Summary
RNA-Polymerase II Transkription Kinetik auf bestimmte Gene in lebenden Zellen gemessen. mRNAs aus dem Gen von Interesse transkribiert werden fluoreszenzmarkierten und mit Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) der in vivo Kinetik von Transkriptions-Dehnung erhalten werden.
Abstract
Die transkriptionelle Aktivität der RNA-Polymerase II (Pol II) ist ein dynamischer Prozess und damit die Messung der Kinetik der Transkription in vivo von Bedeutung ist. Pol II Kinetik gemessen wurden mit biochemischen oder molekularbiologischen Methoden. In den letzten Jahren 1-3, mit der Entwicklung neuer Visualisierungs-Methoden ist es möglich geworden, um die Transkription zu folgen, wie es in Echtzeit geschieht in einzelnen lebenden Zellen. 4 hierin beschreiben wir, wie durchführen Analyse der Pol II Dehnung Kinetik auf ein bestimmtes Gen in lebenden Zellen. 5, 6 mit einer Zelllinie, in denen ein bestimmtes Gen-Locus (DNA), die mRNA Produkt, und die endgültige Protein-Produkt fluoreszenzmarkierten und visualisiert werden können in vivo , ist es möglich, die tatsächliche Übertragung der mRNAs auf dem Gen von Interesse zu erkennen. 7, 8 Die mRNA fluoreszierend markiert wird mit dem MS2-System für die Kennzeichnung mRNAs in vivo, in denen die 3'UTR der mRNA-Transkripte enthalten 24 MS2 stem-loop wiederholt, die sehr spezifische Bindungsstellen für den YFP-MS2-Hüllprotein, dass die mRNA-Etiketten, wie sie transkribiert wird stellen. 9 Zur Überwachung der Kinetik der Transkription nutzen wir die Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP)-Methode. Durch Bleichen des YFP-MS2-tagged entstehenden Transkripte an der Stelle der Transkription und dann nach der Erholung von diesem Signal im Laufe der Zeit haben wir die Synthese-Rate der neu gemacht mRNAs zu erhalten. 5 In anderen Worten, spiegelt YFP-MS2 Fluoreszenz Erholung der Erzeugung der neuen MS2 Stem-Loops in der aufkeimenden Transkripte und deren Bindung von fluoreszierenden freien YFP-MS2 Moleküle, aus den umliegenden Kernplasma. Die FRAP Erholung Kurven werden dann analysiert mit Hilfe mathematischer mechanistischen Modellen durch eine Reihe von Differentialgleichungen formalisiert, um die kinetische Zeitparameter der Transkription abzurufen.
Protocol
Die Zelle verwendet wird, muss über ein integriertes Gen-Konstrukt, das MS2 Wiederholungssequenzen für das Tagging der mRNA in lebenden Zellen enthält. In diesem Protokoll verwenden wir eine menschliche U2OS Zelllinie Beherbergung eines stabil integrierten β-Aktin-Gen, also Fluoreszenz an der DNA, RNA und Protein-Ebene 8 ist markiert, wie folgt (Abbildung 1A): Die 5 'des Gens lac-Operator enthält ( lacO) wiederholt - diese werden verwendet, um das Gen (DNA)-Tag und damit zu identifizieren den genomischen Locus der Integration. Ein fluoreszierend markierten lac-Repressor-Protein (AVIG) wird dem lacO wiederholt binden und Tag der DNA. Die mRNAs werden mit YFP-MS2 Proteine, die an die MS2 Wiederholungen (Stem-Loops) zu binden, markiert. Das Genprodukt ist CFP-Aktin und damit die Induktion des Gens wird in das Erscheinungsbild der GFP-markierten Aktin-Zytoskeletts führen. Das Gen-Konstrukt wird in eine U2OS Tet-On stabile Zelllinie transfiziert und seinen Ausdruck unter Tet transkriptionelle Kontrolle.
1. Zell-Beschichtung und Transfektion:
- 48 Stunden vor den Messungen, Saatgut ~ 2 * 10 5 Zellen auf Glasboden Gewebekulturschalen (35 mm Petrischalen mit einem 14 mm Glasboden-Mikrotiterplatten (0,16 bis 0,19 mm Dicke;. Kat.-Nr. P35G-1,5-14-C , MatTek, Ashland, MA)). Add 2 ml Medium zu den Zellen, um 50-80% Konfluenz erreichen.
- 24 Stunden vor dem Versuch, transient transfizieren die Zellen mit Konstrukten, dass die fluoreszierenden Marker zur Markierung der DNA und der mRNA zum Ausdruck bringen. Verwenden Sie Fugene6 Transfektionsreagenz (Roche).
Die Konstrukte verwendet:- YFP-MS2-NLS wird der MS2 Stem-Loops in der mRNA-Transkripte Tag. Die Kernlokalisierungssequenz (NLS) bietet die nukleare Eintrag Sequenz für das YFP-MS2 Protein.
- optional - CFP-LacI oder RFP-LacI, dass die lacO wiederholt in der 5 'des Gens bindet und das Gen-Locus-Label. Tagging der Genlocus hilft bei der Verfolgung des Gens während der FRAP-Experiment ist aber nicht notwendig.
- Inkubieren Sie die Zellen für mindestens 12 Stunden, um eine gute Ausdruck der transient transfizierten Proteinen (siehe Anmerkung) zu erhalten.
- 6 bis 12 Stunden vor dem Versuch add 1,5 ug / ml Doxycyclin (Sigma) zu den Zellen zur Aktivierung des Tet-induzierbare GFP-Aktin-Gen.
Notes:
* Es ist wichtig, nicht zu sehr hohen Expression der transfizierten Proteine zu erreichen, um nicht das Signal gezielt aus der Transkription Ort, bezogen auf das Hintergrund-Signal erhalten Maske. B) Änderung der Stärke der Promotor (zB CMV ist stärker als die L30-Promotor), c) Zugabe eines nuklearen Export Signal (NES), die a) die Anpassung der Zeit zwischen Transfektion und das Experiment: Ebenen des Ausdrucks kann kontrolliert werden durch YFP-MS2-NLS-Protein, das hilft verteilen die YFP-Signal in die ganze Zelle.
* Der Fluorophor für die Messungen verwendet sollte vorzugsweise über lange Akquisitionen photostabil, daher grün / gelb emittierenden Fluorophore sind besser als rote Fluorophore. Informationen zu den verschiedenen Fluorophore können in Lit. 10 zu finden.
* Bestimmen Sie, dass die unterschiedlichen Licht-Kanäle nicht Durchschlagen zueinander. Verwenden Sie Folien mit Mustern mit jeder der Marker separat beschriftet, in jeder Folie messen die Intensität der beiden Kanäle, und berechnen dann die Durchschlagen.
2. FRAP:
Das Experiment kann auf jedem Mikroskop, das in der Lage sowohl den Erwerb von Bildern und Durchführung Bleichen mit einem Laserstrahl durchgeführt werden. Typischerweise sind FRAP Experimente mit einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop (CLSM) durchgeführt. Da jedoch in unserem Fall das Experiment relativ lange (15-30 min) ist, und wir sind nach einem kleinen Ort innerhalb des Zellkerns, ist es wichtig, dass die Gen-Locus / Transkription vor Ort im Fokus zu halten während des gesamten Experiments. Dies erfordert eine schnelle Bildgebung in 3 Dimensionen über die Zeit (4D), und ein solcher Erwerb Preise sind schwer zu bekommen mit einem konfokalen Mikroskop. Deshalb verwenden wir eine 3D-FRAP-System (Photometrics) auf einem wide-field Olympus IX81 Mikroskop (63X Plan-Apo, 1,4 NA) mit einem EM-CCD (Quant-EM, Roper) ausgestattet, das Bilder mit hoher Geschwindigkeit zu erwerben gebaut (bis zu 30 Bilder / sec). Das System verfügt über 405 nm und 491 nm Laser, die mit der Kamera zu aktivieren Bleichen auf eine bestimmte Region of Interest (ROI) der Probe synchronisiert werden können. Das Mikroskop ist mit einem Lambda DG-4 Lichtquelle (Sutter) und ein XY & Z Stufe (Prior), die schnelle und genaue Bildgebung in der Z-Achse ermöglicht. Alle Geräte sind integriert und werden von MetaMorph (Molecular Devices). Die Live-cell Experimente sind bei 37 ° C mit 5% CO 2 mit einem lebenden Zellen-Kammer-System (Tokai).
- Vorgehensweise: Eine halbe Stunde vor dem Versuch, auf dem Heizgerät, Mikroskop und Laser einzuschalten. Während der Experimentement die Temperatur muss konstant bleiben, da es sonst Fokus ändert sich während der langen Messzeiten führen. Laserleistung muss für konsistente Leistung stabil.
- Synchronisieren Sie den Laser mit der Kamera:
- Suche nach einem Gebiet in der Platte, das keine Zellen (DIC).
- Verwenden Sie die gleiche Licht-Kanal, der für die Experimente verwendet werden. Hier verwenden wir die 491 nm-Laser für die YFP-Kanal.
- Richten Sie die Laser auf die Mitte des Bildes.
- Verwenden Sie die Schaltfläche Synchronisieren (vorausgesetzt, Makro).
- Probieren Sie verschiedene Stellen in das Feld, um sicherzustellen, dass die Laser und Kamera synchronisiert werden.
- Wählen Sie ein guter Kandidat Zelle für das Experiment. Obwohl wir mit stabilen Zelllinien arbeiten, finden wir, dass nicht alle Zellen ähnliche Expression haben. Gute Kandidaten wären Zellen sein, dass: a) zeigen einen klaren YFP-MS2-tagged Transkription Lage, oberhalb der diffuse YFP-MS2 Hintergrund, und b) über genügend freien YFP-MS2 Proteins in der Zelle, um so in der Lage sein, wieder ganz gesund, nachdem die Bleichen (Beispiel in Abbildung 1B - vergleichen Sie die beiden Zellen, die linke Zelle ist nicht ein guter Kandidat für das Bleichen).
- Wählen Sie geeignete Messbedingungen. Die FRAP Verfahren erfordert den Erwerb von vielen Bildern, und deshalb ist es wichtig, zwischen vernünftigen Belichtungszeiten und mit wie wenig Licht wie möglich auszugleichen. Hohe Lichtverhältnissen kann sich auf die Zelle aufgrund Phototoxizität und verursachen Ausbleichen. Es wird empfohlen, halten bildgebenden Parameter konstant zwischen verschiedenen Experimenten.
Die Zellen werden in der YFP-Kanal mit 150 msec Belichtungszeiten abgebildet und in der GFP-Kanal für die Detektion von GFP-lacI (genomischen Locus). Nach dem CFP-LacI getaggt locus erlaubt den Nachweis des Gens, selbst wenn die YFP-MS2 mRNA-Signal wird gebleicht (optional). Für jeden Kauf, 7 Z-Scheiben sind alle 350 nm aufgenommen. Die aktive Transkription Website wird gebleicht mit der 491 nm-Laser. - Führen Sie die vollständigen Experiment aber ohne Bleichen. Die FRAP-Experiment misst die Zeit, die für die Transkription Seite, um steady state zurückzukehren. Zuerst wollen wir sicherstellen, dass die aktive Transkription site funktionelles und stabiles in einem stabilen Zustand ist. Deshalb führen wir eine komplette FRAP-Experiment aber ohne Bleichen, um sicherzustellen, dass die gemessene Intensität der Transkription Website nicht während des Experiments Zeitrahmen ändern. Wir verwenden dieses Experiment auch testen unsere Imaging-Bedingungen durch Messung der insgesamt Ausbleichen durch die vollständige Abbildung Reihen. Als Faustregel gilt, sollte sich den ganzen Film photobleach nicht mehr als 30% der ursprünglichen Intensität. Dies kann durch das Intensitätsverhältnis der gleichen Stelle in den Zellkern aus dem letzten Bild, um erste Bild (Verhältnis sollte größer sein als 0,7) unterteilt gemessen werden.
- FRAP: Die YFP-MS2-Signal an das aktive Transkription Website wird gebleicht mit der 491 nm-Laser. 6 voreingestellte Bleichmittel Bilder erworben werden. Post-Bleiche Bilder werden in einer Folge von 3 mal Frequenzen erworben: 15 Bilder alle 3 Sek., 15 Bilder alle 6 sec, und 26 (bzw. 45 für lange Experimente) Bilder alle 30 Sekunden. Die Veränderungen in der Häufigkeit des Erwerbs von Bildern ermöglicht es, mehr Bilder, die während der Zeit, dass die höchste Intensität zu ändern (anfänglicher Besserung), und weniger Bilder gegen Ende zeigen, wenn die Änderungen in der Signalstärke weniger prominent sind zu erwerben.
Hinweise: Dieses Experiment unterscheidet sich von "normalen" FRAP, dass:
* FRAP der mRNA an der Transkription site Maßnahmen die Bindung von YFP-MS2 Proteine, die im Entstehen begriffenen mRNA, während typische FRAP Experimenten messen die Mobilität der verschiedenen Proteine in der Zelle. Deshalb gibt es kein Interesse an der Messung der diffusive Pool von YFP-MS2 Proteine. Wenn die Zeit zwischen Bleich-und der ersten aufgenommenen Bildes relativ lange ist es möglich, diese diffundieren Pool der freien YFP-MS2 Proteine zu ignorieren.
* Da die Erholung der YFP-MS2 Signal ist relativ lang (15-30 min), ist es wichtig, die Transkription Ort im Fokus zu behalten. Deshalb ist eine Reihe von Z-Scheiben zu jedem Zeitpunkt erworben wird.
3. Die Normalisierung der FRAP Daten:
Die 4D FRAP Daten werden analysiert mit dem kostenlosen Bild-Analyse-Software ImageJ (NIH, Bethesda, MD; http://rsb.info.nih.gov/ij/ ). Nach Ist-Analyse mit Makros zur Verfügung über die ImageJ-Software durchgeführt, aber natürlich selbst geschriebenen Makros generiert werden können.
- Z-Stapel maximal zu jeder Zeit-Punkt projiziert, was zu einem 2D-Film über die Zeit für die weitere Analyse.
- Die Transkription Website wird in jedem Frame verfolgt und die mittlere Intensität wird mit dem Spot Tracker-Tool. 11 Die Daten in eine Excel-Tabelle zur weiteren Analyse gespeichert werden.
- Für jeden Zeit-Punkt, sind die mittleren Intensitäten bei anderen regions of interest (ROI) wie folgt (mit Hilfe der Time Series Analyzer Plug-in von ImageJ) gemessen: a) Der RückenBoden ist von einem ROI außerhalb der Zelle = B (t) genommen. b) Ein ROI im Zellkern, sondern so weit wie möglich aus der Bleiche site = C (t). c) Die Transkription site = S (t) (wie von der Stelle Tracker gemessen).
- Korrigieren Sie die Daten für Ausbleichen während der Bildgebung verursacht: Subtrahieren dem Hintergrund von allen anderen Messungen und korrigieren Sie dann das Bleichmittel. Sc (t) ist die korrigierte Intensität der Transkription Ort zum Zeitpunkt t.
eq. 1: 
- Normalisieren der Daten: erste Berechnung des Durchschnitts der pre-Bleiche Bilder, die die Intensität der Transkription Seite zeigt im Steady-State (= <Sc (pre-bleach)>).
Dann normalisieren die Daten:
eq. 2 
Die Daten werden für mindestens 10 Versuche normalisiert. Berechnen Sie den Durchschnitt der Experimente und die Standardabweichung (STD) für die Fehler-Bars zu jeder Zeit-Punkt (Abbildung 1C).
Notes:
Die Diffusion des YFP-MS2 Protein während der FRAP-Analyse wurde seit der Diffusionsgeschwindigkeit der freien nukleoplasmatischen YFP-MS2 ist sehr schnell außer Acht gelassen, während das gebundene YFP-MS2 mit hoher Affinität an die mRNA verknüpft ist, und nicht, um die Transkription wieder anbringen site. Deshalb ist das erste Bild nach dem Bleichen vor der Analyse entfernt werden sollte.
4. Die Analyse der Daten mit Hilfe eines mathematischen Modells:
Um die kinetischen Parameter aus dieser Art von Daten abzurufen, haben wir die einfachste beschriebenen Modell, das diese Art von Daten passen. Die vollständige Erklärung für dieses spezifische Modell kann hier 5 gelesen werden. Das Modell enthält die folgenden Gleichungen, dass die Regelung beschreiben in Abbildung 2a:
Nachdem die Modellparameter, ist es möglich, die Dehnung zu berechnen:
Wir analysierten die Kurve mit Berkeley Madonna ( http://www.berkeleymadonna.com ), wie bisher 5 modelliert, sondern auch andere Optionen zur Verfügung (MatLab, Virtual Cell, COPASI etc.). Die Daten wurden auf das Modell passen und Geschwindigkeitskonstanten wurden extrahiert. Wir legen den Code in Berkeley Madonna. Um eine optimale Passform der Daten berechneten wir die stationäre und dann passen die normierten experimentellen Daten auf den normalisierten Modell.
5. Repräsentative Ergebnisse:
Wir gebleicht markierten mRNA-Signal an das aktive Transkription Ort mit hoher Laserleistung und folgte der Erholung der YFP-MS2-Signals über die Zeit. Das Fluoreszenzsignal bei der Transkription Ort besteht aus den steady state Kinetik der mRNA-Synthese sowie mRNA von der Website veröffentlicht. Mess-Transkription site Intensität im Laufe der Zeit ohne Bleichen gibt eine "konstante"-Signal (Abbildung 1c, die roten Punkte), dass dieses Gen derzeit in einer relativ stabilen Zustand impliziert. Dies bedeutet, dass das Signal, das auf dem neu transkribierten mRNA akkumuliert gleich das Signal, dass, wenn eine mRNA, die aus der Transkription Website veröffentlicht wird Blättern. Wenn gebleicht, setzt dieses System in seinen stationären Zustand, sondern ist nun möglich, die Zeit, die für das Signal sich zu erholen messen. Daher ist die Regeneration der Fluoreszenz hängt meistens von der Dehnbarkeit der Polymerase. Die 3D-FRAP-System erlaubt die Übernahme der vollständigen 3D-nuklearen Lautstärke während FRAP Erholung, und damit kein Signal wurde während der Experimente verloren. Für die Berechnung der kinetischen Parameter aus den Daten wurde die normierte Kurve, um die kinetische Modell zur Beschreibung Dehnung, die auf Differentialgleichungen ausgestattet ist. 5 Der Vorteil der Verwendung eines einfachen ODE-Modell ist, dass es nur eine kleine Anzahl von Parametern angepasst werden . Der erste Schritt des Modells (Einstiegspunkt) ist Dehnung, nämlich den Prozess verantwortlich für die Synthese von neuen MS2-Bindungsstellen. Das Ende Schritt (Ausgangspunkt) ist mRNA Freisetzung in die Kernplasma. Das Modell basiert auf der Recovery-Kurven, die von zwei kinetisch aufgelöst Komponenten bestehen, einer schnellen und einer langsameren basiert. Die schnelle Komponente bezieht sich auf Dehnung, während die langsamere Komponente als Polymerase Pause während der Dehnung modelliert wurde. Die beiden Polymerase Staaten wurden als Dehnung mit einem stochastischen Übergang zur Pause modelliert. Wir optimieren die Differentialgleichungen von diesem Modell, das eine Dehnung Geschwindigkeit von 3,3 kb / Minute mit einem stochastischen Übergang zu einem langsameren Synthese-Rate (Pause für eine kumulative Zeit von 2,5 Minuten) ergab. Modeling zeigte that dieser Übergang von der Dehnung zu pausieren betroffen nur 11% der Polymerasen, die Dehnung eingetragen.
| K aus | 0,0112 | |
| K pause_in | 0,0015 | |
| K pause_out | 0,0067 | |
| Dehnung der Zeit | (K out + k pause_out) -1 | 56 Sek. |
| Pausenzeit | (K pause_out) -1 | 2,5 Minuten |
| Pause Wahrscheinlichkeit | (K pause_in) / (K + k pause_in out) | 11% |
Tabelle 1. Das Modell führt zu einer Parameter-Tabelle.
Abbildung 1. (A) Die experimentellen Zellsystem für folgende Genexpression in vivo eingesetzt. Schematische Darstellung der GFP-Aktin-Gen zu konstruieren. Das 5'-Ende enthält eine Reihe von 256 lacO wiederholt, dass durch die RFP-LacI (rot) gebunden sind, und markieren Sie die Website von Gen-Integration. Transkriptionelle Induktion von der minimalen CMV-Promotor wird durch die Bindung von reverse Tetracyclin Transkriptionsaktivator (rtTA oder Tet-On), um Tet-responsive Elemente (tres) in Gegenwart von dox erreicht. Die transkribierte mRNA enthält die codierende Sequenz für GFP-β-Aktin und 24 MS2 wiederholt, dass durch die YFP-MS2-Fusionsprotein gebunden sind. Am 3'-Ende wird ein Teil eines Kaninchens β-Globin Exon-Intron-Exon-Modul durch eine Spaltung-polyA-Signal. Das Schema beschreibt auch die Dehnung Assay zeigt fluoreszierende Proteine MS2 (gelb) an den neu transkribiert mRNAs durch RNA-Polymerase II transkribiert. (B) eine aktive Transkription Website (YFP-MS2, die rechte Hand Zelle) wurde gebleicht und die Fluoreszenz Erholung wurde verfolgt im Laufe der Zeit (Frames auf der Unterseite). Wir maßen die Fluoreszenzintensität beider Bleichmittel (mittlere Linie) und nicht-gebleichten (untere Zeile) aktiv Transkription Seiten. Beachten Sie die linke Zelle ist nicht für ein Ausbleichen Experiment geeignet. (C) Die experimentellen Messungen über die GFP-Aktin-Gen-Transkription Standorten durchgeführt. In blau die Erholung Kurven der YFP-MS2 FRAP-Messungen. In Rot, eine nicht-gebleichten Zelle aus dem gleichen Experiment zeigt die YFP-MS2-Signal an der Transkription site in einem stabilen Zustand.
Abbildung 2. (A) Schema des Modells zur Beschreibung des Ein-und Ausfahrt Kinetik der mRNAs mit YFP-MS2-Moleküle bei der Transkription Ort markiert. (B) YFP-MS2 FRAP Daten und der angepassten Simulation (der Durchschnitt der zehn Experimente war es, das Modell eingebaut) . Die berechneten Residuen der fit werden am Ende präsentiert.
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Discussion
Die Methode zur Messung Polymerase kinetische Aktivität in lebenden Zellen lassen sich in zwei Teile aufgeteilt werden. Der erste Teil beschreibt die "nassen" Verfahren, das die Mess-und Abrufen der kinetischen Daten der mRNA Transkription ermöglicht, während im zweiten Teil, werden die Daten analysiert mit Hilfe eines ODE-Modell. 5 Eine Reihe von Studien haben nun diesen Ansatz zur Extraktion verwendet Transkription Kinetik in lebenden Zellen 5, 6, 8, 12-14. Der wesentliche Unterschied zwischen diesen Studien wurde die Art und Weise der FRAP-Recovery-Kurve in kinetische Parameter umgewandelt wurde. In vielen Fällen wird ein mathematisches Modell verwendet wird. Ein Modell sollte den biologischen Prozess auf einfache Weise beschreiben und es wird dann an die FRAP Daten verglichen. Sobald es eine gute Korrelation zwischen den Daten und dem Modell, sollte man das Modell durch zusätzliche biologische Experimente, wie Messungen von Arzneimittelwirkungen oder Vergleichen zwischen verschiedenen Genen zu überprüfen.
Es ist möglich, die obige Analyse weiter zu gehen, um zusätzliche kinetische Ergebnisse zu erhalten. Zum Beispiel, indem Sie eine photoaktivierbare Form der MS2 fluoreszierenden Proteins ist es möglich, bereits erzeugte mRNA-Transkripte photoaktivieren und folgen ihrer Entlassung (= Abnahme der Intensität vs die Erholung des Signals durch FRAP gemessen) von der Transkription Website. 5 Darüber hinaus, während FRAP von MS2 getaggt mRNAs Maßnahmen Dehnung Kinetik nur, ergibt FRAP von GFP-RNA Pol II an der Transkription Ort die Kinetik des gesamten transkriptionellen Prozesses, nämlich vor Einleitung, Initiation, Elongation und Kündigung 5, 13, 15, 16.
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Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Acknowledgments
YS-T wird von der European Research Council (ERC), der Israel Science Foundation (ISF) (250/06), ISF-Bikura, Israel Cancer Research Fund (ICRF), Deutsch-Israelische Stiftung für Wissenschaftliche Forschung und Entwicklung (GIF unterstützt ), USA-Israel Binationale Science Foundation (BSF), Deutsch-Israelische Projektkooperation (DIP), und die israelischen Ministerien für Wissenschaft und Gesundheit und ist der Jane Stern Lebell Familie Fellow in Life Sciences an der Bar-Ilan University. YB ist dankbar für die Azrieli Stiftung für die Vergabe eines Stipendiums Azrieli.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Doxycycline | Sigma-Aldrich | ||
| FuGENE 6 transfection reagent | Roche Group |
References
- Wada, Y. A wave of nascent transcription on activated human genes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106, 18357-18361 (2009).
- Singh, J., Padgett, R. A. Rates of in situ transcription and splicing in large human genes. Nat Struct Mol Biol. 16, 1128-1133 (2009).
- Brody, Y., Shav-Tal, Y. Visualizing transcription in real-time. Cent Eur J Biol. 3, 11-18 (2008).
- Lamond, A. I., Swedlow, J. R. RNA polymerase II transcription in living color. Nat Struct Mol Biol. 14, 788-790 (2007).
- Darzacq, X. In vivo dynamics of RNA polymerase II transcription. Nat Struct Mol Biol. 14, 796-806 (2007).
- Boireau, S. The transcriptional cycle of HIV-1 in real-time and live cells. J Cell Biol. 179, 291-304 (2007).
- Janicki, S. M. From silencing to gene expression; real-time analysis in single cells. Cell. 116, 683-698 (2004).
- Ben-Ari, Y. The life of an mRNA in space and time. J Cell Sci. 123, 1761-1774 (2010).
- Shav-Tal, Y. Dynamics of single mRNPs in nuclei of living cells. Science. 304, 1797-1800 (2004).
- Kremers, G. J., Gilbert, S. G., Cranfill, P. J., Davidson, M. W., Piston, D. W. Fluorescent proteins at a glance. J. Cell Sci. 124, 157-160 (2011).
- Sage, D., Neumann, F. R., Hediger, F., Gasser, S. M., Unser, M. Automatic tracking of individual fluorescence particles: application to the study of chromosome dynamics. IEEE Trans Image Process. 14, 1372-1383 (2005).
- Yunger, S., Rosenfeld, L., Garini, Y., Shav-Tal, Y. Single-allele analysis of transcription kinetics in living mammalian cells. Nat Methods. 7, 631-633 (2010).
- Brody, Y. The in vivo kinetics of RNA polymerase II elongation during co-transcriptional splicing. PLoS Biol. 9, e1000573-e1000573 (2011).
- Munoz, M. J. DNA damage regulates alternative splicing through inhibition of RNA polymerase II elongation. Cell. 137, 708-720 (2009).
- Hieda, M., Winstanley, H., Maini, P., Iborra, F. J., Cook, P. R. Different populations of RNA polymerase II in living mammalian cells. Chromosome Res. 13, 135-144 (2005).
- Kimura, H., Sugaya, K., Cook, P. R. The transcription cycle of RNA polymerase II in living cells. J Cell Biol. 159, 777-782 (2002).
