Summary
Fodring kredsløb i Drosophila melanogaster larver serverer en simpel endnu kraftfulde model, der tillader ændringer i fodring sats at være korreleret med ændringer i stomatogastric neurale kredsløb. Dette kredsløb består af centrale serotonerge neuroner, der sender fremspring til munden kroge samt foregut.
Abstract
Serotonerge fodring kredsløb i Drosophila melanogaster-larver kan anvendes til at undersøge neurale substrater af afgørende betydning i forbindelse med udviklingen af kredsløbet. Brug den funktionelle output af kredsløbet, fodring, ændringer i neuronale arkitektur stomatogastric systemet kan visualiseres. Spiseadfærd kan optages ved at observere graden af tilbagetrækning af munden kroge, som modtager innervation fra hjernen. Lokomotorisk adfærd anvendes som fysiologisk regulering for fodring, da larver bruge deres mund kroge til at krydse over en agar substrat. Ændringer i spiseadfærd kan korreleres med axonal arkitektur af neuritter innerverer tarmen. Brug immunhistokemi er det muligt at visualisere og kvantificere disse ændringer. Forkert håndtering af larver under opførsel paradigmer kan ændre data, da de er meget følsomme over for manipulationer. Korrekt billeddannelse af neurite arkitektur innerverertarmen er kritisk for nøjagtig kvantificering af antallet og størrelsen af varicosities samt omfanget af branch noder. Analyse af de fleste kredsløb tillader kun til visualisering af neurite arkitektur eller adfærdsmæssige virkninger, men denne model giver en at korrelere den funktionelle output kredsløb med funktionsnedsættelser i neuronal arkitektur.
Introduction
Drosophila er en ekstremt kraftfuld model system til at studere neurale udvikling kredsløb grund af den hurtige generationstid, lave eksperimenterende omkostninger, og evnen til at manipulere og kontrollere genetiske og miljømæssige faktorer. Neurogenese, neuronal sti fund og synaptogenesis bevares mellem mennesker og Drosophila, derfor de mekanismer i at skabe, vedligeholde og modificere neurale kredsløb bevares så godt.
Klassiske neurotransmittere, såsom serotonin (5-hydroxytryptamin eller 5-HT) kan tjene som vækstfaktorer inden vedtagelsen af deres roller som signalmolekyler i den modne neurale kredsløb 1-3 Tidligere undersøgelser har vist, at urolig niveauer af 5-HT under embryogenese ændre tilslutning af modne neuroner 4. Andre har vist, at ektopisk anvendelse af 5-HT til dyrkede Helisoma neuroner undertrykke neuritudvækst samt synaptogenesen 5-7. I Drosophila er udviklingsmæssige 5-HT omvendt relateret til varicosity antal og størrelse samt graden af aborization, langs længden af neuritter, der rager til foregut fra CNS 8.
Serotonerg neurotransmission har vist sig at modulere fodring adfærd i forskellige arter, herunder Drosophila 8-9. Fodring kredsløb i Drosophila er et relativt simpelt kredsløb, der kan anvendes som en model til at korrelere den funktionelle udgang (fodring) med ændringer i udviklingen af axonale projektioner fra hjernen til foregut. Schoofs et al. har vist, at Drosophila larve fodring er reguleret af centrale mønster-generatorer, der påvirker muskulaturen 10. Den specifikke muskulære anatomi ikke er helt forstået, er det blevet vist, at antennal nerve, maxillary nerve, og prothoracic tilbehør nerve er ansvarlige for de muskulære mål involveret ispiseadfærd. De fleste data, der omfatter muskulaturen og nerve anatomi hvirvelløse fodring er begrænset til Calliphora larver.
Fodring på andet stadium larver kan vurderes ved tilbagetrækning af cephalopharyngeal sclerites (munden kroge), og er reproducerbar og high-throughput. De cephalopharyngeal plader innerveret af fibre fra centrale 5-HT neuroner via frontal nerve. Proventriculus eller foregut, innerveres af serotonerge fibre (recurrens nerve) at fasciculate i mellemtarmen og er ansvarlige for sammentrækninger af foregut (figur 1) 11-12. Ændringer i axonal forgrening, og antallet og størrelsen af varicosities langs neurit længde, kan kvantificeres ved hjælp af immunhistokemiske teknikker. Manipulering neuronal 5-HT under udvikling, enten direkte eller indirekte, kan ændre den funktionelle produktionen af denne fodring kredsløb, som kan vurderes og sammenholdes med ændringer i morphology af neurit arkitektur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1.. Vedligeholdelse af Befolkning Bure
- Oprethold befolkningsgrupper bure ved 25 ° C på en 12 timers lys-mørke-cyklus. Så længe kontrol-og forsøgsgrupper er udsat for de samme lysforhold, så denne teknik kan udføres i en standard laboratorium indstilling.
- Tillad hunner til at lægge æg natten over på æblejuice-agarplader.
- Saml nyklækkede larver ved at opretholde plader med nyligt deponerede æg ved 25 ° C i 24 timer. Placer en lille klat af gær i midten af pladen for at tiltrække det skraverede larver.
- Samle 1 st stadiums larver, der har migreret ind i gær pasta i midten af æblejuice plade. Brug en metalspatel at overføre det til en frisk æble juice plade. Yderligere gær pasta kan tilsættes for at sikre, at der er tilstrækkelig føde indtil analyser udføres. Druesaft plader kan også anvendes i stedet æblejuice plader.
- Opnå sent 2.-tidligt 3. instar larvae ved at lade 1. instars til alder for 40-48 timer. Indenfor dette område fodring satser er konstant 13. Alder kan bekræftes ved undersøgelse af munden kroge, da der er forskellige ændringer i denne struktur med hver larve molt.
- Late 2.-tidligt 3. stadiums larver indsamlet til adfærdsmæssige analyser ved forsigtigt og grundigt vaske æble juice plader med vand og indsamle larver på et mesh-filter. Larverne overføres derefter til en agarplade.
- Alle analyser er udført parallelt ved hjælp af kontrol og forsøgsdyr.
2. Behavioral Paradigm - Locomotion
- Placer et enkelt 3. stadiums larver på en 2% agar substrat i en 100 mm vævskulturskål og tillade larve akklimatisere i 30 sek. Larverne bruger deres cephalopharyngeal sclerites (munden kroge) til at drive deres kroppe hen over overfladen af agar substrat. Dette sker på en separat plade, fordi jegt er sværere at visualisere kroppens sammentrækninger i gær opløsning som dyret er næsten den samme farve som gær.
- Observere og registrere hver bageste til forreste bevægelse over underlaget i en periode på 1 min. n = 20 for hver genotype. Ikke mere end 10 dyr skal analyseres pr plade.
3. Behavior Paradigm - Fodring
- Ved stump Inox # 5 pincet, forsigtigt overføre 3. instar larve fra bevægeapparatet agarplade til centrum af en agar-fyldte plade overlejret med 5 ml 2% aktiveret bagegær løsning. Sørg for, at opløsningen er homogen, da gæren vil bosætte sig med tiden. Når du er i gær løsning, vil larver stort set forblive på plads og foder, lette observation af adfærd. Satsen for munden krog sammentrækninger direkte korrelerer med mængden af mad indtages 14.
- Tillad larve at akklimatisere sig i 30 sek.
- Observere og registrere antallet afmunden krog sammentrækninger i en periode på 1 min. n = 20 for hver genotype.
4.. Larve Gut Dissektioner
- Lav en 4% EM-grade formaldehyd fiksering løsning i 1x phosphatpufret saltvand (PBS) og sted i en 3-godt spot glas.
- Dissekere forsigtigt vandrer sent 3. stadiums larvestadium indvolde i en 3-godt glasfad hjælp 1x PBS-opløsning, og sørg for hver gang at proventriculus efterlades intakt. Med én Forcep, hold den bageste ende, og med den anden, holde munden krogene. Mens du holder den bageste ende immobile, forsigtigt trække på munden kroge til at få adgang til indvolde. Fjern eventuelle tilknyttede væv (spytkirtlerne, hjerne, fedt kroppen, osv.), og derefter overføre hver tarmen til den 3-godt fad, der indeholder formaldehyd fix. Wandering 3. instar larve bliver brugt, fordi på dette stadium i udviklingen, larve ophøre fodring i forberedelse til pupariation og proventriculus er ryddet af gær. <li> inkuberes indvolde ved 4 ° C natten over i en uigennemsigtig vævskultur kassen.
- Inden du fjerner formaldehyd fiksering løsning fra brønde, fjerne mavens caeca og klip mellemtarmen ~ 150 mM 2 fra proventriculus så prognoserne kan tydeligt ses uden hindring.
- Fjern formaldehyd fix fra brøndene og erstatte med 1x PBT (1x PBS, 0,1% protease-frit bovint serumalbumin, 0,1% Triton X-100) bufferopløsning. Vask grundigt indvolde 6x 10 min i 1x PBT. Placer vævsprøver på en mekanisk rotator, mens du gør vaske.
- Der inkuberes ved 4 ° C i 1 time i 10 -6 M 5-HT til at forbedre serotonin signalering. Vask grundigt indvolde 6x 10 min i 1x PBT. Tidligere undersøgelser har vist, at denne koncentration af exogent 5-HT ikke påvirker neuronal arkitektur eller varicosity tæthed i immunohistokemiske analyser og blot forbedrer signal-støj-forholdet 15-16.
- Inkuber ved 4 &# 176; C natten over i anti-serotonin primære antistof (monoklonalt rejst i mus eller polyklonale rejst i kanin). Vask grundigt indvolde 6x 10 min i 1x PBT. Placer vævsprøver på en mekanisk rotator, mens du gør vaske.
- Inkuber ved 4 ° C i 90 minutter i sekundært antistof (Alexa Fluor 568 ged anti-mus eller anti-kanin-IgG, 1:400 fortynding). Vask grundigt indvolde 6x 10 min i 1x PBT. Placer vævsprøver på en mekanisk rotator, mens du gør vaske.
- Inkuberes i 4 mM natriumcarbonat i 10 minutter på en mekanisk rotator, monteres i 4% n-propyl gallate/20 mM natriumcarbonat og visning under fluorescens. Natriumcarbonat bruges til at konvertere prøverne til buffer og pH anvendes i mountant medier.
- Tage billeder af immunofarvet vævsprøver ved 400X forstørrelse til analyse.
5.. Analyse af neurale kredsløb
- Neurite fibre blev kvantificeret (antal og størrelse af varicositiesog graden af forgrening) ved hjælp Neuroleucida og Neuroexplorer. Dette kan dog også ske manuelt eller ved hjælp af simple neurite Tracer (et gratis program, der kan downloades online).
- Trace de enkelte fremspring fibre fra hjernen til proventriculus og kvantificere varicosity nummer, grene og antallet af store varicosities pr længde. De axonale fibre, der rager fra hjernen er bundtet i recurrens nerve og er ikke tilgængelige for analyse, indtil de når proventriculus hvor de adskille og fasciculate.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Serotonerge fodring kredsløb i Drosophila larve kan tjene som en yderst effektiv model til at observere indflydelsen af særlige faktorer på nervesystemet udvikling. Ved kvantificering fodring hastighed, er det muligt at forbinde den axonale arkitektur fodring kredsløb med dets funktionelle udgang (figur 1). Bevægelsesapparatet assay anvendes som en fysiologisk regulering for tilbagetrækninger af munden kroge, idet larver bruge deres mund kroge til at fremdrive sig over overfladen af agaren. Der bør ikke være nogen forskel i bevægeapparatet respons mellem kontrol og mutant genotyper hvis mutationerne kun påvirke fodring kredsløb 8 (figur 2A). Hvis signifikante forskelle gør det alligevel, er det muligt larve adfærd blev kompromitteret ved forkert håndtering. Hvis larverne stop under assayet til at forsøge at grave sig ned gennem agarsubstrat, kan de være for gamle, og sandsynligvis skiftes til vandrer instars.Det er også muligt agar Underlaget kan være for hårdt, hvilket gør det vanskeligt for larve munden kroge til at få fat i agar substrat, dette kan løses ved at fugte agaroverfladen.
Denne analyse kan bruges til at vurdere, om Drosophila stammer med neuronale anatomiske defekter påvirker udviklingen af det serotonerge fodring kredsløb. Mutanten ellipsoide organ åbent (ebo 3) har en strukturel defekt i ellipsoiden kroppen af den centrale kompleks. Sammenligning med vildtype forældrenes Canton-S-stammen, CS wu, afslører, at disse anatomiske defekter i hjernens udvikling resultat deprimeret fodring, mens bevægelse er upåvirket (fig. 2B).
De anatomiske defekter i Ebo 3 mutanter synes at ændre udviklingen af neurite arkitektur tarmen. Figur 3 viser ændringerne i fiber arkitektur i ebo 3 larver virksomrød med CS wu; disse larver vise en stigning i forgrening samt en stigning i antallet af både små og store varicosities langs neurit længde. Bemærk branche lymfeknuder (pile), varicosities (pilespidser), og store varicosities (skjult). Figur 4 repræsenterer kvantificering af disse billeder.
Korrekt kvantificering af axonal arkitektur kræver at billederne være yderst klar. 5A repræsenterer et billede egnet til analyse. Billeder af ringere kvalitet vil gøre det vanskeligt at skelne mellem fibrene og varicosities (figur 5B). Når du fotograferer fiber arkitektur, undgå at tage billeder, der indeholder fremskrivningerne på forreste af proventriculus, da fibrene stramt er bundtet og har løsnet sig fra hinanden og kan fremstå som om de er forgrenede. Flere posteriore fibre i mellemtarmen er mere forgrenede fordi de fasciculate når de en re på i dette væv. Kvantificering af filial og varicosity antal og størrelse af varicosities, kan analyseres manuelt eller via et program designet til det formål at studere neurite morfologi, såsom Neuroleucida. Så længe proventriculus ikke beskadiges under den immunhistokemiske protokol, og billedet er i fokus, vil forberedelserne være acceptabelt for billedbehandling og analyse. Hvis fiber arkitektur er klart kan skelnes fra baggrunden, og hvis der kan identificeres individuelle varicosities langs neurite længde, præparatet er egnet til analyse. Også, hvis kan identificeres individuelle varicosities fra resten af fiberen, det er også en anden indikator for en kvalitet billede til analyse. Alle fibre analyseres med undtagelse af dem, der ud af den vifte af fokus (i nogle tilfælde fibrene vil kurven mellem flere planer af fokus).
es/ftp_upload/51062/51062fig1.jpg "width =" 500px "/>
Figur 1. Larve fodring kredsløb. Filet en af 3. instar larve viser hjerne og tarm væv (A). Gut væv dissekeret fra 3. stadiums larver blev immunfarvet med et antistof rejst mod Drosophila neuronal tryptophan hydroxylase (DTRH, B) eller 5-HT ( C). A, B. E spiserøret Mh, munden kroge; Pr, proventriculus, Br, hjerne (bemærk mønster af 5-HT neuroner). Arrowhead betegner det frontale nerve, pil, den recurrens nerve C.. kirtelmave viser axonal fibre (pilespidser). Skala bar = 20 um. Klik her for at se større billede .
<br /> Figur 2. Anatomiske defekter i hjernens udvikling resulterer i deprimeret fodring adfærd. Dyrene blev analyseret for bevægeapparatet (A) og fodring adfærd (B). Locomotion var upåvirket. n = 20 for hver adfærdsmæssige assay fra 2-3 uafhængige eksperimenter. **** P <0,0001, parret t-test. Linjer over grafen skildrer standardafvigelse af middelværdien. Klik her for at se større billede .
Figur 3. Anatomiske defekter i udviklingen af CNS resulterer i aberration i tarmen fiber arkitektur. Gut væv dissekeret fra 3. stadiums larver og immunfarvet med anti-5-HT. Pil angiver gren node. Arrowhead betegner en lille varicosity. Asterisk debemærker stor varicosity. Scale bar = 40 um. Klik her for at se større billede .
Figur 4.. Anatomiske defekter i hjernens udvikling resulterer i afvigende gut fiber arkitektur. Analyse af proventricular væv fra 3. stadiums larver dissekeret og inkuberes med anti-5-HT. Neurite forgrening (A), samlede antal varicosities pr 0,1 mm neurite længde (B) og antallet af store varicosities (> 1 um 2) pr 0,1 mm længde (C). CS Wu, 20 fibre fra 17 indvolde fra 2 uafhængige eksperimenter, ebo 3, 20 fibre fra 18 indvolde fra 3 uafhængige forsøg. **** P <0,0001, ** p <0,01, * p <0,05, parret ttVurdering linjer over grafen skildrer standardafvigelse af middelværdien. Klik her for at se større billede .
Figur 5. Kvaliteten af billederne er vigtig for korrekt kvantificering af tarmen fiberarkitektur. Gut væv dissekeret fra CS wu 3. stadiums larver og immunofarvede med anti-5-HT. (A). God billedkvalitet. (B). Dårlig kvalitet billede. Scale bar = 40 um. Klik her for at se større billede .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Afvigende udvikling af det serotonerge stomatogastric kredsløb, som opstår under sen embryogenese vil påvirke dens modne funktion. Ændringer i neurit arkitektur innerverer tarmen kan korreleres med den funktionelle udgang af kredsløbet, som er fodring hastighed (målt ved munden krog sammentrækninger i en gær opløsning) (figur 1). Anvendelsen af UAS-Gal4 todelte system Drosophila gør det muligt at målrette op-eller nedreguleret ekspression af et bestemt transkript til et specifikt væv, ændringer i ekspression af et givet protein præcist kan kvantificeres givet de passende værktøjer. Denne teknik kan anvendes til at belyse de områder af hjernen, og selv neuronale delmængder er nødvendige for udvikling af en specifik neurale kredsløb.
Bevægelsesapparatet assay anvendes til at bekræfte, at larverne ikke andet fysiologisk fare, og derfor larver med 40 kroppens væg sammentrækninger eller derunder Should udelukkes fra analyser (Figur 2A). Dette kan ske enten fordi genotypen forårsager fysiske abnormiteter eller fordi de enkelte dyr er kommet til skade under håndtering. Hertil kommer, at temperaturen i rummet, hvor assayet udføres skal styres, eftersom køligere eller varmere temperaturer kan påvirke dataene. Det anbefales at udføre denne adfærd assay mellem 24-26 ° C. På dage, hvor temperaturen i test værelse er køligere, agar har en tendens til at hærde, og derfor vil genvædning af agarplade kræves efter hver lokomotiv assay gennemført for at sikre, at agaren er tilstrækkeligt blødt. Det er vigtigt at holde agarplade til brug fugtig (ikke våd) med henblik på at gøre det muligt for larverne at rejse på tværs af overfladen, og for at forhindre dem gravende. Køligere temperaturer også påvirke ydeevnen af larverne på agar substrat, som larverne har tendens til at rejse mod privilegerede temperaturer (24-26 ° C) 17-18. No mere end 10 dyr skal analyseres pr plade, og kassere plade med punkteringer i agar substrat.
Når du udfører fodring analysen, er det vigtigt at være opmærksom på, at gær suspension vil bosætte sig over tid, Hvirvlende af gær på pladen sikrer gær forbliver homogen i hele analysen. Nedsat sigtbarhed i munden kroge kan opstå, hvis gær opløsningen bliver for koncentreret. Sund larver anbragt i gær medier kontrakt munden kroge ca 150-170 gange per min; reduceret fodring kan være så lav som 120, og den øvre grænse er 210.
Når du udfører den immunhistokemiske protokol, er det klogt at immunfarve både kontrol og eksperimentelle vævsprøver parallelt for at sikre samme kvalitet af vævsprøver. Immunofluorescens af neurite arkitektur innerverer tarmen kan forbedres ved at inkubere vævsprøver i primært antistof natten over ved 4 ° C. Inkubationen of antistoffer ved 4 ° C forbedrer signal-støj-forhold (figur 5). Er meget vigtigt at kvaliteten af de billeder, da dette er afgørende for præcis kvantificering af fiberen arkitektur (Figur 3) for at afsløre ændringer i forgrening og varicosity antal og størrelse (Figur 4). Kvaliteten af vævsprøverne kan blive ødelagt, hvis rotator anvendes under vaskeperioderne varmer op på ethvert tidspunkt fra konstant brug. Mens billeddannelse vævsprøver være sikker på ikke at efterlade prøver under lup lys for længe, da dette vil reducere immunfluorescens af prøverne, ikke kun den ene i øjeblikket i fokus, men de omkringliggende prøver så godt. Analyse af fiberarkitektur let kan udfyldes ved hjælp af software, men stadig kan også udføres manuelt. Klassificering af små og store varicosities refererer til område af varicosities, varicosities måler større end 1 um 2 er klassificeret som store varicosities.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Vi har intet at afsløre.
Acknowledgments
Forfatterne vil gerne anerkende præsidentens Research Fund fra Saint Louis University tildelt WSN
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eclipse E-800 Microscope | Nikon Instruments | ||
| Neuroleucida | MBF Biosciences | NL-15 | Used to analyze gut fiber architecture, not necessary to have |
| Northern Eclipse | Empix Inc | Imaging software | |
| G-2E/C TRITC EX 528-553 | Nikon Instruments | 96312 | Filter for specific secondary antibody |
| N.A. 0.75; W.D. 0.72 mm; DIC Prism: 40xI, 40x I-C; Spring loaded | Nikon Instruments | MRH00400 | Objective used for imaging |
| Simple Neurite Tracer | NIH Image J | http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer |
References
- Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. Why do neurotransmitters act like growth factors? Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 Forthcoming.
- Herlenius, E., Lagercrantz, H. Neurotransmitters and neuromodulators during early human development. Early Hum. Dev. 65, 21-37 Forthcoming.
- Budnik, V., Wu, C., White, K. Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine. J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).
- Sodhi, M., Sanders-Bush, E. Serotonin and brain development. International Review of Neurobiol. 59, 111-174 (2004).
- Goldberg, J., Kater, S. Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system. Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).
- Goldberg, J. Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis. Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).
- Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons. Sci. 226, 561-564 (1984).
- Neckameyer, W. S. A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit. Dev. Neurosci. 32, 217-237 Forthcoming.
- De Vry, J., Schreiber, R. Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action. Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).
- Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spieß, R. The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster. J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).
- Spieß, R., Schoofs, A., Heinzel, H. Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae. J. Morphol. 269, 272-282 (2008).
- Neckameyer, W. S., Bhatt, P. Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster. Biomed Cent NeuroSci. 13, 26 (2012).
- Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste. Genet. Res. 24, 163-173 (1975).
- Joshi, A., Mueller, L. Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection. Evolution. 42, 1090-1093 (1988).
- Budnik, V., Wu, C., White, K. Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine. J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).
- Sykes, P., Condron, B. Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system. Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).
- Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila. Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).
- McKemy, D. D. Temperature sensing across species. Pflugers Archives. 454, 777-791 (2007).
