Summary
Los cambios en las extremidades mecánicas propiedades contráctiles del músculo y pasiva son importantes biomarcadores para enfermedades musculares. Este manuscrito describe ensayos fisiológicos para medir estas propiedades en el extensor largo común de los dedos y tibial murino músculos anteriores.
Abstract
Los movimientos del cuerpo es el principal proveedor de la función mecánica del músculo esquelético. El músculo esquelético se compone de numerosos haces de fibras musculares que están enfundadas por intramusculares tejidos conectivos. Cada miofibra contiene muchas miofibrillas que corren longitudinalmente a lo largo de la longitud de la miofibras. Las miofibrillas son el aparato contráctil de los músculos y que se componen de unidades repetidas contráctiles conocidas como sarcómeros. Una unidad del sarcómero contiene los filamentos de actina y miosina que están espaciados por los discos Z y la proteína titina. Función mecánica del músculo esquelético se define por las propiedades contráctiles y pasiva del músculo. Las propiedades contráctiles se utilizan para caracterizar la cantidad de fuerza generada durante la contracción muscular, el tiempo de generación de la fuerza y el tiempo de relajación muscular. Cualquier factor que afecta la contracción muscular (por ejemplo, la interacción entre filamentos de actina y miosina, la homeostasis de calcio, ATP / ADP ratio, etc) influye en la prope contráctilrties. Las propiedades pasivas se refieren a las propiedades elásticas y viscosas (rigidez y viscosidad) del músculo en ausencia de contracción. Estas propiedades se determinan por el extracelular y los componentes estructurales intracelulares (tales como titin) y los tejidos conectivos (principalmente colágeno) 1-2. Las propiedades contráctiles y pasiva son dos aspectos inseparables de la función muscular. Por ejemplo, la flexión del codo se lleva a cabo por la contracción de los músculos en el compartimiento anterior de la parte superior del brazo y estiramiento pasivo de los músculos en el compartimento posterior de la parte superior del brazo. Para comprender verdaderamente la función muscular, ambas propiedades contráctiles y pasivo deben ser estudiados.
Las propiedades mecánicas contráctiles y / o pasiva de los músculos se ven comprometidas en enfermedades musculares. Un buen ejemplo es la distrofia muscular de Duchenne (DMD), una enfermedad degenerativa muscular severa causada por la deficiencia de distrofina 3. La distrofina es una prote citoesqueletoen que estabiliza la membrana celular del músculo (sarcolema) durante 4 contracción muscular. En la ausencia de distrofina, el sarcolema es dañado por la fuerza de cizalla generada durante la transmisión de la fuerza. Esta membrana desgarro inicia una reacción en cadena que conduce a la muerte de la célula muscular y la pérdida de la maquinaria contráctil. Como consecuencia, la fuerza muscular se reduce y miofibras muertos son reemplazados por tejidos fibróticos 5. Este cambio aumenta la rigidez muscular posterior 6. La medición exacta de estos cambios proporciona guía importante para evaluar la progresión de la enfermedad y para determinar la eficacia terapéutica de nuevo gen / célula / intervenciones farmacológicas. A continuación, se presentan dos métodos para evaluar las propiedades mecánicas contráctiles y pasivo del extensor largo de los dedos (EDL) y las propiedades contráctiles del músculo tibial anterior (TA) muscular.
Protocol
1. Evaluación de las propiedades contráctiles y pasiva del músculo vivo Ex EDL
Las propiedades contráctiles y pasiva del músculo EDL se miden ex vivo usando el científico Aurora sistema in vitro prueba muscular. Consulte la Tabla 1 para los materiales y equipos.
1.1 Equipo de preparación
- Montar el baño de tejidos de órganos, garantizando la oxytube al baño de agua en los tejidos-chaqueta. Coloque la bañera montada en el aparato músculo montaje. Conecte la línea de gas a la oxytube. Fije las tuberías de circulación de agua para el baño de tejido camisa de agua y coloque la válvula de aguja en el drenaje del baño.
- Encender el baño de agua circulante y ajustar la temperatura a 30 ° C 7. Permitir 5 PSI (libras por pulgada cuadrada) de 95% de O 2 -5% de CO 2 a fluir a través de la oxytube. Llenar el baño con tampón de Ringer. Equilibrar el tampón durante al menos10 min con un flujo de gas constante mediante el ajuste de la válvula de oxytube.
- Encienda los instrumentos (estimulador de doble modo de sistema de palanca, y la interfaz de la señal). Cargar el control dinámico del músculo (DMC) de software de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
1,2 disección del músculo EDL
Todos los estudios con animales deben ser aprobados por el Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión.
- Se anestesia el ratón con inyección intraperitoneal de 2,5 l / g de peso corporal del cóctel anestésico (consulte la sección de materiales). Durante todo el procedimiento quirúrgico, la profundidad de la sedación se controlan realizando una pizca dedo del pie. Un suplemento de 10% de la dosis inicial de anestésico se administra cuando sea necesario para mantener al animal bajo anestesia. Shave la extremidad posterior. Mantener la temperatura central del cuerpo a 37 º C antes de su procedimiento de disección colocando el ratón en una almohadilla de calefacción. La temperatura del cuerpo se controla midiendo constantemente la temperat rectalure utilizando una sonda térmica.
- Coloque el ratón en decúbito supino en el tablero de disección (Figura 1). Despegar la piel de las patas para exponer los músculos de las extremidades traseras. Asegure la pata en el bloque sylgard usando dos pernos modista, una en el pie y el otro en el músculo gracilis. Coloque una lámpara de calor por encima del cuerpo del ratón para mantener la temperatura corporal a 37 º C. Constantemente superfuse todos los músculos expuestos con tampón de Ringer. Escurrir el exceso de tampón a través de una línea de vacío.
- Exponer el tendón distal TA y el ligamento extensor bajo un estereomicroscopio por la disección de la piel hacia el pie. Retire con cuidado la fascia que recubre el músculo TA. Cortar el ligamento extensor para liberar el tendón distal TA.
- Cortar el tendón distal TA y lo utilizan para pelar el músculo TA. Retire con cuidado el músculo TA en su inserción proximal. Colocar una fina pieza de algodón empapado en tampón de Ringer cerca del músculo EDL para absorber el sangrado causado por la ruptura de la vasculatura del músculo TA. Utilice la línea de vacío para eliminar el exceso de tampón y la sangre.
- Atar un nudos dobles cuadrados seguido por un nudo de bucle usando una sutura de seda de pan en la unión del tendón del músculo (MTJ) de los músculos EDL distal (Figura 2). Hacer una incisión en la porción distal del músculo bíceps femoral para exponer el músculo EDL proximal. Repetir el mismo conjunto de nudos (figura 2) en la MTJ del tendón EDL proximal. Fije el gancho del brazo palanca a la proximal o distal de los nudos con un doble nudo cuadrado con la línea de sutura mismo. Cortar la línea de sutura que queda.
- Cortar el tendón proximal EDL superior al nudo de sutura proximal. Levante el músculo EDL con el anzuelo y cortar los vasos debajo del músculo. Cortar el tendón distal EDL inferior al nudo de sutura distal para eliminar el músculo EDL de las extremidades posteriores. Cubra la extremidad posterior expuesto con un trozo de algodón empapado en tampón de Ringer.
- Fije el gancho para el brazo de palanca. Alinear verticalmente el músculoentre dos electrodos. Asegure la línea de sutura distal al puesto fijo. Levante la bañera para sumergirse tejido del músculo en tampón de Ringer. Ajustar la tensión de reposo de 1,0 g usando el doble grueso / fino etapa de traducción y permitir que el músculo que se equilibre durante al menos 10 min.
1.3 Medición de las propiedades contráctiles y pasiva del músculo EDL
Utilice la Tabla 2 para establecer los parámetros en el software de DMC para cada una de las mediciones siguientes. Analizar los datos mediante el análisis muscular dinámico (DMA) de software.
1.3.1 Medición de las propiedades contráctiles del músculo EDL
- Estimular el músculo EDL tres veces a 150 Hz con 60 seg aparte para estabilizar el músculo 8.
- Estimular el músculo EDL a diferentes tensiones en reposo para determinar la longitud óptima (Lo). La longitud óptima es la longitud en la que el músculo desarrolla tensión de contracción máxima. Permitir que el músculo serelajarse durante 2 min.
- Ajuste la tensión de reposo a Lo. Medir la fuerza muscular a la estimulación twitch único. Determinar la fuerza de contracción absoluta (Pt), tiempo de pico de tensión (TPT) y el tiempo de relajación medio (½ RT) del PT. Deje que el músculo se relaje durante 2 min.
- Ajuste la tensión de reposo a Lo. Medir la fuerza muscular tetánica generado a diferentes frecuencias de estimulación (50, 80, 100, 120, 150 y Hz 200). Determinar la fuerza máxima absoluta muscular tetánica (Po) donde la fuerza muscular alcanza el máximo. Mida la TPT y ½ RT del Po 9.
- Deje que el músculo se relaje durante 5 min. Ajuste la tensión de reposo a Lo. Aplicar 10 ciclos de contracciones excéntricas con descanso de 2 minutos entre los ciclos. Calcular la pérdida de la fuerza relativa de la Po después de cada ciclo de contracción excéntrica.
- Separar el músculo EDL del aparato y se cortan los tendones en el lugar de la sutura. Determinar el peso del músculo húmedo y calcular el área transversal del músculo transversal (CSA)6,10.
1.3.2 Medición de las propiedades pasivas del músculo EDL
- Disección del músculo EDL contralateral y adjuntarlo al aparato como se describe en la Sección 1.2, los pasos 2 a 7.
- Asunto del músculo EDL a un protocolo de seis pasos de estiramiento en el que se tensa el músculo a 160 Mín% con un incremento de 10% Mín. Analizar el 6 perfil de tensión-deformación.
- Evaluar la propiedad viscosa del músculo EDL mediante la medición de la tasa de relajación de la tensión (SRR) en los siguientes periodos de tiempo después del estiramiento y manteniendo el músculo a 10% Min.: desde el pico a 0,1 s después del pico (pp), de 0,1 a 0,2 s pp, de 0,2 a 0,5 s pp, de 0,5 a 1 s pp y de 1 a 1,5 s pp
- Al final del estudio, la eutanasia a los ratones por dislocación cervical y / o decapitación mientras que el ratón está todavía bajo anestesia. Separar el músculo EDL del aparato y se cortan los tendones en el lugar de la sutura. Determinar el peso del músculo húmedo y calcular el músculo transversal síctional área (CSA) 6, 10.
2. Evaluación de las propiedades contráctiles del músculo TA In situ
Las propiedades contráctiles del músculo TA se midió utilizando el científico Aurora en el sistema de prueba in situ muscular. Consulte la Tabla 1 para los materiales y equipos.
2.1 Equipo de preparación
- Calentar la etapa animal termo controlada a 37 ° C usando el baño de agua circulante.
- Encienda los instrumentos (estimulador de doble modo de sistema de palanca, y la interfaz de la señal). Cargar el software de DMC según las instrucciones del fabricante.
2,2 Preparación del músculo TA para la medición de fuerza en situ
- Se anestesia el ratón, afeitarse la extremidad posterior y exponer el músculo TA, como se describe en los pasos 1 a 3 en la sección 1.2.
- Haga un nudo doble cuadrado alrededor de la rótula usi ligamentong un pan de sutura de seda. Un nudo doble cuadrado seguido por un nudo del lazo en el MTJ del músculo TA distal (Figura 2), atar otro nudo cuadrado doble dejando un bucle ~ 10 mm desde el nudo TA tendón distal usando la misma línea de sutura. Coloque el segundo nudo doble cuadrado en el lado del bucle.
- Retire los pasadores de la extremidad posterior y coloque el animal en decúbito prono. Exponer el músculo bíceps femoral. Hacer una incisión en la línea media para revelar el nervio ciático. Haga un nudo doble cuadrado alrededor del extremo proximal del nervio ciático. Recorte un lado de las líneas de sutura y cortar el nervio superior al nudo. Con cuidado, tire del nervio ciático hacia la rodilla mediante la línea de sutura y limpiar el tejido conectivo que rodea a la libre ~ 5 mm de su longitud. No estirar el nervio durante este procedimiento y constantemente superfuse el nervio con tampón de timbre.
- Preparar el músculo TA contralateral como se describe en los pasos 1 a 3. Cubra uno de la extremidad trasera expuesta con un trozo de Ringer tampón de algodón empapado. Constantemente superfuse ambas extremidades traseras con pre-calentado (37 ° C) Ringer buffer. Retire el exceso de tampón a través de una línea de vacío.
- Coloque el animal en decúbito prono sobre la plataforma animal. Fije el soporte de sujeción de rodilla a la plataforma de los animales y asegurar ambas rodillas al pasador metálico con doble nudos cuadrados utilizando las líneas de sutura del ligamento rótula. Pin ambos pies en el bloque sylgard con alfileres modista. Asegure la plataforma animal en el escenario termo-controlado. Colocar la lámpara de calor para mantener el núcleo animales temperatura corporal a 37 º C.
- Fije el soporte del electrodo a la plataforma animal y preparar el nervio ciático en el electrodo con la línea de sutura. Mantener el electrodo lejos de los músculos de las extremidades traseras. Cortar el tendón TA distal de la extremidad posterior no cubierta en el sitio de sutura MTJ. Conecte el tendón distal TA lazo de sutura en el gancho del brazo de palanca. Cubra el músculo expuesto extremidad posterior con algodón empapado en un búfer de timbre cálido.
- Utilice la Tabla 2 para ajustar los parámetros en el software de DMC. Seguir el mismo protocolo descrito en la Sección 1.3.1 para determinar las propiedades contráctiles del músculo TA. Analizar los datos con el software DMA.
- Después de la medición propiedad contráctil, separar el tendón distal TA lazo de sutura en el gancho del brazo nivelador. Retire el músculo TA. Determinar el peso del músculo húmedo y calcular el CSA 10.
- Medir las propiedades contráctiles del músculo TA contralateral según los pasos 1 a 3 descritos anteriormente. Sacrificar al ratón de acuerdo con las directrices institucionales en el final del estudio.
Representative Results
Los siguientes resultados son una representación de los informes anteriores 6,9. Los datos se presentan como media ± error estándar de la media. Tabla 3 muestra las propiedades morfométricas del músculo EDL en BL10 normal y con deficiencia de distrofina (MDX) ratones a los 4 a 6 meses de edad. Figura 4 muestra un resultado representativo propiedades contráctiles y pasivos de la músculo EDL de ratones mdx y BL10. Las propiedades contráctiles del músculo EDL se describen los siguientes términos como el específico (fuerza absoluta dividida por la CSA) la fuerza de contracción (Figura 4A), la fuerza específica tetánica máxima (Figura 4B), TPT y ½ RT de la fuerza tetánica máxima absoluta (Figura 4C y D). El TPT y ½ RT también se puede calcular a partir de la fuerza de contracción absoluta. El perfil de tensión-deformación (4E Figura) y SRR (Figura 4F) unavolver a utilizarse para describir las propiedades pasivo del músculo EDL.
Ausencia de distrofina tiene un impacto significativo sobre las propiedades contráctiles y pasivo del músculo EDL 6,9. Tic específico y las fuerzas tetánicas se reducen significativamente en el músculo EDL mdx. El TPT es mucho más rápido, mientras que la media RT es significativamente más lento en el músculo EDL mdx. El perfil de tensión-deformación sugiere que la rigidez es significativamente mayor en el músculo EDL mdx. El músculo EDL mdx también produce una fuerza de resistencia significativamente mucho mayor (tensión pasiva) antes de alcanzar el pico de estrés, mientras que las tensiones post-pico disminuyendo mucho más rápido. Además, el SRR fue significativamente mayor en el músculo EDL mdx en comparación con la del músculo EDL BL10.
El análisis estadístico
La significación estadística entre dos grupos se analizaron por la prueba t de Student. Por ssignificado tatistical entre varios grupos, de un modo o de dos vías ANOVA seguido de Bonferroni post hoc de análisis se recomienda el uso del software SAS (SAS Institute Inc, Cary, NC). La diferencia se consideraron significativas cuando p <0,05.
Tabla 1. Materiales y equipo.
| Experimento | Tensión en reposo (gramos) | Pulso de frecuencia (Hz) | Ancho de pulso (ms) | Estimulación duración (ms) | Tramo de longitud | Estiramiento de duración (ms) | Ampliar velocidad | Comentarios |
| 1. Evaluación de las propiedades contráctiles y pasivos de la ex vivo músculo EDL | ||||||||
| 1.3.1 Medición de las propiedades contráctiles del músculo EDL | ||||||||
| 1. Calentar | 1,0 | 150 | 0,2 | 300 | Apoye el músculo durante 60 segundos entre cada estímulo. Estas contracciones tetánicas preliminares estabilizar el músculo para las mediciones posteriores. | |||
| 2. La longitud muscular óptimo (Lo) | 0,5, 1,0, 1,5 y 2,0 | 1 | 0,2 | 300 | Deje que el músculo se relaje durante 30 segundos entre cada estímulo. Mida la longitud muscular óptima utilizando un calibrador digital. | |||
| 3. Soltero twitch fuerza (Pt) | Ajuste la tensión de reposo en Lo | 1 | 0,2 | 300 | ||||
| 4. Fuerza muscular tetánica | Ajuste la tensión de reposo en Lo | 50, 80, 100, 120, 150 y 200 | 0,2 | 300 | Deje que el músculo se relaje durante 1 minuto entre cada estímulo. Determinar la frecuencia que generan la fuerza tetánica máxima absoluta (Po). | |||
| 5. La contracción excéntrica | Ajuste la tensión de reposo en Lo | Utilizar la frecuencia que genera la máxima fuerza tetánica (Po) | 0,2 | 700 | 10% Lo | últimos 200 m de la duración de la estimulación | 0.5 Lo / seg | Repita la contracción excéntrica durante 10 ciclos con 2 minutos de descanso entre ciclos. |
| 6. CSA del músculo EDL | CSA = (masa muscular (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,44)]. 1,06 g / cm 3 es la densidad del músculo y 0,44 es la longitud de la fibra del músculo EDL relación a Lo. | |||||||
| 1.3.2 Medición de las propiedades pasivas del músculo EDL | ||||||||
| 1. Seis-etapa de estiramiento protocolo | Ajuste la tensión de reposo en Lo | 10% Lo | 2 cm / sec | Repita el protocolo de estiramiento con un incremento de 10% hasta 160 Helo Mín% se alcanza. ALOW 1,5 segundos entre los ciclos de estiramiento. | ||||
| 2. SRR | Ajuste la tensión de reposo en Lo | 10% Lo | 2 cm / sec | SSR se calcula dividiendo la diferencia en la tensión con el time transcurrido entre dos puntos de tiempo en un marco de tiempo. | ||||
| 2,3 Medición de las propiedades contráctiles del músculo TA | ||||||||
| 1. Calentar | 4.0 | 150 | 0,2 | 300 | Apoye el músculo durante 60 segundos entre cada estímulo. | |||
| 2. La longitud muscular óptimo (Lo) | 3,0, 4,0, 5,0, 6,0 y 7,0 | 1 | 0,2 | 300 | Deje que el músculo se relaje durante 30 segundos entre cada estímulo. Mida la longitud muscular óptima utilizando un calibrador digital. | |||
| 3. CSA del músculo TA | CSA = (masa muscular (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,6)]. 0,6 es la longitud de la fibra del músculo TA para Mín ratio. | |||||||
Tabla 2. Parámetros para la evaluación de las propiedades mecánicas de los músculos EDL y TA.
| Tensión | Edad (meses) | Peso corporal (g) | EDL peso (mg) | EDL Lo (mm) | EDL CSA (mm 2) |
| BL10 | 6 | 32,03 ± 0,57 | 13,90 ± 0,77 | 14,09 ± 0,04 | 2,12 ± 0,12 |
| mdx | 6 | 35,44 ± 0,42 * | 16,73 ± 0,42 * | 13,93 ± 0,05 * | 2,57 ± 0,07 * |
Tabla 3. Propiedades morfométricas del músculo EDL. *, El valor en mdratones x es significativamente diferente de la de la misma edad BL10 ratones.
Figura 1. Un diagrama esquemático del tablero del ratón a medida disección. La junta disección se realiza a partir de un espesor de ½ pulgada de plexiglass y fue fabricado en la tienda institucional. Haga clic aquí para ampliar la cifra .
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Figura 2. Una serie de imágenes digitales que muestran las etapas de un nudo cuadrado doble seguida por un nudo de bucle en la MTJ. Asterisco, laEDL muscular; Flecha, el tendón distal del músculo EDL.
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Figura 3. Un diagrama esquemático de la plataforma a medida para en ensayo de la función del músculo TA situ. La plataforma de plexiglás animal y el soporte de rodilla de acero inoxidable fueron diseñados para montarse en el aparato 809B en ratón in situ. *, Varilla de acero inoxidable (Cat # MPR-2.0 , Siskiyou, Grants Pass, Oregón), #, porta-electrodos Universal (Cat # MXB, Siskiyou, Grants Pass, Oregón); §, varilla de electrodo adjunto (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Grants Pass, Oregón); ** Sylgard bloque. Haga clic aquí para ampliar la cifra .
Figura 4. Los resultados representativos de las propiedades contráctiles y pasivo del músculo EDL. Las propiedades contráctiles del músculo EDL se caracterizan por la fuerza de contracción específica (A), la fuerza tetánica específico (B), el tiempo para la tensión máxima (C) y el tiempo de relajación medio (D). Las propiedades pasivo del músculo EDL son evaluados por el perfil de tensión-deformación (E) y la SSR. *, Ratones mdx son significativamente diferentes de la misma edad BL10 ratones.
Discussion
En este protocolo, se han ilustrado ensayos fisiológicos para medir las propiedades contráctiles y pasiva del músculo EDL y las propiedades contráctiles del músculo TA. Una preocupación importante en los estudios de la fisiología del músculo es la oxigenación del músculo objetivo. Para los músculos grandes (tales como el músculo TA), el en el enfoque situ se prefiere debido a la difusión de oxígeno a partir de tampón de Ringer puede no alcanzar el centro del músculo en un ensayo in vitro. En enfoque situ no perturbe suministro normal de sangre y la hipoxia asociada- efectos artificiales se evitan. El músculo EDL es uno de los músculos más comúnmente utilizado en el estudio de la fisiología. Adecuada oxigenación del músculo entero se puede lograr en un sistema in vitro, debido al tamaño pequeño del músculo. Además, el sistema in vitro proporciona un entorno cerrado para manipular las concentraciones de iones Ca (2 +, Na + y K +) y químicoCALS (ATP y glucosa) que son necesarios para la generación óptima de la fuerza muscular. Esto ofrece una gran oportunidad para estudiar el efecto de estas variables en la producción de fuerza.
La medición exacta de las propiedades contráctiles y pasivo del músculo del miembro es fundamental para estudiar la función del músculo esquelético. Cambios característicos de estas propiedades a menudo se consideran como las características de varias enfermedades musculares. Los cambios en estos parámetros también son indicadores importantes para determinar si una terapia experimental es eficaz o no.
Disclosures
No hay conflictos de interés declarado.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por becas de los Institutos Nacionales de Salud (AR-49419, DD), Asociación de Distrofia Muscular (DD) y NIH subsidio de capacitación T90DK70105 (CH).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tissue-organ bath | Radnoti LLC, CA, USA | Water-jacket tissue bath (Cat #158351-LL), Oxygen disperser tube (Cat #160192), Luer valve (Cat#120722) | |
| Circulating water bath | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | ||
| Gas mix | Airgas National, Charlotte, NC, USA | 95% O2 and 5% CO2 | |
| In vitro muscle function assay apparatus |  Aurora Scientific, Aurora, ON, Canada |
The system consists of a stimulator (Model# 701A), a dual-mode lever system (Model#300C or 305C), a signal interface (Model # 604B) and a test apparatus (Model# 800A) to vertically mount tissue organ bath | |
| In vitro muscle function assay software | Aurora Scientific, Aurora, ON, Canada |
Dynamic muscle control (DMC) software and dynamic muscle control data analysis (DMA) software | |
| Mouse anesthesia cocktail mixed in 0.9% NaCl | Refer to the institutional guidelines | Ketamine (25 mg/ml), xylazine (2.5 mg/ml) and acepromazine (0.5 mg/ml). Throughout the surgical procedure, a supplement of 10 % of the initial dose may be needed to keep animal under anesthesia. | |
| Sylgard | World Precision Instrument | Cat#SYLG184 | |
| A custom-made Plexiglas dissection board | In house designed | Refer to Figure 1 | |
| Heating lamp | Tensor Lighting Company, Boston, MA, USA | 15 Watt lamp to keep the mouse warm during dissection | |
| Ringer's Buffer | Chemicals are purchased from Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | Composition in mM: 1.2 NaH2PO4 (Cat#S369) , 1 MgSO4 (Cat# M63), 4.83 KCl (Cat# P217), 137 NaCl (Cat# 217), 24 NaHCO3 (Cat# S233), 2 CaCl2 (Cat #C79) and 10 glucose (Cat# D16). Dissolve chemicals individually and mix in the order listed above. Store at 4 °C. | |
| Stereo dissecting microscope | Nikon, Melville, NY, USA | ||
| Dissection tools | Fine Science Tools, Foster City, CA, USA | Coarse forceps, coarse scissors, fine forceps (Straight and 45 ° angle) | |
| Braided silk suture #4-0 | SofSilk USSC Sutures, Norwalk, CT, USA | Cat # SP116 | |
| A custom-made stainless steel hook | Small Parts, Inc. | 2'' long S/S 304V (0.18'' diameter) for force transducer 305C or 2.5'' long S/S 304V (0.012'' diameter) for transducer 300C (Cat# ASTM A313) | |
| In situ muscle function assay system | Aurora Scientific, Aurora, ON, Canada |
The system (809B, in situ mouse apparatus) consist of a stimulator (Model# 701B), a dual-mode lever system (Model# 305C), a signal interface (Model# 604A) and a thermo controlled footplate apparatus (Model# 809A) | |
| In vitro muscle function assay software | Aurora Scientific, Aurora, ON, Canada |
Dynamic muscle control (DMC) software and dynamic muscle control data analysis (DMA) software | |
| A custom-made TA assay animal platform | In house designed | Refer to Figure 2 | |
| A custom-made stainless steel hook | Small Parts, Inc. | Cat# ASTM A313 | 0.5'' long S/S 304V (0.18'' diameter) |
| Custom-made 25G platinum electrodes | Chalgren Enterprises, Gilroy,CA | Solder two 0.016'' thick platinum wires to two 24G electric wires | |
Table 1. Materials and equipment. |
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References
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