Summary
Wir diskutieren den Bau und Betrieb einer komplexen nichtlinearen optischen System, das ultraschnelle all-optische Schaltelemente verwendet zu isolieren Raman von Fluoreszenz-Signalen. Mit diesem System sind wir in der Lage, erfolgreich getrennt Raman-und Fluoreszenz-Signale nutzen Pulsenergien und mittleren Leistungen, die biologisch unbedenklich bleiben.
Abstract
Raman-Spektroskopie wird häufig durch eine starke Fluoreszenz-Hintergrund geplagt, vor allem für biologische Proben. Wird eine Probe mit einem Zug der ultraschnellen Impulsen, ein System, das zeitlich trennen kann spektral überlappende Signale auf einer Pikosekunden-Zeitskala isolieren können gespannt ist prompt angekommen Raman-Streulicht aus späten Ankunft Fluoreszenzlicht. Hier besprechen wir den Bau und Betrieb einer komplexen nichtlinearen optischen System, das all-optische Schaltelemente verwendet in der Form eines Low-Power-optischen Kerr Tor zum Raman-und Fluoreszenz-Signale zu isolieren. Ein einziger 808 nm-Laser mit 2,4 W Durchschnittsleistung und 80 MHz Wiederholrate ist gespalten, mit ca. 200 mW von 808 nm Licht, das auf <5 mW von 404 nm Licht geschickt, um die Probe zu Raman-Streuung zu erregen umgewandelt. Die restlichen nicht umgesetzten 808 nm Licht wird dann zu einem nichtlinearen Medium, wo es als die Pumpe für die all-optischen Shutter geschickt. Der Verschluss öffnet und schließt in 800 fs mit einem maximalen Wirkungsgrad von etwa 5%. Mit diesem System sind wir in der Lage, erfolgreich getrennt Raman-und Fluoreszenz-Signale bei einer 80 MHz Wiederholrate mit Pulsenergien und mittleren Leistungen, die biologisch unbedenklich bleiben. Da das System keine freien Kapazitäten in Bezug auf die optische Leistung hat, haben wir ausführlich mehrere Design und Ausrichtung Überlegungen, die Hilfe bei der Maximierung des Durchsatzes der Anlage. Wir diskutieren auch unser Protokoll für den Erhalt der räumlichen und zeitlichen Überlappung der Signal-und Pumpstrahlen innerhalb der Kerr-Medium, sowie ein ausführliches Protokoll für Spektrenerfassung. Schließlich berichten wir einige repräsentative Ergebnisse der Raman-Spektren in Gegenwart von starken Fluoreszenz mit unserer Zeit-Gating-System erhalten.
Protocol
1. Einige Vorsicht ist bei der Vorbereitung und Platzierung eines Raman-Probe innerhalb dieses Systems getroffen werden.
- Da das System in der Regel nutzt eine sehr hohe numerische Apertur Ziele mit sehr geringen Arbeitsabstand, werden die Proben auf einem Deckglas platziert. Biologische Proben sind in der Regel auf einer Nr. 1 Dicke Deckglas in einem Attofluor Zellkammer (Invitrogen, Carlsbad, CA) montiert platziert.
- Flüssige Proben, vor allem für den Menschen giftig sind in einer kleinen Glasflasche mit einem Deckglas zementiert, um die Öffnung durch eine Silikon-Epoxy-gelegt. Die Flasche wird dann für die Messung invertiert.
- Da unser System hängt präzises Timing der Pumpe und Signalimpulse, sind wir gezwungen nicht auf die herkömmliche Fokuseinstellung unserer Mikroskop, das das Ziel übersetzt nach oben und unten verwenden. Dies addiert und subtrahiert optischen Weg von unserem System. Stattdessen legen wir unsere Proben auf einer zweiten Stufe auf der Oberseite des Mikroskops, dass ihre eigenen, unabhängigen Fokus Kontrolle hat montiert.
2. Um Zeit-gated Raman-Spektren lassen, muss der Anregungsstrahl gut vorbereitet sein.
- Wir beginnen mit Licht, das aus einem 2,4 W abstimmbare, gepulste Ti: Sapph Laser (Chameleon, Coherent Systems, Santa Clara, CA). Jeder Impuls in der 80 MHz Impulsfolge hat 30 nJ Energie, hat eine zeitliche Breite von 140 fs und hat ein Spektrum bei 808 nm mit einer spektralen Bandbreite von ca. 6 nm zentriert.
- Um zu verhindern, Back-Reflexionen von Wiedereinstieg in den Laserresonator wird das Licht durch einen Faraday-Isolator weitergegeben. Ein Halbwellenplatte vor dem Faraday-Isolator gelegt ermöglicht eine kontinuierliche Optimierung der Gesamtleistung in das System gesendet werden.
- Weil 6 nm ist eine zu breite Bandbreite für die meisten Raman-Modi zu lösen, wird der Strahl durch eine sehr schmale (0,8 nm FWHM, Andover Corporation, Salem, NH) Bandpassfilter bei 808 nm zentriert geschickt.
- Das Licht wird dann durch eine achromatische Dublett (f = 100 mm) auf eine 5 mm β-Barium-Borat (BBO) Kristall (CASIX, Fuzhou, Fujian, VR China) auf die Wellenlänge von 808 nm bis 404 nm zu halbieren konzentriert. Die BBO-Kristall ist in eine Halterung mit Spitze und Neigefunktion gelegt, und auch auf eine Übersetzung der Bühne montiert. Zur Maximierung der Effizienz der Wellenlänge Umwandlung, muss der Kristall platziert genau symmetrisch um den Schwerpunkt des Dubletts, und mit seinen Kristall-Achse auf die Polarisation des einfallenden Strahls ausgerichtet.
- Da die Effizienz der Wellenlänge Umwandlung polarisationsabhängigen kann die Kontrolle über die Menge des Lichts an der Probe, indem sie eine zweite Halbwellenplatte nach dem Faraday-Isolator erhältlich. Durch Drehen dieses Verzögerungsplatte, kann die Intensität des Lichts an der Probe unabhängig von der Intensität in der Pumpstrahl (die nachstehend erörtert werden) geschickt angepasst werden.
- Die Wellenlängen-konvertierte Licht wird durch eine zweite achromatische Dublett (f = 500 mm) gewählt werden, dass der austretende Strahl groß genug, um den Rücken Apertur des Mikroskop-Objektivs zu füllen, und gerichtet in einem inversen Mikroskop (IX-71, Olympus ist rekollimierten, Center Valley, PA) mit Hilfe von zwei Kippspiegel.
- Die Mikroskop-Objektiv, wobei das optische Element in die monolithische Komponente des Systems untergebracht ist, definiert der optischen Achse. So richten Sie den Anregungsstrahl zu dieser Achse, ist ein Spiegel in der Probe des Mikroskops platziert. Die beiden Kippspiegel werden dann iterativ optimiert unter Beachtung der Back-reflektierter Laserstrahl auf einen CCD-cam-era (μEye, IDS, Obersulm, Deutschland) an der Imaging-Anschluss des Mikroskops. Unter der Annahme, dass das Bild auf der Kamera auf dem Mikroskop-field-of-view zentriert ist, wird der Strahl auf der Achse, wenn der Brennfleck auf dem Mikroskop-Chip und die Übersetzung von dem Ziel entlang der z-Achse zentriert ist nicht ändert den Mittelpunkt der defokussiertem Strahl.
- Wenn eine Probe in der Probe Ebene platziert und Bestrahlung mit Laserlicht Raman-Streuung auftritt. Eine dichroitische Filter unterhalb des Mikroskop-Objektivs platziert trennt die Wellenlängen verschoben Raman-Streulicht (und Fluoreszenz) von der Anregungsstrahl, die Leitung der Raman-Streulicht auf der Seite Port des Mikroskops. Das Mikroskop wurde modifiziert, um alle Objektive in diesem Weg, so dass das Signal Licht aus dem Mikroskop kollimiert entsteht entfernen.
- Da das Signal austretende Strahl aus dem Mikroskop ist größer als die Apertur des Glan-Thompson-Polarisatoren eine 0.47x Teleskop aus zwei achromatischen Dubletts (f1 = 75 mm, f2 = 35 mm) gebaut wird verwendet, um den Strahl zu schrumpfen.
- Das Signal Licht wird dann durch eine polarisierte Glan-Thompson Polarisator orientiert bei 0 ° in Bezug auf vertikale im Laborsystem, und auf einen dichroitischen Spiegel, wo sie mit den Pumpstrahl rekombiniert wird.
3. Um für die optische Tor mit höchster Effizienz zu betreiben, muss bei der Vorbereitung der Pumpstrahl (Kerr Balken) als auch eingenommen werden.
4. Mit den beiden Strahlen kombiniert, sind die Kerr-Gate-und Sammelsystem bis zu den gesammelten Zeit-gated-Signal maximieren gesetzt.
- Die Pumpe und Signal Balken werden zunächst durch einen dichroitischen Filter, einem Außendurchmesser von 6 hat bei 404 nm, um restliche Anregungslicht von spannenden Raman-Streuung innerhalb der nichtlinearen Medium zu verhindern weitergegeben.
- Die Pumpe und Signal Strahlen werden dann sowohl durch eine achromatische Dublett (f = 35 mm) in einen 1 cm Schichtdicke Quarzküvette mit dem nichtlinearen Material konzentriert. Jede nichtlineare Material mit einem entsprechend hohen nichtlinearen Index (höher als CS 2), und entsprechend kurzen zeitlichen Reaktion (<2 ps), können hier genutzt werden. Für diese Experimente verwenden wir Schwefelkohlenstoff, CS 2, dass eine nicht-lineare Index n 2 = 3,1 x 10 -18 m 2 / W. hat Das Licht wird dann durch eine zweite Dublett mit einer Brennweite identisch mit dem ersten rekollimierten.
- Die Strahlen werden dann durchlaufen und Glan-Thompson-Analysator auf einer rotierenden Halterung, und dann durch eine Reihe von Absorption und Interferenz-Filter, die haben einen Außendurchmesser von 10 bei 808 nm kombiniert.
- Schließlich ist das Signal Licht durch eine achromatische Dublett (f = 35 mm) in eine 50 um Multimode-Glasfaser, wo die Faser in eine Bühne, die Übersetzung in x, y und z können montiert ist fokussiert Die Faser wird dann zu einem kommerziellen Imaging-Spektrographen mit angeschlossener CCD-Kamera (SP2300i und Pixis 100B bzw. beide von Princeton Instruments, Trenton hergestellt, NJ) gekoppelt.
- So richten Sie die Sammelstellen gesammelt Signal zu maximieren, wird der Analysator auf 0 ° und eine Probe von Toluol ist in der Probe Ebene platziert. Durch die Anpassung der x, y, und z steuert der Faser montieren, werden die gesammelten Raman-Signal optimiert.
- Um eine ordnungsgemäße räumliche und zeitliche Überlappung der Pumpe und Signal Balken, ist ein Spiegel in der Probe des Mikroskops platziert. Die 404 nm-Filter aus dem System entfernt. Mit den Analysator um 90 ° gedreht das retroreflektierte 404 nm Strahl wird in den Spektrographen mit der Intensität so eingestellt, dass es nicht in die Sättigung der Kamera gesendet. Mit dem Pumpstrahl aus, wird der Analysator gedreht werden, um die übertragenen 404 nm Signal zu minimieren. Mit dem Pumpstrahl wieder eingeschaltet, wird die Verzögerung der Bühne langsam dran, bis die Übertragung der 404 nm-Licht beginnt zu steigen. Dann durch eine iterative Optimierung der Verzögerung der Bühne, die piezo-elektrische Spiegel, und die x-, y-und z-Kontrollen der Faser, maximiert man die Signal.
- Da die retroreflektierten 404 nm Strahl und das Raman-Streulicht leicht unterschiedliche Wege durch das System zu übernehmen, werden letzte Anpassungen, indem eine starke Raman Streuer (wie Toluol) auf die Probe Bühne und die leicht Tweaking die Ausrichtung, indem Sie die gemacht Verzögerungsstufe, piezeo-elektrische Spiegel, und x, y, und z steuert der Faser zur Optimierung der Raman-Signal.
5. Sammlung ein einziges Mal-gated Raman-Spektrum erfordert Erwerb mehrerer Spektren für System-Artefakte zu korrigieren.
- Mit der Analysator auf 0 °, der Anregungsstrahl auf und der Pumpstrahl off gesetzt ist, wird ein "unbeschrankten" Spektrum aufgenommen, was das Spektrum, das ohne den Vorteil der Zeit-Gating-System erworben werden würde.
- Mit der Analysator auf 90 °, der Anregungsstrahl und der Pumpstrahl noch aus, ist ein Hintergrund-Spektrum aufgenommen, die die Menge an Streulicht undicht durch die Polarisatoren und andere Elemente in das System.
- Mit dem Analysator übrigen bei 90 °und alle Strahlen auf, die "gated" Spektrum aufgenommen, die die Raman-Streulicht durch die gekreuzten Polarisatoren durch die Anwesenheit der Pumpstrahl erlaubt.
- Schließlich mit dem Analysator noch bei 90 °, der Anregungsstrahl ab und die Pumpe Strahl auf, wird ein zweiter Hintergrund Spektrum aufgenommen, was den Beitrag der "gated" Spektrum der Restmengen von 808 nm Licht in den Spektrographen.
- Zusätzlich wird ein Spektrum mit allen Laser abgenommen, die Charakterisierung der Grundlinie "dunkel" Signalpegel der Kamera und Elektronik.
- Da die Spektren erfordern oft langwierige Integration Zeiten ist es unerlässlich, diese Integration Zeit in mehrere Teile (Frames) zu brechen, um die richtige Korrektur der kosmischen Strahlung ermöglichen - ein häufiges Problem beim Erfassen von Daten über Spannweiten von mehreren Minuten.
6. Einmal erworben, sind mehrere Verarbeitungsschritte hilfreich, um die Qualität und das Erscheinungsbild der Daten zu verbessern.
- Zunächst werden alle Spektren dunkel durch Subtraktion von der "dunklen" Spektrum korrigiert.
- Zur Korrektur der kosmischen Strahlung, die mehrere Frames darstellen eine Akquisition zu einander auf einer Pixel-by-Pixel-Basis verglichen. Für jedes Pixel eines Rahmens, der außerhalb von 2 mittlere Abweichungen vom Mittelwert für dieses Pixel in allen Frames fällt, ist, dass Pixelwerts durch den Medianwert über alle Frames ersetzt.
- Die kosmische Strahlung korrigiert Frames werden dann gemittelt und geglättet durch eine Savitzky-Golay-Filter 1.
- So extrahieren Sie die "wahre" gated-Spektrum, subtrahieren wir den "Anregungs-only" und "Pumpe-only"-Spektren aus den gemessenen gated-Spektrum.
- Schließlich werden die gated und unbeschrankten Spektren dann Hintergrund durch Subtraktion eines 5-ter Ordnung polynomial, ermittelt nach der Methode von Lieber und Mahadevan-Jansen 2 behoben.
7. Repräsentative Ergebnisse:
Abbildung 1. Schematische Darstellung des Kerr-Gating-System. Die Pumpe Strahlengang ist in rot dargestellt, während die SHG Weg in blau dargestellt ist. Der Pfad, Raman-und Fluoreszenz überlagert sind in grün dargestellt, während der Pfad, wo die Fluoreszenz wurde zeitlich hat herausgefiltert gelb dargestellt ist. Abkürzungen wie folgt: BPF, Bandpassfilter, CCD, Charge-Coupled Device; DCM, dichroitischen Spiegel, FI, Faraday-Isolator; λ / 2, Halbwelle Platte; LPF, lang-Pass-Filter, NLM, nichtlineare Medium; P, Polarisator ; SHG, second harmonic generation Kristall.
Abbildung 2 oben:. Raw-Spektren von Cumarin in Immersionsöl aufgelöst. Rote Kurve zeigt das Spektrum mit dem Tor offen gehalten (Analysator für maximale Übertragungs-Set) aufgenommen. Schwarze Kurve zeigt das Spektrum mit dem Analysator für minimale Transmission und ein Pumpstrahl angewandt wird (gated-Spektrum) ausgerichtet genommen. Blaue Kurve zeigt den spectum mit dem Analysator für minimale Übertragung und keine Pumpstrahl angewendet ausgerichtet genommen (Tor geschlossen gehalten). Grüne Kurve zeigt das Spektrum nur mit der Pumpstrahl angewendet genommen. Gestrichelte Linien zeigen magenta Spektralbereich in der unten abgebildeten. Alle Spektren wurden mit einem 11-Punkte, 3. Ordnung Savitzky-Golay-Filter geglättet. Unten: Spektren von Cumarin in Immersionsöl nach Fluoreszenz Hintergrundsubtraktion aufgelöst. Rote Kurve ist das Spektrum mit dem Tor offen gehalten, und die blaue Kurve ist der gated-Spektrum. Die gated Spektrum zeigt deutlich die gewundenen hoher Wellenzahl peak Charakteristik Öle.
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Discussion
Das Gebiet der biomedizinischen Raman-Spektroskopie hat zunehmendes Interesse in den letzten paar Jahren nicht mehr gesehen als Ergebnis seiner demonstriert Potenzial zur Lösung einigen schwierigen Herausforderungen in der biologischen Diagnostik. Zum Beispiel haben Raman-Spektren wurde gezeigt, dass diagnostische Wert in Krebsfrüherkennung 3, 4, 5, 6 haben. Raman-Spektroskopie hat auch in bakteriellen Quantifizierung 7, 8 und bakteriellen Wirkstoff Antwort 9 verwendet wurde. Es wurde auch Anwendung in einer breiten Palette von anderen biomedizinischen Anwendungen reichen von der Gesundheit der Knochen 10 bis Biofluid Analyse 11, 12 gefunden.
Trotz solcher großes Potenzial, jedoch hat der Raman-Spektroskopie ein großes Hindernis für die in den meisten biologischen Systeme über-kommen: der extrem schwachen Querschnitt. Daher kann Raman-Signale leicht sogar recht bescheiden fluoreszierenden Hintergrund überwältigt werden. Viele Techniken existieren für das Entfernen der Fluoreszenz Linienform 2, 13, 14. Doch keine dieser Techniken wirklich Adresse die wichtigste Frage, mit starken fluoreszierenden Hintergrund, der Schuss-Geräusch, das Spektrum durch die Anwesenheit des fluoreszierenden Hintergrund überwältigt das Raman-Signal beigetragen und kann nicht weg abgezogen werden. Verschiedene Techniken, wie kohärente Anti-Stokes Raman-Spektroskopie (CARS) und stimulierte Raman-Streuung (oder inverse Raman-Streuung), wurden entwickelt, um zu versuchen, die Stärke der Raman-Signal 15, 16, 17 zu verstärken. Allerdings sind alle diese Techniken in erster Linie für transparenten Proben und haben ihre eigenen Hintergründe und Probleme mit Chemikalien-Sensitivität 18.
Abschirmung des Detektors von der Fluoreszenz-Signal ist der einzige Weg, wirklich ablehnen Schrotrauschen mit dem Fluoreszenz-Hintergrund in spontanen Raman-Streuung verbunden. Vor über einem Jahrzehnt, Matousek et al. zeigte Fluoreszenz Ablehnung mit einem ultraschnellen Kerr Auslöser, um zeitlich zu isolieren Raman-und Fluoreszenz-Signale 19, 20. Doch bis heute hat sich dieses System nicht weit verbreitet in den biologischen Bereich aufgrund der Notwendigkeit für zu hohe Pulsenergien gefunden. Das System in dieser Mitteilung dargelegten hingegen nutzt 1000-mal schwächer Pulsenergien als manche früheren Berichte und ist kompatibel mit biologischen Systemen.
Unser System, in Abbildung 1 gezeigt verwendet eine kollineare Kerr Gate-Geometrie um Energie zu sparen und machen so viel Überschneidung zwischen der Pumpe und Signal Balken in das nichtlineare Medium wie möglich. Darüber hinaus kümmern wir uns um die optischen Verluste so weit wie möglich zu reduzieren, um sicherzustellen, dass wir die maximal verfügbare Leistung für unsere Kerr Verschlusszeit arbeiten müssen. Mit diesem System haben wir Raman-Spektren erhalten haben, von hoch fluoreszierenden biologischen Proben, nämlich eine Jasmine Pflanzenstängel, ohne Beobachtung von Lichtschäden 21. In diesem Bericht zeigen wir einige repräsentative Daten über ein Modell-System eines pflanzlichen Fluorophor (Cumarin, Tf ≈ 5 ns) in Mikroskop Immersionsöl aufgelöst. Dies ist in Abbildung 2 dargestellt. In der Oberseite sehen wir die starke "unbeschrankten" Spektrum (Analysator auf 0 °) in rot, skaliert auf 0,04% seiner maximalen Wert für die Visualisierung. Beachten Sie, dass es keine erkennbaren Raman-Peaks sichtbar. Unten, in schwarz, ist der Rohstoff gated Spektrum (dh das Spektrum sowohl mit Pumpe und Anregungslaser auf). Darunter, in blau, ist das Spektrum nur mit dem Anregungslasers auf, was verbleibende Fluoreszenz undicht durch die gekreuzten Polarisatoren. Schließlich wird in grün, sehen wir im Hintergrund durch den Pumplaser undicht durch die Kombination von Absorption und Interferenz-Filter in das System gestellt. Im unteren Teil der Abbildung 2 sehen wir einen Teilbereich des unbeschrankten und gated Spektrum (Region durch gestrichelte magentafarbene Linien in der oberen Platte bezeichnet) nach Abzug einer Polynom 5. Ordnung. Die gated Spektrum zeigt deutlich die hohe Wellenzahl Peak mit Lipid zugeordnet, während der unbeschrankten Spektrum hat keine klare Raman Funktionen.
Obwohl unser System nicht mit großer effciency operieren derzeit (Vorlaufmaximal Transmission gemessen hat rund 5%), ist die absolute Signalstärke typischerweise weniger wichtig als Signal-zu-Rauschen. Es gibt mehrere große Klassen von biologischen Proben für die Messung der konventionellen Raman-Spektren ist entweder schwierig oder unpraktisch wegen der überwältigenden Fluoreszenz Hintergründen. Für diese Proben kann unser System eine bestimmte Signal-Rausch-Verbesserung, wie deutlich in Abbildung 2 zu sehen.
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Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der NSF Auszeichnung DBI 0852891 gefördert. Ein Teil dieser Arbeiten wurde auch durch das Zentrum für Biophotonik Science and Technology, einem ausgewiesenen NSF Science and Technology Center der University of California, Davis gelungen, unter Cooperative Agreement No PHY0120999 finanziert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Lenses | Thorlabs Inc. | Various | All lenses coated to have maximum transmission losses of 1% each |
| Tunable Ti:Sapph laser | Coherent Inc. | Chameleon | 30 nJ, 200 fs, 80 MHz |
| 40X oil immersion objective | Olympus Corporation | UApo/340 | NA = 1.35 |
| Inverted microscope | Olympus Corporation | IX-71 | Modified to remove all lenses in side port |
| Half wave plate | Thorlabs Inc. | AHWP05M-600 | |
| Glan-Thompson polarizer | Thorlabs Inc. | GTH10M | ∼10% transmission loss |
| Spectrometer | Princeton Instruments/Acton | SP2300i | |
| CCD | Princeton Instruments/Acton | Pixis 100B | |
| Mathmatical software | Mathworks | MATLAB | version 2008a |
| Faraday isolator | EOT | BB8-5I | |
| Piezo-electric mirror | Newport Corp. | AG-M100 | |
| BBO crystal | CASIX | custom | 1 mm thickness |
| Bandpass filter 1 | Andover | 008FC14 | 808 ± 0.4 nm |
| Dichroic mirror | Semrock | FF662-FDI01 | band edge at 662 nm |
| Long-pass filter | Semrock | BLP01-405R | band edge at 417 nm |
| Bandpass filter 2 | Semrock | FF02-447/60 | 417-447 nm |
| CS2 | Sigma-Aldrich | 335266 | 99% purity |
| Coumarin 30 | Sigma-Aldrich | 546127 | 99% purity |
| Immersion oil | Cargill Labs | 16242 | Type DF |
References
- Savitzky, A., Golay, M. J. E. Smoothing and differentiation of data by simplified least squares procedures. Analytical Chemistry. 36, 1627-1639 (1964).
- Lieber, C. A., Mahadevan-Jansen, A. Automated method for subtraction of fluorescence from biological Raman spectra. Applied Spectroscopy. 57, 1363-1367 (2003).
- Gniadecka, M. Melanoma diagnosis by Raman spectroscopy and neural networks: Structure alterations in proteins and lipids in intact cancer tissue. Journal of Investiga-tive Dermatology. 122, 443-449 (2004).
- Lieber, C. A., Majumder, S. K., Billheimer, D., Ellis, D. L., Mahadevan-Jansen, A. Raman microspectroscopy for skin cancer detection in vitro. Journal of Biomedical Optics. 13, 024013-024013 (2008).
- Chen, K., Qin, Y., Zheng, F., Sun, M., Shi, D. Diagnosis of colorectal cancer using Raman spectroscopy of laser-trapped single living epithelial cells. Optics Letters. 31, 2015-2017 (2006).
- Chan, J. W. Nondestructive identification of individual leukemia cells by laser trapping Raman spectroscopy. Analytical Chemistry. 80, 2180-2187 (2008).
- Zhu, Q. Y., Quivey, R. G., Berger, A. J. Measurement of bacterial concentration fractions in polymicrobial mixtures by Raman microspectroscopy. Journal of Biomedical Optics. 9, 1182-1186 (2004).
- Rösch, P. Chemotaxonomic identification of single bacteria by micro-Raman spectroscopy: Application to clean-room-relevant biological contaminations. Applied and Environmental Microbiology. 71, 1626-1637 (2005).
- Moritz, T. J. Raman spectroscopic signatures of the metabolic states of escherichia coli cells and their dependence on antibiotics treatment. Biophysical Journal. 98, 742a-742a (2010).
- Dehring, K. A. Identifying chemical changes in subchondral bone taken from murine knee joints using Raman spectroscopy. Applied Spectroscopy. 60, 1134-1141 (2006).
- Berger, A. J., Koo, T. W., Itzkan, I., Horowitz, G., Feld, M. S. Multicomponent blood analysis by near-infrared Raman spectroscopy. Applied Optics. 38, 2916-2926 (1999).
- Qi, D., Berger, A. J. Chemical concentration measurement in blood serum and urine samples using liquid-core optical fiber Raman spectroscopy. Applied Spectroscopy. 46, 1726-1734 (2007).
- Beier, B. D., Berger, A. J. Method for automated background subtraction from Raman spectra containing known contaminants. The Analyst. 134, 1198-1202 (2009).
- De Luca, A. C., Mazilu, M., Riches, A., Herrington, C. S., Dholakia, K. Online fluorescence suppression in modulated Raman spectroscopy. Analytical Chemistry. 82, 738-745 (2010).
- Evans, C. L. Chemical imaging of tissue in vivo with video-rate coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 16807-16812 (2005).
- Jones, W. J., Stoiche, Inverse raman spectra: Induced absorption at optical frequencies. Physical Review Letters. 13, 657-659 (1964).
- Freudiger, Label-Free et Imaging with High Sensitivity by Stimulated Raman Scattering Microscopy. Science. 322, 1857-1861 (2008).
- Cui, M., Bachler, B. R., Ogilvie, J. P. Comparing coherent and spontaneous Raman scattering under biological imaging conditions. Optics Letters. 34, 773-775 (2009).
- Matousek, P., Towrie, M., Stanley, A., Parker, A. W. Efficient rejection of fluorescence from Raman spectra using picosecond Kerr gating. Applied Spectroscopy. 53, 1485-1489 (1999).
- Matousek, P. Fluorescence suppression in resonance Raman spectroscopy using a high-performance picosecond Kerr gate. Journal of Raman Spectroscopy. 32, 983-988 (2001).
- Knorr, F., Smith, Z. J., Wachsmann-Hogiu, S. Development of a time-gated system for Raman spectroscopy of biological samples. Optics Express. 18, 20049-20058 (2010).
