Summary
Mutaciones que causan enfermedades en actina pueden alterar la función del citoesqueleto. La dinámica del citoesqueleto son cuantificados a través de imágenes de las proteínas marcadas con fluorescencia utilizando microscopía de fluorescencia total interna. Como un ejemplo, la proteína del citoesqueleto, Aip1p, ha alterado la localización y el movimiento en las células que expresan la isoforma de actina mutante, R256H.
Abstract
Las mutaciones en actina causar una variedad de enfermedades humanas debido a los cambios moleculares específicos que a menudo alteran la función del citoesqueleto. En este estudio, las imágenes de marcado con fluorescencia proteínas utilizando fluorescencia interna total (TIRF) microscopía se utiliza para visualizar y cuantificar los cambios en la dinámica del citoesqueleto. Microscopía TIRF y el uso de etiquetas fluorescentes también permite para la cuantificación de los cambios en la dinámica del citoesqueleto causadas por mutaciones en actina. Usando esta técnica, la cuantificación de la función del citoesqueleto en células vivas complementa valiosamente en estudios in vitro de función de la proteína. Como un ejemplo, las mutaciones de sentido erróneo que afectan a la actina residuo R256 se han identificado en tres isoformas de actina humanos sugieren que este aminoácido desempeña un papel importante en la regulación de las interacciones. Los efectos de la mutación R256H actina en los movimientos del citoesqueleto se estudiaron utilizando el modelo de levadura. La proteína, AIP1, que se conoce para ayudar a la cofilina en despolimerización de la actina, eraetiquetados con la proteína fluorescente verde (GFP) en el extremo N-terminal y seguimiento in vivo utilizando microscopía TIRF. La velocidad de movimiento Aip1p en tanto de tipo salvaje y cepas mutantes se cuantificó. En células que expresan actina mutante R256H, Aip1p de movimiento está restringida y la tasa de movimiento es casi la mitad de la velocidad medida en las células de tipo salvaje (0,88 ± 0,30 m / seg en células R256H en comparación con 1,60 ± 0,42 m / seg en células de tipo salvaje, p <0,005).
Introduction
La actina es la proteína dominante que comprende el citoesqueleto y participa en los procesos celulares críticos incluyendo la división celular, el movimiento de orgánulos, la motilidad celular, la contracción, y la señalización. Durante la última década, las mutaciones causantes de la enfermedad en la actina se han descubierto en cada una de las seis isoformas de actina humanos que conducen a una serie de trastornos, desde miopatías a la enfermedad arterial coronaria 1-7. Los procesos por los que las mutaciones de actina conducen a la enfermedad siguen se han dilucidado. El modelo de levadura sigue siendo el estándar de oro para estudiar los efectos bioquímicos de mutaciones en función de la actina debido a las ventajas de la isoforma única esencial actina, la tratabilidad genética y de alta conservación de secuencia de actina y la función. Los estudios demuestran que las mutaciones de actina individuales conducen a disfunciones específicas moleculares con efectos negativos dominantes 8. Por ejemplo, las mutaciones que causan la sordera en actina no muscular γ que afectan al resto de Lys-118 alteran la regulación porla proteína de unión actina Arp2 / 3 9. Los estudios emplean con frecuencia los análisis in vitro de la proteína: proteína interacciones. Las investigaciones sobre el efecto de la actina mutaciones en biología celular y, en particular, la localización de proteínas de unión de actina en la célula son limitados.
Los estudios sobre el citoesqueleto de la levadura en vivo convencionalmente se basan en imágenes de las células fijas de un microscopio de fluorescencia invertido 10. Estos experimentos proporcionan datos fundamentales acerca de la morfología del citoesqueleto de actina. Las investigaciones han incorporado desde tres dimensiones de imagen confocal para visualizar la compleja red del citoesqueleto 11, 12. Esta formación de imágenes permite la cuantificación de la abundancia y la ubicación relativa de los parches de actina y filamentos. La tomografía de electrones sección delgada se ha utilizado para la imagen de la morfología de las redes densas filamentosos relativos a las estructuras subcelulares conservados 13. S celulares Crowdedpasos con una pequeña sección transversal se pueden examinar con gran detalle con esta técnica. Los estudios de imagen se han extendido a las células vivas mediante microscopía fluorescente lapso de tiempo. Cuando blanqueo foto y la fluorescencia de fondo pueden ser moderados, imagen de lapso de tiempo permite que las investigaciones sobre la dinámica de las proteínas del citoesqueleto y la respuesta a las condiciones ambientales 11, 14. Por separado, la visualización de la dinámica de los filamentos de actina in vitro se hizo avanzar por la introducción del total de fluorescencia de reflexión interna (TIRF) microscopía. En comparación con la microscopía de campo ancho, TIRF tiene la ventaja de la disminución de la fluorescencia de fondo y mejorar el contraste para supervisar filamentos individuales 15, 16. Con estas cualidades, la microscopía TIRF ha sido adaptado por los biólogos celulares para controlar las estructuras celulares en la membrana plasmática 17, 18. Eventos celulares, incluyendo los cambios en el citoesqueleto, puedevisualizar en tiempo real con una baja fototoxicidad, contraste máximo y el mínimo de fluorescencia de fondo 19.
Para comprender mejor el efecto de las mutaciones de actina a la circulación, la localización y el volumen de negocios de proteínas del citoesqueleto de la célula, la microscopía TIRF y la proteína de etiquetado se utilizaron. En la presente memoria, se describen métodos para estudiar los efectos de una mutación clínicamente relevante en la actina en la dinámica del citoesqueleto en Saccharomyces cerevisiae. Específicamente, la localización y el movimiento de la proteína de unión a actina, Aip1p, se visualizaron y cuantificaron en células que expresan la mutación R256H en actina. Estas técnicas se complementan en los estudios bioquímicos in vitro y permiten una mayor comprensión de las interacciones de proteínas y funciones.
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Protocol
1. La clonación en el plásmido PB1996
- Crear y activar los cebadores de ADN de una compañía de fabricación de oligonucleótidos que flanquean la secuencia diana y contiene sitios de restricción únicos en el plásmido parental seleccionado. NOTA: En este caso, los cebadores fueron diseñados para amplificar los pares de bases 400 en el extremo 5 'de la secuencia AIP1. El sitio de restricción XhoI fue incorporado en el cebador de aproximadamente 20 pares de bases antes de la secuencia AIP1, y XmaI se incluyó aproximadamente 20 pb después de la secuencia AIP1 objetivo. El plásmido utilizado para la clonación fue PB1996, que contiene una etiqueta 3XGFP para la fluorescencia, un gen para la selección URA cepa de levadura, y un gen de resistencia a ampicilina para la selección bacteriana.
- Se purificó el ADN genómico a partir de una cepa haploide Ura-levadura. Nota: Consulte la Figura 1 para ver un diagrama del proceso de clonación.
- Ejecutar una reacción de PCR estándar usando los dos cebadores y el ADN genómico de levadura para amplificar el gen Aip1p con los sitios de restricción en cualquiera de los dos esd. Se digiere el producto de PCR y el plásmido PB1996 con las enzimas de restricción en reacciones separadas por fabricante protocolos recomendados. En este caso XmaI y XhoI se utilizaron con el tampón adjunto a 37 ° C durante 1 hora.
- Ejecutar un gel de electroforesis de agarosa al 0,8% para separar los fragmentos de ADN digeridos. En un pozo, cargar una escalera de masas de baja del ADN y, en pocillos separados, cargar toda la reacción de cada digestión. Correr el gel a 100 voltios durante aproximadamente 1 hora, hasta que el frente del colorante está cerca del final del gel. Visualizar el gel bajo una luz UV y purificar el segmento que corresponde al segmento de proteína y el plásmido cortado.
- Se liga el segmento AIP1 digerido y el plásmido PB1996. Transformar el producto en células DH5a utilizando protocolos del fabricante (10 l de ADN con 100 células mu l para 30 min en hielo, choque térmico a 42 ° C durante 2 min, crecer en medio SOC durante 2 horas a 37 ° C) y la placa en placas de cultivo que incluyen el antibiótico para la selección, en este caso de LB +Placas Amp. Seleccionar y hacer crecer una colonia en cultivo líquido. Se purifica el plásmido de nuevo diseño.
2. Mutante Generación cepa de levadura
- Usar una cepa de levadura haploide en la que el alelo de actina ha sido borrada para construir una cepa de levadura mutante. Nota: En este caso, la cepa parental fue un generoso regalo del Dr. Peter Rubenstein (Universidad de Iowa) y la construcción fue descrito por Cook y otros 20 Esta cepa carece del gen de actina cromosómica y contiene un plásmido que codifica levadura de tipo salvaje. actina y uracilo.
- Utilice el plásmido que codifica pRS levadura de tipo salvaje actina con un Trp + selección como el plásmido de base para la mutagénesis 21.
- Lleve a cabo la mutagénesis dirigida en el plásmido pRS para diseñar la mutación sin sentido en la actina.
- Para la mutación R256H en la actina, que el cebador 5 'ggtaacgaaagattccatgccccagaagc 3' para cambiar la Arg 256 a su 256. Ejecutar una mutagénesis estándarReacción de PCR con el plásmido de la etapa 2.2.
- Transformar el plásmido actina mutante de la PCR en células DH5a. Aislar el plásmido de ADN y la secuencia del gen de actina para verificar la mutación.
- Transformar el plásmido que codifica actina levadura mutante en la cepa de levadura haploides a partir del paso 2.1.
- Cultivar las células transformadas sobre placas de Trp-para seleccionar para la levadura que contiene el Trp + que contiene el plásmido de levadura mutante actina.
- Seleccionar las células que carecen de la plásmido original que codifica tipo silvestre actina y uracilo (descrito en el punto 2.1) por sub-cultivo de células de los Trp placas sobre placas que contienen 5-fluoroorótico ácido (5-FOA). 5-FOA se convierte a la forma tóxica, 5-fluoruracilo, en yeas cepas que expresan el gen URA3 funcional. Las células que crecen después de la selección por pasos contendrán sólo el plásmido mutante actina.
- Se purificó el ADN plasmídico a partir de la nueva cepa de levadura. Secuenciar el plásmido para garantizar el gen actina mutante está presente. Utilizar este sentrenar en estudios posteriores. Este proceso se esquematiza en la Figura 2.
3. Transformar el plásmido en células de levadura
- Se digiere el plásmido Aip1p-GFP con una enzima de restricción para permitir la integración en el cromosoma de la levadura. NOTA: El sitio de restricción debe estar fuera del bloque de secuencia que contiene la etiqueta fluorescente, gen de interés, y marcador de selección. En este caso, utilice 1 l de enzima de restricción HpaI con 8 l de ADN y 1 l de 10x tampón acompaña durante 1 hora a 37 ° C.
- Cultura S. células cerevisiae (de la Etapa 2.5) que son incapaces de sintetizar uracilo (URA-deformación) durante la noche en 5 ml en medio YPD (1% de extracto de levadura, 2% de peptona, y 2% de dextrosa) en una rueda a 30 º C. Centrifugar 1 ml de las células durante 5 min a 1000 x g.
- Haga mezcla PLACA. Hacer 10XTE mediante la adición de 5 ml de Tris 1 M pH 7,5 y 2 ml de 250 mM de ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) a 43 ml de ddH 2 O. Añade 00,204 g de acetato de litio a 20 ml de 1XTE, a continuación, 8 g de polietilenglicol (PEG) (MW ~ 3300) y esterilizar filtro.
- Decantar el sobrenadante de las células centrifugadas en el paso 3.2 y resuspender las células en el líquido restante. Para las células en suspensión, añadir 2 l de ADN portador testículos de salmón 10 mg / ml. Añadir 10 l de la ADN plásmido digerido del paso 3.1 y vórtice. Añadir 0,5 ml de la placa y el vórtice. Añadir 20 l de DTT 1 M y agitar.
- Incubar la mezcla durante 6-8 horas a 25 ° C. Choque térmico de las células en un baño de agua a 42 ° C durante 10 min. La placa 100 l de células de la parte inferior del tubo de microcentrífuga de donde se han establecido a cabo sobre una placa-Ura. Se incuba a 30 ° C durante 2-3 días o hasta que se formen colonias.
- Seleccione colonias individuales y consecutivas fuera sobre una placa de Ura. NOTA: Estas células contienen el plásmido con el gen AIP1-GFP y Ura integrado en el cromosoma, permitiendo el crecimiento. Estas células serán luego utilizados en microscópicapy.
4. Visualización del Movimiento Proteína Aip1p mediante la reflexión interna total de fluorescencia Microscopía
- Haga crecer un cultivo de las células de levadura con el incorporado Aip1p-GFP en YPD durante la noche en una rueda a 30 ° C. Subcultura 1 ml del cultivo durante la noche en 9 ml de Ura-medios de comunicación. Cultivar las células de un 3-4 h adicionales en un agitador a 30 ° C para asegurar que están en fase de crecimiento logarítmico.
- Añadir 3 l de células a un portaobjetos de microscopio de vidrio y añadir un cubreobjetos. Permita que las células se asienten en el portaobjetos durante 5 minutos. Colocar el portaobjetos en el soporte de la placa de la platina.
- Observar la proteína Aip1p-GFP con un total de fluorescencia de reflexión interna (TIRF) microscopio (488 nm) utilizando un aceite de inmersión 100X TIRF objetivo y una cámara CCD digital. El uso de software SlideBook 5.0, obtener imágenes durante 20 segundos a una velocidad de 5 fotogramas / segundo (frames individuales de imágenes obtenidas se presentan en la Figura 2A).
- Para centrarse en la cells, software open SlideBook 5.0 y haga clic en el botón de enfoque Ventana en la barra de herramientas para acceder a los controles de enfoque. Seleccione la ficha Ámbito y seleccione el objetivo 100X-TIRF. Encender la lámpara y deslice la barra de la lámpara y el 15%. Cambie el ajuste de Bin para 2 x 2. Cambie el filtro de campo claro.
- En el microscopio, use el dial de enfoque fino para que las células en el foco como se ve en la pantalla del ordenador.
- Uso de los controles dentro de la ventana de enfoque, apagar la lámpara, cambie el filtro para vivir, y haga clic en el botón TIRFM.
- En el iluminador TIRFM conectado al puerto lado derecho del microscopio, gire la emisión láser en On.
- Seleccione la pestaña de corriente dentro de la ventana de enfoque, seleccione la casilla junto a Start Recording y luego haga clic en el botón de campo claro.
- En el iluminador TIRFM, gire el micrómetro para ajustar el ángulo de incidencia del láser. Esto se utiliza para optimizar la emisión de fluorescencia de los focos AIP1-GFP y minimizar la fluorescencia de fondo de lacélulas y diapositivas.
- Cuando aparezca la imagen deseada, pulse Iniciar. Después de 20 segundos, pulse Detener. Guarde las imágenes. En la ficha Archivo en la barra de menú principal, seleccione Guardar como y escriba Slide la ubicación del archivo y el nombre.
- Utilice el software ImageJ para analizar las imágenes. Utilice el plugin macro "Rastreador Manual" para rastrear el movimiento y el ritmo de los focos Aip1p fluorescente. Cambie el parámetro de intervalo de tiempo de 0,2 seg.
- Uso de la selección de pista complemento, seleccionar y realizar un seguimiento de una proteína fluorescente individual a través de siete y cincuenta y seis marcos conectivos. Utilice el comando pista final y la velocidad del movimiento de la proteína entre cada fotograma se mostrará en una ventana de resultados.
- Determinar la tasa media entre cada fotograma utilizando una hoja de cálculo de Microsoft Excel. Utilice los valores para calcular la velocidad media del movimiento Aip1p para cada cepa de células de interés. NOTA: Un gráfico de dispersión de la velocidad de movimiento Aip1p y la velocidad no lineal promedio se muestra en la Figure 2B.
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Representative Results
Un método para la imagen se presenta la dinámica de las proteínas del citoesqueleto en la célula. La proteína de unión a la actina, Aip1p, fue etiquetado con GFP. El diseño para el plásmido que codifica el producto etiquetado se muestra en la Figura 1. El plásmido se transformó en las células de levadura. Expresión de la Aip1p marcado con fluorescencia permite la visualización del comportamiento de la proteína en la célula. Aip1p normalmente se localiza en los parches de actina en los sitios de la endocitosis 22. Para cuantificar el movimiento Aip1p, más de 50 focos Aip1p fluorescentes fueron rastreados en más de 10 células, tal como se muestra en la Figura 2A. La velocidad media se calculó para cada área de Aip1p fluorescente (véase la Figura 2B). En las células de tipo salvaje, los movimientos Aip1p van a través de una célula, y posteriormente desaparecen. La velocidad media de la circulación de Aip1p en células de tipo salvaje es 1,60 ± 0,42 m / seg. Las células que expresan la actina mutante R256H, conocido por tener morfología anormal de la CY actinatoskeleton 23, tienen un fenotipo Aip1p alterado. En la cepa mutante, el movimiento es restringido Aip1p y más lento. La velocidad media de circulación Aip1p es 0,88 ± 0,30 m / seg (p <0,005). La migración Aip1p se limita a la zona inmediata, con focos dando vueltas uno alrededor del otro en vez de cruzar la célula. Además, Aip1p es visible ya que sugiere más lenta rotación de proteínas AIP1.
Figura 1. Diagrama de construcción del plásmido. A) El fragmento de AIP1 amplificado a través de PCR se muestra ser digeridos por enzimas de restricción (pernos amarillo). B) El plásmido, PB1996, se digiere con enzimas de restricción para eliminar el gen Abp140. C) El digerido fragmentos AIP1 y PB1996 se ligan tO formar el plásmido PB1996 AIP1. D) El plásmido PB1996 AIP1 es linealizado y se transformó en células de levadura en el que el ADN está integrado en el cromosoma.
Figura 2. Diagrama de construcción cepa de levadura mutante actina. El plásmido que codifica la isoforma de actina mutante se transforma entonces en una línea celular y selecciona en función de la capacidad de crecer en medios que carecen de triptófano. Las líneas verdes indican el ADN cromosómico. El círculo negro es un plásmido. El círculo de color marrón representa una célula de levadura. Las cajas indican cada uno un gen específico: amarillo es la actina, el naranja es leucina, el marrón es uracilo, y el rosa es el triptófano. El X sobre la caja indica gen ha sido borrado de la ADN cromosómico. En los pasos 2.3 y 2.4, la estrella negro en la i gen actinandicates la mutación R256H.
Figura 3. Se muestra el movimiento Aip1p-GFP en las células vivas de la levadura. A) Imágenes de tipo salvaje y las células R256H expresando GFP-etiquetados Aip1p. Las células se encuentran en fase de crecimiento inicial de registro y las imágenes fueron adquiridas cada 0.2 s durante 15 s. Las flechas indican la localización de un foco fluorescente individuo con el tiempo, azul para los de tipo salvaje y el rojo para las cepas mutantes actina. La última imagen muestra la trayectoria de los focos AIP1 como una línea verde. La barra de escala se muestra es de 5 micras B). Se midió la velocidad de movimiento Aip1p usando ImageJ. El gráfico de diagrama de dispersión muestra el promedio de focos fluorescentes individual. La barra horizontal indica la velocidad promedio para el tipo salvaje (azul) y mutante (rojo) actina cepas.Aip1p se mueve a 1,60 ± 0,42 m / seg en las células de tipo salvaje en comparación con 0,88 ± 0,30 m / s para las células que expresan actina mutante R256H (p <0,005).
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Discussion
Una estrategia eficaz para visualizar la dinámica del citoesqueleto y la utilidad en las investigaciones sobre mutaciones patógenas se ha descrito aquí. Modalidades avanzadas de imagen han creado nuevas oportunidades para comprender el movimiento intracelular de proteínas cerca de la membrana celular. Microscopía de fluorescencia de reflexión interna total (TIRF) es una técnica sensible para los estudios funcionales en las células vivas. TIRF utiliza un láser de excitación en ángulo que crea un campo evanescente debido a la diferencia en los índices de refracción de la cubreobjetos y medio acuoso. La energía del campo evanescente excita fluoróforos, pero disminuye exponencialmente con la distancia de la interfaz entre el cubreobjetos y el agua. Esto resulta en una elevada relación señal-ruido y la resolución de gran alcance 50 hasta 250 nm por encima de la interfaz de cubreobjetos / medio. Estas cualidades hacen que la microscopía TIRF una poderosa herramienta para visualizar las proteínas del citoesqueleto en el nivel de una sola molécula en las células que viven con menosfototoxicidad y mejorar el contraste en relación con otras técnicas de 24 - 26.
El citoesqueleto implica numerosas proteínas que trabajan en conjunto para adaptarse a las necesidades celulares. El efecto de la enfermedad vascular-causando mutaciones en la actina en la regulación de la cofilina fue estudiada recientemente por nuestro grupo 27. En base a los resultados iniciales, Aip1p, una proteína actina que facilita cofilina dependiente de actina ruptura de unión, se investigó. En estudios preliminares, las células que expresan la mutación R256H actina crecer mal en ausencia de Aip1p, especialmente bajo condiciones de estrés. Esto sugiere que la regulación Aip1p del citoesqueleto de actina mutante se altera. Nuestros análisis del movimiento y la localización de Aip1p en la cepa R256H usando marcación fluorescente y microscopía TIRF corrobora la dinámica anormales. En el futuro, tenemos la intención de etiquetar las proteínas adicionales, tales como la cofilina, con diferentes fluoróforos para visualizar el movimiento de múltiples proteínassimultáneamente para entender mejor la proteína: proteína interacciones.
Hay algunas limitaciones para generar una proteína fluorescente etiquetados y algunos casos en los que la técnica no es viable. Una etiqueta fluorescente puede interrumpir la actividad de la proteína o alterar la interacción con parejas de unión. Este ha sido encontrado en los intentos de etiquetar cofilina, otra proteína de unión a la actina. La expresión del constructo etiquetado no ha tenido éxito en la levadura haploide debido a la función cofilina interrumpido. Cofilina es una proteína esencial en la levadura. Por lo tanto, la supresión de la cofilina sin concomitante reintroducción es letal; restricción posterior introducción en un plásmido. Una forma de evitar esta limitación es el uso de la levadura diploide. Una copia del gen de la cofilina fue eliminado, una versión etiquetada fue introducido de forma exógena en un plásmido, y luego la selección de células hijas que carecen de la cofilina genómico pero que contienen el plásmido 22 La capacidad de etiquetar con fluorescencia la proteína eraobtenido mediante la adición de la etiqueta a los residuos internos en la proteína que fueron previamente demostrado tener poco impacto en sus interacciones proteína-proteína. El C-terminal N o son sitios preferible añadir la etiqueta a menos que se conozcan las regiones para influir en la proteína pertinente: las interacciones proteína. Si esto no produce una proteína funcional, el terminal alternativo o de residuos internos pueden ser intentados.
Hay unos pocos pasos críticos en la aplicación de las técnicas descritas. Uno es determinar la ubicación apropiada para etiquetar la proteína que conserva la función. Controles robustos deben ser incluidos para validar que la función de la proteína se conserva. En segundo lugar, la diapositiva debe ser monitoreado para asegurar que las células no se secan durante la exploración. La cera puede ser usado alrededor de los bordes de la hoja de la cubierta para evitar la deshidratación, si es necesario. Estas medidas para garantizar el éxito son la toma directa de este enfoque manejable y ventajoso estructuras de la imagen cerca de la membrana plasmática. La capacidad de qualocalización de la proteína ntify y el movimiento en las células vivas pueden mejorar la comprensión de las funciones celulares. Como se identifican mutaciones que afectan a las proteínas del citoesqueleto, la expresión de las proteínas etiquetadas con fluorescencia y microscopía TIRF puede ser útil para investigar la fisiopatología de la enfermedad humana subyacente.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores agradecen a Peter Rubenstein útil para el debate y el asesoramiento técnico y David Pellman para el clon PB1996 originales. Este trabajo fue apoyado por una beca de la Fundación March of Dimes y la financiación del paseo para los niños.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agarose | rpi | 9012-36-6 | |
| Bromophenol Blue | Amresco | 115-39-9 | |
| BSA | NEB | B9001S | |
| Change-IT Multiple Mutation Site Directed Mutagenesis Kit | USB Corporation | 4166059 | |
| CutSmart Buffer | NEB | B7204S | |
| DNA, single stranded from salmon testes | Sigma | 9007-49-2 | |
| EDTA pH 7.4 | Sigma | 93302 | |
| Ethidium bromide | Invitrogen | 15585-011 | Warning! Harmful irritation |
| Fungal/Bacterial DNA Kit | Symo Research | D6005 | |
| HpaI | NEB | R0105S | |
| Lithium acetate | AlfaAesar | 6108-17-4 | |
| Low DNA Mass Ladder | Invitrogen | 10068-013 | |
| NE Buffer #4 | NEB | B7004S | |
| Platinum PCR SuperMix High Fidelity | Invitrogen | 12532-016 | |
| Miniprep Kit | Qiagen | 27106 | Any kit will work |
| Quick Ligation Kit | NEB | M2200S | |
| Sodium azide | Sigma | 26628-22-8 | |
| PBS | Invitrogen | 10010-023 | |
| PEG | Amresco | 25322-68-3 | |
| Tris Base Ultrapure | rpi | 77-86-1 | |
| Wizard SV Gel and PCR Clean-Up System | Promega | 1/6/2015 | |
| XhoI | NEB | R0146S | |
| XmaI | NEB | R0180S | |
| YPD media | LabExpress | 3011 | |
| -URA Media | LabExpress | 3010 | |
| PCR Machine | Invitrogen | 4359659 | Any PCR machine will work |
| TIRF Microscope | Olympus IX81 | ||
| Hamamatsu ORCA-R camera | Hamamatsu |
References
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