Introduction
El pez cebra (Danio rerio) es una pequeña especie de teleósteos originarios de la India, que es un organismo modelo útil para conductual 1 y 2,3 médicos de investigación. El pez cebra también se utilizan comúnmente en el ensayo de diversas sustancias farmacológicas con el fin de caracterizar su impacto en el comportamiento. Varias dosis y programas de administración de drogas se han utilizado para investigar el comportamiento del pez cebra después de la administración de compuestos tales como estimulantes, ansiolíticos 4 5 y etanol 6-8.
Nuestro laboratorio ha investigado los efectos de los diferentes programas de administración de etanol sobre la ansiedad pez cebra y la locomoción en la luz / oscuridad ensayo bien validado 9, 20, también se conoce comúnmente como el ensayo scototaxic. Un nuevo método de administración de etanol fue desarrollado para aumentar la eficiencia para la administración repetitiva, diariamente durante un largo período de tiempo (21 días) 6 10-12. Si bien este método es ampliamente aceptada, redes pez cebra puede aumentar la variabilidad en el tiempo necesario para introducir y eliminar el pescado de la solución de fármaco. Por lo tanto, la exposición exacta para el compuesto de interés puede variar en el transcurso de un experimento con dosificación repetida. Un método que reduce las fuentes de error generados por la variabilidad en los tiempos de transporte es por lo tanto deseable. Con nuestro método somos capaces de mover todos los peces de forma simultánea, lo que resulta en el tiempo de dosificación idéntica en cada pez. Después de la exposición de etanol (que se describe aquí), el pez cebra se puede probar en cualquier number de ensayos de comportamiento, entre ellos los que evalúan la ansiedad. Dosificación grupos de peces utilizando el nuevo método tiene usos prácticos más allá de la capacidad de replicar y estandarizar la dosificación entre sujetos y entre los grupos de peces con precisión. La llegada de un nuevo software que permite el seguimiento de los peces múltiple a la vez puede ver investigadores utilizan nuestros métodos para garantizar la replicabilidad y la precisión en sus experimentos. Teniendo en cuenta el amplio uso del pez cebra como organismo modelo para la neurociencia conductual, este método aumentará la eficiencia y la practicidad en el futuro los estudios farmacológicos.
En el actual paradigma, un programa de dosificación repetida fue empleado que refleja aproximadamente horarios beber humanos. Los peces fueron asignados aleatoriamente a uno de tres grupos: control, diario-moderada, o semanal-compulsivos. El horario de dosis fue de 21 días de duración, elegido porque superó significativamente los tiempos de exposición en estudios previos 7. Peces de control recibió cero alcohol, pescado al día de moderada recibió 0,2% de alcohol una vez por día, y el pescado semanal-atracón recibió 1,4% de alcohol una vez por semana. La tarea de luz / oscuridad se utilizó para evaluar la ansiedad después de 2 días de abstinencia. Esta es una prueba relativamente simple de administrar que utiliza una arena rectangular en el que las paredes en un lado son de color blanco y en el otro lado son de color oscuro 9. Pez cebra adulto robustamente prefieren el lado oscuro de la arena bajo condiciones de control 6,9,13. El aumento de la ansiedad se define operacionalmente como significativamente más tiempo de permanencia en la zona oscura, y la disminución de la ansiedad se puede suponer cuando el pez pasa relativamente más tiempo de permanencia en la zona de luz. Con el software de seguimiento de movimiento, otras variables informativas también se pueden cuantificar, incluyendo velocidad media, la inmovilidad, meandros, y la zona de transiciones 14.
El método de dosificación desarrollado en nuestro laboratorio puede aplicarse a cualquier investigación en el que los compuestos solubles en agua se administran a uno o más zebrafish. Muchos otros agentes farmacológicos que pueden beneficiarse de esta metodología en la actualidad se están probando en el pez cebra. Comúnmente compuestos ensayados incluyen la nicotina, clordiazepóxido, buspirona, y escopolamina, que se disolvió en una manera similar a etanol; mezclando la cantidad apropiada de la sustancia química en el agua. Por lo tanto, el alcance general de este procedimiento es mucho más amplio y no limitado a etanol. Además, después de la dosificación con fármacos para múltiples días, la tarea luz / oscuridad es sólo una de las muchas pruebas de comportamiento que podrían emplearse. Después de la administración de drogas o durante la retirada, otros ensayos populares que se pueden utilizar incluyen la prueba de buceo tanque de novela 15 y las pruebas de comportamiento social, tales como shoaling 16. El siguiente procedimiento se esbozarán un método eficiente de transferir repetidamente grupos de peces o peces individuales en soluciones que contienen un compuesto farmacológico de interés. Además, el proceso de las pruebas de la ansiedad con la prueba de luz / oscuridaden grupos de peces que están en retirada después de ser expuesto a largos horarios de la administración de alcohol se describirá.
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Protocol
Todos los procedimientos y pruebas de comportamiento fueron aprobados por la Junta de Ética de Experimentación Animal de la Universidad de MacEwan con el número de protocolo 11/06/12, que está en cumplimiento con el Consejo Canadiense para las directrices del Cuidado de Animales para el cuidado y uso de animales de experimentación.
1. Preparar tanques de dosificación, soluciones y Horario Administración
- Preparar un programa de administración de tal manera que los animales se dosifican en el mismo entorno y durante la misma hora del día para evitar cualquier confunde de tiempo o de empuje a los estímulos visuales.
- Obtener la mayor cantidad, 1,5 L, tanques de desove polipropileno claras idénticas como sea necesario para el número de tamaños de los grupos. Use grupos de 8 peces por tanque, lo que permite 2 grupos de peces a ensayar por día más tarde en el procedimiento (ver paso 3). Utilice un tanque de retención y un tanque de dosificación por grupo (2x número total de grupos).
- Coloque 400 micras inserciones de desove en todos los tanques de almacenamiento. Fenfermos los tanques con agua de hábitat o agua de ósmosis inversa a la temperatura correcta (para el pez cebra, 25-28 ° C) que sea consistente con los peces de temperatura son normalmente alojados en.
NOTA: No puede haber interacciones químicas no deseadas entre algunos medicamentos y los componentes químicos del agua tamponada hábitat. En esta situación, utilizar agua de ósmosis inversa tamponada con sales mínimas o ninguna acuario para la administración de fármacos, así como para los grupos de control. - Asegúrese de que los tanques se encuentran en un ambiente neutral para evitar el pescado acondicionado a los estímulos visuales externos durante la dosificación.
- Coloque 400 micras inserciones de desove en todos los tanques de almacenamiento. Fenfermos los tanques con agua de hábitat o agua de ósmosis inversa a la temperatura correcta (para el pez cebra, 25-28 ° C) que sea consistente con los peces de temperatura son normalmente alojados en.
- Preparar la solución de fármaco. Mezcle la cantidad apropiada de la droga con agua hábitat en los tanques de desove. Preparar la solución de etanol al 0,2% mediante la combinación de 3 ml de un etanol de alto grado (95% de etanol no desnaturalizado) con 1497 ml de agua. Preparar la solución de etanol al 1,4% mediante la combinación de 21 ml de etanol con 1479 ml de agua.
2. Compensación de Pesca y EtProcedimiento Administración Hanol
- Pescado con cuidado neto de sus tanques de hábitat y la transferencia en el tanque de retención adecuado que contiene el inserto de desove. Lo ideal sería que albergar a los peces en el inserto de desove para eliminar la compensación total.
- Con todos los peces en sus respectivos tanques de almacenamiento, levante suavemente el desove insertar fuera del tanque de retención y colocarlo en el depósito de solución de fármaco apropiada (Figura 1A).
- Registre el tiempo de dosificación según sea necesario. Utilice 30 min en la solución de etanol para el procedimiento descrito aquí.
- Si es posible, tener asistentes ayudan con la transferencia de todos los grupos experimentales para la solución de fármaco simultáneamente para garantizar el tiempo de dosificación precisa. Por otra parte, la transferencia de un grupo a la vez y hacer un seguimiento de la dosificación veces (Figura 1A) grupos individuales.
- Al final del período de dosificación requerida, quitar el pescado de la solución de etanol levantando cuidadosamente el inserto de desovede la solución de fármaco y colocando suavemente de nuevo en el tanque de retención.
- Suavemente neta a los peces en los tanques de almacenamiento y colocarlos de nuevo en su hábitat hasta la próxima vez que la dosificación programada, o coloque el desove insertar de nuevo en el tanque de retención para eliminar la compensación.
- Como se mencionó anteriormente, si es posible dentro de los parámetros de equipo de alojamiento de los animales, la casa de los animales en el mismo tanque y el inserto de desove que se utiliza como el tanque de retención. Esto eliminará la compensación por completo durante el proceso de administración.
3. Pruebas de Comportamiento
- Obtener una luz / arena oscuro 9,5 cm de ancho por 55 cm de largo y 9,5 cm de profundidad con un piso impermeable blanco (Figura 1B). Coloque papel no reflectante impermeable blanco y negro a las paredes interiores de la arena usando velcro, con la mitad de la arena cubierta en blanco y negro en medio cubierto. Llenar la arena hasta una profundidad de 5 cm con agua hábitat a una temperatura de 25-28 ° C. Maintain esta temperatura durante toda la prueba.
- Minimalize estímulos visuales externas mediante la construcción de un recinto blanco de tres lados de la arena que se encuentra en. Asegúrese de que el área de pruebas tiene difusa iluminación cenital que no causa reflejos en la superficie del agua, sin embargo, es lo suficientemente brillante para el software de seguimiento de movimiento, o post cuantificación manual de -hoc a partir de imágenes de vídeo.
- Coloque la arena en el recinto y configurar los parámetros de grabación y análisis de movimiento del software de seguimiento de la conducta. Establezca la duración del ensayo a 5-15 minutos, dependiendo de la pregunta de investigación.
NOTA: En este caso, hemos utilizado 5 min. - Transportar el grupo de peces a ensayar para el área de investigación en el tanque de hábitat y colocarlos fuera del recinto de la arena. Aclimatar a los peces durante 10 minutos.
- Un pez con cuidado neto del grupo y el lugar adecuado en el centro de la luz / arena oscura, asegurándose de liberar a los peces cuando se coloca paralela al eje largo de la arena para evIdentificación del sesgar el pescado a la luz o de la zona oscura.
- Comience comportamiento a grabar inmediatamente después de soltar al animal. Esté atento a cualquier problema de software con el seguimiento de los peces o de peces saltando o congelación. Gire la arena 180 ° después de la mitad de los sujetos se ha probado para prevenir cualquier confunde debido a los sesgos resultantes de qué extremo de la arena está orientada hacia el extremo abierto de la caja.
- Después de que el juicio ha terminado, suavemente red y eliminar el pescado de la arena a un tanque de almacenamiento o depósito de hábitat.
4. Análisis
- Examine el tiempo dedicado a la luz frente a las zonas oscuras. Para cada grupo y cada uno de los peces, obtenga el tiempo relativo transcurrido en las zonas claras y oscuras y analizar el uso de una muestra de t-test (o prueba de Wilcoxon para datos no paramétricos; diferencia de (la mitad del tiempo total de prueba) 150 seg) para determinar si los grupos prefieren significativamente un área sobre el otro.
- Para comparar las preferencias, calcular una prefeíndice rencia restando el tiempo pasado en la zona de luz desde el tiempo pasado en la zona oscura y comparar las diferencias entre grupos. pruebas t- se puede utilizar para comparar dos grupos. Comparación de varios grupos con un solo sentido el análisis de varianza utilizando el test post hoc de Tukey HSD cuando sea necesario (o prueba de Kruskal-Wallis con comparaciones múltiples de Dunn test post hoc de los datos no paramétricos).
- Comparar la velocidad, número de transiciones de zona, serpenteantes, y la inmovilidad en todos los grupos. Utilice solo sentido el análisis de varianza utilizando el test post hoc de Tukey HSD cuando sea necesario (o prueba de Kruskal-Wallis con comparaciones múltiples de Dunn test post hoc de los datos no paramétricos).
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Representative Results
Para mantener la precisión y el control en estudios farmacológicos con el pez cebra es importante el tiempo de la duración de la administración de etanol consistentemente y con precisión como se describe anteriormente. Nuestro procedimiento puede aumentar la facilidad y el rendimiento del procedimiento de dosificación. La administración de etanol en la fecha prevista o bien un binge-semanal o diaria de moderada resultó en niveles alterados de ansiedad, medida con el / test oscuro luz, en comparación con los controles. Cuando se someta a dos días después de la última dosis, el pez cebra en el grupo de control (que no recibieron alcohol, pero aún así se trasladó a los tanques de dosificación) muestra el patrón esperado de comportamiento, con el gasto de los peces de control significativamente más tiempo en el lado oscuro de la Arena ( Figura 2A) similar al pez cebra ingenua en otros estudios 6,9,13. Peces en el grupo de borrachera semanal no mostró preferencia por zonas, ya sea la luz u oscuras en la tarea cuando se prueba dos días después de su última administración de etanol (Figura 2B (Figura 2C); en contraste con el grupo control. El índice de preferencia indicó una diferencia significativa entre el control y los grupos de diario-moderadas (Figura 2D). No hubo diferencias significativas en la velocidad de natación, o la inmovilidad entre los grupos (Tabla 1), y por lo tanto, este efecto no fue debido a un déficit motor en el pescado.
Figura 1:. Procedimiento de Transferencia y el / Arena Oscura Luz Estas fotos ilustran el procedimiento de transferencia (A) En primer lugar, los peces se encuentra en el depósito de la transferencia (a la izquierda).. Dosificación del tanque que contiene el etanol es la foto (a la derecha). (BC) Mover los peces del tanque de transferencia a la solución de etanol requiere la researcher para levantar la pieza de inserción de desove fuera del tanque de transferencia y en el depósito de solución de etanol. (D) La luz / arena oscuro como ilustración, midiendo 9,5 cm de ancho por 9,5 cm de profundidad y 55 cm de largo. Se utiliza suelos blancos, junto con las paredes negras en medio de la arena (izquierda) y paredes blancas en la otra mitad, la creación de una luz y zona oscura.
Figura 2: Los resultados representativos y trackplots de procedimiento de dosificación de etanol en tres grupos de pez cebra después de 2 días derecha del retiro. (A) Un trackplot representante de una sola trayectoria de movimiento del pez cebra de control a lo largo de los 5 min de luz / oscuridad de prueba. A continuación es el mismo trackplot pez cebra representado como un mapa de calor, que es una representación de color de movimiento pez cebra durante todo el ensayo, basado en el tiempo de los peces pasó en la ubicación representada por cada píxel. (B) A represtrackplot repre- de un solo pez cebra del grupo semanal de borrachera durante todo el 5 min de luz / oscuridad tarea. A continuación se muestra el mapa de calor desde el mismo pez cebra. (C) Un trackplot representante de un solo movimiento del pez cebra-diario moderado a lo largo de los 5 min de luz / oscuridad de prueba. A continuación se muestra el mapa de calor desde el mismo pez cebra. (D) se calculó el índice de preferencia para todos los grupos por el tiempo pasado en la zona de luz de tiempo de permanencia en la zona oscura de restar. Los números negativos indican preferencia por la zona oscura. Los números positivos indican preferencia por la zona de luz. Los resultados indican una diferencia significativa en la preferencia entre el control y los grupos diaria de moderadas a los 2 días del retiro * p <0,05 (ANOVA de una vía). Tenga en cuenta también hay una preferencia significativa para la oscuridad en el grupo control, p <0.05 (una muestra t-test, diferencia desde 0), y una preferencia significativa por la luz en el grupo de diario moderado, p <0.05 (una muestra <em> t-test, diferencia de 0). Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.
| Velocidad | Inmovilidad | |
| (Cm / seg) | (Seg) | |
| 2-Wd día | 2-Wd día | |
| Control (n = 13) | 9.1 ± 0.6 | 1,9 ± 0,6 |
| Binge (n = 14) | 9,8 ± 0,5 | 0,8 ± 0,2 |
| Crónica (n = 15) | 10,3 ± 0,5 | 2,5 ± 1,0 |
Tabla 1: la velocidad media y la inmovilidad durante la prueba de luz / oscuridad. La velocidad media de natación (cm / seg) y la inmovilidad (s) de un grupo representativo de pez cebra después de 2 días de abstinencia (media ± SEM). Aquí, no se encontraron diferencias significativas en la velocidad, ya sea o inmovilidad. Usado con permiso de Holcombe et al., (2013).
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Discussion
Estudios previos que implican la administración de fármacos en el pez cebra, simplemente se han basado en la compensación de pescado para transportarlos desde su tanque de casa en la solución de fármaco 12,16. Compensación no siempre es consistente y, a menudo toma más tiempo de lo esperado debido a la respuesta de escape del pez cebra, que tiene importante variabilidad individual. Métodos de transferencia tradicionales, aunque útiles, pueden mejorarse por la disminución de la cantidad de tiempo total de los peces pasan fuera del agua, así como la disminución de la cantidad de variabilidad en el tiempo de transferencia entre los animales. Además de mejorar la practicidad, este método da a los investigadores la capacidad para dosificar grandes grupos de peces simultáneamente en una solución para una cantidad precisa de tiempo. Los métodos anteriores requieren ya sea dosificar un solo pez, o el intento de producir neto conjunto grupos de peces de forma simultánea. El primero es lento y disminuye el rendimiento, mientras que el último es una tarea incómoda y difícil. Además, los sistemas de seguimiento de movimiento que cun evaluar el comportamiento de los peces múltiple a la vez puede beneficiarse de la precisión de este método. Pescado podría ser transferido directamente desde la inserción de desove en la arena shoaling, lo que garantizaría cerca de la exposición simultánea a la arena para todos los peces.
La utilización de este nuevo método produce resultados significativos cuando se implementa en tres grupos de pez cebra durante un período de 21 días. Peces de control no recibió el alcohol, pescado al día de moderada recibió una pequeña cantidad de alcohol una vez por día, y el pescado semanal-atracón recibió una gran dosis de alcohol una vez por semana durante el período de 21 días. En la tarea de luz / oscuridad, el procedimiento de dosificación no cambió la preferencia normal del pez cebra para la zona oscura en condiciones de control. Sin embargo, después de 2 días de abstinencia de etanol, el pez cebra en el grupo diario moderado prefiere la zona de luz de la Arena, una reversión de la preferencia. El análisis estadístico confirma un cambio significativo en la preferencia de zona. Es posible que la dosificación procedire resultado en etanol comportamiento de búsqueda debido a una preferencia de lugar condicionado (CPP), con el pescado búsqueda de etanol (un estímulo del apetito), y prefiriendo la zona blanca debido a su similitud relativa a la zona de dosificación brillante. La investigación reciente revela que CPP puede ocurrir en el pez cebra y en áreas donde el pez cebra se dosifican con etanol 17,18. Semanal de borrachera-pescado no mostró preferencia 2 días después de etanol, y aunque la evidencia sobre los mecanismos neuronales que explican este hallazgo es deficiente, es posible que las dosis infrecuentes pero grandes de alcohol puede dañar el cerebro, posiblemente dejando a los peces no pueden discriminar entre zonas.
Otra de las ventajas que este procedimiento de dosificación confiere a los investigadores es su generalización. Como se ha descrito, el procedimiento produce resultados claros y útiles en el pez cebra. Sin embargo, el procedimiento no se limita únicamente a pez cebra. Las restricciones en el procedimiento están relacionados con el tamaño y los límites de los tanques de dosificación, los animales y testing aparato, así como la capacidad para analizar los datos. Con el uso de software de seguimiento de movimiento, estudios recientes han investigado muchas variables adicionales a lo largo de un juicio. Blanca habituación evitación, cuadrados cruzados, habituación locomoción, la latencia a la zona blanca, la natación errática, thigmotaxis (tiempo pasado cerca de las paredes de la arena), y la evaluación de riesgos también se pueden cuantificar 14. Es concebible utilizar este procedimiento en otros organismos modelo, tales como peces de colores, que han sido utilizados anteriormente para investigar el papel de la tolerancia y la retirada 19. Los investigadores esperan para investigar los efectos de otros agentes farmacológicos o toxinas ambientales, el uso de otros ensayos de comportamiento u otros animales marinos o de agua dulce, también podrían utilizar esta metodología básica.
El uso de este protocolo es simple y eficaz. Sin embargo, si los resultados no son los esperados, considere la solución de problemas del sistema de movimiento de seguimiento para garantizar la recopilación de datos adecuada. Tracking debe ser suave y precisa a través de los ensayos. El sistema de seguimiento debe grabando el movimiento del cuerpo del centro de los peces en todo momento. Cualquier salto o movimiento errático del seguimiento salpican debido a los artefactos visuales, como reflejos de luz en ondas de agua, o la configuración de seguimiento inadecuados pueden confundir los resultados. Algunas discrepancias en los resultados pueden deberse a pequeñas diferencias en el diseño de entornos de arena o de dosificación. Para estar seguro de replicación, la arena debe ser como se describe, en particular con respecto a la utilización de un piso blanco para maximizar el seguimiento de la eficiencia en el pez cebra. Con otros peces que son de color más claro, un suelo oscuro se debe utilizar para ayudar en el seguimiento de movimiento. Del mismo modo, la dosificación a los peces en un ambiente que está libre de cualquier estímulo visual que podría sesgar los peces es extremadamente importante. Cualquier color distinto, patrón o matiz que es perceptible a los peces podrían confundir los resultados. Se recomienda un fondo de color claro neutral, similar a la que en el sistema de alojamiento. </ P>
Si bien es factible modificar este método cuando sea necesario para otras especies de peces, los resultados pueden variar en función de la luz innata / preferencia oscuro 20-21. También es importante tener en cuenta incluso el procedimiento descrito aquí todavía causa algo de estrés. Aunque la compensación se reduce significativamente, el procedimiento todavía implica un período muy corto de tiempo donde los peces deben estar fuera del agua, posiblemente la inducción de una respuesta de estrés. Ramsay y sus colegas encontró que el pez cebra 22 compensarse tenido por lo menos el doble de los niveles de cortisol en su cuerpo en comparación con aquellos que no fueron anotó. Desde el cortisol es una hormona ligada al estrés 11 esto puede alterar la respuesta de comportamiento que se mide. Si bien nuestro método reduce la compensación, que no lo elimina. Sin embargo, se da a los investigadores la oportunidad de eliminar la incidencia de la red si así lo desean por el pez cebra de la vivienda en los insertos de desove. Los estudios futuros deberían investigar si el uso de la Inser desovet para la transferencia de los peces puede disminuir la respuesta al estrés en relación con la compensación. Además, es de vital importancia para mantener los tiempos de dosificación precisos y transferir veces entre los grupos. Los cambios en la dosificación de los tiempos o las grandes diferencias en el tiempo pasado fuera del agua podría alterar los resultados. Para reducir los posibles efectos circadianos, es también fundamental para dosificar el pescado durante tiempos similares de la época. En el experimento actual peces fueron dosificados y probado 10 a.m.-2 p.m.. Réplica exacta y fiable de este procedimiento se basa en la repetición del protocolo con precisión.
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Disclosures
Los autores reconocen Josué Gallup para el uso de su equipo de fotografía utilizada para la Figura 1. Este trabajo fue apoyado por una subvención de Ingeniería de Investigación (NSERC) Canadá Descubrimiento Ciencias Naturales y (a TJH).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Three shelf benchtop housing system |  Aquatic Habitats |
N/A | |
| 1.5 L Spawning tank w/400 μm baffle | Aquatic Habitats |
N/A | |
| Pure Grain Ethanol | Luxco, INC |
N/A | |
| Ethovision XT Motion tracking software | Noldus Information Technology |
||
| Pipette | Eppendorf Canada |
||
| Light/Dark Arena | Custom | Construct as per procedure description. 9.5 cm wide, 9.5 cm deep, 55 cm long. |
References
- Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biological Reviews. 83 (1), 13-34 (2008).
- Langheinrich, U. Zebrafish: A new model on the pharmaceutical catwalk. BioEssays. 25 (9), 904-912 (2003).
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! Modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2337-2343 (2012).
- Miller, N., Greene, K., Dydinski, A., Gerlai, R. Effects of nicotine and alcohol on zebrafish ( Danio rerio) shoaling. Behavioural brain research. , (2012).
- Bencan, Z., Sledge, D., Levin, E. D. Buspirone, chlordiazepoxide and diazepam effects in a zebrafish model of anxiety. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 94 (1), 75-80 (2009).
- Holcombe, A., Howorko, A., Powell, R. A., Schalomon, M., Hamilton, T. J. Reversed Scototaxis during Withdrawal after Daily-Moderate, but Not Weekly-Binge Administration of Ethanol in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (5), (2013).
- Mathur, P., Guo, S. Differences of acute versus chronic ethanol exposure on anxiety-like behavioral responses in zebrafish. Behavioural Brain Research. 219 (2), 234-239 (2011).
- Dlugos, C., Rabin, R. Ethanol effects on three strains of zebrafish: model system for genetic investigations. Pharmacology Biochemistry and Behavior. , (2003).
- Maximino, C., et al. Scototaxis as anxiety-like behavior in fish. Nature Protocols. 5 (2), 209-216 (2010).
- Gerlai, R., Lee, V., Blaser, R. Effects of acute and chronic ethanol exposure on the behavior of adult zebrafish (Danio rerio). Pharmacology Biochemistry and Behavior. 85 (4), 752-761 (2006).
- Egan, R. J., et al. Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish. Behavioural brain research. 205 (1), 38-44 (2009).
- Gebauer, D. L., et al. Effects of anxiolytics in zebrafish: Similarities and differences between benzodiazepines, buspirone and ethanol. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 99 (3), 480-486 (2011).
- Serra, M. C., Mattioli, R. Natural preference of zebrafish (Danio rerio) for a dark environment. Braz J Med Biol Res. 32 (12), 1551-1553 (1999).
- Maximino, C., et al. Behavioral and neurochemical changes in the zebrafish leopard strain. Genes Brain Behav. 12 (5), 576-582 (2013).
- Levin, E. D., Bencan, Z., Cerutti, D. T. Anxiolytic effects of nicotine in zebrafish. Physiology & Behavior. 90 (1), 54-58 (2007).
- Gerlai, R., Chatterjee, D., Pereira, T., Sawashima, T., Krishnannair, R. Acute and chronic alcohol dose: population differences in behavior and neurochemistry of zebrafish. Genes, Brain and Behavior. 8 (6), 586-599 (2009).
- Mathur, P., Berberoglu, M. A., Guo, S. Preference for ethanol in zebrafish following a single exposure. Behavioural Brain Research. 217 (1), 128-133 (2011).
- Renninger, S. L., et al. Investigating the genetics of visual processing, function and behaviour in zebrafish. Neurogenetics. 12, 97-116 (2011).
- Crawshaw, L. I., et al. Tolerance and withdrawal in goldfish exposed to ethanol. Physiology & Behaviour. 87 (3), 460-468 (2006).
- Hamilton, T. J., Holcombe, A. Tresguerres, M.CO2-induced ocean acidification increases anxiety in rockfish via alteration of GABAA receptor functioning. Proceedings of the Royal Society B. , (2014).
- Ramsay, J. M., Feist, G. W., Varga, Z. M., Westerfield, M., Kent, M. L., Schreck, C. B. Whole-body cortisol response of zebrafish to acute net handling stress. Aquaculture. 297 (1-4), 157-164 (2009).
- Hamilton, T. J., Paz-Yepes, J., Morrison, R. A., Palenik, B., Tresguerres, M. Exposure to bloom-like concentrations of two marine Synechococcus cyanobacteria (strains CC9311 and CC9902) differentially alters fish behaviour. Conservation Physiology. 2 (1), (2014).
