Embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (MCAO) pour AVC ischémique avec homologues caillots sanguins chez les rats

Abstract

Cliniquement, la thérapie thrombolytique avec l'utilisation de l'activateur du plasminogène tissulaire recombinant (tPA) reste le traitement le plus efficace pour l'AVC ischémique aigu. Cependant, l'utilisation de tPA est limitée par la fenêtre thérapeutique étroite et par un risque accru de transformation hémorragique. Il est urgent de développer des modèles de temps appropriés pour étudier de nouveaux agents thrombolytiques et des stratégies pour le traitement de l'AVC ischémique. À l'heure actuelle, deux grands types de modèles d'AVC ischémiques ont été développés chez les rats et les souris: intraluminale suture OACM et embolique OACM. Bien que les modèles MCAO via la technique de suture intraluminale ont été largement utilisés dans la recherche de la course mécanisme axé, ces modèles de suture n'imitent pas la situation clinique et ne sont pas adaptés pour les études thrombolytiques. Parmi ces modèles, le modèle OACM embolique imite étroitement AVC ischémique humaine et est adapté pour enquête préclinique d'un traitement thrombolytique. Ce modèle embolique été d'abord développé chez le rat par Overgaard et al. ¹ en 1992 et caractérisé en outre par Zhang et al., en 1997 ^2. Bien embolique OACM a gagné plus d'attention, il ya des problèmes techniques rencontrés par de nombreux laboratoires. Pour répondre aux besoins croissants en matière de recherche thrombolytique, nous présentons un modèle hautement reproductible de embolique OACM chez le rat, qui peut se développer un volume de l'infarctus prévisible dans le territoire de l'ACM. En bref, un tube de PE-50 modifié est doucement avancé à partir de l'artère carotide externe (ECA) dans la lumière de l'artère carotide interne (ICA) jusqu'à ce que la pointe du cathéter atteigne l'origine de la MCA. Par le cathéter, un seul caillot de sang homologue est placé à l'origine de la MCA. Pour déterminer le succès d'occlusion de la MCA, le débit sanguin cérébral régional a été contrôlée, des déficits neurologiques et des volumes d'infarctus ont été mesurées. Les techniques présentées dans le présent document devraient aider les chercheurs à surmonter les problèmes techniques pour la création de ce modèle pour la recherche de la course. </ P>

Introduction

L'AVC est la troisième cause de décès aux États-Unis, mais les options de traitement de l'AVC aigu reste limitée. À l'heure actuelle, l'injection intraveineuse de l'activateur du plasminogène tissulaire recombinant (tPA) à dissoudre les caillots de sang est le traitement le plus efficace pour un AVC ischémique aigu. Cependant, l'utilisation de tPA est limitée par la fenêtre thérapeutique étroite et par un risque accru d'hémorragie intracérébrale. Par conséquent, un modèle de course adapté à la recherche thrombolytique est urgent.

L'artère cérébrale moyenne (MCA) est l'artère occluse le plus souvent dans la course chez les humains. Axé sur cette artère, de nombreux modèles animaux d'AVC ischémique ont été mis en place. À l'heure actuelle, deux grands types de rongeurs focal modèles d'ischémie par occlusion MCA ont été développés: suture modèle OACM et embolique OACM modèle. Bien que les modèles MCAO via la technique de suture intraluminale ont été largement utilisés dans la recherche de la course mécanisme axé, ces modèles de suture ne le font pasaccident vasculaire cérébral humain imiter, car jusqu'à 80% des AVC sont causés par des droits de thrombose ou d'embolie. Cependant, le modèle de embolie utilisant des caillots de sang imite étroitement course humaine et est considéré comme approprié pour l'étude thrombolytique. Ce modèle embolique a été d'abord développé chez le rat par Overgaard et al. ¹ en 1992 et caractérisé en outre par Zhang et al., En 1997 ² et par Dinapoli et al., En 2006 ^3. Bien embolique OACM a attiré l'attention de plus en plus, il ya des problèmes techniques rencontrés par de nombreux laboratoires.

Dans cet article, nous démontrons une méthode standard pour la production embolique OACM avec des caillots de sang homologue chez le rat adulte, qui peuvent se développer un infarctus prévisible dans le territoire de l'ACM. Les techniques présentées dans cet article devraient aider les chercheurs à surmonter les problèmes techniques pour la création de ce modèle pour la recherche de la course.

Protocol

Déclaration éthique: adultes rats Sprague-Dawley mâles (pesant 330-380 g) ont été utilisés dans ce protocole. Ce protocole a été approuvé par le Comité institutionnel de protection des animaux et l'utilisation (IACUC) à la LSU Health Science Centre-Shreveport et est en conformité avec le «Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire de (huitième édition, National Academy of Sciences, 2011 ).

1 Préparation de modification PE-50 Tube

1. Tenir un long tube PE-50 de 30 cm au-dessus d'un feu de gaz par les mains, adoucir progressivement le tube. Étirez délicatement le tube.
2. Sélectionnez un point sur ​​le tube étiré en utilisant un compas numérique (Figure 1), marquer et couper le PE-tube de 50 modifié en un segment de 25 cm avec une longue pointe de 1 cm (diamètre extérieur: 0,30 à 0,34 mm).

2 Préparation des homologues caillots sanguins

1. Anesthésier le rat avec de l'isoflurane (5% pour l'induction, l'entretien de 2-3%) dans 70% de N ₂ O et 30% O <sub> 2 par un masque avant la collecte de sang. Confirmez l'anesthésie par une pincée de pointe.
2. Effectuer fémorale cathétérisme artériel d'un rat des bailleurs de fonds avec la méthode publiée le ⁴ et le transfert de sang de l'artère fémorale directement dans un 20 cm de long PE-50 tube. Placer le tube pendant 2 heures à la température ambiante à un caillot de sang, puis conserver le tube pendant 22 heures à 4 ° C. Remarque: Le cathétérisme est réalisée en utilisant une technique aseptique, comme décrit dans l'étape 3.1. Le rat des bailleurs de fonds est récupérée pour d'autres échantillonnages.
3. Couper le tube PE-50 en 50 mm segments et débusquer le caillot du tube dans une boîte de Pétri stérile contenant une solution saline normale.
4. Transférer les 50 mm de long dans un caillot de 60 mm de long 10 PE-tube et connecter chaque extrémité de tube PE-10 à 20 cm de long PE-50 tube relié à une seringue ml contenant une solution saline normale avec aiguille 23 G (figure 2) .
5. Déplacer le caillot par mouvement alternatif continu d'une seringue à l'autre pendant 5 minutes, ce qui peut éliminer les cellules sanguines à partir dele caillot et de réduire la fragilité du caillot coagulé extravasculaire, sans perturber le noyau de fibrine.
6. Couper le caillot dans un long segment de 40 mm et de transférer le segment de caillot dans un PE-50 cathéter modifié comme décrit dans l'étape 1.2 dans des conditions aseptiques. Note: Tous les tubes de PE est stérilisé à l'oxyde d'éthylène.

3. embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (figure 3A, B)

1. Stériliser tous les instruments chirurgicaux par autoclavage (minimum 121 ° C, 15 PSI, pendant 15 min). Désinfectez la table d'opération et du matériel chirurgical associé en utilisant 70% d'éthanol.
2. Anesthésier le rat avec de l'isoflurane comme décrit dans l'étape 2.1. Testez la profondeur de l'anesthésie en effectuant une pincée de pointe sur les deux pieds arrière, et tout mouvement observé (retrait de la patte) indique que l'animal n'est pas suffisamment anesthésié à faire de la chirurgie. Appliquez une petite quantité de pommade vétérinaire sur les deux yeux pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie. Raser la fourrure sur le col et la tête re ventralerégions avec une tondeuse électrique pour exposer les zones de la peau.
3. Placez le rat en position couchée sur un coussin chauffant. Insérer une sonde rectale, de contrôle et de maintenir la température du corps entre 36,5 à 37,5 ° C en utilisant une unité de commande de couverture homéotherme.
4. Désinfectez la peau rasée et fourrure de 10% povidone-iode, suivie par 70% d'éthanol.
5. Faire une incision médiane de 2 cm de long sur le col sous un microscope à dissection. Utilisez écarteurs pour exposer le champ opératoire et disséquer le droit commun artère carotide (CCA), l'artère carotide externe (CEA), l'artère carotide interne (ACI), et ptérygopalatine artère (PPA) gratuit de nerfs environnants et le fascia (figure 3A). Remarque: Avant la chirurgie, changer de gants stériles si aucun assistant aide à préparer l'animal.
6. Disséquer le CCA libre des nerfs environnants (sans nuire à l'nerf vague) et placer une suture de soie 5-0 stérile dans l'artère. Faire un nœud coulant (n ° 1) et de saisir le fil de suture à l'aide d'un petit hemostat et tirez enseigné vers le corps.
7. Disséquer le CEA et ses deux branches, l'artère occipitale (OA) et l'artère thyroïdienne supérieure (STA). Coaguler deux branches à l'aide d'une unité électrique de vétérinaire. Placez deux morceaux de stériles 6-0 sutures de soie sous la CEA.
8. Séparer les deux soies placées sous l'artère, une pièce de direction de la tête (extrémité distale) et l'autre vers le corps. Attachez une ligature serrée (n ° 2) sur le côté le plus proche de la tête, saisir la soie avec de petites pinces hémostatiques et tirer enseigné vers la tête. Préparer un noeud lâche (n ° 3) avec l'autre soie pour une utilisation ultérieure.
9. Disséquer la CIA et du PPA les nerfs environnants (sans nuire à l'nerf vagal). Attachez le PPA avec une suture 6-0 (# 4). Faire un nœud coulant avec 6-0 suture autour de l'ICA (n ° 5). Alternativement, couper le ICA à l'aide d'un clip microvasculaire.
10. Découpez un petit trou (moitié à travers) dans le CEA entre le serré (# 2) et en vrac (# 3) ligatures avec des ciseaux à ressort Vannas de style. Insérez le PE-50 modifié baignoiree contenant un caillot de sang dans l'incision et l'avance à la bifurcation de la CCA. Serrer la ligature lâche (n ° 3) autour de la lumière juste assez pour obtenir préserver la mobilité du tube à demeure.
11. Coupez le CEA sur le site de petit trou pour libérer le moignon et la position de la souche en dessous de la bifurcation de la CEA et de l'ICA; ce qui permettra le tube modifié glisser facilement dans l'ACI. Ouvrez la CIA et de faire avancer doucement le tube de la lumière de la CEA dans le ICA jusqu'à la pointe du cathéter atteint l'origine de la MCA (~ 17 mm de la bifurcation). Remarque: Avant d'insérer le bout de tube dans le CEA, stérile la surface extérieure du tube avec 70% d'éthanol, puis laver avec du sérum physiologique stérile.
12. Injecter le caillot à travers le cathéter PE-50 modifié avec 10 ul de solution saline plus de 10 secondes en utilisant une seringue Hamilton de 100 pi (figure 3B).
13. Retirer le cathéter de la CEA 5 minutes plus tard. Attachez le CEA et rouvrir CCA. Suturer l'incision dans le cou.

4. surveillance régionale du débit sanguin cérébral (DSCr)

1. Avant l'occlusion de la MCA, faire une longue incision de 1,2 cm de la ligne médiane dans le cuir chevelu afin d'exposer l'os du crâne. Retirez les tissus sur l'os du crâne avec un grattoir dentaire et les swaps de coton stérile. Remarque: Avant la chirurgie, la zone du cuir chevelu exposé et fourrure de sont désinfectés avec 10% de povidone-iode, suivie par 70% d'éthanol.
2. Percer un trou de diamètre de fraise de 1,5 mm située à 2 mm et 5 mm postérieur au bregma latérale en utilisant une fraise sphérique en acier inoxydable de 0,7 mm (figure 4).
   REMARQUE: Gardez la dure-mère intacte.
3. Placer la sonde de 0,5 mm au-dessus de la surface de la dure-mère. Surveiller le débit sanguin cérébral à 0 (niveau de référence), 5, 15, 30, 60, 90 et 120 minutes après l'embolisation et continuer à 5, 15, 30, 45, et 60 minutes après l'administration intraveineuse de tPA. Après la dernière mesure du débit sanguin cérébral, l'incision du cuir chevelu est fermée par suture. Remarque: Avant de cou incision nous mesurer DSCr comme base avant MCA Occlusion. Poster MCA occlusion nous mesurer DSCr après la fermeture de suture de l'incision du cou. Ainsi, l'incision du cou est maintenu stérile.

Soins 5. post-opératoire

1. Injecter 2,5 ml de solution saline sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et injecter Buprenex (0,05 mg / kg, SC) immédiatement après la chirurgie et tous les 6-12 heures comme nécessaire pour soulager la douleur.
2. Arrêtez l'isoflurane. Placez le rat dans une chambre de récupération vétérinaire 37 ° C (garder au chaud des animaux) et de garder observation. Il faut généralement 10 min pour le rat de récupérer de l'anesthésie. Ensuite, mettre l'animal dans une cage stérilisé, placer un peu de nourriture mouillée dans une boîte de Petri dans la cage, et retourner la cage à la salle de stérilisation des animaux.
3. 24 heures après l'accident vasculaire cérébral, euthanasier le rat avec une overdose de pentobarbital de sodium (100 mg / kg de poids corporel, IP).

6. neurologique déficit Score

1. Effectuer le score Bederson avant et à 2 heures après l'embolisation. Utilisez un classement scale de 0-3 comme décrit précédemment ^5: 0, augmenter le rat par la queue, l'animal étendant les deux pattes avant sur ​​le sol et ne présentant pas d'autres déficits (mouvement normal); 1, portant le rat par la queue, fléchir la patte antérieure controlatérale; 2, diminution de la résistance à poussoir latéral (et des membres antérieurs flexion) sans indirecte; 3, le même comportement que de grade 2 avec des cercles.
   NOTE: Les rats montrant Bederson score = 0 (pas de déficit) à 2 h après l'embolisation sont exclus de l'étude.

Representative Results

Laser Doppler (LDF) a été utilisé pour surveiller DSCr pendant l'induction de l'ischémie cérébrale ^6,7. Beaucoup de laboratoires, y compris notre laboratoire ont utilisé DSCr pour identifier les animaux avec succès occlusion MCA, mais les seuils de référence varient entre les laboratoires qui sont liés au site de mesure. La sonde de la LDF est positionné à 2 mm en arrière et latéralement par rapport à 5 mm du bregma, comme décrit précédemment ^6. DSCr a été contrôlée à 0, 5, 15, 30, 60, 90 et 120 min après l'injection du caillot. Sur la base de ces données, seuls les animaux qui présentent une réduction du débit sanguin cérébral> 70% de la ligne de base sont considérés comme réussie occlusion embolique de la MCA (figure 5). A 2 heures après l'injection de caillot, une dose de rat de type TPA (10 mg / kg) a été administré par voie intraveineuse ^{de 7,8} à 10% d'un bolus et en perfusion continue de 90% sur 30 min en utilisant une seringue de ^7,8 pompe à perfusion. Nous avons observé que les niveaux rCBF increas progressivemented à> 70% de la ligne de base dans les 30 minutes de traitement tPA (figure 5).

À 24 h après l'embolisation, les animaux ont été euthanasiés et perfusées par voie transcardiaque avec 200 ml de PBS pour éliminer le sang intravasculaire. Des études antérieures ^2,3,7,8 et nos données (Figure 6) ont montré infarctus tissulaires nettement plus importantes produites à 24 h après l'embolisation. Les cerveaux ont été rassemblés et emmenés photos. Dans le groupe traité à la solution saline, le caillot sanguin a été facilement visualisées à l'origine de la MCA et ACA, mais le caillot a été presque complètement dissoute dans le groupe traité par le tPA (figure 6A). Après cela, le cerveau a été découpé en sept sections coronales de 2 mm avec une matrice de cerveau de rat sur de la glace. Incuber les tranches de cerveau de 2% de chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) à 37 ° C pendant 30 min ^9,10. Après coloration au TTC, les coupes coronales ont été placés sur un plateau et on les photographie (Figure 6B). La zone de inf Arction dans chaque tranche est déterminée par le système d'analyse d'image informatisée (National Institutes of Health image), et le volume d'infarctus moyen a été calculé en multipliant la distance entre les sections. Ce modèle de course embolique produit infarctus du tissu dans le territoire de l'ACM comme on le voit dans le néocortex et le striatum régions (figure 6B). Reperfusion précoce a été établi par l'administration intraveineuse de t-PA à deux heures après l'embolisation, les volumes des infarctus ont été réduits de manière significative dans le groupe tPA-traitée (229,1 ± 45,7 mm ^3, n = 12) par rapport au groupe de solution saline traitée (394,2 ± 68,2 mm ^3, n = 9) (P <0,01). Le taux de mortalité de 24 heures est de 16% (4/25).

Figure 1: Mesure du diamètre extérieur du tube PE-50 modifié en utilisant un pied à coulisse numérique.

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Figure 2: Lavage caillot de sang dans un tube en PE-10. Le caillot sanguin a été lavée par alternatif poussant les deux seringues reliées à l'extrémité de tuyau en PE-50.

Figure 3 (A) schéma de rat simplifié hémisphère droit isolé artères montrant sutures successives pour préparer l'introduction de modification de PE-50 tube. (B) Schéma de l'architecture artérielle dans le cerveau de rat, et le cathéter avancé de la CEA pour l' ICA du rat. Un caillot de sang unique (noir) a été contenue dans le tube.

Figure 4 Le burr trou (diamètre 1,5 mm) situé à 2 mm en arrière et latéralement par rapport à 5 mm du bregma.

Figure 5 cérébrale régionale du flux sanguin (rCBF) a été mesurée en utilisant un débitmètre à laser Doppler (LDF). L'injection de caillot conduit à> 70% de réduction du débit sanguin cérébral de la valeur de référence. tPA (10 mg / kg) traités à 2 heures après l'injection d'un caillot DSCr restaurée près de la ligne de base après 30 min de traitement tPA. Les données ont été exprimées sous forme de moyenne ± SD.

Figure 6 (A) des photos représentatives montrant les caillots sanguins (flèches noires) à l'origine de l'artère cérébrale moyenne (MCA) et l'artère cérébrale antérieure (ACA) à 24 h après un AVC. A gauche, rat de solution saline traitée; Droit, le tPA-traitée rat, bar = 5 mm.

Discussion

Dans cette étude, nous avons démontré un procédé standard pour exécuter un modèle d'AVC embolique MCAO chez le rat, dans lequel l'origine de la MCA est occluse par un caillot de fibrine riche. Le principal avantage de ce modèle est: l'occlusion de la tige de MCA avec un caillot de sang fibrine riche est semblable à un coup de thromboembolique chez les humains, le modèle de course embolique est apte à effectuer une enquête préclinique de la thérapie fibrinolytique, et que ce modèle peut se développer un volume de l'infarctus reproductible et prévisible sur le territoire fourni par la MCA.

Pour mettre en oeuvre le modèle MCAO embolique, la coagulation introduction, la stabilité et logement sont difficiles à gérer, ce qui conduit à des variations de taille de l'infarctus et des régions du cerveau affectées ^2,3. Des études antérieures ont démontré que les lésions ischémiques reproductibles dans le territoire de l'ACM ne pourraient être atteints lorsque les caillots obstruant sont logés dans la tige de MCA ^2,3. Pour déposer précisément le caillot etproduire un modèle de course embolique reproductible, dans cette étude, nous montrons comment préparer un PE-tube de 50 modifié et comment introduire la pointe du tube modifié à l'origine de la MCA et comment injecter un caillot de fibrine riche en la MCA. Comme dans le rapport précédent ^2, le caillot de sang injecté a été facilement visualisées à l'origine de la MCA dans tous les rats de la solution saline traitée (n = 9), mais a été largement dissoute dans les rats tPA-traités (n = 12) à 24 heures après l' embolisation.

Pour évaluer le succès de OACM, le débit sanguin cérébral, les déficits neurologiques, et la structure et la distribution des lésions cérébrales ont été évaluées. Après l'injection d'un caillot, DSCr a été diminuée à 30% de la valeur initiale et cette diminution du débit sanguin cérébral a persisté pendant au moins deux heures après l'embolisation, en accord avec les rapports précédents ^6,7. Après traitement par tPA à 2 heures après l'embolisation, les niveaux de DSCr ont été restaurées à proximité de la ligne de base après 30 min de traitement tPA. Le score neurologique a été mesurée 10 minavant le traitement médicamenteux en utilisant le score Bederson modifié pour aider l'évaluation du succès de OACM. Cette notation neurologique est un moyen simple et rapide pour détecter la fonction neurologique mondiale en phase aiguë de l'AVC. Les animaux présentant des comportements normaux (score = 0) ont été exclus de traitement de la toxicomanie et d'autres analyses. En outre, nous avons montré que la lésion du tissu a été produit essentiellement sur le territoire MCA comme on le voit dans les régions néocortex et le striatum, et le traitement tPA (à 2 heures) a significativement réduit la taille de l'infarctus à 24 h après l'accident vasculaire cérébral. Ensemble, les données ont montré que le modèle de course embolique présenté dans ce travail peut créer un volume de l'infarctus prévisible sur le territoire MCA.

Enfin, nous notons qu'il ya plusieurs problèmes techniques qui peuvent influer sur la réussite du modèle OACM embolique. Un problème fréquemment rencontré dans l'exécution de modèle OACM embolique est tôt reperfusion spontanée après l'embolisation. L'occurrence de reperfusion i spontanées susceptible d'être associé à la fragilité de caillot coagulé extravasculaire et la longueur de la coagulation utilisé pour occlure le MCA ^2,3,10. Nous croyons que la méthode que nous avons décrite (étape 2) pour préparer un caillot de sang permettrait de réduire la fragilité du caillot coagulé extravasculaire. La longueur du seul caillot de sang utilisé pour obturer MCA varier d'un laboratoire à entre 25 mm à 50 mm de longueur ^2,3,6-8,10. Nous avons constaté que l'utilisation d'un caillot longue de 35 à 40 mm, idéalement de l'occlusion de MCA et de volume de l'infarctus a produit hautement reproductible. Modification du tube PE-50 avec le diamètre de la pointe entre 0,30 à 0,34 mm. Si le diamètre de la pointe est> 0,34 mm, il ne peut pas atteindre l'origine de la MCA. Si le diamètre de la pointe est <0,30 mm, le caillot à l'intérieur du PE-tube de 50 modifié est difficile de passer par la pointe. Le taux de mortalité est étroitement liée à sévère enflure du cerveau et une hémorragie intracérébrale. Dans ce travail, le taux de mortalité de 24 heures est de 16% (4/25; voir des résultats représentatifs), et tous les rats morts a montré sévère houle du cerveaument même si nous n'avons pas vu une hémorragie intracérébrale (probablement en raison de la taille limitée de l'échantillon). Un facteur de mortalité est contrôlable la température du corps pendant l'intervention chirurgicale. En contrôlant la température du corps entre 36,5 à 37,5 ° C dès le début de l'opération jusqu'à ce que la récupération complète de l'anesthésie. La température du corps affecte de manière significative sur l'étendue des dommages du tissu cérébral. L'hypothermie diminue et l'hyperthermie augmente le ^11,12 de volume de l'infarctus. Exécution de la chirurgie dans un court laps de temps (environ 20-25 min) selon le protocole afin de produire la taille de l'infarctus hautement reproductible. Les complications infectieuses sont une cause majeure de décès chez les patients avec AVC aigu ^13. Pour réduire l'incidence des complications infectieuses et d'améliorer le taux de survie après un AVC, une technique aseptique doit être utilisée pendant la chirurgie.

En conclusion: les techniques présentées dans cet article devraient aider les enquêteurs à résoudre des problèmes techniques pour l'établissement eest un modèle pour la recherche de la course.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
rh-tPA	Chemical	Genentech
2,3,5-triphenyltetrazolium chloride	Chemical	Sigma	T8877
Anesthesia vaporizer	Equipment	Soma Technology	Drager Vapor 19.1
Rechargeable high speed micro drill	Equipment	Fine Science Tools	18000-17
Curved scissors	Equipment	Fine Science Tools	14117-14
Dumont forceps (Medical #7)	Equipment	Fine Science Tools	11270-20
Dumont forceps (Medical #5)	Equipment	Fine Science Tools	11251-35
Vannas-style spring scissors	Equipment	Fine Science Tools	15000-03
Veterinary recovery chamber	Equipment	Peco Services	V1200
Genie plus syringe pump	Equipment	Kent Scientific Corporation
Rat brain matrix	Equipment	Kent Scientific Corporation	RBMA-310C
Digital caliper	Equipment	World Precision Instruments	501601
Dissecting microscope	Equipment	World Precision Instruments	PZMTIII-BS-LWD
Hamilton syringe	Equipment	Hamilton	model 710
Homeothermic blanket control unit	Equipment	Harvard Apparatus
Electric clipper	Equipment	Braintree Scientific	CLP-9931
Veterinary electrosurgical unit	Equipment	MACAN Manufacturing Company	MV-9
Blood flowmeter	Equipment	Adinstruments
PowerLab 4/30	Equipment	Adinstruments
LabChart 7.2	software	Adinstruments
1 ml syringe	Consumable	Becton, Dickinson and Company	309659
23 G needle	Consumable	Becton, Dickinson and Company	305143
30 G needle	Consumable	Becton, Dickinson and Company	305106
PE-50 tubing	Consumable	Becton, Dickinson and Company	427517
PE-10 tubing	Consumable	Becton, Dickinson and Company	427400
6-0 Silk suture	Consumable	Harvard apparatus	723287
5-0 Silk suture	Consumable	Harvard Apparatus	517607