Summary

マウス脊髄における条件遺伝子操作のためのウイルスベクターの定位注射

Published: March 18, 2013
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Summary

ウイルスベクターは、標的遺伝子操作が可能になります。我々は、脊髄後角へのウイルスベクターの定位注射、一次体性感覚求心性および中枢神経系の神経細胞間のシナプスの接触の著名なサイトを使って、条件付き遺伝子発現やマウス脊髄におけるアブレーションのための方法を示しています。

Abstract

ウイルスベクターの実質内注射は、神経細胞や中枢神経系の特定領域の異なる集団の中の条件遺伝子操作を可能にします。我々は、マウスの脊髄後角における標的遺伝子発現またはサイレンシングを可能に定位注入技術を実証する。手術は短時間です。それは動物と脊椎の健常運動性の迅速なリカバリを提供する、単一の椎骨の椎弓切除術を必要とします。傾斜のガラスカニューレとシリンジの低速および使用に小さなベクター懸濁液量の制御された注射は組織病変を最小限に抑えます。ベクトルの局所免疫応答は、採用ウイルス固有の性質に依存し、我々の経験では、組換えアデノ随伴ウイルスを使用した場合、マイナーと短命です。このような強化された緑色蛍光タンパク質などのレポーター遺伝子は、ベクターの監視空間分布を容易にし、有効性や携帯仕様トランスフェクションのficity。

Introduction

マウスにおける条件遺伝子操作の高度な技術は、中枢神経系におけるシナプス経路と機能の接続の探査への多面的なアプローチを可能にします。導入遺伝子は、エストロゲン受容体1の変異型リガンド結合ドメインを認識するリプレッサーまたは遺伝子の転写活性化因子、またはタモキシフェンとして機能するように設計することができるテトラサイクリン制御トランスに作用するようドキシサイクリンなどの小分子エフェクターによって調節することができる。不可逆的な導入遺伝子の改変は、一般的デオキシリボ核酸(DNA)リコンビナーゼによって達成される。 CRE(原因組換え)とFLP(フリッパーゼ組換え酵素)が切除、反転またはそれぞれ1のloxP(クロスxの軌跡上、P1)またはFRT(フリッパーゼ認識対象)サイトが隣接してDNA断片の転移を触媒する。アプリケーションでは、遺伝子の活性化またはサイレンシングおよび誘導リボ核酸(RNA)干渉を含む<sup> 2。例えば、β-ガラクトシダーゼまたはアルカリホスファターゼなどの蛍光または酵素レポーターの条件式は、ニューロンにラベルを付け、それらの局所組織と接続3を調べるために使用することができます。北米(の大規模な変異導入プロジェクトhttp://www.norcomm.org/index.htm )、ヨーロッパ( http://www.knockoutmouse.org/about/eucommは )で、マウス胚性幹細胞クローンのライブラリーを製造しています最終的には全体のマウスゲノムをカバーする条件付き遺伝子標的とトラップ。これらのクローンから生成されたマウスは、選択的な遺伝子操作(たとえば、ニューロンの特定の集団へ特異的プロモーターまたは遺伝子座の下でのDNAリコンビナーゼを発現するマウス系統の拡大数と交配することができるhttp://nagy.mshri.on.ca/cre_new/index 。PHP )。

<p class= "jove_content">興味のあるニューロン集団に特異的なプロモーターが知られていないか、領域内のすべてのニューロンによって表現されていない場合には、神経細胞や関心のある特定の領域の異なる集団に遺伝子操作を制限することは、単独で標的遺伝子によって達成されない場合があります興味のある。脊髄では、実験的なデザインは、1つまたは2つの頭尾方向のセグメントへの遺伝子操作の空間的制約が必要な場合があります。 CreまたはFLPを発現するウイルスベクターの定位注入フロックス化またはflrted対立、いわゆるDNA断片がloxPまたはFRT部位に隣接されているマウスの脊髄の領域に遺伝子組換えを制限することができます。マウスを表現リコンビナーゼで動物を交配に起因する構成的DNA再構成とは異なり、この戦略はまた、遺伝子の活性化やサイレン以上時間的な制御を提供します。コー​​ドするウイルスベクターは、フロックス化または導入遺伝子はcorrespoを発現するマウスで遺伝子操作の逆のオプションを提供しています浮気ニューロン特異的プロモーターの下流にリコンビナーゼをnding。ニューロンへの親和性を持ついくつかの組換えベクターは、4利用可能です。大容量(ガット)、アデノウイルス、アデノ随伴ウイルス、単純ヘルペスウイルスやレンチウイルスは、一般的に神経親和性のベクトルを使用されています。研究課題に適したウイルスを選択すると、実験デザインの重要な部分です。導入遺伝子のサイズ、配送ルート、グリア細胞とは対照的に、神経細胞への感染の特異性、感染症の効能は、炎症性および毒性の副作用が4を考慮する必要があります。

ここでは、脊髄後角へのウイルスベクターを、私たちは痛みの神経生物学上の我々の研究での条件付き遺伝子調節のために採用している手法の定位注射について説明します。後角には侵害受容性ニューロンを含む一次体性感覚ニューロンからの求心性入力を受け取る。投射ニューロンからそれを伝える前に、ローカルの介在ニューロンは情報を処理する脳5〜背角。我々は、構成的に活性サイトメガロウイルスプロモーター下に強化緑色蛍光タンパク質(EGFP)を発現する神経向性組換えアデノ随伴ウイルス(rAAVの)と脊髄分節レベルL4で後角ニューロンの感染を示しています。

Protocol

記載外科手術はコロンビア大学の施設内動物のケアと使用委員会(IACUC)によって承認されています。 1。機器およびウイルス粒子懸濁液の調製装置を清掃し、消毒、手術器具と椎骨L1を固定するために使用されるVノッチスパイクを滅菌します。 プルとベベルガラスピペット。我々は、40μmの先端径を持ち、20°の角度で傾斜がついていピペットを使用して?…

Representative Results

反対側、腹角および後根神経節の背角を温存注入後角( 図1)の神経細胞で成功したトランスフェクションの利回り堅牢な遺伝子発現を、。 図1。後角ニューロンのトランスフェクション。L4脊髄の左後角における蛍光レポーターEGFP(緑色)の()式は、2週間のrAAV-EGFPの定位注入後?…

Discussion

定位ベクターの注入は神経変性11の予防または治療のために傷害9,10、または遺伝子治療から再生中に6,7またはoptogenetic郭清8、軸索ガイダンスを広げる経シナプスウイルスに基づいて、このような神経ネットワークのマッピングなどのアプリケーションに脊髄ニューロンを標的にできます12。ウイルスベクターは、体性感覚、運動と自律神経?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は、技術的な支援をBakhos A. Tannous、博士のrAAV-EGFPベクターを用いて私たちを提供するためのマサチューセッツ総合病院、チャールスタウン、マサチューセッツ州の神経科学センターのベクター開発·生産担当ディレクター、ジョン·むちで打つことに感謝します。この作品は、神経疾患や脳卒中の国立研究所からの助成金によってR01 NS050408を(JS)にサポートされていました。

Materials

Material Name Company Catalogue Number
Spinal base plate David Kopf Instruments 912
Small animal stereotaxic instrument David Kopf Instruments 900
Mouse gas anesthesia head holder David Kopf Instruments 923-B
Adjustable base mounts David Kopf Instruments 982
V notch spikes David Kopf Instruments 987
Small animal temperature control system David Kopf Instruments TCAT-2LV
Adson forceps Fine Science Tools 11006-12
Laminectomy forceps Fine Science Tools 11223-20
UltraMicroPump (one) with SYS-Micro4 Controller World Precision Instruments UMP3-1
Microsyringe, 65RN Hamilton 7633-01
RN compression fitting, 1 mm Hamilton 55750-01
Borosilicate glass capillaries World Precision Instruments 1B100F-4
Microgrinder Narishige EG-44

References

  1. Lewandoski, M. Conditional control of gene expression in the mouse. Nature Reviews Genetics. 2, 743-755 (2001).
  2. Couto, L. B., High, K. A. Viral vector-mediated RNA interference. Curr. Opin. Pharmacol. 10, 534-542 (2010).
  3. Luo, L., Callaway, E. M., Svoboda, K. Genetic dissection of neural circuits. Neuron. 57, 634-660 (2008).
  4. Davidson, B. L., Breakefield, X. O. Viral vectors for gene delivery to the nervous system. Nature Reviews Neuroscience. 4, 353-364 (2003).
  5. Todd, A. J. Neuronal circuitry for pain processing in the dorsal horn. Nature Reviews Neuroscience. 11, 823-836 (2010).
  6. Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 21848-21853 (2010).
  7. Lo, L., Anderson, D. J. A Cre-dependent, anterograde transsynaptic viral tracer for mapping output pathways of genetically marked neurons. Neuron. 72, 938-950 (2011).
  8. Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8, 745-752 (2011).
  9. Tang, X. Q., Heron, P., Mashburn, C., Smith, G. M. Targeting sensory axon regeneration in adult spinal cord. J. Neurosci. 27, 6068-6078 (2007).
  10. Cameron, A. A., Smith, G. M., Randall, D. C., Brown, D. R., Rabchevsky, A. G. Genetic manipulation of intraspinal plasticity after spinal cord injury alters the severity of autonomic dysreflexia. J. Neurosci. 26, 2923-2932 (2006).
  11. Passini, M. A., et al. CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy. The Journal of Clinical Investigation. 120, 1253-1264 (2010).
  12. Lutz, C. M., et al. Postsymptomatic restoration of SMN rescues the disease phenotype in a mouse model of severe spinal muscular atrophy. The Journal of Clinical Investigation. 121, 3029-3041 (2011).
  13. Chen, S. L., et al. dsAAV type 2-mediated gene transfer of MORS196A-EGFP into spinal cord as a pain management paradigm. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 20096-20101 (2007).
  14. South, S. M., et al. A conditional deletion of the NR1 subunit of the NMDA receptor in adult spinal cord dorsal horn reduces NMDA currents and injury-induced pain. J. Neurosci. 23, 5031-5040 (2003).
  15. Tappe, A., et al. Synaptic scaffolding protein Homer1a protects against chronic inflammatory pain. Nat. Med. 12, 677-681 (2006).
  16. Colle, M. A., et al. Efficient intracerebral delivery of AAV5 vector encoding human ARSA in non-human primate. Human Molecular Genetics. 19, 147-158 (2010).
  17. Carbajal, K. S., Weinger, J. G., Whitman, L. M., Schaumburg, C. S., Lane, T. E. Surgical Transplantation of Mouse Neural Stem Cells into the Spinal Cords of Mice Infected with Neurotropic Mouse Hepatitis Virus. J. Vis. Exp. (53), e2834 (2011).
  18. Snyder, B. R., et al. Comparison of adeno-associated viral vector serotypes for spinal cord and motor neuron gene delivery. Hum. Gene Ther. 22, 1129-1135 (2011).
  19. Towne, C., Pertin, M., Beggah, A. T., Aebischer, P., Decosterd, I. Recombinant adeno-associated virus serotype 6 (rAAV2/6)-mediated gene transfer to nociceptive neurons through different routes of delivery. Mol. Pain. 5, 52 (2009).
  20. Kaplitt, M. G., et al. Long-term gene expression and phenotypic correction using adeno-associated virus vectors in the mammalian. 8, 148-154 (1994).

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Cite This Article
Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., Scholz, J. Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord. J. Vis. Exp. (73), e50313, doi:10.3791/50313 (2013).

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