Summary
Aquí presentamos la construcción y operación de una configuración experimental para mejorar la meteorización mineral a través de la actividad de los organismos del suelo mientras se manipulan simultáneamente variables abióticas conocidas por estimular la meteorización. Se discuten los resultados representativos del funcionamiento de la configuración y los análisis de muestras, junto con los puntos de mejora.
Abstract
La meteorización mejorada (EW) es una tecnología emergente de eliminación de dióxido de carbono (CO2) que puede contribuir a la mitigación del cambio climático. Esta tecnología se basa en acelerar el proceso natural de meteorización mineral en los suelos mediante la manipulación de las variables abióticas que gobiernan este proceso, en particular el tamaño del grano mineral y la exposición a los ácidos disueltos en el agua. El objetivo principal de la EW es reducir las concentraciones atmosféricas deCO2 mediante el aumento del secuestro de carbono inorgánico. Hasta ahora, el conocimiento de la EW se ha obtenido principalmente a través de experimentos que se centraban en las variables abióticas conocidas por estimular la meteorización mineral, descuidando así la influencia potencial de los componentes bióticos. Si bien se sabe que las bacterias, los hongos y las lombrices de tierra aumentan las tasas de meteorización de los minerales, el uso de organismos del suelo en el contexto de la EW sigue siendo poco explorado.
Este protocolo describe el diseño y la construcción de una configuración experimental desarrollada para mejorar las tasas de meteorización mineral a través de los organismos del suelo y, al mismo tiempo, controlar las condiciones abióticas. La configuración está diseñada para maximizar las tasas de meteorización mientras se mantiene la actividad de los organismos del suelo. Consiste en un gran número de columnas rellenas de polvo de roca y material orgánico, ubicadas en una cámara climática y con agua aplicada a través de un sistema de riego de flujo descendente. Se colocan columnas encima de una nevera que contiene bidones para recoger los lixiviados. Los resultados representativos demuestran que esta configuración es adecuada para asegurar la actividad de los organismos del suelo y cuantificar su efecto sobre el secuestro de carbono inorgánico. Persisten los desafíos para minimizar las pérdidas de lixiviados, garantizar una ventilación homogénea a través de la cámara climática y evitar la inundación de las columnas. Con esta configuración, se propone un enfoque innovador y prometedor para mejorar las tasas de meteorización mineral a través de la actividad de la biota del suelo y desentrañar el efecto de los factores bióticos y abióticos como impulsores de la EW.
Introduction
La meteorización mejorada (EW) es una tecnología de eliminación de dióxido de carbono (CDR) relativamente nueva y de baja tecnología con un potencial significativo para mitigar el cambio climático 1,2,3. El principio de esta tecnología se basa en acelerar el proceso natural de meteorización mineral en los suelos, lo que conduce al secuestro de dióxido de carbono (CO2) como carbono inorgánico (IC)3. La meteorización mejorada tiene como objetivo aumentar el secuestro de CI mediante la optimización artificial de los factores que gobiernan la meteorización mineral, mejorando así la velocidad a través de la cual se produce la meteorización a escalas de tiempo humanamente relevantes3. Para que EW sea más efectivo, los minerales de silicato de meteorización rápida se muelen en un polvo con una distribución de tamaño de grano en el rango de micrómetros a milímetros para alcanzar una alta área de superficie reactiva en el rango de ~ 1 m2 · g-1 3,4.
Hasta ahora, el conocimiento sobre la EW ha sido proporcionado principalmente por experimentos que se centran en los factores abióticos que gobiernan las velocidades a las que se disuelven los minerales5. Estos incluyen la reactividad mineral y el área superficial, la temperatura, la composición de la solución, el tiempo de residencia en el agua y la acidez 4,6,7, pero aún es necesario realizar investigaciones en este contexto. Además de estar influenciados por factores abióticos, los sistemas naturales, y los suelos en particular, están formados por una gran cantidad de organismos, que van desde microbios hasta macrofauna como las lombrices de tierra. A pesar de que algunos estudios han demostrado poca o ninguna influencia de la actividad biótica de la disolución de minerales 8,9,10, otros estudios han proporcionado evidencia de que los organismos del suelo como las bacterias 11,12, los hongos 13,14 y las lombrices de tierra15,16 podría aumentar las tasas de meteorización de los minerales. Por lo tanto, los componentes bióticos podrían ser clave para comprender el potencial real de secuestro de CI de EW5.
El primer mecanismo común a través del cual los organismos del suelo podrían acelerar la disolución de minerales es a través de la liberación deCO2 durante la respiración, lo que aumenta la acidificación del suelo17. Además, las bacterias y los hongos podrían aumentar la meteorización mineral al exudar protones, quelatos, ácidos orgánicos y enzimas, todos los cuales mejoran la disolución de minerales 18,19,20,21. Por ejemplo, la quelación a través de los grupos carboxilo e hidroxilo puede crear desequilibrios iónicos, transportando elementos lejos de la superficie de los minerales y disminuyendo los estados de saturación20,22. Esto podría conducir a una menor formación de minerales secundarios y una mayor eficiencia de EW. Además, al alimentarse de partículas del suelo, las fuertes acciones de las paredes del cuerpo de las lombrices de tierra podrían descomponer los granos minerales en partículas más finas, aumentando su área de superficie reactiva disponible23. Los microbios que habitan en los intestinos de las lombrices de tierra y los excrementos frescos podrían atacar aún más estas partículas más pequeñas, que exudan aún más ácidos orgánicos y enzimas24,25. A través de su actividad de excavación, además de contribuir a la mezcla de partículas orgánicas y minerales, las lombrices de tierra también crean macroporos que podrían permitir que el flujo de agua evite el espacio poroso saturado17. Esto podría permitir que el agua interactúe con diferentes superficies minerales y mejorar la tasa de contacto agua-roca.
Hasta ahora, no se ha construido ninguna configuración para estudiar las tasas de EW y, por lo tanto, el secuestro de CI utilizando organismos del suelo, al tiempo que se garantiza la posibilidad de optimizar diferentes condiciones abióticas relevantes, como los aportes de agua, la temperatura, el tipo de mineral y el tamaño del grano mineral. Aquí, se presenta el diseño y la explicación de los pasos de construcción de una configuración innovadora que tiene como objetivo aumentar las tasas de EW a través de la actividad de los organismos del suelo en pequeños mesocosmos. El montaje experimental consta de 203 columnas (15 cm de largo, 7 cm de diámetro) colocadas en una cámara climática (4,54 m x 2,72 m) a 25 °C durante 8 semanas. Las 203 columnas se dividen en 10 grupos de 18 y 2 grupos de 10 para caber en la cámara climática. Uno de los dos grupos de 10 columnas se utiliza para permitir la inserción de tres columnas más que se utilizan como espacios en blanco. Cada grupo se coloca encima de un refrigerador y está rematado por un sistema de riego controlable a distancia, que permite tasas de riego variables dentro y entre los refrigeradores. Los lixiviados de cada columna se recogen en un bidón que se mantiene a temperatura constante en la nevera (Figura 1). Un refrigerador recoge los lixiviados de un grupo de columnas, lo que significa que un refrigerador puede considerarse como un solo sistema de 18 o 10 columnas. Por lo tanto, el número de columnas en esta configuración experimental se puede ajustar de acuerdo con los requisitos experimentales con un máximo de 203 columnas.
Figura 1: Vista lateral esquemática de la configuración que muestra 5 columnas, pero considerando un sistema de 18 columnas. El marco que sostiene las columnas está hecho de placas de acero inoxidable, tornillos de acero inoxidable y placas acrílicas. Las columnas se colocan en el centro del marco y están rematadas por un sistema de riego. Debajo de las columnas, los embudos están conectados a bidones a través de tuberías para recoger el lixiviado. Los bidones están en una nevera que contiene todo el sistema. La nevera se puede abrir levantando la tapa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
En esta configuración, el uso de polvos de roca de silicato de tamaños de grano específicos asegura que se puedan alcanzar altas tasas de meteorización, mientras que la inoculación con bacterias, hongos y lombrices de tierra específicamente seleccionadas otorga la actividad biótica en este sistema artificial. La configuración permite la cuantificación simultánea del carbono secuestrado en las muestras sólidas y líquidas mediante la medición de CI disueltos y sólidos, así como la alcalinidad total (TA). Además, se pueden medir otros parámetros como el pH, la conductividad eléctrica (CE) y los iones en el lixiviado como indicadores de meteorización. Esta configuración también permite evaluar el impacto de la supervivencia y la actividad de los organismos del suelo. Se muestran resultados representativos que demuestran la idoneidad de este protocolo para construir una configuración en la que los aumentos en las tasas de meteorización se derivan no solo de factores abióticos sino también bióticos.
Protocol
A continuación, se describe un protocolo detallado para la construcción de las diferentes partes del montaje considerando un sistema de 18 columnas.
1. Construcción del marco que sostiene las columnas
- Prepare placas acrílicas para sostener el sistema de riego, las columnas, los embudos y las tuberías para recolectar el lixiviado.
- Corta tres placas acrílicas (placas acrílicas 1-3) con dimensiones de 63 cm x 67 cm y una placa acrílica (placa acrílica 4) con dimensiones de 45 cm x 56 cm.
- En cada placa acrílica, corta 18 agujeros siguiendo las instrucciones de los pasos a continuación.
- Placa acrílica 1 - placa superior: corte agujeros de 0,7 cm de diámetro para insertar los tubos del sistema de riego posteriormente.
- Placa acrílica 2 - segundo desde la placa superior: corte agujeros de 8 cm de diámetro para insertar las columnas más tarde (Figura 2).
- Placa acrílica 3 - segundo desde la placa inferior: corte agujeros de 1,2 cm de diámetro para insertar los embudos más tarde.
- Placa acrílica 4 - placa inferior: corte agujeros de 1,2 cm de diámetro para insertar posteriormente los tubos de plástico que llevan el lixiviado a los bidones.
- Además, corte un orificio de 1,1 cm de diámetro en cada esquina y un orificio de 1,1 cm de diámetro en los lados de las placas acrílicas 1-3 para insertar los tornillos de acero inoxidable.
- Para cada placa acrílica, imprima etiquetas de plástico con los números de las columnas (1-18) utilizando una impresora de etiquetas y péguelas debajo del orificio respectivo.
NOTA: Pegar etiquetas en las placas acrílicas 2, 3 y 4 de acuerdo con el número de las 18 columnas ayuda a colocar las diferentes partes de la configuración en su ubicación respectiva durante su instalación.
- Use placas de acero inoxidable y tornillos para sujetar las placas acrílicas.
- Por ejemplo, las placas de acero inoxidable hechas a medida, que se han fabricado siguiendo el diseño que se muestra en la Figura 3 con unas dimensiones de 63,6 cm x 67,3 cm x 4 cm y un grosor de 1,5 mm.
- Taladre agujeros de 1,1 cm de diámetro en cada esquina y en los lados de cada placa de acero inoxidable.
- Tome tornillos de acero inoxidable (50 cm de longitud).
- Inserte las placas acrílicas siguiendo el orden de arriba a abajo para las placas acrílicas 1 (tubos de riego), 2 (columnas) y 3 (embudos) en los tornillos de acero inoxidable. Use dos tuercas hexagonales y dos portaarandelas para cada esquina para mantener la placa acrílica en su lugar.
NOTA: Mantenga suficiente distancia entre cada placa acrílica para insertar los diferentes componentes más tarde. Mantenga una distancia de ~19,5 cm entre la placa acrílica 1 y la placa acrílica 2, ~10,5 cm entre la placa acrílica 2 y la placa acrílica 3 y ~16,5 cm entre la placa acrílica 3 y la placa acrílica 4. - Instale las placas de acero inoxidable superior e inferior en los tornillos de acero inoxidable con dos tuercas hexagonales y dos portaarandelas para cada esquina.
- Coloque todo el sistema encima del refrigerador después de que se complete la construcción del sistema del refrigerador.
Figura 2: Vista superior esquemática del diseño de la placa acrílica 2 donde se colocan las columnas. Las etiquetas numeradas indican dónde deben colocarse las columnas correspondientes. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Diseño de las placas de acero inoxidable. (A,B) Placa superior. (C,D) Placa inferior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
2. Construcción del sistema frigorífico para la recogida de lixiviados
- Prepara la nevera para colocar los bidones.
- Retire ambas tapas del refrigerador y reemplace la tapa trasera con una placa acrílica 4.
NOTA: Una vez instalada, esta placa acrílica no debe quitarse. Para trabajar dentro del refrigerador, retire la tapa frontal levantándola. - Coloque el refrigerador en la cámara climática y conéctelo.
- Ajuste la temperatura del refrigerador a 4 °C y coloque un registrador de datos dentro del refrigerador.
- Cierre el refrigerador con la tapa frontal.
- Supervise los datos registrados por el registrador de datos durante la noche. Si la temperatura se desvía del valor deseado, retire la celosía en la parte inferior del refrigerador y ajuste la temperatura. Repita este procedimiento hasta alcanzar la temperatura deseada.
- Retire ambas tapas del refrigerador y reemplace la tapa trasera con una placa acrílica 4.
- Use tuberías de cloruro de polivinilo (PVC) para conectar los embudos a los bidones.
- Corte 18 tubos de PVC (diámetro interno 0,8 cm) con una longitud adecuada para llegar a cada bidón desde los diferentes embudos según los números respectivos.
NOTA: La longitud varía desde un mínimo de 38 cm para el tubo más corto hasta un máximo de 81 cm para el tubo más largo. - Enjuague las tuberías con agua media antes de su primer uso; en cualquier otro caso, remojarlos durante 4 días en 50 L de agua donde se diluyeron 30 g del producto de ácido cítrico para eliminar los precipitados de carbonato. Después, vuelve a enjuagar las tuberías con semi-agua.
PRECAUCIÓN: incluso si el producto para el ácido cítrico es seguro de usar, evite el contacto con los ojos y el contacto prolongado con la piel utilizando las medidas de protección adecuadas.
NOTA: si se dispone de agua ultrapura, es preferible utilizarla en lugar de semi-agua. - Deje que las tuberías se sequen al aire durante 24 h.
- Inserte los tubos en la placa acrílica 4 de acuerdo con sus respectivos números.
- Corte 18 tubos de PVC (diámetro interno 0,8 cm) con una longitud adecuada para llegar a cada bidón desde los diferentes embudos según los números respectivos.
- Instale embudos para dirigir el lixiviado a los bidones.
- Limpie 18 embudos con etanol antes de su primer uso; en cualquier otro caso, siga el mismo procedimiento indicado para las tuberías de PVC.
PRECAUCIÓN: El etanol es inflamable y puede causar irritación de los ojos, la piel y las vías respiratorias, mareos y respiración superficial. El etanol es dañino por ingestión, inhalación o absorción cutánea. - Inserte los embudos en la placa acrílica 3 y conéctelos a las tuberías respectivas de acuerdo con sus números.
- Limpie 18 embudos con etanol antes de su primer uso; en cualquier otro caso, siga el mismo procedimiento indicado para las tuberías de PVC.
- Instala bidones para recoger el lixiviado.
- Tome 10 bidones de polietileno de alta densidad (HDPE) con una capacidad de 10 L y 8 bidones de HDPE con una capacidad de 5 L.
NOTA: Los bidones de 5 L se utilizan para tasas de riego bajas, mientras que los bidones de 10 L se utilizan para tasas de riego altas (ver Tabla 1). Se eligen bidones de HDPE porque este material es químicamente inerte. - Diluir 50 ml de jabón para lavavajillas en 10 litros de agua del grifo. Enjuague los bidones una vez con esta solución, una vez con agua del grifo y una vez con semi-agua. Repita este procedimiento de limpieza antes de cualquier otro uso.
NOTA: si se dispone de agua ultrapura, es preferible utilizarla en lugar de semi-agua. - Deje que los bidones se sequen al aire durante 24 h.
- Taladre un agujero en la tapa de cada bidón de 1,2 cm de diámetro para insertar el tubo de plástico para recoger el lixiviado.
- Cierre los bidones con la tapa respectiva.
- Coloque los bidones en el refrigerador en dos capas siguiendo el esquema que se muestra en la Figura 4 mientras conecta simultáneamente los tubos a los bidones.
- Tome 10 bidones de polietileno de alta densidad (HDPE) con una capacidad de 10 L y 8 bidones de HDPE con una capacidad de 5 L.
Figura 4: Vista general esquemática de los bidones dentro del refrigerador en dos capas apiladas, inferior (lado izquierdo) y capa superior (lado derecho). Los círculos negros indican la dirección de las tapas, mientras que los rectángulos azul y verde indican bidones de 10 L y 5 L, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
3. Construcción de las columnas y el sistema de malla
- Utilice columnas de PVC como mesocosmos para incubar polvo de roca y organismos del suelo
- Corta los tubos de PVC en 18 columnas con una longitud de 15 cm.
- Limpie las columnas siguiendo el procedimiento 1 si es para su primer uso y el procedimiento 2 en cualquier otro caso.
- Procedimiento 1:
- Remojar las columnas en semi-agua durante 48 h.
NOTA: si se dispone de agua ultrapura, es preferible utilizarla en lugar de semi-agua. - Enjuague las columnas con semiagua. Seque y limpie las columnas con etanol.
- Numere las columnas usando etiquetas o directamente con un marcador en el tubo.
- Remojar las columnas en semi-agua durante 48 h.
- Procedimiento 2:
- Remoja las columnas en agua durante 1 día.
- Usa el cepillo para restregar cualquier resto experimental.
- Seque y limpie las columnas con etanol.
- Procedimiento 1:
- Use anillos centrales para sostener columnas por encima de los embudos.
- Con una impresora 3D, diseña un anillo (diámetro de 8,5 cm y grosor de 0,5 cm). Asegúrese de dibujar otro anillo en la parte inferior que encaje en los agujeros de la placa acrílica 2 para una mayor estabilidad de las columnas (Figura 5).
- Imprime 18 anillos con la impresora 3D utilizando material termoplástico de poliuretano (TPU) 95A.
- Coloque los anillos en las columnas en una posición que mantenga las columnas 2-3 cm por encima de los embudos.
- Utilice un sistema de malla en la parte inferior de las columnas para filtrar los lixiviados y minimizar las pérdidas de partículas.
- Corta la malla (tamaño de poro de 10 μm y 20 μm) en cuadrados de 12 cm x 12 cm.
- Remojar la malla en agua ultrapura durante 2 días. Deja que la malla se seque al aire.
- En la parte inferior de la columna, coloque la primera malla de 20 μm. Coloque una capa de 1 cm de perlas de plástico sobre la malla de 20 μm.
- Coloque la segunda malla de 10 μm encima de la malla de 20 μm y la capa de perlas de plástico.
- Coloque dos bridas para cables para mantener el sistema de malla en su lugar. Apriete las bridas y corte sus bordes.
NOTA: La Figura 6 muestra cómo se debe ensamblar el sistema de malla en la parte inferior de la columna.
- Use una malla superior para evitar que las lombrices de tierra se escapen.
- Corta la malla de 1 mm de tamaño de poro en cuadrados de 12 cm x 12 cm.
- Una vez que las columnas estén llenas de polvo de roca y se introduzcan las lombrices de tierra (sección 7), coloque la malla encima de las columnas.
NOTA: Esta malla debe colocarse encima de las columnas para evitar que las lombrices de tierra se escapen de las columnas. En caso de que no se introduzcan lombrices de tierra, se recomienda utilizar esta malla para mantener las mismas condiciones para todas las columnas. - Coloque una banda elástica alrededor de la malla para mantenerla en su lugar.
Figura 5: Modelo del anillo para sujetar las columnas de la impresora 3D. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Esquema de la construcción del sistema de malla en la parte inferior de la columna. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
4. Construcción del sistema de riego
- Diseñe y cree aspersores para distribuir el agua de manera uniforme sobre las columnas
- Con una impresora 3D, haga un diseño para un aspersor siguiendo el modelo y las dimensiones relativas que se muestran en la Figura 7.
- Imprime 18 aspersores con la impresora 3D utilizando material TPU 95A.
NOTA: Después de la impresión, deje que los aspersores se sequen durante al menos 24 h antes de insertarlos en las micromangueras de PE para evitar romperlos.
- Instalar el sistema de riego: válvulas y tubos.
- Atornille dos piezas de nariz en la parte delantera de dos válvulas solenoides y atornille dos accesorios enchufables de pieza en T en la parte posterior de las válvulas solenoides.
NOTA: Si se desea que la manguera de agua termine con este sistema y no continúe con otros sistemas, atornille en la parte posterior de la válvula que se colocará hacia el extremo de la nevera un accesorio enchufable con dos conexiones en lugar del accesorio enchufable de pieza en T. De esta manera, la conexión de agua termina aquí. - Instale las dos electroválvulas en un lado de la placa superior de acero inoxidable.
NOTA: Una válvula controla un tubo de irrigación, que a su vez riega 8 o 10 columnas del total de 18 columnas. - Corta la tubería de riego de polietileno de baja densidad (LDPE) en dos tubos de 53 cm.
- Cierre un lado de cada tubo con una tapa de extremo.
- Envuelva el otro extremo de los tubos con cinta de politetrafluoroetileno (PFTE) y conéctelo a las válvulas solenoides.
- Haga 8 agujeros en el primer tubo de riego más cerca de la parte delantera del refrigerador y haga 10 agujeros en el segundo tubo de riego más lejos de la parte delantera del refrigerador.
NOTA: es muy importante realizar los agujeros con un punzón manual, ya que es necesario para el correcto posicionamiento y funcionamiento de los reguladores de presión. Se desaconseja el uso de otras herramientas como taladro. - Inserte los reguladores de presión en los orificios de los dos tubos.
- Corta la micromanguera de polietileno (PE) en 18 tubos pequeños de 20 cm de longitud para llegar a las columnas desde la tubería de riego y conectarlas a los reguladores de presión.
- Inserte los tubos pequeños en los orificios de la placa acrílica 1.
- Inserte los aspersores en los tubos pequeños horizontalmente a la superficie de las columnas.
NOTA: Si uno tiene problemas con el sistema de riego (por ejemplo, obstrucciones en el flujo de agua o flujo de agua incontrolable), esto puede deberse a: (a) mal funcionamiento de las válvulas, (b) partículas restantes en el tubo; (c) La cinta de PFTE no está bien envuelta alrededor del extremo del tubo. Para el punto a, reemplace la válvula. Para los puntos b y c, asegúrese de que los tubos estén limpios antes de comenzar el riego de las columnas y de que no cuelguen residuos de la cinta PFTE del tubo, respectivamente. Es importante evitar cualquier transferencia de partículas que puedan impedir el correcto funcionamiento de la válvula.
- Atornille dos piezas de nariz en la parte delantera de dos válvulas solenoides y atornille dos accesorios enchufables de pieza en T en la parte posterior de las válvulas solenoides.
- Configurar la conexión para el transporte de agua.
- Corte la manguera de poliuretano (PU) en tres mangueras diferentes para la conexión de agua. Las longitudes exactas de las mangueras varían según el diseño del sistema y la cámara. Use la primera manguera para conectar la pieza en T de la primera válvula al grifo, la segunda manguera para conectar las piezas en T de cada válvula y la tercera manguera para conectar la pieza en T de la segunda válvula al siguiente sistema.
NOTA: Si no hay necesidad de una conexión al siguiente sistema, no es necesario cortar la tercera manguera. - Conecte las mangueras de PU a los accesorios enchufables de la pieza en T en la parte posterior de las válvulas solenoides.
- Conecte la manguera de PU de la primera válvula con el grifo atornillando un accesorio enchufable con dos conexiones en el anillo adaptador.
- Abra el grifo para permitir que el agua fluya hacia los tubos.
- Corte la manguera de poliuretano (PU) en tres mangueras diferentes para la conexión de agua. Las longitudes exactas de las mangueras varían según el diseño del sistema y la cámara. Use la primera manguera para conectar la pieza en T de la primera válvula al grifo, la segunda manguera para conectar las piezas en T de cada válvula y la tercera manguera para conectar la pieza en T de la segunda válvula al siguiente sistema.
- Instale el sistema de control y configure la conexión al sistema de riego.
- Conecte el controlador habilitado para web, el módulo de expansión de ocho relés y la fuente de alimentación del riel. Colóquelos en la carcasa de policarbonato siguiendo las instrucciones proporcionadas por el fabricante.
NOTA: Un controlador modular corresponde a un dispositivo, que a su vez controla ocho relés. Un relé controla la apertura y el cierre de una válvula específica. - Conecte las dos válvulas entre sí usando los cables eléctricos y conecte el cable de alimentación a cada válvula.
- Conecte el otro extremo del cable de alimentación al controlador habilitado para web.
- Conecte todo a un enchufe eléctrico y establezca una conexión a Internet para el controlador habilitado para la web.
- Conecte el controlador habilitado para web, el módulo de expansión de ocho relés y la fuente de alimentación del riel. Colóquelos en la carcasa de policarbonato siguiendo las instrucciones proporcionadas por el fabricante.
- Configure el control en línea de la configuración de riego para establecer las tasas de riego.
- Siga las instrucciones proporcionadas por el fabricante para la configuración y configuración. Para programar y realizar pruebas, utilice el navegador web.
- Ir a http://10.73.10.250/setup.html.
- Utilice un nombre de usuario y una contraseña para iniciar sesión.
- En el menú de la izquierda, vaya a Control/Lógica y luego a Tareas/Funciones.
- Un relé controla la apertura y el cierre de una válvula. Para cada relé, hay dos tareas, una enciende el relé (válvula abierta) y la otra apaga el relé (válvula cerrada). Para cambiar la configuración de cada tarea, haga clic en Editar.
- Cuando se va a configurar la tarea del relé, establezca la fecha y la hora en que el relé debe comenzar a funcionar haciendo clic en Fecha de inicio y hora de inicio (por ejemplo, 4 de mayode 2022 a las 7:45:00; consulte la Figura 8). Para establecer la frecuencia de riego, haga clic en Establecer repetición y Repetir cada (por ejemplo, diariamente cada 1 día(s) para una frecuencia de riego de una vez al día; consulte la Figura 8). Para establecer la fecha en la que el relé deja de funcionar, haga clic en Finalizar fecha de repetición (por ejemplo, 20 de mayode 2022 a las 23:59:59; consulte la Figura 8).
- Cuando se vaya a activar la tarea del relé, establezca la hora a la que el relé debe dejar de funcionar. Esto depende de la tasa de riego de agua requerida y la frecuencia de riego, por ejemplo, establezca la hora en 7:46:30 para una repetición diaria. Esto significa que el relé funciona durante 1 min 30 s, para la cantidad de agua de 50 mL·día-1 con la frecuencia de riego de una vez al día (ver Tabla 1). Las fechas de inicio y finalización son las mismas que las de la tarea de encendido del relé, así como la frecuencia de riego.
- Cuando se realice la configuración de cada relé, recuerde hacer clic en Guardar cambios.
NOTA: No todos los relés deben funcionar simultáneamente para evitar sobrecargar el sistema. Deje siempre al menos 30 s entre las tareas de los diferentes relés (por ejemplo, el relé 1 del dispositivo 1 termina su tarea a las 07:46:30, el relé 2 del dispositivo 1 comienza su tarea a las 07:47:00). - Verifique que la configuración de cada relé tenga la misma fecha de inicio y fecha de finalización. La Tabla 1 muestra un ejemplo del tiempo necesario para diferentes tasas de riego de agua a diferentes frecuencias de riego.
NOTA: El sistema de riego permite más tasas de riego de agua y frecuencias de riego además de las enumeradas, pero debe probarse cuánto tiempo deben permanecer abiertas las válvulas para diferentes cantidades de agua. Para las tasas de riego enumeradas en la Tabla 1, sigue siendo bueno verificar con una primera prueba si esto es válido, ya que puede cambiar según la presión del agua y el diseño del sistema.
Figura 7: Modelo del aspersor para el sistema de riego con dimensiones relativas . (A) Vista superior del aspersor. (B) Vista lateral del aspersor. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: Ejemplo de la pantalla de configuración del sistema de riego para encender el relé. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Tasa de riego de agua (mL·día-1) | Frecuencia de riego (número de veces ·día-1) | Tiempo de trabajo del relé (s) |
| 50 |
1 | 95 |
| 2 | 50 | |
| 5 | 23 | |
| 100 |
1 | 190 |
| 2 | 100 | |
| 5 | 45 | |
| 150 |
1 | 280 |
| 2 | 140 | |
| 5 | 55 |
Tabla 1: Indicaciones de los tiempos necesarios para que las válvulas estén abiertas para permitir diferentes tasas de riego de agua a diferentes frecuencias de riego.
5. Selección de polvos de roca, materiales orgánicos y biota del suelo
NOTA: Para este experimento, los polvos de roca, los materiales orgánicos y los organismos del suelo se seleccionan en función de la disponibilidad, la ocurrencia local y la revisión de la literatura. Además, los microbios son seleccionados en función de su no patogenicidad, determinada por la clasificación de las reglas técnicas para agentes biológicos (TRBA)26,27,28. Dependiendo de la pregunta de investigación exacta, estos factores pueden ajustarse.
- Selecciona polvos de roca para los experimentos.
NOTA: Los polvos de roca que se seleccionan para estos experimentos son rocas tanto ultramáficas como máficas de diversas composiciones mineralógicas, como la dunita y la diabasa. Cada roca tiene dos clases principales de tamaños de grano, fino (rango micrométrico) y grueso (rango milimétrico). - Seleccionar materiales orgánicos para el experimento.
NOTA: Los materiales orgánicos que se seleccionan para estos experimentos como fuente de alimento para la biota del suelo son la paja de trigo y el digestato de estiércol y residuos de piensos. - Seleccione las bacterias para el experimento.
NOTA: Las bacterias que se seleccionan para estos experimentos son Bacillus subtilis y Cupriavidus metallidurans. Las bacterias proceden del Instituto Leibniz DSMZ (Alemania).- Cultive bacterias en caldo nutritivo, que consiste en bactopeptona (10 g· L-1), extracto de carne (3 g· L-1) y cloruro sódico (10 g· L-1) disuelto en agua ultrapura (18,2 mΩ), siguiendo las instrucciones del proveedor.
- Autoclave todos los medios de cultivo a 121 °C durante 20 min antes de la inoculación con el cultivo antiguo (volumen = 1% del cultivo nuevo).
- Determine las densidades celulares mediante el recuento de células con un hemacitómetro y verifique los recuentos celulares mediante citometría de flujo.
NOTA: En este estudio se utilizó un citómetro de flujo equipado con láseres violeta (405 nm) y azul (488 nm), con un caudal de 10 μL/min, y detectado en el canal FL1 (EX 488, EM 525/40).
- Selecciona los hongos para el experimento.
NOTA: Los hongos que se seleccionan para estos experimentos son Knufia petricola, Suillus variegatus y Aerobasidium pullulans. Los hongos proceden del Instituto Leibniz DSMZ (Alemania), excepto K. petricola, que procede del Instituto Westerdijk (Países Bajos).- Cultive los cultivos de hongos en caldo de extracto de malta, que consiste en extracto de malta (20 g· L-1), D-(+)-glucosa (20 g· L-1) e hidrolizado de caseína (3 g· L-1) disuelto en agua ultrapura (18,2 mΩ), siguiendo las instrucciones de los proveedores.
- Autoclave todos los medios de cultivo a 121 °C durante 20 min antes de la inoculación con el cultivo antiguo (volumen = 1% del cultivo nuevo). Determine las densidades celulares mediante el recuento de células con un hemacitómetro.
- Seleccione lombrices de tierra para el experimento.
NOTA: Las lombrices de tierra que se seleccionan para estos experimentos son las especies endógeas Aporrectodea caliginosa y Allolobophora chlorotica. Las lombrices de tierra se recolectan en el parque De Blauwe Bergen, cerca de la Universidad e Investigación de Wageningen en los Países Bajos (51°58'51.8"N 5°39'38.0"E) antes del experimento.
6. Relleno de las columnas
- Determinar la capacidad de retención de agua (WHC) de los polvos de roca y de los materiales orgánicos secando primero cada material a 105 °C. Luego, coloque el material seco en un recipiente y registre el peso. Agregue agua poco a poco hasta que los materiales estén lo suficientemente húmedos y registre el peso final. El WHC viene dado por la Ecuación 1.
(1) - Muele la paja a través de un molinillo de 6 mm.
- Secar los minerales y materiales orgánicos al horno a 40 °C durante 2 días consecutivos.
- Pesar 400 g de minerales y 10 g de materiales orgánicos en un bol.
NOTA: Las cantidades se pueden adaptar de acuerdo con las necesidades experimentales, pero la mezcla de materiales debe caber dentro de la columna. - Ajuste el WHC al 80% según el tipo de mineral, el tamaño del grano mineral y la fuente orgánica presente.
- Mezcle todo cuidadosamente con una cuchara de metal.
- Rellena las columnas con la mezcla.
- Coloque las columnas llenas en la cámara climática en su ubicación respectiva, como se muestra en la Figura 2. Si las columnas no se pueden colocar inmediatamente en la cámara climática, guárdelas a 15 °C y cúbralas con una lámina de plástico para evitar pérdidas de agua y limitar los cambios en las condiciones iniciales.
NOTA: Sostenga las columnas en la parte inferior e insértelas con cuidado en las placas acrílicas para evitar la pérdida de su contenido. La figura 9 ilustra esquemáticamente los pasos que se deben seguir para rellenar las columnas.
(1)
Figura 9: Resumen esquemático de los diferentes pasos para rellenar las columnas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
7. Inoculación de la biota del suelo
- Inocular bacterias y hongos en dos momentos mientras se llenan las columnas (Método 1) o justo antes de la adición de lombrices de tierra (Método 2).
- Método 1
- Dependiendo de la densidad de inoculación deseada (un rango de densidades celulares entre 1,5 x 109 y 4,8 x10 10 células por columna para bacterias y entre 5,5 x 107 y 5,5 x 108 células por columna para hongos), inocular las diferentes especies microbianas a la mezcla de minerales y materiales orgánicos una vez que se haya añadido el agua según el tratamiento mediante el uso de una pipeta.
NOTA: El agua agregada debe ajustarse en consecuencia de manera que la cantidad (mililitros) que se agrega a través de la inoculación se reste de la cantidad total de agua que se agrega para alcanzar el 80% del WHC. - Mezcle todo cuidadosamente con una cuchara de metal.
- Rellena las columnas con la mezcla.
- Limpie el recipiente y la cuchara utilizada para mezclar los materiales con etanol para un uso sucesivo.
- Cubre las columnas con la malla superior.
- Dependiendo de la densidad de inoculación deseada (un rango de densidades celulares entre 1,5 x 109 y 4,8 x10 10 células por columna para bacterias y entre 5,5 x 107 y 5,5 x 108 células por columna para hongos), inocular las diferentes especies microbianas a la mezcla de minerales y materiales orgánicos una vez que se haya añadido el agua según el tratamiento mediante el uso de una pipeta.
- Método 2:
- En función de la densidad de inoculación deseada, inocular las diferentes especies microbianas en la superficie de las columnas según el tratamiento mediante el uso de una pipeta.
- Cubre las columnas con la malla superior.
- Método 1
- Dependiendo de la densidad deseada (4, 8 o 10 lombrices de tierra por columna), introduzca lombrices de tierra en las columnas de acuerdo con el tratamiento depositándolas suavemente en la superficie de las columnas. Después, cubre la columna con la malla superior.
NOTA: Tanto los microbios como las lombrices de tierra deben ser inoculados 1 día antes de que comience el riego para que puedan adaptarse al sistema. La densidad de inoculación se puede cambiar de acuerdo con las necesidades experimentales. Tenga en cuenta que este no es un ambiente estéril y que puede haber contaminación potencial con microorganismos transportados por aire, agua o material de entrada. Para evitar la contaminación bacteriana de la ventilación, agregue un filtro de 0,2 μm en la parte superior de las columnas.
8. Recogida y análisis de muestras
- Retire las columnas de la cámara al final del período experimental.
- Recoja lombrices de tierra y cuéntelas para determinar su tasa de supervivencia y evaluar su actividad.
- Homogeneizar la mezcla de polvo de roca y materiales orgánicos y tomar submuestras para análisis microbianos para caracterizar aún más la presencia y actividad de los microorganismos de interés.
- Secar el contenido de las columnas a 40 °C durante 5-7 días para posteriores análisis en fase sólida de carbono inorgánico sólido (SIC).
- Pesar los bidones para determinar el volumen final de lixiviados y recoger muestras de lixiviados para su posterior análisis, como TA, carbono inorgánico disuelto (CID), pH, CE e iones.
- El objetivo experimental es determinar si los organismos del suelo pueden mejorar las tasas de meteorización en este sistema y encontrar la combinación óptima de las variables consideradas, lo que conduce al mayor potencial de secuestro de carbono. Para ello, compare los resultados de los parámetros analizados según las diferentes combinaciones.
NOTA: La estrategia de muestreo y los análisis posteriores pueden ajustarse de acuerdo con los entornos experimentales y las necesidades de investigación.
Representative Results
La configuración presentada consistió en un total de 203 columnas ubicadas en una cámara climática a 25 °C (Figura 10). La elección de ubicar la instalación en una cámara climática permitió controlar la temperatura constante y la humedad relativa. La colocación de bidones en una nevera a 4 °C garantizó que la composición del lixiviado no se viera alterada con el tiempo debido a la actividad microbiana.
Figura 10: Imágenes de la configuración experimental en la cámara climática. (A) Visión general de un sistema único. (B) Primer plano de una sola columna. (C) Primer plano de bidones en la nevera. (D) Visión general de todos los sistemas de la sala climatizada. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
El uso de un sistema de riego automatizado avanzado significó que las columnas se podían regar con diferentes tasas y frecuencias utilizando el sistema de control en línea (Figura 11). El sistema de riego permitió modificar la cantidad de agua que recibían las columnas. La validación del sistema mostró que condujo a una diferencia mínima del 1% y a una diferencia máxima del 6% en la cantidad de agua suministrada entre las diferentes columnas (Figura 12). Se encontraron diferencias menores para las tasas de riego más bajas, mientras que se encontraron diferencias más grandes para las tasas de riego más altas. En general, el promedio fue menor para las dosis de riego de 50 mL·día-1 y 150 mL·día-1, mientras que fue mayor para una dosis de riego de 100 mL·día-1 (Figura 12).
Figura 11: Cantidad media de agua frente al tiempo. Cantidad promedio de agua medida para una tasa de riego de 50 mL·día-1 distribuida en un período de 24 h de acuerdo con tres frecuencias de riego de una vez al día, dos veces al día y cinco veces al día para 8 columnas. Las barras indican el error estándar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 12: Cantidad promedio de agua vs. tasa de riego. Cantidad promedio de agua medida para una tasa de riego de 50 mL·día-1 en 8 columnas y para tasas de riego de 100 mL·día-1 y 150 mL·día-1 en 10 columnas. Las barras indican el error estándar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
La construcción y el diseño de esta configuración permitieron la recolección tanto del contenido sólido dentro de las columnas, que consiste en polvo de roca (procesado) y materiales orgánicos, como de la cantidad total de lixiviados que gotearon de las columnas durante todo el período experimental (Figura 13). A pesar de tener éxito en la recolección de lixiviados, la cantidad final de lixiviados que se recolectó fue menor que la cantidad de lixiviados que se esperaba recolectar al final de los experimentos de acuerdo con la tasa de riego (Figura 14). Lo más probable es que la reducción de los lixiviados recolectados fuera el resultado de la evaporación directa y los derrames de lixiviados en la parte inferior de las columnas. Esto debe tenerse en cuenta a la hora de analizar los resultados de los análisis.
Figura 13: Imágenes representativas de las columnas y el lixiviado. Columnas llenas de polvo de roca y materiales orgánicos al comienzo de los experimentos (lado izquierdo) y lixiviados recolectados en los bidones al final de los experimentos (lado derecho). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 14: Total de litros recolectados al final de los experimentos por dosis de riego. Las líneas discontinuas indican la cantidad esperada de lixiviados recolectados de acuerdo con la tasa de riego por período experimental, indicada por la línea azul claro para 50 mL·día-1, la línea azul oscuro para 100 mL·día-1 y la línea verde para 150 mL·día-1. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Se analizó la mezcla de polvo de roca y material orgánico para evaluar la tasa de éxito de la biota del suelo en términos de la composición de la comunidad microbiana de bacterias y hongos y de la supervivencia y actividad de las lombrices de tierra (Figura 15).
Figura 15: Crecimiento fúngico y supervivencia de lombrices de tierra. Al final de los experimentos y antes del muestreo, se observaron signos visuales de crecimiento de hongos (lado izquierdo) y supervivencia de lombrices de tierra (lado derecho) en las columnas llenas de polvo de roca y materiales orgánicos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Además de otros parámetros, el lixiviado se analizó para TA y DIC, ya que TA e IC son buenos proxies de las tasas de meteorización mineral 4,29,30,31. La TA se midió con un Metrohm Titrando29,30, mientras que la DIC se midió con un analizador de carbono orgánico total (TOC) Skalar. Mediante el uso de un analizador de TOC, la DIC se calcula a partir de la diferencia entre el carbono disuelto total (CC) y el carbono orgánico disuelto (COD). Las Figuras 16 y 17 muestran la distribución acumulativa de algunos valores de ejemplo obtenidos de estos análisis para una ejecución experimental. Utilizando esta configuración experimental, los valores de TA oscilaron entre 0,019 mol y 0,025 mol, mientras que los valores de CID oscilaron entre 7,352 mg C y 259,279 mg C (Figura 16 y Figura 17).
Figura 16: Distribución de probabilidad de los valores de ejemplo medidos para AT en los lixiviados recolectados al final del período experimental. Los tratamientos en los que las columnas se inundan no se muestran. Los valores se expresan en mol y se corrigen por la cantidad total de lixiviados recolectados al final de los experimentos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 17: Distribución de probabilidad de los valores de ejemplo medidos para CID en los lixiviados recolectados al final del período experimental. Los tratamientos en los que las columnas se inundan no se muestran. Los valores se expresan en mg de carbono (C) y se corrigen por la cantidad total de lixiviados recolectados al final de los experimentos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Discussion
Dentro del contexto de investigación actual, esta configuración ha sido diseñada exclusivamente para optimizar el secuestro de carbono inorgánico mediante la mejora de la meteorización mineral a través de la actividad de la biota del suelo, al tiempo que se manipulan los factores abióticos conocidos por estimular la meteorización. La posibilidad en esta configuración de recolectar tanto el material sólido procesado como el lixiviado permite una caracterización completa de ambas fracciones. A pesar de la enorme cantidad de columnas, la recogida de las muestras y los análisis realizados garantizan una recogida de datos de alta calidad. Además, tener un gran número de combinaciones en una sola ejecución experimental es muy importante para analizar los datos recopilados con métodos estadísticos modernos y avanzados, como el aprendizaje automático. Estos métodos se pueden utilizar para determinar las principales variables que conducen a altas tasas de meteorización y a un mayor secuestro de carbono. En consecuencia, esta configuración brinda la oportunidad de mejorar la comprensión de los efectos que los organismos del suelo pueden tener en el secuestro de EW e IC. Esto es fundamental para establecer restricciones más realistas sobre los límites de la EW y su eficiencia en la reducción de las concentraciones atmosféricas deCO2 . Esta configuración presenta varias originalidades en comparación con los estudios existentes que investigan la EW y el efecto de los organismos del suelo.
En cuanto a los efectos de los factores abióticos sobre la EW, estos ya han sido investigados en estudios previos 4,29,30,31,32,33,34. Algunos de estos estudios compararon diferentes cantidades, tipos y tamaños de grano de rocas, pero su configuración consistió en un experimento en maceta 32,33 o incluyó la mezcla de polvo de roca con tierra34. Otros experimentos se centraron en un tipo de roca con diferentes tasas de riego, pero no tenían la posibilidad de regar con frecuencia con un sistema automatizado o se centraron en múltiples tasas y frecuencias de riego35. Otros estudios presentaron una configuración similar a la presentada en el protocolo actual, con la posibilidad de ajustar las tasas de riego y mantener constante la temperatura, además de variar los tamaños y tipos de grano de roca29,30. Además, el diseño de estas configuraciones fue comparable al propuesto en el presente manuscrito y diseñado para recolectar los lixiviados para su posterior análisis29,30. Además, las concentraciones de CO2 fueron variadas en estos estudios como otro factor que mejora la meteorización29. Sin embargo, ninguno de estos estudios previos se ha centrado en el efecto de los factores bióticos en la promoción de la EW. En esta configuración, el objetivo es mejorar el proceso de meteorización y el secuestro de CI mediante la inoculación de bacterias, hongos y lombrices de tierra específicas y determinar hasta qué punto pueden acelerar la EW.
En relación con el efecto de los factores bióticos sobre la EW, pocos estudios no se han centrado específicamente en la EW, sino que han investigado si los organismos del suelo pueden influir en la meteorización mineral. Estos estudios han explorado principalmente cómo la meteorización se ve afectada por los organismos del suelo utilizando medios de cultivo 19,21, placas de Petri 36, bolsas de nylon enterradas en el suelo14 o pequeñas cantidades de polvo de roca mezclado con otros sustratos36,37. El uso de sistemas o configuraciones tan pequeñas hace que sea difícil separar el efecto de los organismos de otras variables. Algunos experimentos utilizaron una configuración similar a la aquí propuesta, pero a menor escala, con columnas llenas de polvo de roca inoculadas con organismos del suelo38,39,40. Sin embargo, estos experimentos crecieron plantas simultáneamente y no se centraron en el efecto exclusivo de organismos específicos del suelo13,35, o no recolectaron el lixiviado 36. Además, la mayoría de los estudios que demostraron que las bacterias, hongos y lombrices de tierra aumentan la meteorización mineral se han centrado en el efecto de estos organismos en la liberación de nutrientes como una indicación de meteorización en lugar de en el secuestro de CI 11,13,14,19,36,37,38 . Sobre todo, ninguno de estos estudios previos apuntaba a promover la SE ni presentaba la posibilidad de ajustar y mantener los factores abióticos a lo largo del período experimental. En esta configuración, en lugar de mantener constantes todos los factores abióticos, se prueban una multitud de combinaciones para cuatro factores abióticos, como las tasas y frecuencias de riego del agua, el tipo de polvo de roca y el tamaño del grano, con el objetivo de promover la EW a través de la actividad de los organismos del suelo.
Además, ninguno de los estudios previos que se han centrado en el efecto de factores abióticos o bióticos sobre la SE presentó la posibilidad de tener un número extremadamente grande de columnas y variables dentro de una ejecución experimental. En esta configuración, es posible probar múltiples combinaciones diferentes de varias variables durante una ejecución de experimentos debido a la impresionante cantidad de columnas para las que se ha diseñado la configuración, al tiempo que se proporcionan resultados de alta calidad. Dada la novedad de la configuración, a continuación se presentan algunas posibles mejoras y desafíos restantes que podrían considerarse al diseñar futuras configuraciones similares.
Deben garantizarse unas condiciones de aire homogéneas en la cámara de incubación. La colocación de la instalación en una cámara climática garantizó una temperatura y una humedad relativa constantes. Las limitaciones de ventilación (por ejemplo, el flujo de aire) pueden haber creado variabilidad espacial en las condiciones atmosféricas y, por lo tanto, haber llevado a una evaporación desproporcionada de las columnas en ciertos lugares, lo cual es un fenómeno común en este tipo de configuración35. Para manejar este inconveniente, cuando la replicación y la aleatorización no son posibles, se recomienda calcular un balance hídrico para las columnas colocadas en varios lugares de la cámara.
Las columnas deben alinearse cuidadosamente con los embudos una vez insertadas en la placa acrílica para evitar la pérdida de lixiviados. Durante el período experimental considerado, las pérdidas de lixiviados ocurrieron desde el fondo de las columnas debido a un posicionamiento incorrecto de los embudos o debido a la obstrucción de las mallas. Junto con la evaporación, esto puede explicar en parte por qué el lixiviado recolectado fue menor en comparación con lo esperado (Figura 13). Para minimizar estas pérdidas, es importante asegurarse de que los embudos estén colocados de manera óptima debajo de las columnas. El uso de embudos más anchos también es una opción viable. En este caso, se debe prestar atención al diámetro de los orificios durante la construcción de las placas acrílicas y la distancia entre las placas acrílicas.
El flujo de agua más lento en los experimentos de columna de suelo donde el agua se aplica con frecuencia es un problema recurrente 7,30,40. En los experimentos realizados con la configuración presentada, en algunos casos se utilizaron tasas de riego bastante altas y granulometrías minerales muy finas, que inicialmente carecen de una estructura como la que normalmente se observa en los suelos. Esto podría haber causado que los poros de las mallas en la parte inferior de las columnas, que solo contenían minerales finos, se obstruyeran durante la ejecución de los experimentos. Por lo tanto, el agua no fluyó lo suficientemente rápido a través de las columnas, lo que resultó en la inundación de las columnas, reduciendo la infiltración de agua y la recolección de lixiviados, y en condiciones anóxicas dentro de las columnas, lo que afectó los procesos biogeoquímicos. Para mitigar este problema, es importante mezclar siempre un cierto porcentaje de granulometrías minerales gruesas con granulometrías minerales más finas y evitar mezclas de granulometrías minerales 100% muy finas. Otra opción es permitir que las columnas experimenten un cierto número de ciclos de humectación/secado para iniciar la formación de la estructura del suelo y, por lo tanto, mejorar la infiltración de agua. Además, antes del inicio del experimento, sería útil determinar la dinámica básica del agua del suelo, como el flujo saturado e insaturado y la curva de retención de agua, en algunos mesocosmos para comprender mejor el flujo de gases, el estado de saturación de minerales y los impulsores de la actividad de los organismos.
La configuración experimental presentada es cómoda de usar, presenta una instalación sencilla y se puede ajustar de acuerdo con las necesidades de investigación. En el contexto de la meteorización mineral, con los ajustes necesarios, se puede acoplar con una cámara de gas no solo para caracterizar el carbono en la fase sólida y acuosa, sino también para observar la dinámica del carbono en la fase gaseosa. Además, esta configuración se puede utilizar para estudiar tasas de infiltración de agua realistas con secuencias secas-húmedas, ya que estas dinámicas temporales podrían influir fuertemente en la meteorización41. El uso de esta configuración no se limita a experimentos que se centran únicamente en minerales de silicato, sino que se puede implementar en experimentos de columna que utilizan diferentes sustratos. Además, la duración de los experimentos se puede acortar o extender de acuerdo con las necesidades experimentales, y se puede cambiar el número de columnas. La posibilidad de recoger muestras tanto de los materiales sólidos procesados como del lixiviado nos permite realizar diferentes análisis para centrarnos en uno de los dos componentes o en ambos. Hasta el momento, esta es la única configuración que se ha construido hasta ahora con un número excepcional de columnas que tiene como objetivo utilizar organismos del suelo para mejorar la meteorización mineral y, al mismo tiempo, controlar las condiciones abióticas en un sistema hecho únicamente de minerales de silicato y materiales orgánicos.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Ton van der Zalm de Tupola por el desarrollo del sistema de riego. Además, agradecemos a Jaco Baars de Tupola por las risas y el apoyo mental brindado durante la construcción de esta instalación. Agradecemos a Peter Garamszegi y Ángel Velasco Sánchez por ayudar en el riego manual de las columnas cuando el sistema de riego no funcionaba. También agradecemos a Steven Heesterman, Xuming Li, Karen Morán Rivera, Jonna van den Berg y Kangying Xie por la ayuda brindada durante el muestreo. Agradecemos a Peggy Bartsch, Tom Jäppinen, Peter Nobels, Brent Rotgans, Andre van Leeuwen y Gerlinde Vink por la asistencia en el laboratorio, los análisis de las muestras y las fructíferas discusiones. Por último, agradecemos a Jeroen Zonneveld de Unifarm por la provisión y el mantenimiento de la cámara climática. Esta instalación se construyó como parte del proyecto Bio-Accelerated Mineral Weathering (BAM!), financiado por el programa marco de investigación e innovación Horizonte 2020 de la Unión Europea en virtud del acuerdo de subvención n.º 964545.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acryl sheet plates | WSV kunststoffen BV | N/A | Used for holding columns, funnels, irrigation tubes and pipes. |
| Adapter ring | Tameson | FL2S-FM-B-014G-034G | Used ot make the system to connect the PU hose to the tap. |
| Cable ties | Gamma | 456196 | Used for holding the mesh system. |
| Citric acid | Nortembio (amazon.nl) | B01BDLOGW2 | Used for cleaning pipes and funnels. |
| CytoFLEX flow cytometer | Beckam Coulter | CytoFLEX | |
| Dishwasher soap | BOOM | 77000307.9010 | Used for cleaning the jerrycans. |
| Eight relay expansion module | Control by web | X-12s | Used to control the valves of hte irrigation system. |
| End cap | Wildkamp | 819906 | Used to close one end of the main tube of the irrigation system. |
| Fridges | HorecaGemak | DIA-BVL031/6P | Used for storing the jerrycans. |
| Funnels | Praxisdienst | 135864 | Used for directing the leachate from the columns to the jerrycans. 75 mm diamater. |
| Hand punch | Wildkamp | 719928 | Used to cut holes for small tubes in the main tube of the irrigation tube. |
| HDPE Jerrycan 10 L | Glas-shop.be | 105157 | Come with lid. Used to collect the leachate. |
| HDPE Jerrycan 5 L | Glas-shop.be | 105156 | Come with lid. Used to collect the leachate. |
| Hexagon nut | Fabory | 51080.100.001 | Used to block acryl sheets on metal screws. |
| Label printer | Brother | PT-H107B | Used for printing labels to stick on acryl sheets. |
| Ldpe irrigation pipe | Wildkamp | 15382585 | Used to make main tube of the irrigation system. |
| Luggage scale | United Entertainment | 8718274546996 | Used to weigh jerrycans. |
| Mesh 10 μm | Franz Eckert | PES-10/2 | Used for the mesh system. |
| Mesh 20 μm | Franz Eckert | PES-20/13 | Used for the mesh system. |
| Metal screws | Schroeven goothandel.nl | 100975401010 | Used to install acryl sheets. |
| Micro hose for drip irrigation | Wildkamp | 15119128 | Used to make small tubes of the irrigation system. |
| Middle ring | self-made with 3D printer | self-made with 3D printer | Used for holding the columns a few centimeters above the funnels. |
| Nosepiece | Wildkamp | 15045986 | Used to connect the solenoid valve to the irrigation pipe. |
| Nylon mesh | Sefar | N/A | 1 mm mesh used for the top of the columns to prevent earthworms' escape. |
| Plastic beads | lyondelbasell | TRC 352N C12507 | Used for the mesh system. |
| Plug-in fitting with 2 connections | Tameson | F24V5 | Used at the end of the system to end the PU hose. |
| Polycarbonate enclosure | RS | 498-5387 | Used to house the electronical compontents of the irrigation system. |
| Power cable | RS | 775-6075 | Used to connect the valves. |
| pp coupling | Wildkamp | 719780 | Used to make the system to connect the PU hose to the tap. |
| Pressure regulator | Wildkamp | 719943 | Used to make sure all small tubes were releasing same amount of water. |
| PTFE tape | GAMMA | 237001 | Used ot wrap the end of hte irrigation pipe. |
| PU hose | Tameson | PU-8-1198-50-1 | Used to connect all the valves with eath other and to the tap. |
| PVC pipes | Rubbermagazijn | 99001230 | Used for connecting the funnels to the jerrycans. |
| PVC tubes | Wildkamp | 91700 | Used to make the columns. |
| Rail power supply | RS | 145-7873 | Used to supply power to the eight relay expansion module. |
| Rubber bands | PasschierTerpo | 8714603820621 | Used to hold the mesh for earthworms. |
| Solenoid valve | Tameson | CM-DA014B020E-024DC | Used for opening and closing of the waterflow. |
| Sprinklers | self-made with 3D printer | self-made with 3D printer | Used for evenly distribute the water over the columns. |
| Stainless steel plates | 24/7 tailor steel | N/A | Used as a frame for the set-up above the fridge. |
| T-piece plug in fitting | Tameson | F25DT | Used to connect the solenoid valve to the PU hose. |
| TPU 95A material | MakerPoint | 1756 | Used to print components with 3D printer. |
| Washer carriers | Fabory | 50095.100.001 | Used to put below hexagon nut. |
| Web Enabled Controller | Control by web | X-400-I(9-28 VDC) | Used for allowing online control of the irrigation settings. |
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