av den hårda gommen, vilket resulterade i bildandet av en öppning mellan mun- och näshålan.
Abstract
Denna studie presenterar en metod som använder uppvärmd oftalmologisk kauteri för att utveckla en genomförbar modell för att undersöka oronasala fistlar. C57BL/6-möss användes för att etablera den oronasala fistelmodellen (ONF). För att skapa ONF sövdes mössen, immobiliserades och deras hårda gommar exponerades. Under det kirurgiska ingreppet inducerades en 2,0 x 1,5 mm fullhudsslemhinneskada i den hårda gommens mittlinje med hjälp av oftalmologisk kauteri. Det var avgörande att kontrollera storleken på ONF och minimera blödningen för att säkerställa att experimentet lyckades. Verifiering av OLF-modellens effektivitet genomfördes på den 7:e dagen efter operationen, vilket omfattade både anatomiska och funktionella bedömningar. Närvaron av nässkiljeväggen i munhålan och utflödet av sterilt vatten från näsborrarna vid injektion i munhålan bekräftade den framgångsrika etableringen av OLF-modellen. Modellen visade en praktisk och framgångsrik oronasal fistel, kännetecknad av låg dödlighet, signifikanta viktförändringar och minimal variation i ORF-storlek. Framtida studier kan överväga att använda denna metodik för att belysa mekanismerna för sårläkning i gommen och utforska nya behandlingar för oronasala fistlar.
Introduction
Oronasal fistel (ONF), en onormal öppning mellan mun- och näshålan, manifesterar sig kliniskt som en defekt i ett strukturellt område från alveolarprocessen till uvula, vilket vanligtvis uppstår som en komplikation efter reparation av gomspalt1. Patienter med ONF upplever matreflux, artikulationsstörningar och nedsatt velofaryngeal funktion, vilket avsevärt påverkar deras livskvalitet 2,3,4. Frekvensen av postoperativ ONF varierar från 2,4 % till 55 % på grund av faktorer som spaltbredd, Veau-typ och kirurgisk metod 5,6,7,8. Dessutom är återfallsfrekvensen efter ONF-reparation hög, från 0 % till 43 %9.
Flera nya behandlingar har nyligen visat sig lovande inom ONF-området, inklusive olika material, läkemedel och nya tekniker 10,11,12,13,14,15,16,17. Noggrann utvärdering av terapeutiska effekter är avgörande eftersom det utgör grunden för att välja och vidareutveckla ORF-behandlingar. Det är dock svårt att få en giltig bedömning på kort sikt för andra terapeutiska effekter än kirurgi, eftersom egenskaperna hos ONF varierar mellan olika patienter. Därför är det nödvändigt att etablera en ORF-sjukdomsmodell för att verifiera effektiviteten av dessa behandlingsmetoder.
Under flera decennier har forskare genererat den oronasala fistelmodellen (ONF) hos olika djurarter, inklusive råttor18,19, smågrisar20,21, minigrisar22 och hundar 23, eftersom dessa arter har en betydande hård gom som lämpar sig för kirurgisk manipulation. Möss har dock en genetisk sekvens och ett helt genom som liknar människans, vilket gör dem till en viktig modell för forskning och utveckling avnya läkemedel. Dessutom erbjuder möss liten variation från batch till batch, vilket gör dem till ett gynnsamt val för att etablera ONF-modellen12,13,27.
De detaljerade stegen för att skapa ONF beskrevs dock inte, och stabiliteten för ORF-storleken beaktades inte. Dessutom förlitade sig kontrollen av ONF-bildningen enbart på observation28, utan att säkerställa direkt kommunikation mellan munhålan och näshålan. Det påvisades inte på andra sätt, såsom musens viktminskning på grund av svårigheter att äta orsakad av ONF. Vidare beaktades inte normal variation i sårstorlek, vilket är avgörande för studier av läkemedel eller material som främjar eller hämmar sårläkning. Därför finns det ett stort behov av att etablera en stabil och validerad ONF-modell.
Syftet med denna studie var att utveckla en praktisk ORF-modell som tar itu med de ovan nämnda problemen, med förhoppningen att detta protokoll kommer att fungera som grund för framtida forskning om mekanismerna för gomsårläkning och nya behandlingar för ONF.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurprocedurer i denna studie granskades och godkändes av den etiska kommittén vid West China School of Stomatology, Sichuan University. Vuxna C57BL/6-möss (honor) användes för den aktuella studien.
1. Kirurgisk förberedelse
- Samla de nödvändiga kirurgiska instrumenten för ingreppet: groningsman, oftalmologisk kauteri, mikrokirurgisk sax, mikrokirurgisk pincett, sprutor och nålar (26 g x 0.63 tum) (Figur 1A,B) (se materialförteckning).
OBS: Före det kirurgiska ingreppet, autoklavera de kirurgiska instrumenten, inklusive oftalmologisk kauteri, mikrokirurgisk pincett och mikrokirurgisk sax, vid 102.9 kPa (1.05 kg/cm2) och 121 °C i 20 min. - Samla in nödvändiga kirurgiska förnödenheter: operationsdraperier, latexhandskar, steril bomull, sterila lakan, steril metallfolie, skumskiva som operationsplattform, gummiband (som kan erhållas genom att riva sönder en medicinsk latexhandske) och tejp (Figur 1C) (se materialförteckning).
OBS: Använd en separat uppsättning tillbehör för varje mus, inklusive sprutor och sterila lakan för det kirurgiska området. - Rengör operationsområdet och apparaten (ljuskälla, skumskiva och temperaturhållningsanordning, se materialförteckning) med spritservetter. Täck knoppar och handtag på instrument som kan behövas under proceduren med steril metallfolie.
- Öppna de enskilda instrumenten aseptiskt och placera dem försiktigt i operationsområdet. Aktivera groddaren (se materialförteckningen) och lamporna för användning under proceduren. Placera den oftalmologiska kauteriet i groddaren och värm den till 250 °C i 20 minuter.
2. Kirurgiskt ingrepp
- Utför fixering av musen och öppna munhålan genom att följa stegen nedan.
- Välj en C57BL/6J-honmus som väger 20-25 g och är 8-12 veckor gammal. Håll musen i 7 dagar innan du utför några procedurer.
- Bedöva musen genom intraperitoneal injektion av Zoletil50 (80 mg/kg) och Xylazin (5 mg/kg) (se Materialförteckning). Applicera ögonsalva på musens öga. Vänta tills det inte finns något svar på tånypningen.
OBS: Musen är redo för proceduren när den inte kan vändas självständigt. - Fäst musen på en skumskiva fodrad med sterila lakan. Använd tejp för att binda musen till operationsplattformen i ryggläge (Figur 2A).
- Öppna munhålan på musen. Placera två nålar (26 g x 0,63 tum) framför orbitalörats plan och ytterligare två bakom det. Placera ett gummiband runt nålarna och korsa framtänderna för att hålla munnen öppen. Använd en mikrokirurgisk pincett för att öppna mungiporna (Figur 2B).
OBS: Se till att den hårda gommen är tydligt exponerad. Fäst tungan under gummibandet för att förhindra blockering av synfältet och brännskador under efterföljande experiment.
- Skapa den oronasala fisteln (ONF) i den hårda gommen (Figur 3A-F).
- Hämta den oftalmologiska brännugnen, som har värmts upp till 250 °C i 20 minuter. Placera kauteringsspetsen 1 mm från skärningspunkten mellan gommens mittlinje och den första premolarens linje, vilket skapar en slemhinneskada i full tjocklek på den hårda gommen i mittlinjen.
OBS: Undvik skållning av musens tunga. - Efter några sekunder tar du bort den oftalmologiska kauteriet när slemhinnan runt brännarspetsen blir vit.
- Placera den oftalmologiska kauteriet i groddaren och fortsätt att värma den till 250 °C i 10 minuter. Upprepa föregående steg för att förstora såret runt kanterna tills det når en längd på 2,0 mm och en bredd på 1,5 mm.
OBS: Varje förlängning ska följa kanten på den senaste skadan. Använd ett skjutmått för att mäta skadans längd och bredd. Skadan bör täcka 10 % av gommen. - Använd en mikrokirurgisk sax för att ta bort överflödig denaturerad mjukvävnad runt såret. Använd steril bomull för att stoppa blödning och förhindra kvävning av musen vid inandning. Mät såret för att säkerställa att det bildar en fullhudsskada i hård gomslemhinna som mäter 2,0 x 1,5 mm i mittlinjen.
- Hämta den oftalmologiska brännugnen, som har värmts upp till 250 °C i 20 minuter. Placera kauteringsspetsen 1 mm från skärningspunkten mellan gommens mittlinje och den första premolarens linje, vilket skapar en slemhinneskada i full tjocklek på den hårda gommen i mittlinjen.
3. Postoperativ vård
- Administrera Meloxikam till musen vid tidpunkten för postoperativt uppvaknande, i en dos på 5 mg/kg/dag i 3 dagar, subkutant29.
- Placera musen på en temperaturhållningsanordning tills den återfår medvetandet helt.
OBS: Se till att musen är placerad på ett sätt som underlättar andningen. Rotera mössen var 10-15:e minut för att förhindra blodansamling eller kollaps av lungloberna. När musen har värmts upp sätter du tillbaka den i buren. Ge steril gelé och bestrålat foder i botten av buren som mössen kan äta.
4. Verifiering av bildandet av den oronasala fisteln
OBS: Framgången med skapandet av den oronasala fisteln (ONF) bedöms på den 7:e dagen efter det kirurgiska ingreppet.
- Förbered nödvändiga kirurgiska förnödenheter: gummiband, tejp, sprutor, operationsdraperier, latexhandskar, sterila lakan, steril metallfolie och skumskiva.
- Använd operationsskynken och sterila handskar för att upprätthålla aseptiska förhållanden. Desinficera kapaskivan, ljuskällan och temperaturhållningsanordningen med alkohol.
- Inducera generell anestesi genom intraperitoneal injektion av Zoletil50 (80 mg/kg). Vänta tills det inte finns något svar på tånypningen. Använd samma metod som beskrivs i steg 2.1.3 och 2.1.4 för att immobilisera musen och exponera den hårda gommen.
- Utför anatomisk strukturell verifiering genom att se till att septum fortfarande är synligt på sårstället, vilket indikerar framgångsrik ONF-skapande (Figur 4A,B).
- Utför funktionsverifiering: stäng munhålan på musen och injicera sterilt vatten i munhålan med en steril spruta. Det framgångsrika skapandet av ONF bekräftas när vätska strömmar från musens näsborrar.
- Placera musen på temperaturhållningsanordningen (37 °C) tills den återfår medvetandet helt. Rotera mössen var 10-15:e minut för att förhindra blodansamling eller kollaps av lungloberna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att bedöma genomförbarheten och stabiliteten av denna experimentella metod utfördes samma procedur på tio möss, och observationer gjordes avseende mortalitet, förändringar i sårstorlek, kroppsvikt och histologisk analys. Mössen avlivades dag 7.
Ingreppet uppvisade en låg dödlighet. Den oftalmologiska kauteriet och groningsmaskinen, som avbildas i figur 1A-C, var de viktigaste instrumenten som användes i detta experiment. ONF-modellen skapades enligt det angivna protokollet. Av de tio möss som opererades var det bara en som dog den 7:e dagen efter operationen. Den totala mortaliteten under hela experimentet var cirka 10 %.
Resultaten visade på en anmärkningsvärd variation i storleken på den ONF som genererades med hjälp av den beskrivna metoden. På operationsdagen uppvisade alla möss ovala sår som var 2,0 mm långa och 1,5 mm breda. Vid bedömning av ONF-bildning den 7:e dagen efter operationen observerades en signifikant variation i OLF-storlek (P = 0,0085) (Figur 5A,B).
Förekomsten av ONF kan leda till komplikationer som reflux och ätsvårigheter, vilket kan leda till viktförändringar. Därför togs även mössens kroppsvikt med i beräkningen. Mössen vägdes på operationsdagen (dag 1) och på den 7:e dagen (dag 7) då OLF-bildningen undersöktes. En signifikant viktminskning observerades på dag 7 jämfört med dag 1 (P < 0,001) (Figur 6A,B). Viktminskningen var 25,16 %.
För histologisk analys skördades både såret och normal vävnad från mössen dag 7. Isolerade gommar användes som prover för histologisk snittning. De placerades i inbäddningslådor för vävnad och fixerades med 4 % paraformaldehyd och 10 % myrsyraavkalkningsreagens. Vävnaderna bäddades sedan in i paraffin, delades i 7 μm skivor längs koronaplan och färgades med hematoxylin och eosin (H&E). Histologisk analys av ONF avslöjade förlust av hård gomslemhinna, avsöndrat ben och ONF-bildning (Figur 7). Lunghistologi utfördes och inga avvikelser upptäcktes mellan normala möss och ONF-möss.
Figur 1: Kirurgiska instrument och tillbehör . (A) Groden som används för uppvärmning av den oftalmologiska kauteriet. (B) Kirurgiska instrument: oftalmologisk kautering, mikrokirurgisk sax, mikrokirurgisk pincett, sprutor och nålar (26 g x 0,63 tum). C) Kirurgiska förnödenheter: operationsdraperier, sterila handskar, steril bomull, sterila lakan, steril metallfolie, skumskiva, gummiband och tejp. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Fixering av musen och öppning av munhålan . (A) Musens framben tejpades för att säkra den. (B) Sprutnålar sattes in i skumskivan och ett gummiband placerades över nålarna. Musens munhåla öppnades med hjälp av ett gummiband och en mikrokirurgisk pincett. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Skapande av den oronasala fisteln . (A) Exponera munhålan. (B) Placera spetsen av den oftalmologiska kauteriet på mittlinjen av den hårda gommen. (C) Avlägsnande av den oftalmologiska kauteriet. (D) Ta bort överflödig mjukvävnad runt såret med hjälp av mikrokirurgisk sax. (E) Stoppa blödning med steril bomull. (F) Slutligt bildat gomsår. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Undersökning av gomsåret på 7:e dagen efter operationen. (A) Gomsår på dag 1. (B) Sår i gommen på dag 7. Vita pilar indikerar den oronasala fisteln (ONF). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Storleken på gomsåret dag 1 och dag 7. (A) Medelvärden för möss dag 1 och 7. (B) Signifikant skillnad verifierad med hjälp av parade samples t-test. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Mössens vikt dag 1 och dag 7. (A) Medelvärden för möss dag 1 och dag 7. (B) Signifikant skillnad verifierad med hjälp av parade samples t-test. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 7: Histologisk observation. Histologisk analys av ONF visar förlust av hård gomslemhinna, avhudat ben och OLF-bildning. (A) Oronasal fistel på dag 7, förstoring: 4x. (B) Oronasal fistel på dag 7, förstoring: 10x. (C) Ingen skadekontroll, förstoring: 4x. (D) Ingen skadekontroll, förstoring: 10x. Svart pil visar platsen för ONF. Skalstaplar: A,C = 200 μm; B,D = 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Forskare har utforskat olika material, läkemedel och nya tekniker för behandling av ONF 10,11,12,13,14,15,16,17. Med framsteg inom kirurgiska ingrepp har incidensen och återfallet av ONF minskat. På grund av sjukdomens unika egenskaper är dock antalet ORF-patienter i kliniken begränsat, vilket kräver en standardiserad modell för att studera potentiella behandlingar. Även om flera metoder för att skapa ORF-modeller har beskrivits 18,19,20,21,22,23, var de ofta kortfattade och saknade detaljerad diskussion om den experimentella metoden. Bildandet av ONF har verifierats genom mikroskopiska och histologiska studier som beskriver de histopatologiska egenskaperna12,13,27. Detta protokoll syftade till att etablera en reproducerbar musmodell av ONF för att underlätta forskning.
Att uppnå ett enhetligt ONF-skapande var en utmaning. För att säkerställa reproducerbarheten var det avgörande att skada mössens gommar på ett enhetligt sätt. Att kontrollera diametern på ONF, minimera sårläkning och effektivt stoppa blödning var viktiga steg för att skapa ONF. Mikrokirurgisk sax användes för att ta bort överflödig mjukvävnad runt såret efter användning av oftalmologisk kauteri och därigenom minimera förändringar i sårdiameter under läkningsfasen. Att använda mikrokirurgiska saxar för att ta bort överflödig vävnad medförde dock risk för betydande blödning och till och med död hos mössen, vilket bidrog till högre dödlighet som observerats i andra experiment12,13,27. I detta protokoll användes kombinationen av mikrokirurgisk sax och en hemostatisk oftalmisk kauteri för att denaturera och ta bort överflödig vävnad, medan steril bomull användes för att kontrollera blödning. Denna metod minskade blödningen avsevärt eller uppnådde till och med fullständig hemostas på grund av den kauteriserande effekten av den uppvärmda oftalmiska kauteriet.
En alternativ metod för att skapa OLF-modellen på möss har rapporterats, vilket innebär användning av en biopsistämpling13,27. Även om denna metod gav bättre kontroll över sårdiametern på grund av den konsekventa storleken på stansen, hade den en hög felfrekvens och innebar utmaningar när det gällde att hantera den kraft som krävdes, vilket potentiellt kunde leda till att mössen dog. Att kontrollera djupet och styrkan i ONF-skapandet med denna metod var svårt, och att avgöra om nässkiljeväggen hade nåtts var utmanande. Dessutom var det problematiskt att kontrollera blödningen, och möss riskerade att kvävas på grund av allvarliga blödningar under experimentet.
Det finns dock begränsningar för denna experimentella metod. För det första kan storleken på såret inte styras av samma fistelstorlek hos varje mus jämfört med en biopsistans med en fast diameter. Och mätverktyg bör användas för att maximera storleken på varje fistel. Storleken på gomsåret är avgörande för experimentet, eftersom fördröjd läkning av såret är centralt för OLF-bildning. Därför är det viktigt att bestämma en lämplig storlek för gomsåret. Om såret är för litet kan det läka snabbt och inte uppfylla tidskraven för efterföljande experiment. Omvänt, om den är för stor, kan möss dö av överdriven blodförlust under operationen eller få svårt att äta efter operationen, vilket leder till svält. Därför är det motiverat att utforska den optimala storleken på gomsåret. Den storlek (2,0 mm x 1,5 mm) som användes i det aktuella försöket ansågs dock lämplig. I detta protokoll använder vi endast honmöss, men antingen hon- eller hanmöss kan väljas enligt studiens design.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av forsknings- och utvecklingsprogrammet, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University (RD-02-202107), Sichuan Province Science and Technology Support Program (2022NSFSC0743) och Sichuan Postdoctoral Science Foundation (TB2022005) bidrag till H. Huang.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Germinator | Electron Microscopy Sciences | 66118-20 | Heating and disinfection equipment |
| Latex gloves | Allmed | or similar | |
| Lights | Olympus | A1813 | |
| Meloxicam | MedChemExpress | HY-B0261 | crushed; 5 mg/kg |
| Microsurgical instruments (scissors and tweezers) | Jiangsu Tonghui Medical Devices Co. | M-Y-0087 | Surgical instrument |
| Ophthalmologic cautery | Suqian Wenchong Medical Equipment Co. | 1.00234E+13 | Surgical instrument |
| Sterile cotton, | Yancheng Begu Technology Co. | or similar | |
| Sterile metal foil | Biosharp | or similar | |
| Sterile sheets | 3M | XH003801129 | or similar |
| Surgical drapes | Yancheng Begu Technology Co. | or similar | |
| Syringes | Yancheng Begu Technology Co. | S-015301 | or similar |
| Tape | Bkmamlab | or similar | |
| Temperature maintenance device | Harvard Apparatus | LE-13-2104 | |
| Zoletil50 | Virbac | 80 mg/kg |
References
- Alonso, V., et al. Three-layered repair with a collagen membrane and a mucosal rotational flap reinforced with fibrine for palatal fistula closure in children. International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 127, 109679 (2019).
- Garg, R., Shah, S., Uppal, S., Mittal, R. K. A statistical analysis of incidence, etiology, and management of palatal fistula. National Journal of Maxillofacial Surgery. 10 (1), 43-46 (2019).
- Mahajan, R. K., Kaur, A., Singh, S. M., Kumar, P. A retrospective analysis of incidence and management of palatal fistula. Indian Journal of Plastic Surgery. 51 (3), 298-305 (2018).
- Huang, H., et al. Validation of the Chinese Velopharyngeal Insufficiency Effects on Life Outcomes Instrument. Laryngoscope. 129 (11), E395-E401 (2019).
- Sakran, K. A., et al. Evaluation of Postoperative Outcomes in Two Cleft Palate Repair Techniques without Relaxing Incisions. Plastic and Reconstructive Surgery. , (2023).
- Sakran, K. A., et al. Evaluation of late cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions. Journal of Stomatology, Oral and Maxillofacial Surgery. 124 (4), 101403 (2023).
- Sakran, K. A., et al. The Sommerlad-Furlow modified palatoplasty technique: postoperative complications and implicating factors. Laryngoscope. 133 (4), 822-829 (2023).
- Sakran, K. A., et al. Early cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions. The Cleft Palate-Craniofacial Journal. , (2022).
- Chen, J., Yang, R., Shi, B., Xu, Y., Huang, H. Obturator manufacturing for oronasal fistula after cleft palate repair: a review from handicraft to the application of digital techniques. Journal of Functional Biomaterials. 13 (4), 251 (2022).
- Yussif, N., Wagih, R., Selim, K. Propylene mesh versus acrylic resin stent for palatal wound protection following free gingival graft harvesting: a short-term pilot randomized clinical trial. BMC Oral Health. 21 (1), 208 (2021).
- Miron, R. J., et al. Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review. Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (1), 83-99 (2017).
- Ballestas, S. A., et al. Improving hard palate wound healing using immune modulatory autotherapies. Acta Biomaterialia. 91, 209-219 (2019).
- Ferreira, C. L., et al. Electrical stimulation enhances early palatal wound healing in mice. Archives of Oral Biology. 122, 105028 (2021).
- Lindley, L. E., Stojadinovic, O., Pastar, I., Tomic-Canic, M. Biology and Biomarkers for Wound Healing. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 18s-28s (2016).
- Xu, Y., et al. Rapid Additive Manufacturing of a Superlight Obturator for Large Oronasal Fistula in Pediatric Patient. Laryngoscope. 133 (6), 1507-1512 (2022).
- Leenstra, T. S., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. The healing process of palatal tissues after palatal surgery with and without implantation of membranes: an experimental study in dogs. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 9 (5), 249-255 (1998).
- In de Braekt, M. M., van Alphen, F. A., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. Wound healing and wound contraction after palatal surgery and implantation of poly-(L-lactic) acid membranes in beagle dogs. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 50 (4), 359-365 (1992).
- Suragimath, G., Krishnaprasad, K. R., Moogla, S., Sridhara, S. U., Raju, S. Effect of carbonated drink on excisional palatal wound healing: A study on Wistar rats. Indian Journal of Dental Research. 21 (3), 330-333 (2010).
- Zhu, T., Park, H. C., Son, K. M., Yang, H. -C. Effects of dimethyloxalylglycine on wound healing of palatal mucosa in a rat model. BMC Oral Health. 15 (1), 60 (2015).
- Kirschner, R. E., et al. Repair of oronasal fistulae with acellular dermal matrices. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (6), 1431-1440 (2006).
- Rohleder, N. H., et al. Repair of oronasal fistulae by interposition of multilayered amniotic membrane allograft. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (1), 172-181 (2013).
- Kesting, M. R., et al. Repair of oronasal fistulas with human amniotic membrane in minipigs. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 131-135 (2010).
- Ayvazyan, A., et al. Collagen-gelatin scaffold impregnated with bFGF accelerates palatal wound healing of palatal mucosa in dogs. Journal of Surgical Research. 171 (2), e247-e257 (2011).
- Takao, K., Miyakawa, T. Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).
- Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).
- Shan, L., Flavell, R. A., Herndler-Brandstetter, D. Development of humanized mouse models for studying human NK cells in health and disease. Methods in Molecular Biology. 2463, 53-66 (2022).
- Keswani, S. G., et al. Role of salivary vascular endothelial growth factor (VEGF) in palatal mucosal wound healing. Wound Repair and Regeneration. 21 (4), 554-562 (2013).
- Amanso, A. M., et al. Local delivery of FTY720 induces neutrophil activation through chemokine signaling in an oronasal fistula model. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 7 (2), 160-174 (2021).
- Antiorio, A. T. F. B., et al. Administration of meloxicam to improve the welfare of mice in research: a systematic review (2000 - 2020). Veterinary Research Communications. 46 (1), 1-8 (2022).
