Summary
本文介绍了显微注射和小鼠睾丸中电在体内的睾丸小鼠细胞转染技术，研究精子的独特工艺。所提出的方案涉及以下步骤：玻璃毛细管制备，经由输出管显微注射，并通过电穿孔转染。
Abstract
该视频和文章贡献给了显微注射和小鼠睾丸在体内电穿孔的全面描述。睾丸小鼠细胞这种特殊的转染技术使精子发生过程中的独特的研究。
以下协议侧重于睾丸小鼠细胞与质粒构建体转染。具体而言，我们所用的报告载体pEGFP-C1，其表达增强的绿色荧光蛋白（EGFP），也是pDsRed2-N1载体表达红色荧光蛋白（的DsRed2）。两个编码报道基因是人巨细胞病毒立即早期启动子（CMV）的控制下。
对于执行基因转移到小鼠睾丸中，记者质粒构建注入活老鼠的睾丸。为此目的，一个麻醉动物的睾丸被暴露和显微注射的部位制备。我们首选的地方注射是在输出管，与最终连接睾丸网作为睾丸和附睾的精子的解剖运输路线。以这种方式，微注射后的生精小管的填充物被很好地管理和控制由于使用了染色的DNA溶液。其颜色的小管结构观察睾丸足够的填充后，器官被电穿孔。这使该DNA溶液转移入睾丸细胞。在温育后3天，睾丸被除去，在显微镜对绿色或红色荧光下的调查，表示转染的成功。
通常，该协议可以使用用于递送DNA-或RNA-构建体活小鼠睾丸以（过量）表达或敲除基因，促进体内基因功能分析。此外，它适用于研究报道构建或推定的基因边条保守党元素。因此，电穿孔技术的主要优点是快速的性能在低工作量以及在温和的技术设备和技能的组合所需的相比，替代技术。
Introduction
哺乳动物精子发生被认为是自我更新的干细胞连续地进行有丝分裂，减数分裂和分化，以发育成成熟的单倍体精子的一个复杂的过程。这些形态变化是由不同类型的细胞编排和尽管深刻的尝试，但仍然不可能在细胞培养1,2模仿这些过程。因此，在精子发生到现在为止的研究依赖于生物体的体内模型。在一般情况下，基因功能研究通常是基于转基因动物。然而，产生和维持这种动物模型是费时，高成本的并且相当复杂的。这归因于需要长期饲养过程中，用于生成和维持该转基因在世代。另外，通过转基因或基因敲除方法的整个有机体的基因操作容易，当靶向克造成生理损伤埃内斯在多个地区， 例如基本功能外睾丸或全身。
此外，一些瞬时转染方法与一些重要的缺点有关。例如，病毒介导的基因转移的典型缺点是免疫反应及其他安全法规的可能的挑衅，而脂质体3和微粒轰击4可能会损坏组织和被限定在一定的细胞深度足够的转染效率。
相反，电穿孔（EP）作为瞬时转染的另一种常见的方法，好像构成一个有前途的技术，为使在体内转染的和一致的体内基因分析。在一般情况下，EP被称为动态现象，它取决于当地的跨膜电压与纳秒内从而介导孔。这些差距可以维持毫秒，足以吨Ø授予访问权限的DNA，RNA或小分子5。当所施加的电压太高，EP的通常是短暂的字符是由于产热和感应太全面透化与所述小区5的随后的不可逆的损伤的抵消。
这里，我们表明，电穿孔是一种有效的和经济的转染系统，其能够被用于遗传睾丸转化为了阐明体内睾丸基因特征。本文介绍质粒制备，注射通过输出管和小鼠睾丸的后续电。这个过程可以是选择实现小鼠睾丸体内的生精小管的快速，特异性和高效的转染为了研究精子发生的过程的手段。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
所有进行的动物实验已获得当地伦理委员会（Landesamt献给Landwirtschaft，Lebensmittelsicherheit UND Fischerei，梅克伦堡 - 前波莫瑞州，德国）。
1质粒制备
- 质粒制备，使用质粒纯化试剂盒（参见材料表）或类似方法与内毒素去除缓冲液，使得能够避免动物的免疫反应。按照说明书的指示。采用DDH 2 O稀释质粒的解决方案。
- 通过旋转的DNA溶液以最大速度（20,000 XG）消除碎片。然后收集上清液。
- 确定质粒浓度用分光光度计（见材料）。
- 调整质粒浓度DDH 2 O的1-3微克（DNA）/微升。注：低浓度会降低转染效率，而高浓度可能会导致太粘注射液。此外，该转染效率依赖于质粒的大小，并进行单独测试。
- 在注射前，制备溶液混合以例如40微升质粒连同5微升PBS（10×）和5μl坚牢绿（0.5％）。坚牢绿需要跟踪注射过程。最好用薄壁PCR管或封口膜。注：根据睾丸的大小，20〜50微升的体积将需要为每个睾丸。
2，准备显微注射移液器的
- 用硼硅毛细管（见材料表）编制显微注射移液器。
- 拉玻璃毛细管垂直毛细管拉马（见材料表）。
- 通过轻轻地绑扎打破毛细管末端用钳子。尖端通常在50-80微米的直径和1厘米左右长的。尽量避免太长，因为这些是不够坚硬穿透组织技巧。
- 最后，沙通过使用微量倒角（见材料表）在30°尖rpen以45°角。
- 加载显微注射移液管的注射溶液混合（见质粒的制备）。将溶液放入玻璃毛细管的背面用小注射器。注意：尽量避免气泡而加载，否则它们将被注入到生精小管沿与质粒溶液，因而会降低导电性，以及可能导致组织损伤。
3，麻醉和手术
- 通过使用无菌的材料（ 即，注射器，针，外科器械等）进行无菌条件下操作。这将减少动物的感染，并确保良好的存活率。
- 用雄性老鼠电在6-8周的时代。
- 初始化术后镇痛治疗，提供了鼠标止痛药加在手术前一天的饮用水。这马屁URES的情况下，极有可能手术后hypodipsia（减少水的摄入量）的超前镇痛。为此，露出饮用水例如儿科布洛芬悬浮液（20毫克/毫升）。本药膳饮水也应在一天之内和两个复苏相同浓度的供给。这意味着，每日剂量为7.5毫克/千克，有效期为5毫升/ð饮用水和体重25克为8岁的C57BL / 6J星期。这镇痛方案保证了基本的缓解疼痛，并伴随着高福利26加速复苏。
- 用于制备麻醉工作手术当天溶液，混合10％氯胺酮和2％赛拉嗪的比例为1:1（见材料表）。
- 麻醉动物，适用0.25毫升/ 100毫克体重麻醉剂溶液皮下注射（氯胺酮=0.125克/公斤;赛拉嗪= 0.025克/千克）。使用骨盆和肢体之间的注射部位以防止小鼠的器官损害和伤害。通常，10分钟，需要直到鼠标深度麻醉。
- 涵盖鼠标眼睛兽医药膏，以防止麻醉过程中干燥。
- 测试深麻醉逮捕，这是完全没有反应明显。为此，只需夹住动物的脚趾。
- 要启动手术，取出腹腔头发用电动剃须刀或类似的消毒与sterilium或类似的操作区域。
- 做腹部切口在腹部中心的包皮腺的正上方。在那个地方，首先拉扯皮肤路程，进行约8-14毫米的小的横向皮肤切口。然后，继续沿腹部肌肉层。
注意：病变应尽可能小，以减少伤害的动物。 - 拉起腹部脂肪垫小心露出附睾丸，将其放在事先准备好的防水一次性纸悬垂只是旁边的切口部位（ 图2A）。
- 使用双筒望远镜到fIND的输出管的注入目标。动脉导管传出被确定为睾丸和附睾的细槽的交界处。它位于邻近突出睾丸动脉。动脉导管几乎运行在45°到动脉的角度和明显进入附睾头部。注：根据鼠标的年龄，动脉导管通常是埋藏在脂肪组织中。
- 用细镊子清除这个脂肪组织的输出管。在这之后，放置在无菌纸带的释放导管，以确保管道的清晰的可视性不损害环境。
4，显微注射和DNA应用
- 连接显微注射吸管，其被装载用质粒溶液的显微/喷射器单元。
- 放置平行于输出管与尖端指向睾丸（ 图2B）的显微注射针。
- 用细镊子和剥离管在显微注射吸管。确保在毛细管被保持平行于管道而拉过来。
注意：此过程比通过移动针的穿透显微血管更方便。 - 小心地引导所述针朝向睾丸和停止仅仅因为它直接穿透白膜（ 图2C）的下方睾丸网。
注意：在越轨睾丸网的情况下，将质粒溶液会漏入间隙空间。这通常会导致转染的曲细精管的故障。 - 用于注射的质粒溶液的利用微量注射器具有以下设置：圆周率：100百帕斯卡以下，Ti：0.2秒，和pc：0百帕（ 图2D）。
- 监控通过观察睾丸填充状态与绿色的帮助下，整个注射过程。注意使睾丸仅填充至其与复量的三分之二asmid解决方案（ 图2E）。
注意：如果注射量超标，睾丸组织可能受到伤害。
5，电穿孔睾丸
- 为了实现有效的电，浸泡镊子电极在PBS（1X）。这可确保足够的电导。
- 顺利地挤在湿电极（ 图2F）之间的睾丸。测量与所述电穿孔仪的电阻。
- 适用于当前的睾丸。执行八方形脉冲，在40 V在4个不同的睾丸部位以50毫秒的脉冲时间950毫秒的间隔时间恒定的持续时间。
6，伤口愈合和手术后
- 当电穿孔完成后，将睾丸放回原来的位置。
- 缝的内肌肉层用手术用缝合线（见材料）。
- 通过采用缝合夹（见材料表）合皮肤。拉扯皮肤机智ħ镊子。请务必排除肌层。放置剪辑，每个在不超过5mm的距离。
注：由于手术缝合线可以通过鼠标来吞食，缝合剪辑青睐封闭患处皮肤。 - 让鼠标从麻醉中恢复无菌纸巾放置在无菌空鼠笼，这是锻炼在37℃的温水垫。该垫应确保的二分之一的笼产生的热梯度的变暖。对于动物这使得能够搜索的个体，最舒适的区域，由于温度变化，在保持架。此外，覆盖了鼠标的无菌纸巾的片材，使得应力可进一步减小。注：由于鼠标的机身表面采用非同寻常的高相对于体量，与较大的动物相比，热的支持是对啮齿动物的成功恢复特别重要的意义。
- 当操作的动物已经完全觉醒，传送I吨进一步恢复到一个完全配备新的鼠笼。不要把动物恢复到旧笼或一组老鼠。确保轿厢是作为清洁和消毒，尽可能防止伤口感染。监测整个恢复过程。要传输的鼠标背部的动物护理设施，等到它已经完全康复，并出现正常的行为。
注：其他per-和手术后的战略是通过普里切特，康宁KR 等 6所讨论。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
实验的设置，用于根据该协议在体内进行注射小鼠睾丸和电穿孔，因为它是用在图1中示出，尽管它有可能获得工业化生产的微量，我们优选的，以产生我们自己的移液管通过拉动（ 图1A ）和坡口（ 图1B）的玻璃毛细管，使它们嵌合我们的需要。示出在图1C中的设备用于显微注射和电穿孔。对转染效率的原因，这是重要的，利用方波电穿孔的。
图2显示了鼠标的手术，特别侧重于输出管编制的关键步骤。在此上下文中的睾丸被暴露（ 图2A）和输出管是由双目观察鉴定并从脂肪组织释放（ 造型玩具ê2B）。随后，将输出管被穿孔用显微注射吸管和质粒溶液施用（ 图2C-E）。最后，将装载睾丸被挤压在两个电极之间，并通过施加方波脉冲（ 图2F）进行转染。
这在体内转染的方法允许使用不同的质粒编码的各种报告基因。在这里，我们使用的记者载体pEGFP-C1（ 图3A），其表达增强的绿色荧光蛋白（EGFP），也是pDsRed2-N1（ 图3C）矢量实现的红色荧光蛋白（的DsRed2）反式激活。在我们的例子中，两个报告基因是在人巨细胞病毒早期启动子（CMV）的控制权。
为了评价转染成功时，显微注射和电穿孔的睾丸收获整个过程后3天，并根据fluores观察要从中镜（ 图3）。为详细的调查，睾丸是甲醛固定，石蜡包埋，切片（5微米）以及counterstained与要-PRO-3，产生蓝色的细胞核。最后，将切片用荧光显微镜检查。可能的转染结果的两个例子在图4中可以看出。报告基因绿色荧光蛋白的表达是通过绿色荧光表示，的DsRed2的转录是由红色发光指定。
图1：设备在体内显微注射和小鼠睾丸的电。玻璃毛细管在使用微量拉马（A），而其前端削尖利用微管倒角形成（
图2插图体内睾丸显微注射和电穿孔程序中的鼠标，包括前手术干预。访问睾丸是通过开放的老鼠的腹部已被麻醉前给予。切割是刚才的包皮腺以上。揭示睾丸后，从腹部脂肪PA发布 DS（A）。在双目观察，输出管被识别和脂肪释放。显微注射吸管定位在导管旁而在针的尖锐端部指向输出管（B）中 。玻璃毛细管插入导管并移向睾丸直接睾丸网（C）内的位置。曲细精管中的DNA应用和灌装过程与固绿（ 四）协助监测。仅在睾丸的三分之二被填补，以防止组织（E）的伤害。对于最后一步电，睾丸被挤压钳型电极之间施加电脉冲方（F） 请点击这里查看该图的放大版本。
图3整装睾丸后第3天在体内电穿孔在荧光显微镜下，增强型绿色荧光蛋白的C57BL / 6小鼠显示表达的转染睾丸- EGFP（A）和红色荧光蛋白-的DsRed2（C）两者上编码pEGFP- C1和pDsRed2-N1质粒分别。两个报告基因的表达在无所不在积极巨细胞病毒启动子元件的控制权。有针对性的曲细精管的有效转染证明荧光强度。面板（B）和（D）说明自体荧光转染对照睾丸。比例尺= 1毫米。 请点击这里查看该图的放大版本。
图4部分小鼠睾丸单侧体内电染pEGFP-C1质粒。固定小鼠睾丸切片（5微米）转染的结果显示单侧电染pEGFP-C1质粒后第3天，3天后 。成功转染了绿色荧光表明睾丸管cellsare。 TO-PRO-3 counterstained核是可检测由蓝色发光（A和B）。这一轮的结构是典型的细胞的曲细精管内的组织。比例尺= 20微米。 请点击这里查看该图的放大版本。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
研究在生殖生物学领域，特别是在男性生育能力和精子发生不可避免的区域依赖于生物体。为了检查睾丸功能，没有足够的细胞培养/ 体外系统已经建立能够反射从二倍体精原细胞为单倍体成熟精子1,2的所有关键的形态变化的。因此，转基因动物的产生往往是必要的，在男性生殖生物学这样一个有价值的工具。为此，有相当多的转基因，基因敲除和基因敲除小鼠已建立的交付见解男性的生育能力。然而，转基因小鼠的产生，注入基因构建到受精卵的前核通常是完成的。然而，该技术是耗时且应该是由专门的实验室进行。该过程以产生敲除或敲入动物是更复杂的。
学习生活模式生物的基因功能的另一种方式是通过瞬时转染。然而，常见的转导的病毒载体可能引起免疫原性或其他非特异性的反应，并且需要特殊的安全规定。脂质体转染3和微粒轰击4的方法是很不幸抑制特定单元格的深度，甚至可能引发对组织不利影响。
然而，通过直接施加电平脉冲的靶组织，因此被称为电穿孔的装置，它实际上是可能的转染活组织， 例如，本文中小鼠睾丸。此外，这种方法只需要低成本，低的设备和熟练的正确实验室个人。
在体内转染方法相比，持续的基因改变的动物模式相关的另一个值得注意的好处LS是共转染的可能性。而转基因或基因敲除的小鼠通常仅携带一个基因构建物， 在体内转染使同一小区内的不同的基因构建体的完整，同时分析。这可以通过使用各种报道基因， 例如进行，GFP与YFP或Gaussia-与海肾荧光素酶，从而使野生型和突变体基因的效果的比较研究是可能的。
此外，通过对细胞类型特异性启动子的应用，基因构建体的表达可以被精巧引导到睾丸中的特定细胞。例如，这可能允许只支持细胞和精母细胞睾丸的基因表达。
在这篇文章中介绍的协议涵盖了男性生殖生物学领域的两个重要方法。第一个是显微注射进生精小管与注入毛细管的制备。这个高科技NIQUE已普遍牵涉于胚芽/干细胞移植无论是从转基因动物中的收件人7或异种移植8的范围内。第二个方法是电穿孔转染能诱导瞬态孔质膜以及定向主体流动带电分子等的质粒，以确保进入某些细胞或组织中相当的。大分子通过电穿孔的这个特定的方向是经常赞赏单方面神经细胞转染宫内 9,10经常做或开发视网膜11。
前面的详细方法协议包括作为第一关键步骤雄性小鼠麻醉，睾丸经由腹部损伤的论述中，制剂的输出管，以及显微注射入导管未闭。由于这些行动是相当苛刻的，强烈建议对死亡动物的第一次练习表演Ø前perations活老鼠。此外，还提供了如何注入，并填写曲细精管与质粒DNA和如何适当地进行睾丸的电指令。
因为电力的EP过程中的应用，产热可能引发的组织损伤特别是在高电压。这种增加的转染效率12，13，15通过升高电压是伴随睾丸萎缩12-14的不利影响。最有利的电压范围似乎是30-50 V的，以保证在睾丸完整性小的影响，一个正常的精子质量16，一个正常的交配行为如图17所示 ，维修的后代产生能力16-20以及有足够的转染效率。
转基因构造有关的基因表达强度，Yomogida 等人，21人还透露了一个显着减少EXPR线性化载体的EP实施，而环状质粒DNA后第3天分裂国家经过35天，最高的一个支持细胞显然仍维持表现。这表明，最好的结果是使用质粒构建体时，用于电穿孔的完成此处获得。在我们的方法中，我们调查了转染效率的电穿孔后第3天，由于观察到这个时间段足以使足够的伤口愈合，细胞完整性的补偿以及该报告蛋白eGFP的和的DsRed2的所需正确表达。因此，3天之后的手术干预和整个转染过程的温育时间似乎是必要的，以保证适当地恢复细胞功能，包括使得荧光信号作为密集地，可以检测，确保了可靠的转染结果的基因表达。有关转染效率，Yomogida 等 21显示，第Ë体睾丸支持细胞是显然更适应EP-转比生殖细胞。我们建议共转染睾丸与靶和对照质粒，每编码一个不同的报道基因。
所提出的电穿孔的方法是适用于指男性生殖细胞和生育过程中可能出现的问题范围广泛。例如，它可用于分析的精子特异性基因17,22调控元件。该方法也适用于丢失功能的研究，小分子干扰RNA 23和增益的函数的研究24。此外，还有一些有前途的机会，即使完成的EP进行治疗处理转基因后代的产生为研究组已经表明18,20,25。
因此，说明小鼠睾丸在体内电穿孔新颖的方法途径与输出管核注射结合质粒构建的njection可望上升到一个有价值的技术成功地解开精子发生的性质。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
貂米氏，亚历山大Sobczak和约阿希姆米韦策尔受聘于生殖生物学研究所，莱布尼茨学会家畜生态学（FBN），Dummerstorf，德国宣布，他们已经没有竞争的经济利益。
Acknowledgments
我们感谢生殖医学和男科在明斯特大学的中心吉特Westernstroeer教学睾丸显微注射。此外，我们感谢厄休拉Antkewitz和佩特拉Reckling技术援助。我们感谢德国研究基金会（DFG），用于支撑该作品（WE2458 / 10-1）。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Centrifuge | Sigma | 1-15 PK | |
| Spectrophotometer | Nanodrop | ND-1000 | |
| Micropipette puller | Narishige | PC-10 | vertical capillary puller |
| Microinjection capillaries | Clark | GC100-10 | borosilicate standard wall |
| Micropipette beveler | Bachofer | Typ 462 | rotating disk beveler |
| Electroporator | Nepagene | CUY 21EDIT | square wave electroporator |
| Tweezer electrodes | Nepagene | CUY 650P5 | 5 mm Ø disk electrodes |
| Stereo microscope | Zeiss | Stemi 2000-C | |
| Cold light source | Zeiss | KL 1500LCD | |
| Microinjection pump | Eppendorf | Femtojet | |
| Micromanipulator | homemade | XYZ cross table | |
| Surgical instruments | FST | scissors, forceps, needle holder | |
| Fine forceps | FST | Dumont #5, #7 | efferent ducts preparation |
| Michel clip applying stapler | FST | Michel, 12029-12 | |
| Michel suture clips | FST | Michel, 12040-01 | 7.5 x 1.75 mm |
| Surgical suture | Catgut, Markneukirchen, Germany | Catgut 00 | |
| Syringe with 30 G needle | B. Braun | Omnican 40 | to load micropipette and for anesthesia |
| Plasmid isolation kit | Promega | Cat. # A2495 | plasmid Midiprep |
| Plasmid pEGFP-C1 | Clontech | Cat. #6084-1 | CMV-promoter + EGFP |
| Plasmid pDsRed2-N1 | Clontech | Cat. #6084-1 | CMV-promoter + DsRed2 |
| Fast Green dye | Sigma | F7258-25G | for dilution in ddH2O |
| 10% Ketamine | Serum Werk, Bernburg, Germany | Urotamin | mix in a rate 1:1 with xylazine |
| 2% Xylazine | Serum Werk, Bernburg, Germany | Xylazin | mix in a rate 1:1 with ketamine |
| Sterilium | Bode Chemie | Sterillium | disinfection |
| Vet ointment | S&K Pharma, GmbH | Kerato Biciron 5%, Augensalbe | opthalmic ointment to prevent eye dryness |
| To-Pro-3 iodide | Invitrogen | T3605 | |
| 10x PBS, pH 7.4 | |||
| 1.37 M NaCl | Carl Roth | 3957.1 | |
| Ibuprofen, Dolormin | Johnson & Johnson Consumer Health Care Germany | 01094902 | analgesic pediatric solution (NSAID) for postsurgery pain relief |
| 27 mM KCl | Carl Roth | 6781.1 | |
| 100 mM Na2HPO4·2H2O | Carl Roth | T106.2 | |
| 18 mM KH2PO4 | Carl Roth | 3904.1 | |
References
- Reuter, K., Schlatt, S., Ehmcke, J., Wistuba, J. Fact or fiction: In vitro spermatogenesis. Spermatogenesis. 2, 245-252 (2012).
- Hunter, D., Anand-Ivell, R., Danner, S., Ivell, R. Models of in vitro spermatogenesis. Spermatogenesis. 2, 32-43 (2012).
- Zizzi, A., et al. fluorescent protein as indicator of nonviral transient transfection efficiency in endometrial and testicular biopsies. Microsc. Res. Tech. 73, 229-233 (2010).
- Williams, R. S., et al. Introduction of foreign genes into tissues of living mice by DNA-coated microprojectiles. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 2726-2730 (1991).
- Bockmann, R. A., de Groot, B. L., Kakorin, S., Neumann, E., Grubmuller, H., Kinetics, statistics, and energetics of lipid membrane electroporation studied by molecular dynamics simulations. Biophys. J. 95, 1837-1850 (2008).
- Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J. Vis. Exp. (47), (2011).
- Brinster, R. L., Avarbock, M. R. Germline transmission of donor haplotype following spermatogonial transplantation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91, 11303-11307 (1994).
- Schlatt, S., Von, S. V., Schepers, A. G. Male germ cell transplantation: an experimental approach with a clinical perspective. Br. Med. Bull. 56, 824-836 (2000).
- Walantus, W., Castaneda, D., Elias, L., Kriegstein, A. In utero intraventricular injection and electroporation of E15 mouse embryos. J. Vis. Exp. (6), (2007).
- Matsui, A., Yoshida, A. C., Kubota, M., Ogawa, M., Shimogori, T. Mouse in utero electroporation: controlled spatiotemporal gene transfection. J. Vis. Exp. (54), (2011).
- Blackshaw, S. In vivo electroporation of developing mouse retina. J. Vis. Exp. (52), (2011).
- Yomogida, K., Yagura, Y., Nishimune, Y. Electroporated transgene-rescued spermatogenesis in infertile mutant mice with a sertoli cell defect. Biol. Reprod. 67, 712-717 (2002).
- Ryoki, S., Park, H., Ohmori, Y., Shoji-Tanaka, A., Muramatsu, T. An integrase facilitates long-lasting foreign gene expression in vivo in mouse spermatogenic cells. J. Biosci. Bioeng. 91, 363-367 (2001).
- Umemoto, Y., et al. Gene transfer to mouse testes by electroporation and its influence on spermatogenesis. J. Androl. 26, 264-271 (2005).
- Muramatsu, T., Shibata, O., Ryoki, S., Ohmori, Y., Okumura, J. Foreign gene expression in the mouse testis by localized in vivo gene transfer. Biochem. Biophys. Res. Commun. 233, 45-49 (1997).
- Hibbitt, O., et al. In vivo gene transfer by electroporation allows expression of a fluorescent transgene in hamster testis and epididymal sperm and has no adverse effects upon testicular integrity or sperm quality. Biol. Reprod. 74, 95-101 (2006).
- Yamazaki, Y., Yagi, T., Ozaki, T., Imoto, K. In vivo gene transfer to mouse spermatogenic cells using green fluorescent protein as a. J. Exp. Zool. 286, 212-218 (2000).
- Dhup, S., Majumdar, S. S. Transgenesis via permanent integration of genes in repopulating spermatogonial cells in vivo. Nat. Methods. 5, 601-603 (2008).
- Huang, Z., et al. In vivo transfection of testicular germ cells and transgenesis by using the mitochondrially localized jellyfish fluorescent protein gene. FEBS Lett. 487, 248-251 (2000).
- Majumdar, S. S., et al. A method for rapid generation of transgenic animals to evaluate testis genes during sexual maturation. J. Reprod. Immunol. 83, 36-39 (2009).
- Yomogida, K., Yagura, Y., Tadokoro, Y., Nishimune, Y. Dramatic expansion of germinal stem cells by ectopically expressed human glial cell line-derived neurotrophic factor in mouse Sertoli cells. Biol. Reprod. 69, 1303-1307 (2003).
- Ike, A., et al. Transient expression analysis of the mouse ornithine decarboxylase antizyme haploid-specific promoter using in vivo electroporation. FEBS Lett. 559, 159-164 (2004).
- Gonzalez-Gonzalez, E., Lopez-Casas, P. P., Del, M. J. Gene silencing by RNAi in mouse Sertoli cells. Reprod. Biol. Endocrinol. 6, 29 (2008).
- Tang, H., Kung, A., Goldberg, E. Regulation of murine lactate dehydrogenase C (Ldhc) gene expression. Biol. Reprod. 78, 455-461 (2008).
- Yomgogida, K. Mammalian testis: a target of in vivo electroporation. Dev. Growth Differ. 50, 513-515 (2008).
- Hayes, K. E., et al. An Evaluation of Analgesic Regimens for Abdominal Surgery in Mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 6, 18-23 (2000).
