Summary
Una plataforma de electroporación asistida vórtice de microfluidos fue desarrollado para la entrega secuencial de múltiples moléculas en poblaciones de células idénticas con control de la dosificación precisa e independiente. Tamaño basado electroporación anterior etapa de purificación de células diana del sistema ayudado a mejorar la eficiencia de la entrega molecular y la viabilidad celular procesada.
Abstract
La electroporación ha recibido una creciente atención en los últimos años, debido a que es una técnica muy poderosa para la introducción de sondas moleculares físicamente exógenos no permeantes en las células. Este trabajo presenta una plataforma de electroporación de microfluidos capaz de realizar la entrega molécula múltiple para células de mamífero con control de parámetros precisos y molecular-dependiente. La capacidad del sistema para aislar células con una distribución de tamaño uniforme permite una menor variación en la eficiencia de la electroporación por intensidad de campo eléctrico dado; por lo tanto, una mayor viabilidad de la muestra. Además, su función de visualización de procesos permite la observación del proceso de absorción molecular fluorescente en tiempo real, lo que permite ajustes de parámetros de entrega moleculares rápidas in situ para la mejora de la eficiencia. Para mostrar las enormes capacidades de la plataforma informado, macromoléculas con diferentes tamaños y cargas eléctricas (por ejemplo, dextrano con un PM de 3.000 y 70.000 Da) fueronentregado a las células de cáncer de mama metastásico con altas eficiencias de entrega (> 70%) para todas las moléculas ensayadas. La plataforma desarrollada ha demostrado su potencial de uso en la expansión de los campos de estudio en el chip técnicas de electroporación pueden ser beneficiosos.
Introduction
En los últimos años, el uso de pulsos eléctricos para facilitar la entrega citosólica de moléculas extracelulares se ha convertido en un medio atractivo para la manipulación de células de mamífero. 1 Este proceso, también conocido como electroporación, permeabiliza reversiblemente la membrana celular, lo que permite la membrana inherentemente moléculas impermeables para acceder al medio intracelular de las células. Debido a que prácticamente cualquier molécula se puede introducir en el citosol a través de poros creados temporales en la membrana de cualquier tipo de células por medio de electroporación, la técnica ha sido reportado como siendo más reproducible, de aplicación universal, y más eficiente que otros métodos, incluyendo mediada por virus, química y los enfoques ópticos. 2-3 Esta técnica se ha utilizado para introducir moléculas fluorescentes, 4 drogas 5 y ácidos nucleicos 6-7 manteniendo células viables e intacto. Teniendo en cuenta estos beneficios, electroporación ha sido adoptado como un trabajo comúnAtory técnica de ADN para la transfección, in vivo la terapia génica 8 y estudios de vacunación celular. Es, sin embargo, sigue siendo difícil para los sistemas convencionales de electroporación para lograr simultáneamente eficiencia práctica y la viabilidad para las muestras con gran heterogeneidad en el tamaño debido a que la intensidad de campo eléctrico requerida para la electroporación éxito se correlaciona estrechamente con el diámetro de la célula. Por otra parte, esos sistemas no permiten un control preciso de los múltiples cantidades moleculares entregado debido a la confianza en el proceso de entrega molecular estocástico mayor. 9 A fin de abordar estas cuestiones, muchos grupos han desarrollado plataformas de electroporación de microfluidos, que ofrece la ventaja de voltajes inferiores poración, mejor eficiencia de transfección, una gran reducción de la mortalidad celular, y la capacidad de ofrecer múltiples moléculas. fueron posibles 10-13 Estas ventajas debido a las pequeñas dimensiones de los sistemas de electroporación microescala cuyo electrodo de tonolongitudes son sub-milímetros, disminuyendo drásticamente tensiones requeridas para la entrega exitosa. Además, estos sistemas de electroporación microescala pueden lograr una distribución de campo eléctrico uniforme y rápidamente disipar el calor generado, produciendo mortalidad celular reducida al tiempo que mejora la eficiencia de la entrega. La utilización de materiales transparentes para estos microchips adicionales permite la observación in situ del proceso de electroporación para las modificaciones de parámetros rápidas. 2,12 Sin embargo, el control de la dosificación precisa y el control de parámetros-molecular y celular dependiente, requerido para la investigación y aplicaciones terapéuticas, 6 emergente, 14-16 todavía siguen sin resolverse.
Este trabajo presenta un sistema de electroporación de microfluidos vórtice asistida, capaz de entregar múltiples moléculas secuencialmente en una población idéntica pre-seleccionado de las células diana. Las células con distribución de tamaño uniforme son aislados antes de la electroporación utilizando si se informó anteriormentemecanismo-ze selectiva de captura. 17-18 Al tener una distribución uniforme del tamaño, menor variación en la eficiencia de la electroporación y la mayor viabilidad por determinada intensidad de campo eléctrico se lograron. 19 Por otra parte, se agitaba continuamente células atrapadas utilizando vórtices microescala permitido para la entrega uniforme de moléculas a través de la citosol entero, de acuerdo con los resultados previamente reportados usando otra plataforma electroporación vórtice asistida. 20 Para demostrar que este sistema sería aplicable a una amplia gama de moléculas comúnmente utilizados en aplicaciones biológicas, macromoléculas con una amplia gama de pesos moleculares fueron entregados a metastásico de células de cáncer de mama. Además, con la ayuda de la monitorización de procesos en tiempo real, este trabajo proporciona más evidencias de poner fin al largo debate permanente sobre el mecanismo de entrega molecular durante electrporation, siendo predominantemente mediada por electroforesis versus difusión mediada. 14 6,14,21-22 10,19 y aplicaciones que requieren de la comprensión en profundidad de los mecanismos de entrega de electroporación moleculares.
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Protocol
1. Preparación de la célula
- Placa 1 × 10 5 células / ml de metastásico línea celular de cáncer de mama MDA-MB-231 en un volumen de 10 ml por matraz de cultivo tisular T75 en de Leibovitz L-15 suplementado con 10% (v / v) de suero fetal bovino y 1 % de penicilina-estreptomicina.
- Incubar MDA-MB-231 células en un incubador humidificado a 37 ° C con 0% de CO 2 medio ambiente.
- Cosecha células para los experimentos de 2 días después de la siembra por tratamiento de las células con 0,25% de tripsina-EDTA durante 2 min e inactivar la actividad enzimática de tripsina mediante la adición de 8 ml de medio de crecimiento.
- Precipitar las células por centrifugación durante 5 min a 200 x g y resuspender en tampón fosfato salino de Dulbecco (DPBS, 1x, sin Ca2 + y Mg2 +) a una concentración final de 5 × 10 5 células / ml.
2. Diseño y fabricación de dispositivos
NOTA: La máscara, las fabricaciones de molde maestro y elproceso que la contiene microcanal se lleven a cabo dentro de una habitación limpia mientras que el proceso de fundición microcanal polidimetilsiloxano (PDMS) se puede realizar en una mesa de trabajo de laboratorio habitual.
- Diseñar un dispositivo de microfluidos como se ilustra en la Figura 1 con AutoCAD. El dispositivo debe consistir en una entrada con múltiples puertos de inyección, filtros gruesos y dos canales rectangulares rectas paralelas inerciales de enfoque (L = 7 mm, W = 40 m, y H = 70 m). Canal recto individual consta de 5 cámaras de electroporación, que se colocan 800 micras de separación (W C = 400 m) con dos agujeros a través de los electrodos de aluminio. Dos cámaras de electroporación transversalmente adyacentes comparten el agujero para el electrodo negativo. Dos canales rectos se funden en una salida en la región aguas abajo de la electroporación.
- Convertir el archivo CAD con micro-patrones en un archivo GDSII usando LinkCAD. Escriba los micro-patrones en un 5 "x 5" fotomáscara en blancousando un escritor máscara de láser. Desarrollar la máscara siguiendo el protocolo del fabricante. NOTA: El proceso de desarrollo de máscara incluye desarrollo fotoprotector, grabado cromo y resistir la retirada. Alternativamente, micro-patrones impresos en una transparencia alta resolución (> 20.000 dpi) se pueden comprar a partir de un fabricante de terceros y se utiliza como una fotomáscara. Características a microescala finales sobre una fotomáscara deben ser transparentes para que coincida con la polaridad de un fotoprotector negativo.
- Fabricar el molde de colada del diseño del dispositivo utilizando técnicas de litografía suave estándar 23 con una capa fotorresistente negativo giró sobre una oblea de silicio de 4 pulgadas a 2.000 rpm para tener el espesor final de 70 micras.
- Precocción la oblea con fotorresistencia negativa durante 20 min a 95 ° C.
- Póngase en contacto con la máscara con la oblea y exponer a una fuente de UV (17,4 mJ / cm 2) durante 80 segundos utilizando un alineador de máscara.
- Desarrollar la oblea expuesta durante 4 minutos en un desarrollador de SU-8.
- Mida laespesor fotoprotector desarrollada usando un perfilómetro de superficie.
- Mezclar con rigor una proporción de 10: 1 de elastómero de agente (kit de elastómero de silicona) curar y verter la mezcla en el molde de fundición para generar réplicas de PDMS. Desgasificar el elastómero de colada durante 30 min y curar el molde de fundición con elastómero desgasificada en un horno a 70 ° C durante 2 horas.
- Delaminarse curado réplica de PDMS con patrones de microcanales de los orificios del molde y punzón para las entradas, salida y electrodos inserciones utilizando una prensa de tornillo pasador. NOTA: El diámetro normal borde de corte de la prensa de tornillo pasador debe ser 0,76 mm, adecuada para la fuerza que sostiene tubo de PEEK (OD de 1/32 ") y electrodos de aluminio (OD de 0,029") en su lugar.
- Crear canales de microfluidos encerrada por unión PDMS réplicas a un portaobjetos de vidrio tratado en un limpiador de oxígeno-plasma durante 7 s a una potencia y presión parcial de oxígeno de radiofrecuencia de 75 W y 500 mTorr, respectivamente.
3. experimentos de flujo
- Insertarelectrodos de aluminio (0,029 "OD) y un tubo de PEEK de salida (1/32" OD) en los lugares designados a través de agujeros en las microcanal (véase la Figura 3B).
- Conectar el equipo eléctrico 18 responsable de la generación de alta tensión impulsos cortos de onda cuadrada a los electrodos de aluminio (véase la Figura 3C) que están en contacto con soluciones que fluye en el molde de PDMS. NOTA: El equipo debe constar de un generador de impulsos y un amplificador de alto voltaje construido en la casa 18.
- Preparar cuatro tubos de centrífuga de 50 ml que contienen individualmente DPBS, soluciones con células y biomoléculas, y adjuntar cada tubo a su respectivo soporte del vial conectado al sistema de control de flujo neumático (véase la Figura 3A). 18
- Conectar tubo de PEEK de entrada de los titulares de los viales en los respectivos orificios de entrada en el dispositivo de microfluidos.
- Establecer la magnitud de pulsos de onda cuadrada, V, 100 V, a fin de tener la fie eléctricafuerza ld, E = V / L e, a través de la cámara de electroporación ser equivalente a 0,7 kV / cm. NOTA: Aquí, L e es la distancia entre dos puntos en los que los electrodos positivos y negativos están en contacto con la solución que fluye (véase la Figura 1).
- Ajuste el regulador de presión de 40 psi. NOTA:. Una fuente de nitrógeno ajustable manualmente solo se utiliza para presurizar uniformemente todos los viales de muestra y un colector de alta velocidad se utiliza para activar oportuna puertos de soluciones individuales utilizando el software LabVIEW hecha a la medida 18
- Para el control de la válvula, abra el software LabVIEW hecha a la medida marcada Válvula Runner, y haga clic en Ejecutar en el menú desplegable titulado operar.
- Abra las válvulas haciendo clic en cada icono de la válvula correspondiente. NOTA: El icono de la válvula cambiará a verde cuando se activa. Al hacer clic en el icono de activo se desactivará y cerrar la válvula. El icono de la válvula cerrada debe volverse gris.
- Abra la válvula del depósito DPBS (es decir., solución de lavado) para cebar la velocidad de flujo requerida para estable generación de vórtice celular-trampeo durante 1,5 min.
- Cambiar el puerto solución activa de la solución de lavado a la solución de células a las células en la cámara de trampa de electroporación durante 30 segundos (es decir, el paso de células que atrapan).
- Flujo ambas soluciones de lavado y de células a través del dispositivo de manera simultánea durante 10 s antes de la etapa de células que atrapan para asegurar el flujo ininterrumpido durante el paso de la solución de conmutación. NOTA: Esta breve etapa de co-flujo se debe repetir en cada paso de la solución de conmutación.
- Girar en el puerto de lavado y enjuague el dispositivo durante 20 segundos con el fin de eliminar las células contaminantes no atrapados.
- Se inyecta la solución que contiene la primera molécula de interés (0,2 mg / ml de 3000 Da moléculas de dextrano neutro o aniónico y 1,5 mg / ml de 70000 Da molécula de dextrano neutro) en el dispositivo.
- Aplicar cinco pulsos cortos (T = 30 mseg con intervalos de 2 seg) inmediatamente después de la inyección de lasolución molecular y monitorear la magnitud y duración de los pulsos eléctricos aplicados en tiempo real, utilizando un osciloscopio.
- Repita el paso 3,10 tantas veces como el número de moléculas adicionales para ser entregado. Para cada entrega molecular, incubar las células para 100 s en la solución molecular y luego enjuagar el dispositivo con la solución de lavado de 100 s para eliminar el exceso de moléculas.
- Liberar las células en una placa de 96 pocillos para el análisis de aguas abajo mediante la reducción de la presión de operación por debajo de 5 psi. NOTA: Aproximadamente 100 l de solución con 100 células se obtuvieron de cada versión.
- Ejecute el experimental los pasos 3.9 a través de 3.16 tres veces para recolectar suficientes células para citometría de flujo.
- Centrifugar la placa de 96 pocillos que contenía células procesadas durante 5 min a 228 x g.
- Eliminar el sobrenadante que contiene moléculas fluorescentes exceso.
- Resuspender las células en DPBS para análisis de citometría de flujo.
- Células de carga en el citómetro de flujo para u molecularptake análisis de eficiencia.
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Representative Results
El electroporador microfluidos paralelo desarrollado entregado macromoléculas con varios tamaños y cargas eléctricas en las células de cáncer de mama metastásico que viven. El éxito de la entrega molecular se determinó cualitativamente mediante la supervisión de los cambios en la intensidad de fluorescencia de las células que orbitan alrededor de electroporación in situ y confirmado por mediciones cuantitativas mediante análisis de citometría de flujo. Figura 4A muestra que el 90% de las células tratadas captación del dextrano 70.000 Da neutral. Para el análisis estadístico, un umbral de intensidad para cada fluoróforo se estableció de tal manera que la mayoría (> 99%) de células vivas sin procesar se cuenta por debajo del umbral (véase la Figura 4 (c)). La eficiencia se define como la relación entre el número de células teniendo éxito las moléculas de interés para el número total de células procesadas. Figura 4B ilustra que la eficiencia no sustancialmente varían dependiendo molecularcargas de peso o eléctricos (P> 0,1). Todas las moléculas de dextrano probados fueron entregados en el citosol con una eficiencia mayor que 70%. Además, la figura 4D muestra que la entrega secuencial molecular se realizó con éxito con una doble eficiencia en la entrega molécula de 56% utilizando el aniónico y dextranos neutros con idéntico peso molecular (MW = 3000 Da). El sistema actual puede procesar las células con 10 veces más alta eficiencia en la entrega de rendimiento y multi-molécula que el sistema se informó anteriormente 18 y esta mejora no afecta a la entrega de una sola molécula (82% y 70% para los aniónicos y neutros dextrano, respectivamente).
Figura 1. (A) Un diagrama esquemático del sistema de electroporación de microfluidos, que consta de entradas para las células (denotado como C), las moléculas (denotado como M1 y M2) y un soluc rasion (denotado como F), dos canales rectos donde se produce inercial centrado, 10 cámaras de electroporación con electrodos y una salida. (B) Solución de demostración de cambio en la entrada utilizando una solución 1μM FITC y una solución de lavado (DPBS) indica que la solución activa se puede inyectar de manera uniforme a todas las matrices de cámaras aguas abajo. Contraste de la imagen se mejora mediante el ajuste de tabla de consulta (LUT). Las barras de escala son 250 micras. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Una fotografía del electrodo 15-pin utilizado para la aplicación a corto impulso de alta tensión, que consta de 10 positivo (+) y cinco electrodos negativos (-). Cada electrodo positivo está separado 2 mm de distancia de un electrodo negativo, y eelectrodo ada de la misma polaridad está separado 1,35 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. esquemática del aparato experimental, que consiste en (A) la unidad de fluido de control, (B) el electroporador de microfluidos, y (C) el equipo eléctrico. Viales (A) que contiene soluciones con moléculas, células y tampón limpio están presurizadas individualmente bajo demanda utilizando el sistema de flujo neumático LabView controlada. La solución del vial presurizado se inyecta en el electroporador de microfluidos a través de tubo de PEEK con una válvula de retención instalada. (B) y (C) Las señales eléctricas se envían a los electrodos de 15 pines en contacto con el fsolución bramido en el sistema de microfluidos durante la etapa de electroporación. Los impulsos eléctricos con la duración programada se generan utilizando el generador de impulsos y la magnitud del pulso eléctrico se amplifica a 100 V por el amplificador de alta tensión. Todos los parámetros eléctricos aplicados son monitoreados en tiempo real usando un osciloscopio. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Representante citometría de flujo de datos. (A) señales fluorescentes de MDA-MB-231 células, que tuvo éxito la molécula de dextrano 70.000 Da aniónico, en comparación con la de la contraparte de control. (B) Las eficiencias para cada molécula de dextrano transferido no exhiben significativa molecular dependientevariación (p> 0,1). (C) Representante citometría de flujo perfiles para células, que no fueron tratados con la electroporación (control). El umbral de fluorescencia que indica la entrega molecular éxito se establece a partir de los datos de tal manera que las señales procedentes de las muestras de control se encuentran por debajo del umbral. (D) de flujo de datos de citometría de Representante para las células secuencialmente a electroporación. Los cuadros verdes, rojos y amarillos en la citometría de flujo de la trama y del rayado fluorescente imágenes en el lado derecho representan las señales fluorescentes de las células uptaking 3000 Da dextrano-sólo neutral,-sólo dextrano y aniónicos ambas moléculas de dextrano, respectivamente. La barra de escala es de 100 m. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Con la nueva plataforma de electroporación paralelizado, mejora de 10 veces en el rendimiento y la eficiencia de la prestación de múltiples molécula se logró, además de todas las ventajas que el sistema de una sola cámara previamente desarrollado proporciona. 18 méritos Anteriormente disponibles incluyen (i) antes de la purificación de dirigirse a las células con una distribución uniforme del tamaño para la mejora de la viabilidad, (ii) control de la dosificación precisa y molecular individual, y (iii) la corriente eléctrica operativa baja. Dextranos marcados con fluorescencia fueron elegidos como moléculas de interés, ya que son fácilmente disponibles en una amplia gama de pesos moleculares, tipos de fluoróforos conjugados, y cargas eléctricas. Estas macromoléculas son buenos candidatos para un estudio de este tipo, ya que son inherentemente membrana impermeable para las células vivas y que no presentan citotoxicidad. 24 concentración óptima de dextrano fluorescente, tiempo de incubación, y se identificaron los parámetros eléctricos para el sistema actual antes de to los experimentos de electroporación. El proceso de optimización era bastante simple y eficiente debido a la capacidad de la plataforma para supervisar el proceso de absorción molecular en tiempo real. La visualización de este proceso es muy beneficioso si una molécula o tipo celular con poco o ningún conocimiento de los parámetros de electroporación se está probando. El tiempo de incubación para todas las moléculas ensayadas se estableció a ser 100 s por el cual las células atrapadas en todas las cámaras 10 exhiben señales detectables de intensidad de fluorescencia en tiempo real, lo que indica la finalización de la entrega molecular éxito. Tenga en cuenta que esta no es la duración mínima de incubación requerido para la entrega molecular.
Ha habido un debate de larga data sobre el proceso de entrega molecular utilizando electroporación, si está mediada exclusivamente por difusión 4,19,25 o por electroforesis. 26 Identificación de el mecanismo dominante de la entrega molecular implica una serie de pruebas individuales laboriosas, comparando tque los resultados en función de los tamaños moleculares, cargas eléctricas y parámetros de electroporación. Para el mejor conocimiento de los autores, estos procesos de optimización laboriosas no se informaron con los sistemas convencionales de electroporación. 4,26-28 sencilla capacidad de optimización de los parámetros del sistema desarrollado permitió la identificación del mecanismo de entrega molecular dominante, mediante el examen de las variaciones en la eficiencia de la electroporación dependiendo de los parámetros moleculares y eléctricos. Los resultados mostraron que la eficiencia de 3.000 Da aniónico dextrano no fue significativamente diferente que la de su homólogo de neutro (83 y 75%, respectivamente), lo que sugiere que la absorción molecular observado fue posiblemente mediada por difusión. A diferencia de otros sistemas de electroporación, las células transformadas se agitaron continuamente durante todo el proceso de electroporación en este sistema. Se observó aumento gradual de las señales fluorescentes de las células que orbitan, lo que sugiere que la difusión sería la dominaciónmecanismo de entrega nt. Absorción molecular de alta eficiencia (90%) de neutros 70.000 Da moléculas de dextrano implica, además, que incluso a altas pesos moleculares del proceso de entrega se produce como resultado de la difusión. Por último, la entrega secuencial éxito de 3000 Da moléculas de dextrano aniónicos y neutros solidifica la afirmación de que la entrega molecular se produce a pesar de la carga de las moléculas. Este resultado también sugiere que el resellado de la membrana no se completa en 3 min de electroporación (100 seg por entrega molecular).
La plataforma de entrega molecular presentada puede entregar secuencialmente amplias gamas de tamaños moleculares independientemente de sus cargas eléctricas. Oportuna de ajuste y la modificación de los parámetros individuales se pueden conseguir con poco esfuerzo ayudado por la capacidad de control del proceso en tiempo real. Proceso de purificación de células basada en el tamaño del sistema elimina la necesidad de preparación de la muestra laborioso y pre centrifugación mucho tiempo y después de la electroporaciónpasos. Además, la corriente de funcionamiento bajo del sistema reduce sustancialmente la mortalidad celular.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo es apoyado por el programa Rowland junior becario. Los autores desean expresar su agradecimiento a los científicos y el personal del Instituto Rowland en Harvard: Chris Stokes por su ayuda en el desarrollo de la, la configuración de control de presión asistida por computadora hecha a la medida, Diane Schaak, Ph.D. por su aportación para la manipulación de la muestra biológica, Winfield Hill por el desarrollo de la instalación eléctrica, Alavaro Sánchez, Ph.D. para conceder el acceso a la citómetro de flujo, Scott Bevis, Kenny Spencer y Don Rogers para el mecanizado de componentes de plomería mecánicos necesarios para la configuración de presión. Maestros de microfluidos fueron fabricados en el Centro de Sistemas de nanoescala (CNS) de la Universidad de Harvard.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MDA-MB-231 cancer cell line | American Type Culture Collection (ATCC) | HTB-26 | |
| Leibovitz’s L-15 Medium | Cellgro, Mediatech, Inc. | 10-045-CV | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Gibco, Life Technologies | 16000-044 | |
| Penicillin-streptomycin | Sigma-Aldrich | P4333 | |
| Dulbecco's phosphate buffered saline (DPBS) | Cellgro, Mediatech, Inc. | 21-030 | |
| Trypsin | Gibco, Life Technologies | 25200-056 | |
| Flow Cytometer easyCyte HT | Millipore | 0500-4008 | |
| Oxygen Plasma Cleaner | Technics Micro-RIE | ||
| Dektak 6M surface profiler | Veeco | ||
| KMPR 1050 | Microchem | ||
| SYLGARD 184 SILICONE ELASTOMER KIT | Dow Corning | ||
| Compressed Nitrogen gas | Airgas | NI 300 | |
| High Pressure Regulator | McMaster-Carr | 6162K22 | |
| Downstream regulator | McMaster-Carr | 4000K563 | |
| High-speed 3/2way-8 valve manifold | Festo | ||
| Inline Check Valve | Idex Health and Science | CV3320 | |
| 5/32" OD x 3/32" ID Polyurethan tubes | Pneumadyne | PU-156F-0 | |
| 1/4" OD X 0.17" ID Polyurethan tubes | Pneumadyne | PU-250PB-4 | |
| 1/16" PEEK tubings | Festo | P1533 | |
| 1/32" PEEK tubings | Idex Health and Science | P1569 | |
| PEEK tubing unions | Idex Health and Science | P881 | |
| Pulse Generator | HP | 8110A | |
| Aluminum Wire | Bob Martin Company | 6061 ALUM | |
| Oscilloscope | Agilent | DSO3062A | |
| 50 ml centrifuge tubes | VWR | 21008-178 | |
| 15 ml centrifuge tube | VWR | 21008-216 | |
| T75 culture flask | VWR | 82050-862 | |
| Dextran, Tetramethylrhodamine, 3,000 MW, Anionic | Gibco, Life Technologies | D3307 | |
| Dextran, Tetramethylrhodamine, 70,000 MW, Neutral | Gibco, Life Technologies | D1819 | |
| Dextran, Texas Red, 3,000 MW, Neutral | Gibco, Life Technologies | D3329 |
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