Summary
Aqui apresentamos a construção e operação de um arranjo experimental para melhorar o intemperismo mineral através da atividade de organismos do solo enquanto manipulamos simultaneamente variáveis abióticas conhecidas por estimular o intemperismo. Resultados representativos do funcionamento do setup e análises amostrais são discutidos juntamente com pontos de melhoria.
Abstract
O intemperismo aprimorado (EW) é uma tecnologia emergente de remoção de dióxido de carbono (CO2) que pode contribuir para a mitigação das mudanças climáticas. Esta tecnologia baseia-se na aceleração do processo natural de intemperismo mineral nos solos, manipulando as variáveis abióticas que governam este processo, em particular o tamanho de grão mineral e a exposição a ácidos dissolvidos em água. A EW visa principalmente reduzir as concentrações atmosféricas de CO2 através do aumento do sequestro de carbono inorgânico. Até agora, o conhecimento da EW tem sido adquirido principalmente através de experimentos que se concentraram nas variáveis abióticas conhecidas por estimular o intemperismo mineral, negligenciando assim a influência potencial de componentes bióticos. Enquanto bactérias, fungos e minhocas são conhecidos por aumentar as taxas de intemperismo mineral, o uso de organismos do solo no contexto da EW permanece pouco explorado.
Este protocolo descreve o projeto e a construção de um arranjo experimental desenvolvido para aumentar as taxas de intemperismo mineral através de organismos do solo enquanto simultaneamente controla as condições abióticas. A configuração é projetada para maximizar as taxas de intemperismo, mantendo a atividade dos organismos do solo. Consiste em um grande número de colunas preenchidas com pó de rocha e material orgânico, localizadas em uma câmara climática e com água aplicada através de um sistema de irrigação a jusante. Colunas são colocadas acima de uma geladeira contendo galões para coletar o chorume. Resultados representativos demonstram que essa configuração é adequada para garantir a atividade dos organismos do solo e quantificar seu efeito sobre o sequestro de carbono inorgânico. Os desafios permanecem em minimizar as perdas de lixiviado, garantir uma ventilação homogênea através da câmara climática e evitar o alagamento das colunas. Com esta configuração, uma abordagem inovadora e promissora é proposta para aumentar as taxas de intemperismo mineral através da atividade da biota do solo e desvendar o efeito de fatores bióticos e abióticos como direcionadores de EW.
Introduction
O intemperismo aprimorado (EW) é uma tecnologia relativamente nova e de baixa tecnologia de remoção de dióxido de carbono (CDR) com um potencial significativo para mitigar as mudanças climáticas 1,2,3. O princípio dessa tecnologia baseia-se na aceleração do processo de intemperismo mineral natural nos solos, levando ao sequestro de dióxido de carbono (CO2) na forma de carbono inorgânico (CI)3. O aumento do intemperismo visa aumentar o sequestro de CI otimizando artificialmente os fatores que regem o intemperismo mineral, aumentando assim a velocidade através da qual o intemperismo ocorre em escalas de tempo humanamente relevantes3. Para que o EW seja mais eficaz, os minerais silicatados de intemperismo rápido são moídos em um pó com uma distribuição de tamanho de grão na faixa de micrômetros a milímetros para atingir uma alta área de superfície reativa na faixa de ~1 m2·g-1 3,4.
Até o momento, o conhecimento sobre a ME tem sido fornecido principalmente por experimentos que se concentram em fatores abióticos que governam as taxas de dissoluçãodos minerais 5. Estes incluem reatividade mineral e área superficial, temperatura, composição da solução, tempo de residência da água e acidez 4,6,7, mas pesquisas ainda precisam ser feitas dentro desse contexto. Além de serem influenciados por fatores abióticos, os sistemas naturais, e os solos em particular, são moldados por um grande número de organismos, que vão desde micróbios até a macrofauna, como minhocas. Apesar de alguns estudos mostrarem pouca ou nenhuma influência da atividade biótica da dissolução mineral 8,9,10, outros estudos têm evidenciado que organismos do solo como bactérias 11,12, fungos 13,14 e minhocas 15,16 poderia aumentar as taxas de intemperismo mineral. Portanto, componentes bióticos podem ser a chave para a compreensão do real potencial de sequestro de CI da EW5.
O primeiro mecanismo comum pelo qual os organismos do solo podem acelerar a dissolução mineral é via liberação de CO2 durante a respiração, o que aumenta a acidificação do solo17. Além disso, bactérias e fungos podem aumentar o intemperismo mineral pela exalação de prótons, quelatos, ácidos orgânicos e enzimas, os quais aumentam a dissolução mineral 18,19,20,21. Por exemplo, a quelação através dos grupos carboxila e hidroxila pode criar desequilíbrios iônicos, transportando elementos para longe das superfícies dos minerais e diminuindo os estados de saturação20,22. Isso poderia levar a uma menor formação de minerais secundários e maior eficiência da EW. Além disso, ao se alimentarem de partículas do solo, as fortes ações das paredes do corpo das minhocas poderiam quebrar os grãos minerais em partículas mais finas, aumentando sua área de superfície reativa disponível23. Micróbios que habitam o intestino das minhocas e excrementos frescos poderiam atacar ainda mais essas partículas menores, que exsudam ainda mais ácidos orgânicos e enzimas24,25. Por meio de sua atividade de escavação, além de contribuir para a mistura de partículas orgânicas e minerais, as minhocas também criam macroporos que poderiam permitir que o fluxo de água contornasse o espaço de poros saturados17. Isso poderia permitir que a água interagisse com diferentes superfícies minerais e aumentasse a taxa de contato água-rocha.
Até agora, nenhuma configuração foi construída para estudar as taxas de EW e, portanto, o sequestro de CI usando organismos do solo, garantindo a possibilidade de otimizar diferentes condições abióticas relevantes, como entradas de água, temperatura, tipo de mineral e tamanho de grão mineral. Aqui, são apresentados o projeto e a explicação das etapas de construção de um arranjo inovador que visa aumentar as taxas de EW através da atividade de organismos do solo em pequenos mesocosmos. O arranjo experimental consiste de 203 colunas (comprimento 15 cm, diâmetro 7 cm) colocadas em câmara climática (4,54 m x 2,72 m) a 25 °C por 8 semanas. As 203 colunas são divididas em 10 grupos de 18 e 2 grupos de 10 para caber na câmara climática. Um dos dois grupos de 10 colunas é usado para permitir a inserção de mais três colunas que são usadas como espaços em branco. Cada grupo é colocado acima de uma geladeira e é coberto por um sistema de irrigação remotamente controlável, que permite taxas de irrigação variáveis dentro e entre geladeiras. O chorume de cada coluna é coletado em um jerrycan mantido em temperatura constante na geladeira (Figura 1). Uma geladeira coleta o chorume de um grupo de colunas, o que significa que uma geladeira pode ser considerada como um único sistema de 18 ou 10 colunas. Portanto, o número de colunas neste arranjo experimental pode ser ajustado de acordo com as exigências experimentais com um máximo de 203 colunas.
Figura 1: Vista lateral esquemática da configuração mostrando 5 colunas, mas considerando um sistema de 18 colunas. A estrutura que sustenta as colunas é feita de chapas de aço inoxidável, parafusos de aço inoxidável e placas de acrílico. As colunas são posicionadas no meio da estrutura e são encimadas por um sistema de irrigação. Abaixo das colunas, funis são conectados a galões através de canos para coletar o chorume. Os jerrycans estão em uma geladeira que comporta todo o sistema. O frigorífico pode ser aberto levantando a tampa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Nessa configuração, o uso de pós de rocha silicatada de tamanhos de grão específicos garante que altas taxas de intemperismo possam ser alcançadas, enquanto a inoculação com bactérias, fungos e minhocas especificamente selecionados concede a atividade biótica neste sistema artificial. A configuração permite a quantificação simultânea do carbono sequestrado nas amostras sólidas e líquidas através da medição de CI dissolvido e sólido, bem como alcalinidade total (AT). Além disso, outros parâmetros como pH, condutividade elétrica (CE) e íons podem ser medidos no lixiviado como indicadores de intemperismo. Essa configuração também permite avaliar o impacto da sobrevivência e atividade dos organismos do solo. Resultados representativos são mostrados para provar a adequação deste protocolo para construir uma configuração onde aumentos nas taxas de intemperismo são derivados não apenas de fatores abióticos, mas também bióticos.
Protocol
Abaixo, um protocolo detalhado para a construção das diferentes partes do setup é descrito considerando um sistema de 18 colunas.
1. Construindo o quadro que segura as colunas
- Prepare placas de acrílico para segurar o sistema de irrigação, as colunas, os funis e os tubos para coletar o chorume.
- Corte três placas de acrílico (placas de acrílico 1-3) com dimensões de 63 cm x 67 cm e uma placa de acrílico (placa de acrílico 4) com dimensões de 45 cm x 56 cm.
- Em cada placa de acrílico, corte 18 furos seguindo as instruções nos passos abaixo.
- Placa acrílica 1 - placa superior: corte furos de diâmetro de 0,7 cm para inserir posteriormente os tubos do sistema de irrigação.
- Placa de acrílico 2 - segundo da placa superior: furos cortados de 8 cm de diâmetro para posterior inserção dos pilares (Figura 2).
- Placa de acrílico 3 - segunda da placa inferior: corte furos de 1,2 cm de diâmetro para inserir os funis posteriormente.
- Placa de acrílico 4 - placa de fundo: furos de corte de 1,2 cm de diâmetro para inserir posteriormente os tubos plásticos que levam o chorume até os galões.
- Além disso, corte um orifício de 1,1 cm de diâmetro em cada canto e um orifício de 1,1 cm de diâmetro nas laterais das placas de acrílico 1-3 para inserir os parafusos de aço inoxidável.
- Para cada placa de acrílico, imprima etiquetas plásticas com os números das colunas (1-18) usando uma impressora de etiquetas e cole-as abaixo do respectivo furo.
OBS: A colagem de etiquetas nas placas de acrílico 2, 3 e 4 de acordo com o número das 18 colunas auxilia na colocação das diferentes partes do setup em seus respectivos locais durante sua instalação.
- Use placas e parafusos de aço inoxidável para segurar as placas de acrílico.
- Pegue as chapas de aço inoxidável feitas sob medida, que foram feitas seguindo o desenho mostrado na Figura 3 com dimensões 63,6 cm x 67,3 cm x 4 cm e uma espessura de 1,5 mm.
- Faça furos de diâmetro de 1,1 cm em cada canto e nas laterais de cada chapa de aço inoxidável.
- Leve parafusos de aço inox (50 cm de comprimento).
- Insira placas de acrílico seguindo a ordem de cima para baixo para as placas de acrílico 1 (tubos de irrigação), 2 (colunas) e 3 (funis) nos parafusos de aço inoxidável. Use duas porcas hexagonais e dois suportes de arruela para cada canto para manter a placa de acrílico no lugar.
NOTA: Mantenha distância suficiente entre cada placa de acrílico para inserir os diferentes componentes mais tarde. Mantenha uma distância de ~19,5 cm da placa de acrílico 1 à placa de acrílico 2, ~10,5 cm da placa de acrílico 2 à placa de acrílico 3 e ~16,5 cm da placa de acrílico 3 à placa de acrílico 4. - Instale placas de aço inoxidável superior e inferior nos parafusos de aço inoxidável usando duas porcas hexagonais e dois suportes de arruela para cada canto.
- Coloque todo o sistema em cima da geladeira após a conclusão da construção do sistema de geladeira.
Figura 2: Vista esquemática superior do desenho da placa de acrílico 2 onde são colocados os pilares. As etiquetas numeradas indicam onde as colunas correspondentes precisam ser colocadas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Projeto das placas de aço inoxidável. (A,B) Placa superior. (C,D) Placa inferior. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
2. Construção do sistema frigorífico para a recolha de chorume
- Monte a geladeira para colocar os galões.
- Retire ambas as tampas da geladeira e substitua a tampa traseira por placa de acrílico 4.
NOTA: Uma vez instalada, esta placa de acrílico não deve ser removida. Para trabalhar dentro da geladeira, remova a tampa dianteira levantando-a. - Coloque o frigorífico na câmara de climatização e ligue-o.
- Ajuste a temperatura do frigorífico para 4 °C e coloque um datalogger dentro do frigorífico.
- Feche o frigorífico com a tampa dianteira.
- Monitore os dados gravados pelo datalogger durante a noite. Se a temperatura se desviar do valor desejado, remova a treliça na parte inferior da geladeira e ajuste a temperatura. Repita este procedimento até atingir a temperatura desejada.
- Retire ambas as tampas da geladeira e substitua a tampa traseira por placa de acrílico 4.
- Use tubos de cloreto de polivinila (PVC) para conectar os funis aos galões.
- Corte 18 tubos de PVC (diâmetro interno 0,8 cm) com comprimento adequado para alcançar cada jerrycan dos diferentes funis de acordo com os respectivos números.
NOTA: O comprimento varia de um mínimo de 38 cm para o tubo mais curto a um máximo de 81 cm para o tubo mais longo. - Enxaguar os canos em demi-água antes de seu primeiro uso; em qualquer outro caso, mergulhá-los por 4 dias em 50 L de água, onde 30 g do produto de ácido cítrico foram diluídos para remover os precipitados de carbonato. Depois, enxágue os canos novamente com demi-água.
CUIDADO: mesmo que o produto para ácido cítrico seja seguro de usar, evite o contato com os olhos e o contato prolongado com a pele, usando medidas de proteção adequadas.
NOTA: se houver água ultrapura disponível, é preferível usá-la em vez de demi-água. - Deixe os tubos secar ao ar por 24 h.
- Insira os tubos em chapa acrílica 4 de acordo com seus respectivos números.
- Corte 18 tubos de PVC (diâmetro interno 0,8 cm) com comprimento adequado para alcançar cada jerrycan dos diferentes funis de acordo com os respectivos números.
- Instale funis para direcionar o chorume para os galões.
- Limpe 18 funis com etanol antes de seu primeiro uso; em qualquer outro caso, siga o mesmo procedimento indicado para os tubos de PVC.
CUIDADO: O etanol é inflamável e pode causar irritação nos olhos, pele e trato respiratório, tonturas e respiração superficial. O etanol é prejudicial por ingestão, inalação ou absorção cutânea. - Insira os funis na placa de acrílico 3 e conecte-os aos respectivos tubos de acordo com seus números.
- Limpe 18 funis com etanol antes de seu primeiro uso; em qualquer outro caso, siga o mesmo procedimento indicado para os tubos de PVC.
- Instale galões para recolher o chorume.
- Pegue 10 galões de polietileno de alta densidade (PEAD) com capacidade de 10 L e 8 galões de PEAD com capacidade de 5 L.
NOTA: Os jerrycans de 5 L são utilizados para baixas taxas de irrigação, enquanto os jerrycans de 10 L são utilizados para altas taxas de irrigação (ver Tabela 1). Jerrycans em PEAD são escolhidos como este material é quimicamente inerte. - Diluir 50 ml de sabão da máquina de lavar louça em 10 L de água da torneira. Lave os galões uma vez com esta solução, uma vez com água da torneira e uma vez com demi-água. Repita este procedimento de limpeza antes de qualquer outro uso.
NOTA: se houver água ultrapura disponível, é preferível usá-la em vez de demi-água. - Deixe os galões secar ao ar por 24 h.
- Faça um furo na tampa de cada jerrycan de diâmetro de 1,2 cm para inserir o tubo plástico para coletar o lixiviado.
- Feche os galões com a respectiva tampa.
- Coloque os galões na geladeira em duas camadas, seguindo o esquema mostrado na Figura 4 , conectando simultaneamente os tubos aos galões.
- Pegue 10 galões de polietileno de alta densidade (PEAD) com capacidade de 10 L e 8 galões de PEAD com capacidade de 5 L.
Figura 4: Visão geral esquemática dos galões dentro da geladeira em duas camadas empilhadas, camada inferior (lado esquerdo) e camada superior (lado direito). Círculos pretos indicam a direção das tampas, enquanto os retângulos azul e verde indicam galões de 10 L e 5 L, respectivamente. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
3. Construção das colunas e do sistema de malha
- Usar colunas de PVC como mesocosmos para incubar pó de rocha e organismos do solo
- Corte os tubos de PVC em 18 colunas com 15 cm de comprimento.
- Limpe as colunas seguindo o procedimento 1 se for para seu primeiro uso e o procedimento 2 em qualquer outro caso.
- Procedimento 1:
- Mergulhe as colunas em demi-água por 48 h.
NOTA: se houver água ultrapura disponível, é preferível usá-la em vez de demi-água. - Enxágue as colunas com demi-água. Secar e limpar as colunas com etanol.
- Numere as colunas usando etiquetas ou diretamente com um marcador no tubo.
- Mergulhe as colunas em demi-água por 48 h.
- Procedimento 2:
- Mergulhe as colunas em água por 1 dia.
- Use a escova para esfregar quaisquer restos experimentais.
- Secar e limpar as colunas com etanol.
- Procedimento 1:
- Use anéis do meio para manter colunas acima dos funis.
- Com uma impressora 3D, projete um anel (diâmetro de 8,5 cm e espessura de 0,5 cm). Certifique-se de desenhar outro anel na parte inferior que se encaixe nos orifícios da placa de acrílico 2 para maior estabilidade dos pilares (Figura 5).
- Imprima 18 anéis com a impressora 3D usando material de poliuretano termoplástico (TPU) 95A.
- Coloque os anéis nas colunas em uma posição que mantenha as colunas 2-3 cm acima dos funis.
- Use um sistema de malha na parte inferior das colunas para filtrar o chorume e minimizar as perdas de partículas.
- Corte a malha (poros de 10 μm e 20 μm) em quadrados de 12 cm x 12 cm.
- Mergulhe a malha em água ultrapura por 2 dias. Deixe a malha secar ao ar.
- Na parte inferior da coluna, coloque a primeira malha de 20 μm. Coloque uma camada de 1 cm de contas de plástico sobre a malha de 20 μm.
- Coloque a segunda malha de 10 μm sobre a malha de 20 μm e a camada de contas de plástico.
- Coloque dois cabos para manter o sistema de malha no lugar. Aperte os cabos e corte suas bordas.
NOTA: A Figura 6 mostra como o sistema de malha deve ser montado na parte inferior da coluna.
- Use uma malha superior para evitar a fuga de minhocas.
- Corte a malha de poros de 1 mm em quadrados de 12 cm x 12 cm.
- Uma vez que as colunas são preenchidas com pó de rocha, e minhocas são introduzidas (seção 7), coloque a malha em cima das colunas.
NOTA: Esta malha deve ser colocada no topo das colunas para evitar que as minhocas escapem das colunas. Caso as minhocas não sejam introduzidas, ainda é recomendado o uso dessa malha para manter as mesmas condições para todas as colunas. - Coloque um elástico ao redor da malha para mantê-la no lugar.
Figura 5: Modelo do anel para segurar as colunas da impressora 3D. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Esquema da construção do sistema de malha na parte inferior do pilar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
4. Construção do sistema de irrigação
- Projete e crie aspersores para espalhar a água uniformemente sobre as colunas
- Com uma impressora 3D, faça um projeto para um aspersor seguindo o modelo e as dimensões relativas mostradas na Figura 7.
- Imprima 18 sprinklers com a impressora 3D usando material TPU 95A.
NOTA: Após a impressão, deixe os aspersores secar por pelo menos 24 h antes de inseri-los nas micromangueiras de PE para evitar quebrá-los.
- Instale o sistema de irrigação: válvulas e tubos.
- Rosqueie duas peças do nariz na parte frontal de duas válvulas solenoides e rosqueie dois encaixes plug-in de peça T na parte de trás das válvulas solenoides.
NOTA: Se alguém quiser que a mangueira de água termine com este sistema e não continue para outros sistemas, rosqueie na parte de trás da válvula que será colocada na extremidade da geladeira um encaixe plug-in com duas conexões em vez do encaixe plug-in de peça T. Desta forma, a ligação de água termina aqui. - Instale as duas válvulas solenoides em um lado da placa de aço inoxidável superior.
NOTA: Uma válvula controla um tubo de irrigação, que por sua vez irriga 8 ou 10 colunas do total de 18 colunas. - Corte o tubo de irrigação de polietileno de baixa densidade (PEBD) em dois tubos de 53 cm.
- Feche um lado de cada tubo com uma tampa de extremidade.
- Embrulhe a outra extremidade dos tubos em fita de politetrafluoretileno (PFTE) e conecte-a às válvulas solenoides.
- Faça 8 furos no primeiro tubo de irrigação mais perto da frente da geladeira e faça 10 furos no segundo tubo de irrigação mais longe da frente da geladeira.
OBS: é muito importante fazer os furos utilizando um punção manual, pois este é necessário para o correto posicionamento e funcionamento dos reguladores de pressão. O uso de outras ferramentas como furadeira é desencorajado. - Insira os reguladores de pressão nos orifícios dos dois tubos.
- Corte a micromangueira de polietileno (PE) em 18 pequenos tubos de 20 cm de comprimento para alcançar as colunas do tubo de irrigação e fixá-las aos reguladores de pressão.
- Insira os pequenos tubos nos orifícios da placa de acrílico 1.
- Insira os aspersores nos pequenos tubos horizontalmente até a superfície das colunas.
NOTA: Se alguém tiver problemas com o sistema de irrigação (por exemplo, bloqueios no fluxo de água ou fluxo de água incontrolável), isso pode ser devido a: (a) mau funcionamento das válvulas, (b) partículas remanescentes no tubo; c) Fita de PFTE não devidamente enrolada na extremidade do tubo. Para o ponto a, substitua a válvula. Para os pontos b e c, certifique-se de que os tubos são limpos antes de iniciar a rega das colunas e de que não há resíduos da fita PFTE pendurados no tubo, respectivamente. É importante evitar qualquer transferência de partículas que possam impedir o funcionamento correto da válvula.
- Rosqueie duas peças do nariz na parte frontal de duas válvulas solenoides e rosqueie dois encaixes plug-in de peça T na parte de trás das válvulas solenoides.
- Configure a conexão para o transporte de água.
- Corte a mangueira de poliuretano (PU) em três mangueiras diferentes para a conexão de água. Os comprimentos exatos das mangueiras variam dependendo do projeto do sistema e da câmara. Use a primeira mangueira para conectar a peça T da primeira válvula ao tap, a segunda mangueira para conectar as peças T de cada válvula e a terceira mangueira para conectar a peça T da segunda válvula ao próximo sistema.
NOTA: Se não houver necessidade de uma conexão com o próximo sistema, cortar a terceira mangueira é desnecessário. - Conecte as mangueiras de PU aos encaixes plug-in de peça T na parte traseira das válvulas solenoides.
- Conecte a mangueira PU da primeira válvula com o tap parafusando um encaixe plug-in com duas conexões no anel adaptador.
- Abra a torneira para permitir que a água flua para os tubos.
- Corte a mangueira de poliuretano (PU) em três mangueiras diferentes para a conexão de água. Os comprimentos exatos das mangueiras variam dependendo do projeto do sistema e da câmara. Use a primeira mangueira para conectar a peça T da primeira válvula ao tap, a segunda mangueira para conectar as peças T de cada válvula e a terceira mangueira para conectar a peça T da segunda válvula ao próximo sistema.
- Instale o sistema de controle e configure a conexão com o sistema de irrigação.
- Conecte o controlador habilitado para web, o módulo de expansão de oito relés e a fonte de alimentação do trilho. Coloque-os no compartimento de policarbonato seguindo as instruções fornecidas pelo fabricante.
NOTA: Um controlador modular corresponde a um dispositivo, que por sua vez controla oito relés. Um relé controla a abertura e o fechamento de uma válvula específica. - Conecte as duas válvulas uma com a outra usando os cabos elétricos e conecte o cabo de alimentação a cada válvula.
- Conecte a outra extremidade do cabo de alimentação ao controlador habilitado para Web.
- Conecte tudo a um plugue elétrico e faça uma conexão com a internet para o controlador habilitado para web.
- Conecte o controlador habilitado para web, o módulo de expansão de oito relés e a fonte de alimentação do trilho. Coloque-os no compartimento de policarbonato seguindo as instruções fornecidas pelo fabricante.
- Configure o controle on-line das configurações de irrigação para definir as taxas de irrigação.
- Siga as instruções fornecidas pelo fabricante para configuração e configuração. Para programação e teste, use o navegador da Web.
- Vá para http://10.73.10.250/setup.html.
- Use um nome de usuário e senha para fazer login.
- No menu esquerdo, vá para Controle/Lógica e, em seguida, para Tarefas/Funções.
- Um relé controla a abertura e o fechamento de uma válvula. Para cada relé, há duas tarefas, uma liga o relé (válvula aberta) e a outra desliga o relé (válvula fechada). Para alterar a configuração de cada tarefa, clique em Editar.
- Quando a tarefa do relé for definida, defina a data e a hora em que o relé deve começar a funcionar clicando em Data de Início e Hora de Início (por exemplo, 4 de maio de 2022 às 7:45:00; veja a Figura 8). Para definir a frequência de rega, clique em Definir repetir e repetir a cada (por exemplo, diariamente a cada 1 dia(s) para uma frequência de rega de uma vez por dia; veja a Figura 8). Para definir a data em que o relé para de funcionar, clique em Data de Repetição Final (por exemplo, 20de maio de 2022 às 23:59:59; veja a Figura 8).
- Quando a tarefa do relé for deflagrada, defina a hora em que o relé deve parar de funcionar. Isso depende da taxa de irrigação da água necessária e da frequência de rega, por exemplo, defina o tempo em 7:46:30 para uma repetição diária. Isso significa que o relé funciona por 1 min 30 s, para a quantidade de água de 50 mL·dia-1 na frequência de rega de uma vez ao dia (ver Tabela 1). As datas de início e término são as mesmas da tarefa de ligar o relé, bem como a frequência de rega.
- Quando a configuração de cada relé estiver concluída, lembre-se de clicar em Salvar alterações.
NOTA: Nem todos os relés devem estar funcionando simultaneamente, para evitar a sobrecarga do sistema. Sempre deixe pelo menos 30 s entre as tarefas de diferentes relés (por exemplo, o relé 1 do dispositivo 1 termina sua tarefa às 07:46:30, o relé 2 do dispositivo 1 inicia sua tarefa às 07:47:00). - Verifique se as configurações de cada relé têm a mesma Data de Início e Data de Término. A Tabela 1 mostra um exemplo do tempo necessário para diferentes taxas de irrigação de água em diferentes frequências de rega.
NOTA: O sistema de irrigação permite mais taxas de irrigação de água e frequências de rega além das listadas, mas precisa ser testado por quanto tempo as válvulas precisam permanecer abertas para diferentes quantidades de água. Para as taxas de irrigação listadas na Tabela 1, ainda é bom verificar com um primeiro teste se isso é válido, pois pode mudar de acordo com a pressão da água e o desenho do sistema.
Figura 7: Modelo do aspersor para o sistema de irrigação com dimensões relativas . (A) Vista superior do aspersor. (B) Vista lateral do aspersor. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 8: Exemplo da exibição das configurações do sistema de irrigação para acionamento do relé. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Taxa de irrigação da água (mL·dia-1) | Frequência de rega (número de vezes ·dia-1) | Tempo de revezamento para o(s) trabalho(s) |
| 50 |
1 | 95 |
| 2 | 50 | |
| 5 | 23 | |
| 100 |
1 | 190 |
| 2 | 100 | |
| 5 | 45 | |
| 150 |
1 | 280 |
| 2 | 140 | |
| 5 | 55 |
Tabela 1: Indicações dos tempos necessários para que as válvulas sejam abertas para permitir diferentes taxas de irrigação de água em diferentes frequências de rega.
5. Seleção de pós de rocha, materiais orgânicos e biota do solo
NOTA: Para este experimento, pós de rocha, materiais orgânicos e organismos do solo são selecionados com base na disponibilidade, ocorrência local e revisão da literatura. Além disso, os micróbios são selecionados com base em sua não patogenicidade, determinada pela classificação das regras técnicas para agentes biológicos (TRBA)26,27,28. Dependendo da pergunta exata da pesquisa, esses fatores podem ser ajustados.
- Selecione pós de rocha para os experimentos.
NOTA: Os pós de rocha selecionados para estes experimentos são rochas ultramáficas e máficas de várias composições mineralógicas, como dunita e diabásio. Cada rocha possui duas classes principais de granulometrias, fina (faixa micrométrica) e grossa (faixa milimétrica). - Selecione materiais orgânicos para o experimento.
NOTA: Os materiais orgânicos selecionados para esses experimentos como fonte de alimento para a biota do solo são palha de trigo e digeridos a partir de esterco e resíduos de ração animal. - Selecione as bactérias para o experimento.
NOTA: As bactérias selecionadas para estes experimentos são Bacillus subtilis e Cupriavidus metallidurans. As bactérias são provenientes do Instituto Leibniz DSMZ (Alemanha).- Cultivar bactérias em caldo nutriente, consistindo de peptona bacto (10 g· L-1), extrato de carne (3 g· L-1) e cloreto de sódio (10 g· L-1) dissolvido em água ultrapura (18,2 mΩ), seguindo as instruções do fornecedor.
- Autoclave de todos os meios de cultura a 121 °C por 20 min antes da inoculação com a cultura antiga (volume = 1% da cultura nova).
- Determinar as densidades celulares através da contagem de células com um hemacitômetro e verificar as contagens celulares via citometria de fluxo.
OBS: Este estudo utilizou um citômetro de fluxo equipado com lasers violeta (405 nm) e azul (488 nm), com vazão de 10 μL/min, detectado no canal FL1 (EX 488, EM 525/40).
- Selecione os fungos para o experimento.
NOTA: Os fungos selecionados para estes experimentos são Knufia petricola, Suillus variegatus e Aerobasidium pullulans. Os fungos são provenientes do Instituto Leibniz DSMZ (Alemanha), exceto K. petricola, que é proveniente do Instituto Westerdijk (Holanda).- Cultivar as culturas fúngicas em caldo de extrato de malte, constituído por extrato de malte (20 g· L-1), D-(+)-glicose (20 g· L-1) e hidrolisado de caseína (3 g· L-1) dissolvido em água ultrapura (18,2 mΩ), seguindo as instruções do fornecedor.
- Autoclave de todos os meios de cultura a 121 °C por 20 min antes da inoculação com a cultura antiga (volume = 1% da cultura nova). Determinar as densidades celulares através da contagem de células com um hemacitômetro.
- Selecione minhocas para o experimento.
NOTA: As minhocas selecionadas para estes experimentos são as espécies endogéticas Aporrectodea caliginosa e Allolobophora chlorotica. As minhocas são coletadas no parque De Blauwe Bergen, perto da Universidade de Wageningen, na Holanda (51°58'51.8"N 5°39'38.0"E) antes do experimento.
6. Preenchimento das colunas
- Determinar a capacidade de retenção de água (WHC) dos pós de rocha e dos materiais orgânicos, secando primeiro cada material a 105 °C. Em seguida, coloque o material seco em uma tigela e registre o peso. Adicione água aos poucos até que os materiais estejam úmidos o suficiente e registre o peso final. A CCS é então dada pela Equação 1.
(1) - Triture a palha através de um moedor de 6 mm.
- Secar em estufa os minerais e materiais orgânicos a 40 °C por 2 dias consecutivos.
- Pese 400 g de minerais e 10 g de materiais orgânicos em uma tigela.
NOTA: As quantidades podem ser adaptadas de acordo com as necessidades experimentais, mas a mistura de material deve caber dentro da coluna. - Ajustar o WHC para 80% de acordo com o tipo de mineral, granulometria mineral e fonte orgânica presente.
- Misture tudo cuidadosamente com uma colher de metal.
- Preencha as colunas com a mistura.
- Coloque as colunas preenchidas na câmara climática em seu respectivo local, conforme demonstrado na Figura 2. Se as colunas não puderem ser colocadas imediatamente na câmara climática, armazene-as a 15 °C e cubra-as com uma folha de plástico para evitar perdas de água e limitar as alterações nas condições iniciais.
OBS: Segure as colunas na parte inferior e insira-as com cuidado nas placas de acrílico para evitar a perda de seu conteúdo. A Figura 9 ilustra esquematicamente as etapas que devem ser seguidas para preencher as colunas.
(1)
Figura 9: Visão geral esquemática das diferentes etapas para preenchimento das colunas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
7. Inoculação da biota do solo
- Inocular bactérias e fungos em dois momentos durante o enchimento das colunas (Método 1) ou imediatamente antes da adição de minhocas (Método 2).
- Método 1
- Dependendo da densidade de inoculação desejada (uma faixa de densidades celulares entre 1,5 x 109 e 4,8 x 10 10 células por coluna para bactérias e entre 5,5 x 107 e 5,5 x10 8 células por coluna para fungos), inocular as diferentes espécies microbianas à mistura de minerais e materiais orgânicos, uma vez que a água tenha sido adicionada de acordo com o tratamento usando uma pipeta.
NOTA: A água adicionada precisa ser ajustada de forma que a quantidade (mililitros) que é adicionada através da inoculação seja subtraída da quantidade total de água que é adicionada para atingir 80% da WHC. - Misture tudo cuidadosamente com uma colher de metal.
- Preencha as colunas com a mistura.
- Limpe a tigela e a colher usada para misturar os materiais com etanol para uso sucessivo.
- Cubra as colunas com a malha superior.
- Dependendo da densidade de inoculação desejada (uma faixa de densidades celulares entre 1,5 x 109 e 4,8 x 10 10 células por coluna para bactérias e entre 5,5 x 107 e 5,5 x10 8 células por coluna para fungos), inocular as diferentes espécies microbianas à mistura de minerais e materiais orgânicos, uma vez que a água tenha sido adicionada de acordo com o tratamento usando uma pipeta.
- Método 2:
- Dependendo da densidade de inoculação desejada, inocular as diferentes espécies microbianas na superfície das colunas de acordo com o tratamento usando uma pipeta.
- Cubra as colunas com a malha superior.
- Método 1
- Dependendo da densidade desejada (4, 8 ou 10 minhocas por coluna), introduza minhocas nas colunas de acordo com o tratamento, depositando-as suavemente na superfície das colunas. Depois, cubra a coluna com a malha superior.
NOTA: Tanto os micróbios como as minhocas devem ser inoculados 1 dia antes do início da rega para permitir que se adaptem ao sistema. A densidade de inoculação pode ser alterada de acordo com as necessidades experimentais. Esteja ciente de que este não é um ambiente estéril, e pode haver contaminação potencial com microrganismos transportados pelo ar, água ou material de entrada. Para evitar a contaminação bacteriana pela ventilação, adicione um filtro de 0,2 μm no topo das colunas.
8. Coleta e análise das amostras
- Retirar as colunas da câmara no final do período experimental.
- Colete minhocas e conte-as para determinar sua taxa de sobrevivência e avaliar sua atividade.
- Homogeneizar a mistura de pó de rocha e materiais orgânicos e colher subamostras para análises microbianas para caracterizar melhor a presença e atividade dos microrganismos de interesse.
- Secar o teor das colunas a 40 °C durante 5-7 dias para subsequentes análises de fase sólida para carbono inorgânico sólido (SIC).
- Pesar os galões para determinar o volume final de lixiviado e coletar amostras de lixiviado para análises adicionais, como AT, carbono inorgânico dissolvido (DIC), pH, CE e íons.
- O objetivo experimental é determinar se os organismos do solo podem aumentar as taxas de intemperismo neste sistema e encontrar a combinação ótima das variáveis consideradas, o que leva ao maior potencial de sequestro de carbono. Determine isso comparando os resultados dos parâmetros analisados de acordo com as diferentes combinações.
NOTA: A estratégia de amostragem e as análises posteriores podem ser ajustadas de acordo com os cenários experimentais e as necessidades de investigação.
Representative Results
O arranjo apresentado consistiu de um total de 203 colunas localizadas em uma câmara climática a 25 °C (Figura 10). A escolha de localizar o setup em uma câmara climática permitiu o controle de temperatura e umidade relativa constantes. A colocação de galões num frigorífico a 4 °C garantiu que a composição do lixiviado não fosse alterada ao longo do tempo devido à actividade microbiana.
Figura 10: Fotos do arranjo experimental na câmara climática. (A) Visão geral de um único sistema. (B) Close-up de uma única coluna. (C) Close-up de galões na geladeira. (D) Visão geral de todos os sistemas na sala climatizada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
O uso de um avançado sistema de irrigação automatizado permitiu que as colunas pudessem ser regadas com taxas e frequências variáveis usando o sistema de controle on-line (Figura 11). O sistema de irrigação permitiu modificar a quantidade de água recebida pelas colunas. A validação do sistema mostrou que ele levou a uma diferença mínima de 1% e a uma diferença máxima de 6% na quantidade de água fornecida entre os diferentes pilares (Figura 12). Diferenças menores foram encontradas para menores taxas de irrigação, enquanto maiores diferenças foram encontradas para maiores taxas de irrigação. No geral, a média foi menor para as taxas de irrigação de 50 mL·dia-1 e 150 mL·dia-1, enquanto foi maior para uma taxa de irrigação de 100 mL·dia-1 (Figura 12).
Figura 11: Quantidade média de água vs. tempo. Quantidade média de água medida para uma taxa de irrigação de 50 mL·dia-1 distribuída em um período de 24 h de acordo com três frequências de irrigação de uma vez ao dia, duas vezes ao dia e cinco vezes ao dia para 8 colunas. As barras indicam o erro padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 12: Quantidade média de água vs. taxa de irrigação. Quantidade média de água medida para uma taxa de irrigação de 50 mL·dia-1 em 8 colunas e para taxas de irrigação de 100 mL·dia-1 e 150 mL·dia-1 em 10 colunas. As barras indicam o erro padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
A construção e o dimensionamento desse arranjo permitiram a coleta tanto do conteúdo sólido no interior dos pilares, composto por pó de rocha (processado) e materiais orgânicos, quanto da quantidade total de chorume que escorria dos pilares durante todo o período experimental (Figura 13). Apesar de ter sido bem sucedido na coleta do lixiviado, a quantidade final de chorume coletada foi inferior à quantidade de lixiviado que se esperava coletar ao final dos experimentos de acordo com a taxa de irrigação (Figura 14). A redução do chorume coletado foi provavelmente resultado da evaporação direta e derramamentos de lixiviado no fundo das colunas. Isso deve ser levado em conta na análise dos resultados das análises.
Figura 13: Imagens representativas das colunas e do chorume. Colunas preenchidas com pó de rocha e materiais orgânicos no início dos experimentos (lado esquerdo) e chorume coletado nos galões no final dos experimentos (lado direito). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 14: Total de litros coletados ao final dos experimentos por dose de irrigação. As linhas tracejadas indicam a quantidade esperada de lixiviado coletado de acordo com a taxa de irrigação por período experimental, indicada pela linha azul clara para 50 mL·dia-1, a linha azul escura para 100 mL·dia-1 e a linha verde para 150 mL·dia-1. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
A mistura de pó de rocha e material orgânico foi analisada para avaliar a taxa de sucesso da biota do solo em termos de composição da comunidade microbiana de bactérias e fungos e de sobrevivência e atividade de minhocas (Figura 15).
Figura 15: Crescimento fúngico e sobrevivência de minhocas. Ao final dos experimentos e antes da amostragem, sinais visuais de crescimento fúngico (lado esquerdo) e sobrevivência de minhocas (lado direito) nas colunas preenchidas com pó de rocha e materiais orgânicos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Além de outros parâmetros, o lixiviado foi analisado para AT e CIVD, pois AT e CI são bons proxies para taxas de intemperismo mineral 4,29,30,31. A AT foi medida com um Metrohm Titrando29,30, enquanto a DIC foi com um analisador de carbono orgânico total (COT) Skalar. Usando um analisador de COT, a DIC é calculada a partir da diferença entre o carbono dissolvido total (DC) e o carbono orgânico dissolvido (DOC). A Figura 16 e a Figura 17 mostram a distribuição cumulativa para alguns valores de exemplo obtidos nessas análises para um ensaio experimental. Utilizando-se esse arranjo experimental, os valores de AT variaram de 0,019 mol a 0,025 mol, enquanto os de CDIC variaram de 7,352 mg C a 259,279 mg C (Figura 16 e Figura 17).
Figura 16: Distribuição de probabilidade dos valores de exemplo medidos para AT no lixiviado coletado no final do período experimental. Tratamentos onde colunas inundadas, não são exibidos. Os valores são expressos em mol e corrigidos para a quantidade total de lixiviado coletado ao final dos experimentos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 17: Distribuição de probabilidade dos valores de exemplo medidos para CIVD no lixiviado coletado no final do período experimental. Tratamentos onde colunas inundadas, não são exibidos. Os valores são expressos em mg de carbono (C) e corrigidos para a quantidade total de lixiviado coletado ao final dos experimentos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
Dentro do contexto de pesquisa atual, essa configuração foi projetada exclusivamente para otimizar o sequestro de carbono inorgânico, melhorando o intemperismo mineral por meio da atividade da biota do solo, ao mesmo tempo em que manipula fatores abióticos conhecidos por estimular o intemperismo. A possibilidade nesta configuração de coletar tanto o material sólido processado quanto o lixiviado permite uma caracterização completa de ambas as frações. Apesar da enorme quantidade de colunas, a coleta das amostras e as análises realizadas garantem uma coleta de dados de alta qualidade. Além disso, ter um grande número de combinações em uma única execução experimental é muito importante para analisar os dados coletados com métodos estatísticos modernos e avançados, como o aprendizado de máquina. Esses métodos podem ser usados para determinar as principais variáveis que levam a altas taxas de intemperismo e posterior sequestro de carbono. Consequentemente, esta configuração fornece a oportunidade de melhorar a compreensão dos efeitos que os organismos do solo podem ter sobre o EW e o sequestro de CI. Isso é fundamental para estabelecer restrições mais realistas sobre os limites da EW e sua eficiência na redução das concentrações atmosféricas de CO2 . Este arranjo apresenta diversas originalidades em relação aos estudos existentes que investigaram a ME e o efeito de organismos do solo.
Em relação aos efeitos dos fatores abióticos sobre a ME, estes já foram investigados em estudos anteriores 4,29,30,31,32,33,34. Alguns desses estudos compararam diferentes quantidades, tipos e tamanhos de grãos de rochas, mas sua configuração consistiu em um experimento em vaso 32,33 ou incluiu a mistura de pó de rocha com solo34. Outros experimentos focaram em um tipo de rocha com diferentes taxas de irrigação, mas não tiveram a possibilidade de irrigar frequentemente com um sistema automatizado ou focaram em múltiplas taxas e frequências de irrigação35. Outros estudos apresentaram arranjo semelhante ao apresentado no protocolo atual, com possibilidade de ajustar as taxas de irrigação e manter a temperatura constante, além de variar tamanhos e tipos de grãos de rocha29,30. Além disso, o desenho desses setups foi comparável ao proposto no presente manuscrito e destinado à coleta do lixiviado para análises posteriores29,30. Além disso, as concentrações de CO2 foram variadas nesses estudos como outro fator que aumenta o intemperismo29. No entanto, nenhum desses estudos anteriores enfocou o efeito de fatores bióticos na promoção da ME. Nesta configuração, o objetivo é melhorar o processo de intemperismo e posterior sequestro de CI, inoculando bactérias, fungos e minhocas específicas e determinando até que ponto eles podem acelerar a EW.
Em relação ao efeito de fatores bióticos sobre a ME, poucos estudos não se concentraram especificamente na ME, mas investigaram se os organismos do solo podem influenciar o intemperismo mineral. Esses estudos têm explorado principalmente como o intemperismo é afetado por organismos do solo utilizando meios de cultura 19,21, placas de Petri 36, sacos de nylon enterrados no solo14 ou pequenas quantidades de pó de rocha misturado com outros substratos36,37. O uso de sistemas ou configurações tão pequenos torna desafiador separar o efeito dos organismos de outras variáveis. Alguns experimentos utilizaram arranjo semelhante ao aqui proposto, porém em menor escala, com colunas cheias de pó de rocha inoculadas com organismos do solo38,39,40. No entanto, esses experimentos ou cultivaram plantas concomitantemente e não focaram no efeito exclusivo de organismos específicos do solo13,35, ou não coletaram o lixiviado 36. Além disso, a maioria dos estudos que mostraram que bactérias, fungos e minhocas aumentam o intemperismo mineral tem focado no efeito desses organismos na liberação de nutrientes como um indicativo de intemperismo e não no sequestro de CI 11,13,14,19,36,37,38. Sobretudo, nenhum desses estudos anteriores visou promover a ME ou apresentou a possibilidade de ajustar e manter fatores abióticos ao longo do período experimental. Nessa configuração, em vez de manter todos os fatores abióticos constantes, uma infinidade de combinações é testada para quatro fatores abióticos, como taxas e frequências de irrigação da água, tipo de pó de rocha e tamanho de grão, com o objetivo de promover a ME através da atividade dos organismos do solo.
Além disso, nenhum dos estudos anteriores que enfocaram o efeito de fatores abióticos ou bióticos sobre a ME apresentou a possibilidade de ter um número extremamente grande de colunas e variáveis dentro de um ensaio experimental. Nesta configuração, é possível testar várias combinações diferentes de várias variáveis durante uma série de experimentos devido ao impressionante número de colunas para as quais a configuração foi projetada, enquanto ainda fornece resultados de alta qualidade. Dada a novidade da configuração, abaixo são apresentadas algumas possíveis melhorias e desafios remanescentes que poderiam ser considerados ao projetar futuras configurações semelhantes.
Devem ser asseguradas condições homogéneas de ar na câmara de incubação. A colocação do setup em uma câmara climática garantiu temperatura e umidade relativa constantes. Restrições de ventilação (por exemplo, fluxo de ar) podem ter criado variabilidade espacial nas condições atmosféricas e, assim, levado à evaporação desproporcional das colunas em determinados locais, o que é um fenômeno comum nesse tipo de configuração35. Para lidar com essa desvantagem, quando a replicação e a randomização não são possíveis, é aconselhável calcular um balanço hídrico para colunas colocadas em vários locais ao longo da câmara.
As colunas devem ser cuidadosamente alinhadas com os funis uma vez inseridas na placa de acrílico para evitar a perda de lixiviado. Durante o período experimental considerado, ocorreram perdas de lixiviado do fundo dos pilares devido ao posicionamento incorreto dos funis ou ao entupimento das telas. Juntamente com a evaporação, isso pode explicar, em parte, por que o lixiviado coletado foi menor em comparação com o esperado (Figura 13). Para minimizar essas perdas, é importante certificar-se de que os funis estejam posicionados de forma ideal abaixo das colunas. Usar funis mais largos também é uma opção viável. Neste caso, deve-se atentar para o diâmetro dos furos durante a construção das placas de acrílico e a distância entre as placas de acrílico.
O fluxo de água mais lento em experimentos com coluna de solo onde a água é aplicada com frequência é um problema recorrente 7,30,40. Nos experimentos realizados com o arranjo apresentado, em alguns casos foram utilizadas taxas de irrigação bastante elevadas e granulometrias minerais muito finas, que inicialmente carecem de uma estrutura como normalmente observada nos solos. Isso pode ter feito com que os poros das malhas na parte inferior das colunas contendo apenas minerais finos obstruíssem durante a execução dos experimentos. Portanto, a água não fluiu rápido o suficiente através das colunas, o que resultou tanto em alagamento das colunas, reduzindo a infiltração de água e a coleta de lixiviado, quanto em condições anóxicas dentro das colunas, impactando os processos biogeoquímicos. Para mitigar esse problema, é importante sempre misturar uma certa porcentagem de grãos grossos com minerais mais finos e evitar misturas de grãos minerais 100% muito finos. Outra opção é permitir que as colunas experimentem um certo número de ciclos de molhamento/secagem para iniciar a formação da estrutura do solo e, assim, melhorar a infiltração de água. Além disso, antes do início do experimento, seria útil determinar a dinâmica básica da água no solo, como fluxo saturado e insaturado e curva de retenção de água, em alguns mesocosmos para melhor entender o fluxo de gases, o estado de saturação mineral e os direcionadores da atividade dos organismos.
O arranjo experimental apresentado é conveniente de usar, apresenta uma instalação simples e pode ser ajustado de acordo com as necessidades da pesquisa. No contexto do intemperismo mineral, com os ajustes necessários, ele pode ser acoplado a uma câmara de gás, a fim de não apenas caracterizar o carbono na fase sólida e aquosa, mas também observar a dinâmica do carbono na fase gasosa. Além disso, essa configuração pode ser usada para estudar taxas realistas de infiltração de água com sequências seco-úmido, uma vez que essas dinâmicas temporais podem influenciar fortemente o intemperismo41. O uso dessa configuração não se limita a experimentos que focam apenas em minerais silicatos, mas pode ser implementado em experimentos em coluna que utilizam diferentes substratos. Além disso, a duração dos experimentos pode ser encurtada ou ampliada de acordo com as necessidades experimentais, e o número de colunas pode ser alterado. A possibilidade de coletar amostras tanto dos materiais sólidos processados quanto do lixiviado nos permite realizar diferentes análises para focar em um dos dois componentes ou em ambos. Para o conhecimento atual, esta é a única configuração que foi construída até agora com um número excepcional de colunas que visa usar organismos do solo para melhorar o intemperismo mineral e, ao mesmo tempo, controlar as condições abióticas em um sistema feito exclusivamente de minerais silicatados e materiais orgânicos.
Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Ton van der Zalm de Tupola pelo desenvolvimento do sistema de irrigação. Além disso, agradecemos a Jaco Baars de Tupola pelas risadas e apoio mental dado durante a construção deste setup. Agradecemos a Peter Garamszegi e Ángel Velasco Sánchez por ajudarem a regar as colunas manualmente quando o sistema de irrigação não estava funcional. Agradecemos também a Steven Heesterman, Xuming Li, Karen Morán Rivera, Jonna van den Berg e Kangying Xie pela ajuda prestada durante a amostragem. Agradecemos a Peggy Bartsch, Tom Jäppinen, Peter Nobels, Brent Rotgans, Andre van Leeuwen e Gerlinde Vink pela assistência no laboratório, pelas análises das amostras e pelas frutíferas discussões. Por fim, agradecemos a Jeroen Zonneveld, da Unifarm, pelo fornecimento e manutenção da câmara climática. Esta configuração foi construída como parte do projeto Bio-Accelerated Mineral Weathering (BAM!), que é financiado pelo programa-quadro de investigação e inovação Horizonte 2020 da União Europeia ao abrigo do acordo de subvenção n.º 964545.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acryl sheet plates | WSV kunststoffen BV | N/A | Used for holding columns, funnels, irrigation tubes and pipes. |
| Adapter ring | Tameson | FL2S-FM-B-014G-034G | Used ot make the system to connect the PU hose to the tap. |
| Cable ties | Gamma | 456196 | Used for holding the mesh system. |
| Citric acid | Nortembio (amazon.nl) | B01BDLOGW2 | Used for cleaning pipes and funnels. |
| CytoFLEX flow cytometer | Beckam Coulter | CytoFLEX | |
| Dishwasher soap | BOOM | 77000307.9010 | Used for cleaning the jerrycans. |
| Eight relay expansion module | Control by web | X-12s | Used to control the valves of hte irrigation system. |
| End cap | Wildkamp | 819906 | Used to close one end of the main tube of the irrigation system. |
| Fridges | HorecaGemak | DIA-BVL031/6P | Used for storing the jerrycans. |
| Funnels | Praxisdienst | 135864 | Used for directing the leachate from the columns to the jerrycans. 75 mm diamater. |
| Hand punch | Wildkamp | 719928 | Used to cut holes for small tubes in the main tube of the irrigation tube. |
| HDPE Jerrycan 10 L | Glas-shop.be | 105157 | Come with lid. Used to collect the leachate. |
| HDPE Jerrycan 5 L | Glas-shop.be | 105156 | Come with lid. Used to collect the leachate. |
| Hexagon nut | Fabory | 51080.100.001 | Used to block acryl sheets on metal screws. |
| Label printer | Brother | PT-H107B | Used for printing labels to stick on acryl sheets. |
| Ldpe irrigation pipe | Wildkamp | 15382585 | Used to make main tube of the irrigation system. |
| Luggage scale | United Entertainment | 8718274546996 | Used to weigh jerrycans. |
| Mesh 10 μm | Franz Eckert | PES-10/2 | Used for the mesh system. |
| Mesh 20 μm | Franz Eckert | PES-20/13 | Used for the mesh system. |
| Metal screws | Schroeven goothandel.nl | 100975401010 | Used to install acryl sheets. |
| Micro hose for drip irrigation | Wildkamp | 15119128 | Used to make small tubes of the irrigation system. |
| Middle ring | self-made with 3D printer | self-made with 3D printer | Used for holding the columns a few centimeters above the funnels. |
| Nosepiece | Wildkamp | 15045986 | Used to connect the solenoid valve to the irrigation pipe. |
| Nylon mesh | Sefar | N/A | 1 mm mesh used for the top of the columns to prevent earthworms' escape. |
| Plastic beads | lyondelbasell | TRC 352N C12507 | Used for the mesh system. |
| Plug-in fitting with 2 connections | Tameson | F24V5 | Used at the end of the system to end the PU hose. |
| Polycarbonate enclosure | RS | 498-5387 | Used to house the electronical compontents of the irrigation system. |
| Power cable | RS | 775-6075 | Used to connect the valves. |
| pp coupling | Wildkamp | 719780 | Used to make the system to connect the PU hose to the tap. |
| Pressure regulator | Wildkamp | 719943 | Used to make sure all small tubes were releasing same amount of water. |
| PTFE tape | GAMMA | 237001 | Used ot wrap the end of hte irrigation pipe. |
| PU hose | Tameson | PU-8-1198-50-1 | Used to connect all the valves with eath other and to the tap. |
| PVC pipes | Rubbermagazijn | 99001230 | Used for connecting the funnels to the jerrycans. |
| PVC tubes | Wildkamp | 91700 | Used to make the columns. |
| Rail power supply | RS | 145-7873 | Used to supply power to the eight relay expansion module. |
| Rubber bands | PasschierTerpo | 8714603820621 | Used to hold the mesh for earthworms. |
| Solenoid valve | Tameson | CM-DA014B020E-024DC | Used for opening and closing of the waterflow. |
| Sprinklers | self-made with 3D printer | self-made with 3D printer | Used for evenly distribute the water over the columns. |
| Stainless steel plates | 24/7 tailor steel | N/A | Used as a frame for the set-up above the fridge. |
| T-piece plug in fitting | Tameson | F25DT | Used to connect the solenoid valve to the PU hose. |
| TPU 95A material | MakerPoint | 1756 | Used to print components with 3D printer. |
| Washer carriers | Fabory | 50095.100.001 | Used to put below hexagon nut. |
| Web Enabled Controller | Control by web | X-400-I(9-28 VDC) | Used for allowing online control of the irrigation settings. |
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