Summary
Mediciones de fuerza se pueden utilizar para demostrar los cambios en la función muscular debido al desarrollo, lesión, enfermedad, tratamiento o toxicidad química. En este vídeo, se demuestra un método para medir la fuerza durante una contracción máxima de los músculos del tronco larvas de pez cebra.
Abstract
Larvas de pez cebra proporcionar modelos de desarrollo muscular, enfermedades musculares y los músculos relacionados con la toxicidad química, pero los estudios relacionados a menudo carecen de las medidas funcionales de la salud muscular. En este artículo de vídeo, se demuestra un método para medir la generación de la fuerza durante la contracción de los músculos del tronco larvas de pez cebra. Mediciones de la fuerza se llevan a cabo mediante la colocación de una larva anestesiados en una cámara llena con una solución de sal. El extremo anterior de la larva está ligado a un transductor de fuerza y el extremo posterior de la larva está ligado a un controlador de longitud. Una contracción contracción isométrica se provoca por la estimulación de campo eléctrico y la fuerza de respuesta se registra para el análisis. Generación de la fuerza durante la contracción proporciona una medida de la salud muscular general y establece específicamente una medida de la función muscular. Aunque se describe esta técnica para su uso con larvas de tipo salvaje, este método se puede utilizar con larvas modificado genéticamente o con larvas tratadas con los medicamentos o las sustancias tóxicas,para caracterizar modelos de enfermedades musculares y evaluar tratamientos, o para estudiar el desarrollo muscular, lesión o toxicidad química.
Introduction
Joven pez cebra (Danio rerio) larvas, 3-7 días después de la fertilización (dpf), se reconoce cada vez más como un organismo útil para la investigación del músculo esquelético. Las larvas jóvenes se utilizan para modelar la enfermedad del músculo humano 1-9, evaluar medicamentos y estrategias terapéuticas 10-11, estudio lesión muscular 12, entender el desarrollo muscular 13-16, e investigar muscular relacionada con la toxicidad química 17-19. Los estudios típicos en estas áreas examinar el grado en el que el músculo sano se representa anormal por manipulación genética o la exposición a sustancias tóxicas, y algunos estudios examinan el grado en el cual el músculo anormal responde al tratamiento. Crítico para el éxito de estos estudios es la capacidad para evaluar con precisión la salud del músculo.
Mientras que hay una variedad de métodos disponibles para evaluar la salud del músculo en larvas de pez cebra, pocos proporcionan información directa sobre la función muscular. Salud muscular generalmente es evaluada por appearance, según la evaluación de la tinción histológica 6,8,11, inmunotinción 9,15,16,18, microscopio óptico 3,13, microscopía electrónica 3,4,14,16 o birrefringencia 7,9,11, pero estas técnicas proporcionan información morfológica solamente. Tronco y desplazamientos cola y velocidad de nado 4,17 evaluar la función motora, pero éstas no son medidas directas de la función muscular, ya que también reflejan la entrada de los nervios, el metabolismo energético, y otros procesos.
En contraste, la medición de generación de la fuerza durante la contracción proporciona una evaluación directa de la función muscular y representa una medida de la salud del músculo general. Los beneficios adicionales de este enfoque incluyen el análisis de datos sencilla y los resultados cuantitativos. En este artículo de vídeo, se proporciona un procedimiento detallado para medir la generación de fuerza por parte de los músculos de las larvas, con la esperanza de que más investigadores utilizarán este método para complementar las medidas existentes de salud del músculo en sus investigaciones.
Para que quede claro, esta técnica no mide las fuerzas generadas por los músculos de larvas durante la natación. Debido a que ambos extremos de la larva se atan a los equipos y porque la larva permanece anestesiado, que no pueden iniciar el movimiento durante la prueba. Por otra parte, la estimulación de campo se activa todas las fibras musculares al mismo tiempo para inducir una BILcontracción ateral, que no es lo que naturalmente se produce 20. Por lo tanto, en lugar de medir las fuerzas reales generados durante la natación, esta técnica determina la capacidad de generación de la fuerza de los músculos de las larvas.
Hemos usado esta técnica para demostrar la debilidad muscular en un modelo de pez cebra de nemalínica miopatía 21, así como para evaluar el efecto del tratamiento antioxidante sobre la función muscular en un modelo de pez cebra de la enfermedad de múltiples MiniCore 22. Otros han utilizado una técnica similar 23 para examinar los efectos de un contaminante del medio ambiente sobre la función muscular 19.
Protocol
Nota: todos los procedimientos relacionados con el pez cebra se deben realizar de acuerdo con las directrices, reglamentos, y las agencias reguladoras. Todos los procedimientos de uso de animales que aparecen en este artículo fueron aprobados por la Universidad de Michigan, el Comité de Uso y Cuidado de los Animales (UCUCA).
1. Haga sutura Loops
- Use unas pinzas para separar la sutura no estéril (USP 10/0 monofilamento de nylon, 3 capas) en tres vertientes.
- Empezar a hacer un nudo doble simple en una de las cadenas. Detener antes de apretar el nudo completamente para hacer un pequeño bucle (~ 1 mm de diámetro) en lugar de un nudo.
- Utilice unas tijeras para cortar el exceso de sutura de las colas de bucle. Un ejemplo de un bucle terminado se muestra en la Figura 1.
- Coloque el lazo en el lado adhesivo de un Post-it para su uso posterior. Los lazos de sutura se utilizan para mantener las larvas en su lugar durante la prueba de fuerza.
- Repita los pasos 1.1 a 1.4, según sea necesario. Make dos bucles de sutura para cada larva que se pondrá a prueba.
2. Haga Solución Pruebas
- Hacer solución Tyrodes mediante la adición de 7,977 g de cloruro de sodio, 0,373 g de cloruro de potasio, 0,265 g de cloruro de calcio dihidrato, 0,102 g de hexahidrato de cloruro de magnesio, 0,048 g de fosfato de sodio monobásico, 1,000 g de bicarbonato de sodio, y 0,037 g de ácido etilendiaminotetraacético disódico dihidrato de la sal a 1000 ml de agua purificada.
- Se agita la solución hasta que las sales se disolvieron por completo. Esta solución se puede almacenar durante un mes a 4 ° C.
- Añadir 2,1 ml de 4 mg / ml tricaína, preparado de acuerdo con el Libro de pez cebra 24, a 47,9 ml solución Tyrodes y mezclar. Proteja esta solución de la luz guardándolo en una botella de vidrio oscuro o en una botella de vidrio cubierto con papel de aluminio. Esta solución debe ser almacenada a temperatura ambiente y se hizo fresco cada día.
3. Ate Larva Aanesthetized en Sala Experimental
- <li> Coloque el aparato de prueba (Figura 2) en el escenario de un microscopio estereoscópico.
- Conecte el transductor de fuerza y los cables del controlador longitud del aparato de prueba. Encienda el transductor de fuerza. Encienda el regulador de duración para que quede rígida. (Nota:.. El controlador longitud proporciona la capacidad para estirar o acortar una preparación de músculo durante una contracción Sin embargo, esta característica del regulador de duración no se utiliza en el método descrito en este documento Por lo tanto, el controlador de la longitud puede ser pensado como un accesorio rígido punto montado en un sistema de posicionamiento XYZ).
- Con una pipeta de transferencia desechable, llenar la cámara experimental con solución de prueba.
- Utilice pinzas para recoger un lazo de sutura por una de las colas y colgarlo en el tubo transductor de fuerza. Espera un segundo lazo de sutura en el tubo conectado al regulador de duración. (Nota: agarra un lazo de sutura en la parte curva puede doblar la sutura y cauSE que se rompa durante las etapas posteriores).
- Con una pipeta de transferencia desechable, transferir una larva de pez cebra a una pequeña placa de Petri llena de solución de prueba. Espere a que el anestésico en la solución de prueba (tricaína) entre en vigor (~ 1 min). Con unas pinzas, empujar suavemente la cola y compruebe que la larva está anestesiado por la falta de tacto-evocó la natación.
- Usar una pipeta de vidrio para transferir las larvas a la cámara experimental.
- Por empujando suavemente la larva con unas pinzas cerradas, guiar a la porción anterior de la larva a través del lazo de sutura en el tubo del transductor de fuerza. Guía de la porción anterior de la larva a través del lazo de sutura en el tubo. Agarre ambos bucle colas de sutura con unas pinzas y tirar de ellos simultáneamente para apretar el lazo de sutura posterior al saco vitelino o vejiga natatoria (Figura 3A).
- Con unas pinzas, mantenga un lazo de sutura y tirar de la cola, haciendo que la larva de girar 90 ° alrededor del tubo hasta que el lado lateral de la cara larvas arriba (Figura 3B). Si el bucle se ha reforzado lo suficiente, habrá algo de resistencia a la tracción; la larva no debe girar fácilmente. Si el bucle se aprieta demasiado, la larva no girará alrededor del tubo.
- Utilizando el dispositivo de posicionamiento XYZ conectada al controlador longitud, mueva el tubo de controlador de longitud a lo largo del eje X (eje de las definiciones en la Figura 2A) y en el tronco y la cola de la larva. Deje espacio entre los extremos del tubo regulador de duración y el tubo transductor de fuerza.
- Guía del lazo de sutura sobre la cola de la larva y apretar el lazo de sutura como se ha descrito anteriormente (Figura 3C). Puede que tenga que girar la parte posterior de la larva para que el lado lateral hacia arriba. Corte las colas de bucle de sutura (Figura 3D).
4. Posición Larva en la Cámara Experimental
- Mover la larva a una distancia apropiada desde el fondo de la cámara para asegurar el w larvamal estar dentro de "trabajo a distancia" de un objetivo de microscopio invertido durante los pasos siguientes. Para lograr esto, utilizar los dispositivos de posicionamiento XYZ para bajar lentamente los tubos (con larva adjunto) a lo largo del eje Z hasta que los tubos sólo tiene que tocar la parte inferior de la cámara. A continuación, elevar los tubos hasta que la larva es una distancia apropiada desde el fondo de la cámara (~ 100 micras).
- Utilizando el dispositivo de posicionamiento XYZ conectada al controlador longitud, ajustar el controlador de tubo de longitud a lo largo del eje Y para alinear el eje largo de la larva con el eje largo del tubo de transductor de fuerza.
5. Registro de la Fuerza durante una contracción máxima Twitch
- Mueva el aparato de prueba para la etapa de un microscopio invertido.
- Ajuste la temperatura de la cámara a un valor deseado. Para empezar, conectar el baño de recirculación de agua, termómetro, y controlador de temperatura para el aparato de prueba. Encienda los componentes necesarios y ajustar las configuraciones en el contr temperaturaoller hasta que el termómetro informa el valor deseado. Los datos incluidos en este artículo se recogieron a 25 ° C, pero las mediciones también se pueden realizar a temperatura ambiente o a 28,5 ° C.
- Conectar los cables del estimulador para el aparato de prueba. Encienda la alimentación del estimulador pero no estimulan la larva hasta el paso 5.6.
- Asegúrese de que la larva es paralelo al fondo de la cámara. A través de un objetivo de 40X, ver la parte de la larva entre los extremos de los tubos. Si paralela a la parte inferior, los dos extremos de la larva estarán en foco. Si es necesario, ajustar el tubo de transductor de fuerza a lo largo del eje Z hasta que ambos extremos están en foco.
- Compruebe que la longitud larva es más corto que el óptimo. Encienda el sistema de longitud del sarcómero vídeo y girar la cámara de vídeo de tal manera que las estrías son paralelos a los lados de la trama de vídeo. Este sistema controla espaciamiento estriación mediante el análisis de las variaciones de intensidad de los píxeles a lo largo de cada fila horizontal de pixeles dentro de una región definida por el usuario de interés(ROI). Los resultados de todas las filas en el retorno de la inversión se promedian y se informaron con una frecuencia equivalente a la velocidad de fotogramas (≥ 80 s-1) video. El espaciado de estriación se utiliza como un indicador de la longitud del sarcómero.
- Ajuste el microscopio para centrarse en las fibras periféricas y anote la longitud del sarcómero indicado. Si es necesario, utilizar el dispositivo de posicionamiento XYZ conectada al controlador longitud para ajustar la longitud de la larva (eje X) hasta que la longitud del sarcómero es menos que óptima (por ejemplo, 1,90 m).
- Ajuste la corriente para optimizar la fuerza de contracción estimulación. Para empezar, ajustar la corriente en el estimulador a una baja magnitud (por ejemplo, 100 mA) de salida. El estimulador se puede activar de forma manual o mediante un equipo que ejecuta un programa de LabVIEW personalizado. Provocar una contracción de los músculos de larvas con un impulso de corriente de 0,2 mseg de duración.
- Utilice un osciloscopio para registrar la salida de la fuerza y medir la fuerza de contracción máxima utilizando los cursores del osciloscopio. Aumente la corrienteen incrementos de 50 mA y medir la fuerza de contracción máxima en cada nivel de curso. Espere 30 segundos entre las contracciones para evitar la fatiga. Como aumenta la corriente de estimulación, la fuerza de contracción pico típicamente aumenta hasta un máximo y luego disminuye gradualmente. La corriente a la cual la larva genera la fuerza más grande es la corriente de estimulación óptima. Ajuste la amplitud de la corriente a la corriente de estimulación óptima.
- Utilizando el dispositivo de posicionamiento XYZ, ajustar la longitud de la larva (y por lo tanto, la longitud del sarcómero) a fin de obtener la máxima fuerza de contracción. Larvas de pez cebra de tipo salvaje (3-7 dpf) generar la máxima fuerza de contracción del sarcómero en longitudes de 2,10 m o 2,15 micras. Sin embargo, la longitud del sarcómero se puede ajustar a 2,08 micras para evitar el exceso de tensión en la larva.
- Provocar una contracción de los músculos de las larvas. Utilice el osciloscopio para registrar la respuesta de la fuerza y guardar el registro para su posterior análisis.
6. Mida musculatura Dimensiones con Larva en Optimal Longitud
Representative Results
En las larvas de pez cebra de tipo silvestre sano, las fibras musculares deben estar paralelos el uno al otro sin grandes espacios entre ellos y tienen estrías evidentes (Figura 5A). Larvas de pez cebra de tipo salvaje que no presentan estas características, o con daños evidentes, tales como fibras separadas (Figura 5B), debe desecharse.
Un gráfico representativo de la fuerza de contracción pico frente a la corriente para una sola larva de pez cebra estimulación se muestra en la Figura 6. Para las larvas de pez cebra de tipo salvaje entre 3-7 dpf, la corriente de estimulación óptima es normalmente entre 400-600 mA, con 3 larvas dpf generalmente requiere una mayor corriente de larvas dpf 6-7 estimulación.
Los datos de la fuerza primas (recogidas durante el paso 5.8) tiene que ser procesados y analizados con el software de análisis de datos. En primer lugar, la línea de base del registro de la fuerza se establece en cero. En segundo lugar, la salida de tensión del transductor de fuerza se convierte a la fuerza (mN) (ver las instrucciones del fabricante para generar una curva de calibración para el transductor de fuerza). Una respuesta de fuerza representativa recogida durante una contracción contracción máxima de una sola larva se muestra en la Figura 7. Software de análisis de datos se puede utilizar para medir el pico de fuerza y otras características de la respuesta de la fuerza.
Un conjunto representativo de datos de la fuerza pico de las contracciones de contracción máxima se muestra en la Figura 8A. Valores de la fuerza de contracción máximas típicas de 3-7 variedad de tipo salvaje larvas dpf 0,9 a 1,7 mN, con larvas mayores generar más fuerza que las larvas jóvenes. Las diferencias en la fuerza de contracción pico puede ser debido a los procesos normales como el crecimiento y el desarrollo (Figura 8) o procesos anormales, tales como mutación del gen relacionado con la patología 21,22.
La normalización por área de sección transversal del músculo (CSA) se puede utilizar para determinar el grado en que las diferencias en la fuerza de contracción máxima son simplemente debido a diferir rencias en tamaño de la musculatura 21,22. CSA muscular puede ser estimada mediante la fórmula: CSA = π (A / 2) (B / 2), donde A es la altura de la musculatura como se ve desde el lado, B es la anchura de la musculatura como se ve desde la parte inferior, y se asume una sección transversal elíptica. Los valores típicos para CSA 3-7 rango larvas dpf de tipo salvaje 0,027 a 0,034 mm 2, con larvas dpf generalmente 3-4 muestra los valores CSA menores de larvas dpf 5-7. Un conjunto representativo de datos de la fuerza de pico normalizadas de contracciones máximas de contracción se muestra en la Figura 8B. Los valores típicos normalizados pico de contracción de fuerza para 3-7 rango de tipo salvaje larvas dpf 34-51 mN / mm 2, con 4-7 larvas dpf general muestra valores superiores a 3 larvas dpf.
Figura 1. Lazo de sutura. Flechas apuntan a las colas de bucle de sutura.
Figura 2. (A) un aparato de pruebas con componentes etiquetados. (B) vistas Close-up de la cámara experimental. (A) de la cámara experimental con fondo transparente. (B) transductor de fuerza. (D) dispositivos de posicionamiento XYZ (c) regulador de duración.. La X, Y, y Z se definen en la esquina superior derecha. (E) Sistema de control de temperatura que utiliza módulos termoeléctricos. Tubería acomoda el flujo de agua para la refrigeración de los módulos termoeléctricos. (F) de tubo de acero inoxidable unido a la fuerza transductor. (G) de tubo de acero inoxidable conectado al controlador longitud. (H) microsonda Termómetro (i). Platino electrodos de placas paralelas, que abarca la longitud de lacámara. Placas de platino son de 2,5 mm de alto y 0.255 mm de espesor.
Figura 3. Atar larva dentro de la cámara experimental. (A) Larva ató al extremo anterior, pero aún no están girados 90 °. (B) Larva después girado 90 º. (C) Larva atado en al extremo posterior, pero aún no giró. (D) Larva después girados y sutura colas bucle se recortan.
La Figura 4. Medidas para la estimación de área de sección transversal. Musculatura visto desde la (A) y lateral (B)
Figura 5. Vista lateral de larvas de pez cebra musculatura del tronco. (A) el tejido sano. (B) tejido con daño evidente. Las contracturas resultantes de destacamentos de fibra están marcados con asteriscos.
La Figura 6. Gráfico representativo de la fuerza de contracción máxima frente a la estimulación actual. La corriente de estimulación óptima es de 500 mA.
Figura 7. Record vigente Representante de una sola contracción contracción. Esta contracción se obtuvo con un pulso de estímulo a 0 ms. La fuerza máxima es 1,56 mN.
Figura 8. Datos de la fuerza representativos 3-7 larvas dpf. (A) datos sobre la fuerza de las contracciones máximas de contracción máxima. (B) datos sobre la fuerza de las contracciones máximas de contracción máxima normalizaron a CSA. Las larvas más viejas (6-7 dpf) fueron alimentados Hatchfry Encapsulon Grado 0 con Spirulina (Argent Laboratories) a partir del 5 dpf. Medios + desviaciones estándar se informó con N = 5 en cada grupo. Grupos significativamente diferentes de 3 larvas dpf (*) y 4 larvas dpf (#) se indican (ANOVA, P <0,05). El aumento significativo en la fuerza normalizada entre 3 y 4 dpf (B) indica un aumento en la capacidad de generación de la fuerza intrínseca durante este período de tiempo, mientras que el aumento de la fuerza entre 4 y 6-7 dpf (A) se atribuye a un crecimiento basado en ningún cambiar del 4 al 7 dpf en la fuerza normalizada.
Discussion
Este método mide la generación de fuerza durante una contracción para evaluar la función muscular en los músculos del tronco de larvas de pez cebra. Aunque las contracciones tetánicas pueden ser provocados en larvas de pez cebra (por ejemplo, por 200 pulsos de estimulación / seg para una duración de 0,2 segundos), la fuerza tetánica máxima es sólo un 10-15% mayor que la fuerza máxima de contracción. Por lo tanto, la fuerza generada durante un tic es una medida razonable de la capacidad de generación de fuerza. Twitches se prefieren sobre las contracciones tetánicas debido a contracciones nerviosas son menos propensos a causar que rasga o se deslice en los lazos de sutura.
Con el fin de generar datos significativos con esta técnica, la máxima fuerza de contracción se debe lograr para cada larva y la variabilidad entre los grupos experimentales debe reducirse al mínimo. Con estos objetivos en mente, ofrecemos las siguientes sugerencias. En primer lugar, tenga cuidado al atar la larva al transductor de fuerza y los tubos del regulador de longitud. Si los bucles de sutura se aprietan demasiadomucho, la sutura se corte a través del tejido muscular. Si los bucles de sutura no se aprietan lo suficiente, la fuerza generada por la larva no será totalmente transmitido al transductor de fuerza. Ambas situaciones, pero sobre todo este último, subestiman la fuerza máxima de contracción. En segundo lugar, dado que las pruebas múltiples grupos experimentales pueden tardar varias horas (20-30 min / larva), alternan entre grupos porque las larvas continuará desarrollando durante el periodo de prueba.
Mientras que algunos de los equipos mencionados es esencial para la medición de la fuerza máxima de contracción (por ejemplo, transductor de fuerza, estimulador de corriente), otros artículos no son absolutamente necesarias. El sistema de la longitud del sarcómero vídeo es deseable, pero no necesario. Como una alternativa, una serie de contracciones nerviosas se puede utilizar para encontrar la longitud óptima, durante el cual la longitud de la larva se ajusta hasta que se consigue la máxima fuerza de contracción. Un sistema de control de la temperatura también no es absolutamente necesario. El control de temperatura es crítico cuando measuring cinética de contracción, que son altamente sensibles a la temperatura, mientras que la máxima fuerza de contracción no es particularmente sensible a pequeños cambios en la temperatura y se puede medir a temperatura ambiente. Tenga en cuenta que, independientemente de la temperatura en la cámara durante la prueba de fuerza, las larvas debe mantenerse a la temperatura óptima de crecimiento de 28,5 ° C 24 antes de forzar a las pruebas para la estadificación precisa.
Las larvas se ponen a prueba en una solución que contiene Tyrodes tricaína. Utilizamos 0,02% (w / v) tricaína, la concentración recomendada para la anestesia 24, para eliminar las contracciones espontáneas evocadas por el sistema nervioso y por lo tanto prevenir la fatiga durante las pruebas de fuerza. Tricaína también facilita el paso para atar y reduce el tiempo total de prueba. Sin embargo, se observa que la inclusión de tricaína en la solución de prueba se reduce constantemente la fuerza máxima de contracción en un 30%. Un efecto similar se ha observado también en el músculo cola de renacuajo, donde tricaine reduce la generación de fuerza después de que se bloquea la transmisión neuromuscular, lo que sugiere que tricaína tiene un efecto directo sobre el músculo 25. Tricaína puede reducir la excitabilidad de las células musculares mediante la reducción de la conductancia de sodio a través de la membrana de la célula, como lo hace en las células nerviosas 26. Otras opciones para el bloqueo de la activación de las neuronas motoras son d-tubocurarina y α-bungarotoxina pero, a diferencia de tricaína, estos compuestos no son la piel permeable y deben ser inyectados directamente en la cabeza, la médula espinal, o del corazón 27. Investigadores individuales tendrán que evaluar si tricaína es conveniente para su aplicación específica. Si tricaína se incluye en la solución de prueba, la concentración debe ser consistente entre los experimentos y los investigadores deben verificar que el efecto de la tricaína no varía entre los grupos experimentales.
Se describe este método para las larvas de tan sólo 3 dpf y tan viejo como 7 dpf. Aunque las fibras musculares parecen ser functional tan pronto como 17 horas después de la fertilización, cuando los movimientos espontáneos comienzan cola 27, la corta longitud de la cola antes de 3 dpf impide atar la larva para el equipo de prueba. Por lo general no probamos larva después de 7 dpf ya que muchos modelos de enfermedad no sobreviven mucho más tiempo esta vez. Si las pruebas larvas allá 5 dpf, las larvas deben ser alimentados. Hemos observado que las larvas sin alimentar tienen los músculos más pequeños y genera menos fuerza máxima de contracción de las larvas alimentadas, probablemente debido a la disminución de saco vitelino. Por lo tanto, puede ser deseable para probar las larvas entre 3-5 dpf, para evitar la variable adicional de alimentación externa.
En resumen, se describe un método cuantitativo y fiable para medir la generación de la fuerza durante una contracción contracción máxima de los músculos del tronco larvas de pez cebra. Este método se puede utilizar para evaluar la salud general de los músculos de larvas de pez cebra y proporciona específicamente información sobre la función muscular. Además de proporcionar información acerca de lamagnitud de generación de la fuerza, esta técnica se puede utilizar para estudiar la cinética de generación de la fuerza o ser adaptado para estudiar la fatiga muscular 22. Aunque se describe esta técnica para su uso con larvas de tipo salvaje, este método se puede utilizar para las larvas modificado genéticamente o para larvas tratadas con los medicamentos o las sustancias tóxicas, para caracterizar modelos de enfermedades musculares y evaluar los tratamientos, o para estudiar el desarrollo muscular, lesión muscular, o muscular relacionada con la toxicidad química.
Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Los autores agradecen a Angela Busta para obtener ayuda con la cría de pez cebra. Este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud (AG-020591 de SVB y 1K08AR054835 a JJD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| REAGENTS | |||
| Tricaine powder | Sigma-Aldrich | A5040 | |
| Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Potassium chloride | Sigma-Aldrich | P9541 | |
| Calcium chloride dihydrate | Sigma-Aldrich | 223506 | |
| Magnesium chloride hexahydrate | Sigma-Aldrich | M2670 | |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma-Aldrich | S0751 | |
| Sodium bicarbonate | Sigma-Aldrich | S6297 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate | Sigma-Aldrich | E5134 | |
| EQUIPMENT | |||
| Nonsterile-suture | Ashaway Line Twine | S30002 | USP 10/0 monofilament nylon (3 ply) |
| Forceps | Fine Science Tools | 11251-20 | Dumont #5 |
| Spring scissors | Fine Science Tools | 15000-08 | Vannas |
| Stereo microscope | Leica Microsystems | MZ8 | Illuminated with Fostec EKE ACE I light source |
| Force transducer |  Aurora Scientific |
400A | |
| Length controller | Aurora Scientific |
318B | |
| XYZ positioning devices | Parker Hannifin | 3936M | |
| Thermometer | Physitemp | BAT-12 | |
| Disposable transfer pipette | Fisher Scientific | 13-711-9AM | Cut end to widen opening and facilitate larva transfer |
| Petri dish | Fisher Scientific | 08-757-11YZ | |
| Glass pipette | Fisher Scientific | 13-678-8B | Cut end (and fire-polish) to widen opening and facilitate larva transfer |
| Inverted microscope | Carl Zeiss Microscopy | Axiovert 100 | |
| Water bath circulator | Neslab Instruments | RTE-111 | |
| Temperature controller | Alpha Omega Instruments | Series 800 | |
| Stimulator | Aurora Scientific |
701C | High-power, follow stimulator |
| Video sarcomere length system | Aurora Scientific |
900B-5A | |
| LabVIEW software | National Instruments | ||
| Oscilloscope | Nicolet Technologies | ACCURA 100 | |
| Microblade | Fine Science Tools | 10050-00 | |
| Microblade holder | Fine Science Tools | 10053-13 | |
| Data analysis software (Signo) | Alameda Applied Sciences | ||
References
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