Summary

Nanomanipulation af Single RNA-molekyler af Optisk Pincet

Published: August 20, 2014
doi:

Summary

Optical tweezers have been used to study RNA folding by stretching individual molecules from their 5’ and 3’ ends. Here common procedures are described to synthesize RNA molecules for tweezing, calibration of the instrument, and methods to manipulate single molecules.

Abstract

En stor del af det humane genom er transkriberet, men ikke oversat. I dette indlæg genomisk æra, har regulerende funktioner RNA vist sig at være stadig vigtigere. Da RNA-funktion ofte afhænger af dens evne til at vedtage alternative strukturer, er det vanskeligt at forudsige RNA tredimensionale strukturer direkte fra sekvens. Single-molekyle tilgange viser potentialer til at løse problemet af RNA strukturel polymorfi ved overvågning af molekylære strukturer et molekyle ad gangen. Dette arbejde viser en metode til præcist at manipulere foldning og struktur af enkelt RNA-molekyler, der anvender optiske pincet. For det første at metoder syntetisere molekyler er egnede til enkelt-molekyle mekanisk arbejde er beskrevet. Dernæst forskellige kalibreringsprocedurer at sikre en korrekt drift af den optiske pincet diskuteres. Dernæst forskellige eksperimenter forklaret. For at demonstrere anvendeligheden af ​​teknikken, resultaterne af mekanisk udfolder RNA hårnåle og en enkelt RNA kissing kompleks anvendes som bevismateriale. I disse eksempler blev nanomanipulation teknik, der anvendes til at undersøge foldning af hver strukturelle område, herunder sekundære og tertiære uafhængigt. Endelig er de begrænsninger og fremtidige anvendelser af metoden diskuteret.

Introduction

Udviklingen af ​​den optiske pincet teknik har længe været ledsaget af dens anvendelse i biologisk forskning. Når den optiske fældefangst effekt først blev opdaget, Arthur Ashkin observeret, at bakterier i forurenet vand kan være fanget på laseren fokus 1. Siden da, fældefangst bakterier er blevet en utilsigtet, sjov eksperiment for generationer af biofysik studerende samt en seriøs forskning værktøj til at studere mikrobiel fysiologi 2,3. Den optisk indfangning teknik bruger fokuseret laserstråle til at immobilisere en mikroskopisk objekt 1. Næsten en laser fælde fungerer som en optisk fjeder, der også måler kraft (F) på den fanget objekt ved dets forskydning fra centrum af fælden (AX). Inden for en kort rækkevidde, F = κ x AX, i κ er fjederkonstanten af fælden. Den optiske fælde kan bruges til at lægge kræfter i piconewton (PN) præcision til en mikroerCopic objekt og måle dens position med nanometer (nm) nøjagtighed. I de seneste to årtier har optisk pincet blevet en af ​​de mest anvendte enkelt-molekyle teknikker i biofysik. Teknikken er blevet anvendt til at undersøge foldning og mekanik DNA 4-6, RNA 7-9, og proteiner 10,11. Optiske pincetter er også blevet anvendt til at observere DNA-replikation 12 RNA-transkription 13 og proteinsyntese 14,15, såvel som mange andre biomolekylære arrangementer 16-18.

Single-molekyle tilgange er ansat i RNA strukturel forskning primært at udforske den barske foldning energi landskab af RNA. En RNA-sekvens kan normalt foldes i flere stabile gensidigt udelukker strukturer, på grund af den simple kemiske sammensætning og base skrælle regler RNA. Det har længe været kendt, at RNA-strukturel polymorfi, såsom der forekommer i riboswitches 19,20, spiller en vigtig rolle i genregulering. En recent genom-undersøgelse har vist, at temperaturvariationer så små som et par grader stor indflydelse struktur og protein syntese af en stor del af den cellulære transkriptomet 21. Dette eksempel antyder, at den biologiske rolle alternativ RNA-foldning er måske vigtigere og gennemgribende end tidligere antaget. Strukturel polymorfi, udgør imidlertid en udfordring for de traditionelle biokemiske og biofysiske metoder, der undersøger gennemsnitlige egenskaber af mange molekyler. For eksempel "on" og "off" konformationer af en riboswitch gensidigt udelukker hinanden. Et gennemsnit struktur afledt fra heterogene strukturer er ikke sandsynligt, at ligne en af ​​de biologisk relevante konformere. Desuden utranslateret RNA og mRNA sædvanligvis strukturer. Deres interaktion med proteiner og regulatoriske RNA'er almindeligvis kræver udfoldelse af eksisterende struktur som en del af interaktionen. Derfor studerer RNA udfoldning / refoldning bliver et relevantudstedelse af RNA biologi. For at imødekomme en sådan udfordring er enkelt molekyle tilgang blevet anvendt til at optrævle RNA strukturel polymorfi ved at studere et molekyle ad gangen 22-27.

I forhold til den populære single-molekyle fluorescens metode, pincet baseret mekanisk udfoldning giver en fordel, at konformationer af enkelte molekyler kan manipuleres ved påførte kraft og måles med nanometer præcision. Denne nanomanipulation kapacitet kan udnyttes til at overvåge udfoldning / foldning af individuelle strukturelle domæner sådan at den hierarkiske foldning af et stort RNA kan dissekeres 28. Alternativt kan en enkelt streng rettes til at folde i en af ​​flere konformere; eller en eksisterende struktur mekanisk kan induceres til at foldes ind i en anden konformation 29. Under biologiske betingelser, kan et RNA-struktur ændres ved temperaturændring eller ligandbinding. Evnen til direkte manipulere molekylære filtreSTRUKTUR åbner en ny mødested af RNA strukturel undersøgelse. I princippet andre mekaniske teknikker, såsom atomic force mikroskop og magnetiske pincet, kan også anvendes til at undersøge foldning af en enkelt RNA-molekyler. Imidlertid er sådanne ansøgninger stort set begrænset på grund af den relativt lave rumlig opløsning 30.

Beskæftigelsen af ​​optiske pincet tillader RNA strukturer, som skal udfoldes ved mekanisk kraft.

Fordelen ved mekanisk udfoldning er adskillige gange. Kraft kan bruges til at udfolde både sekundære og tertiære strukturer, mens metalioner og liganden induceret foldning hovedsagelig er begrænset til tertiære strukturer. Temperatur og denatureringsmiddel kan have stor indflydelse aktiviteterne i vand og opløste stoffer. I modsætning hertil påføres lokalt kraft at forurolige molekylære strukturer; virkningen af ​​kraft på det omgivende miljø er ubetydelig. Desuden er termisk smeltning bedst anvendes til at undersøge folde termodynamik små RNA-strukturer,henviser optisk pincet er blevet brugt til at studere RNA strukturer med forskellige størrelser, der spænder fra en syv basepar tetraloop hårnål 28 til et 400-nukleotid ribozym 31. Endvidere kan RNA-strukturer mekanisk foldet ved mesofile temperaturer. I modsætning til at udfolde RNA'er i en termisk smeltende eksperiment, er temperaturen typisk hævet et godt stykke over fysiologiske temperaturer, hvilket øger RNA hydrolyse, især i nærværelse af Mg 2 + ioner.

Det er vigtigt at bemærke, at den mekaniske effekt af kraft afhænger af, hvordan den anvendes på en struktur. Den påførte kraft vipper folde energi landskab. For eksempel, når kraft påføres en hårnål, baseparrene sekventielt brudt, en ad gangen (figur 1a). Ripping gaffel frem langs den spiralformede akse, som er vinkelret på den påførte kraft. I modsætning hertil, når en minimal kissing komplekset er under spænding, de to kissingbasepar, som er parallelle med den påførte kraft, deler kraftpåvirkning (figur 1b). De forskellige geometrier af hårnålen og kissing kompleks i forhold til den påførte kraft resulterer i deres forskellige mekaniske svar, som kan anvendes til at skelne mellem sekundær og tertiær foldning 28,32. Den teoretiske del af mekanisk udfoldning tidligere er blevet revideret 8,9,30. Dette arbejde omhandler de grundlæggende tilgange til at etablere og udføre en enkelt molekyle mekanisk udfoldelse assay.

Eksperimentel opsætning. I vores mekaniske trække eksperiment RNA-prøven til pincet består af RNA af interesse flankeret af to dobbeltstrengede DNA / RNA-håndtag (figur 2) 7. Hele molekyle kan være bundet til to overfladebelagte micron størrelse perler (SPHEROTECH) via streptavidin-biotin og digoxigenin-anti-digoxigenin-antistof-interaktioner, hhv. En perle er i besiddelse af en kraft-måling af optisk trAP, mens den anden afholdes på spidsen af ​​en mikropipette. Den relative afstand mellem perlerne kan ændres ved enten at styre fælden eller flytning af mikropipetten. Med denne fremgangsmåde kan en enkelt RNA-molekyle tethering perlerne strækkes og afslappet.

Forberedelse af prøver. Syntesen af RNA-prøver til tweezing indeholder et par trin (Figur 3). Først er den DNA-sekvens, der svarer til RNA af interesse først klonet ind i en plasmidvektor. Desuden er der tre PCR-reaktioner udført for at generere de to håndtag og en skabelon for transkription. Den transskription skabelon omfatter håndtaget regionerne og de indsatte sekvenser. Den fulde længde RNA syntetiseres ved in vitro-transkription. Sidst, er RNA og kemisk modificerede håndtag glødede sammen for at generere molekyler pincet.

Kalibrering og drift af pincet. Det grundlæggende design af Minitweezers brugd i dette arbejde følger, at de dual-beam optisk pincet 33. Med mange forbedringer, de Minitweezers vise ekstraordinær stabilitet i forhold til den første generation af optiske pincet. En række forskergrupper i flere lande bruger Minitweezers i deres single-molekyle forskning 14,15,34-37. Detaljerne i byggeri, kalibrering og drift af enheden, herunder instruktionsvideoer, findes på "Pincet Lab" hjemmeside (http://tweezerslab.unipr.it). Her bliver forbedringer og kalibreringsprocedurer, der skal udføres på daglig baser beskrevet i detaljer.

Protocol

1. Fremstilling af RNA-molekyler til Single-molekyle Tweezing Kloning sekvensen af ​​interesse. Klone DNA-sekvens, der svarer til RNA-struktur i en vektor. Syntese og oprensning af transkription skabelon. Syntetisere en transskription skabelon ved PCR. [Sted tabel 1 her] Dernæst oprense PCR-produkter under anvendelse af et PCR-oprensningskit, og koncentrere prøven til> 200 ng / pl. Da det oprensede DNA anvendes til transkription bør RNase frit vand anvendes i elueringsbetingelserne og konc…

Representative Results

Begrænset af rummet, er nanomanipulation af enkelte RNA-molekyler demonstreret ved at vise kun mekaniske udfolder eksempler på RNA hårnåle og et RNA med tertiær struktur. Manipulere Single Hårnål Molekyler Når en tøjret etableres mellem perlerne, kan udvidelse og kraft tøjret manipuleres under anvendelse af et bruger-defineret protokol. Fire fælles manipulation protokoller er almindeligt anvendt. Kraft-…

Discussion

Ændring og fejlfinding i Udarbejdelse af pincet prøver

Valg af Kloning Vector. Selv om den generelle ordning beskrevet her (figur 3), ikke kræver en speciel kloningsvektor vektoren foretrukket ikke at have iboende T7 eller T3-promotor for at lette transskription sådan, at en promotor kan indføres via PCR ved ønskede positioner.

Sekvens og Længder af håndtagene. Der er ingen specifik sekvens krav om…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by an NSF grant (MCB-1054449) and a collaborative interdisciplinary Pilot Research Program award from The RNA Institute at University at Albany to PTXL.

Materials

Minitweezers Steven B. Smith Engineering http://tweezerslab.unipr.it
Data acquisition card National Instruments USB-6351
Video card National Instruments PCI-1407
Labview programming software National Instruments
NI Vision Builder National Instruments
Laser engraver Epilogue laser systems Zing-16
PCR purification kit Qiagen 28104
MEGAscript T7 kit Life Technologies AM1334
MEGAclear kit Life Technologies AM1908
Biotin-11-UTP Thermo Fisher FERR0081
T4 DNA polymerase New England Labs M0203
Streptavidin coated microsphere Spherotech SVP-20-5
Antidigoxigenin coated microsphere Spherotech DIGP-20-2
Size standard microspheres Spherotech PPS-6K
Kapton tape Kaptontape.com KPPTDE-1
No. 2 cover glass Thermo Fisher 12-543D

References

  1. Ashkin, A. Optical trapping and manipulation of neutral particles using lasers. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 4853-4860 (1997).
  2. Maier, B. Using laser tweezers to measure twitching motility in Neisseria. Current opinion in microbiology. 8, 344-349 (2005).
  3. Wang, S., Arellano-Santoyo, H., Combs, P. A., Shaevitz, J. W. Measuring the bending stiffness of bacterial cells using an optical trap. Journal of visualized experiments JoVE. , (2010).
  4. Smith, S. B., Cui, Y., Bustamante, C. . Overstretching B-DNA the elastic response of individual double-stranded and single-stranded DNA molecules. 271, 795-799 (1996).
  5. Strick, T. R., Allemand, J. F., Bensimon, D., Bensimon, A., Croquette, V. . The elasticity of a single supercoiled DNA molecule. 271, 1835-1837 (1996).
  6. Bryant, Z., et al. Structural transitions and elasticity from torque measurements on DNA. Nature. 424, 338-341 (2003).
  7. Liphardt, J., Onoa, B., Smith, S. B., Tinoco, I., J, C., Bustamante, . Reversible unfolding of single RNA molecules by mechanical force. 292, 733-737 (2001).
  8. Li, P. T. X., Vieregg, J., Tinoco, I. How RNA unfolds and refolds. Annu Rev Biochem. 77 (27), 21-24 (2008).
  9. Woodside, M. T., Garcia-Garcia, C., Block, S. M. Folding and unfolding single RNA molecules under tension. Current opinion in chemical biology. 12, 640-646 (2008).
  10. Cecconi, C., Shank, E. A., Bustamante, C., Marqusee, S. . Direct observation of the three-state folding of a single protein molecule. 309, 2057-2060 (2005).
  11. Shank, E. A., Cecconi, C., Dill, J. W., Marqusee, S., Bustamante, C. The folding cooperativity of a protein is controlled by its chain topology. Nature. 465, 637-640 (2010).
  12. Morin, J. A., et al. Active DNA unwinding dynamics during processive DNA replication. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 8115-8120 (2012).
  13. Larson, M. H., Landick, R., Block, S. M. Single-molecule studies of RNA polymerase one singular sensation every little step it takes. Molecular cell. 41, 249-262 (2011).
  14. Wen, J. D., et al. Following translation by single ribosomes one codon at a time. Nature. 452, 598-603 (2008).
  15. Qu, X., et al. The ribosome uses two active mechanisms to unwind messenger RNA during translation. Nature. 475, 118-121 (2011).
  16. Pease, P. J., et al. . Sequence-directed DNA translocation by purified FtsK. 307, 586-590 (2005).
  17. Dumont, S., et al. RNA translocation and unwinding mechanism of HCV NS3 helicase and its coordination by ATP. Nature. 439, 105-108 (2006).
  18. Greenleaf, W. J., Woodside, M. T., Block, S. M. High-resolution, single-molecule measurements of biomolecular motion. Annual review of biophysics and biomolecular structure. 36, 171-190 (2007).
  19. Serganov, A., Nudler, E. A decade of riboswitches. Cell. 152, 17-24 (2013).
  20. Breaker, R. R. Prospects for riboswitch discovery and analysis. Molecular cell. 43, 867-879 (2011).
  21. Wan, Y., et al. Genome-wide measurement of RNA folding energies. Molecular cell. 48, 169-181 (1016).
  22. Dalgarno, P. A., et al. Single-molecule chemical denaturation of riboswitches. Nucleic acids research. 41, 4253-4265 (2013).
  23. Wood, S., Ferre-D’Amare, A. R., Rueda, D. Allosteric tertiary interactions preorganize the c-di-GMP riboswitch and accelerate ligand binding. ACS chemical biology. 7, 920-927 (2012).
  24. Brenner, M. D., Scanlan, M. S., Nahas, M. K., Ha, T., Silverman, S. K. Multivector fluorescence analysis of the xpt guanine riboswitch aptamer domain and the conformational role of guanine. Biochemistry. 49, 1596-1605 (2010).
  25. Greenleaf, W. J., Frieda, K. L., Foster, D. A., Woodside, M. T., Block, S. M. . Direct observation of hierarchical folding in single riboswitch aptamers. 319, 630-633 (2008).
  26. Frieda, K. L., Block, S. M. . Direct observation of cotranscriptional folding in an adenine riboswitch. 338, 397-400 (2012).
  27. Neupane, K., Yu, H., Foster, D. A., Wang, F., Woodside, M. T. Single-molecule force spectroscopy of the add adenine riboswitch relates folding to regulatory mechanism. Nucleic acids research. 39, 7677-7687 (2011).
  28. Li, P. T. X., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Unusual Mechanical Stability of A Minimal RNA Kissing Complex. Proc Natl Acad Sci USA. 103, 15847-15852 (2006).
  29. Li, P. T. X., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Real-time control of the energy landscape by force directs the folding of RNA molecules. Proc Natl Acad Sci USA. 104, 7039-7044 (2007).
  30. Tinoco Jr, I., Li, P. T. X., Bustamante, C. Determination of ther modynamics and kinetics of RNA reactions by force. Q Rev Biophys. 39, 325-360 (2006).
  31. Onoa, B., et al. . Identifying kinetic barriers to mechanical unfolding of the T thermophila ribozyme. 299, 1892-1895 (2003).
  32. Li, P. T., Tinoco Jr, I. Mechanical unfolding of two DIS RNA kissing complexes from HIV-1. J Mol Biol. 386, 1343-1356 (2009).
  33. Smith, S., Cui, Y., Bustamante, C. Optical-trap force transducer that operates by direct measurement of light momentum. Methods Enzymol. 361, 134-162 (2003).
  34. Stephenson, W., et al. The essential role of stacking adenines in a two-base-pair RNA kissing complex. J Am Chem Soc. 135, 5602-5611 (2013).
  35. Kaiser, C. M., Goldman, D. H., Chodera, J. D., Tinoco Jr, I., Bustamante, C. . The ribosome modulates nascent protein folding. 334, 1723-1727 (2011).
  36. Bizarro, C. V., Alemany, A., Ritort, F. Non-specific binding of Na+ and Mg2+ to RNA determined by force spectroscopy methods. Nucleic acids research. 40, 6922-6935 (2012).
  37. Bosaeus, N., et al. Tension induces a base-paired overstretched DNA conformation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 15179-15184 (2012).
  38. Berg-Sørensen, K., Power Flyvbjerg, H. spectrum analysis for optical tweezers. Rev Sci Instrum. 75, 594-612 (2004).
  39. Stephenson, W., et al. Combining temperature and force to study folding of an RNA hairpin. Phys Chem Chem Phys. 16, 906-917 (2014).
  40. Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys J. 72, 1541-1555 (1997).
  41. Dudko, O. K., Hummer, G., Szabo, A. Intrinsic rates and activation free energies from single-molecule pulling experiments. Phys Rev Lett. 96, 108101 (2006).
  42. Dudko, O. K., Hummer, G., Szabo, A. Theory analysis, and interpretation of single-molecule force spectroscopy experiments. Proc. Natl Acad Sci USA. 105, 15755-15760 (2008).
  43. Li, P. T. X., Collin, D., Smith, S. B., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Probing the Mechanical Folding Kinetics of TAR RNA by Hopping, Force-Jump and Force-Ramp Methods. Biophys J. 90, 250-260 (2006).
  44. Elms, P. J., Chodera, J. D., Bustamante, C. J., Marqusee, S. Limitations of constant-force-feedback experiments. Biophysical journal. 103, 1490-1499 (2012).
  45. Li, P. T. X. Analysis of Diffuse K+ and Mg2+ Ion Binding to a Two-Base-Pair Kissing Complex by Single-Molecule Mechanical Unfolding. Biochemistry. 52, 4991-5001 (2013).
  46. Wen, J. D., et al. Force unfolding kinetics of RNA using optical tweezers. I. Effects of experimental variables on measured results. Biophys J. 92, 2996-3009 (2007).
  47. Manosas, M., et al. Force Unfolding Kinetics of RNA using Optical Tweezers II. Modeling Experiments Biophys J. 92, 3010-3021 (2007).
  48. Vilfan, I. D., et al. An RNA toolbox for single-molecule force spectroscopy studies. Nucleic acids research. 35, 6625-6639 (2007).
  49. Li, P. T. X. Formation of a metastable intramolecular RNA kissing complex by nanomanipulation. Soft Matter. 9, 3246-3254 (2013).
  50. Chen, G., Chang, K. Y., Chou, M. Y., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Triplex structures in an RNA pseudoknot enhance mechanical stability and increase efficiency of -1 ribosomal frameshifting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 12706-12711 (2009).
  51. Chen, G., Wen, J. D., Tinoco Jr, I. . Single-molecule mechanical unfolding and folding of a pseudoknot in human telomerase RNA. 13, 2175-2188 (2007).
  52. Tinoco, I., Chen, G., Qu, X. RNA reactions one molecule at a time. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2, a003624 (2010).
  53. Dudko, O. K., Graham, T. G., Best, R. B. Locating the barrier for folding of single molecules under an external force. Physical review letters. , 107-208301 (2011).
  54. Djebali, S., et al. Landscape of transcription in human cells. Nature. 489, 101-108 (2012).

Play Video

Cite This Article
Stephenson, W., Wan, G., Tenenbaum, S. A., Li, P. T. X. Nanomanipulation of Single RNA Molecules by Optical Tweezers. J. Vis. Exp. (90), e51542, doi:10.3791/51542 (2014).

View Video