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Medicine

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

Published: December 23, 2014 doi: 10.3791/52045
Automatic Translation
1, 1
1Nanobioscience, State University of New York College of Nanoscale Science and Engineering (SUNY CNSE)

Summary

Dieses Protokoll verwendet einen Ballon-Katheter, eine intraluminale Verletzungen auf der Rattenhalsschlagader verursachen und künftig zu entlocken neointimalen Hyperplasie. Dies ist ein gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Mechanismen des vaskulären Remodelling in Reaktion auf eine Verletzung. Es wird auch häufig verwendet, um die Gültigkeit der potenzielle therapeutische Ansätze zu bestimmen.

Abstract

Die Halsschlagader Ballonverletzung Modell an Ratten hat sich seit mehr als zwei Jahrzehnten etabliert. Es bleibt ein wichtiges Verfahren, um die molekularen und zellulären Mechanismen in der glatten Gefäßmuskel Dedifferenzierung Neointimabildung und vaskuläre Remodelling beteiligt studieren. Männliche Sprague-Dawley-Ratten sind die am häufigsten verwendeten Tiere für dieses Modell. Weibliche Ratten sind nicht bevorzugt, da die weiblichen Hormone sind Schutzmaßnahmen gegen Gefässerkrankungen und damit die Einführung einer Variation in diesem Verfahren. Die linke Halsschlagader wird typischerweise mit der rechten Hals als Negativkontrolle dien verletzt. Linke Halsschlagschäden wird durch die aufgeblasenen Ballons, die das Endothel entblößt und dehnen s die Behälterwand. Nach Verletzung, können potentielle therapeutische Strategien, wie die Verwendung von pharmakologischen Verbindungen und entweder Gen oder shRNA Übertragungs ausgewertet werden. Typisch für Gen oder shRNA Übertragung wird der verletzte Teil der Gefäßlumen vor Ort für 30 Minuten mit v transduziertenIRAL Partikel entweder ein Protein oder shRNA Codierung für die Lieferung und Ausdruck in der verletzten Gefäßwand. Neointimale Verdickung darstellt proliferative vaskuläre glatte Muskelzellen Peaks üblicherweise bei 2 Wochen nach der Verletzung. Gefäße werden meist zu diesem Zeitpunkt für die zelluläre und molekulare Analyse von Zellsignalwegen sowie Gen- und Proteinexpression geerntet. Schiffen können auch zu früheren Zeitpunkten entnommen, um den Beginn der Expression und / oder Aktivierung eines spezifischen Proteins oder Pathway bestimmen, abhängig von den Versuchszielen bestimmt. Gefäße können mit histologischen Färbung, Immunhistochemie, Protein / mRNA-Assays und Aktivitätstests charakterisiert und bewertet werden. Das intakte rechte Arteria carotis vom gleichen Tier eine ideale interne Kontrolle. Verletzungsbedingte Veränderungen in der molekularen und zellulären Parameter durch Vergleichen der verletzten Arterie in den internen rechten Kontrollarterie ausgewertet werden. Ebenso können therapeutische Modalitäten, indem die verletzen bewertet werdend und behandelten Arterie zum Steuer verletzt nur Arterie.

Introduction

Ballonkatheter sind Medizinprodukte in dem Verfahren der Angioplastie verwendet wird, zum Zwecke der Verbreiterung behindert Ort (e) von Atheromen oder eines Thrombus in einem Blutgefß. Die verengten Gefäßlumen ist gezwungen durch den aufgeblasenen Ballon zu öffnen und die Blutversorgung wiederhergestellt würde, sequentiell an nachgeschaltete Ischämie Symptome, wie Angina pectoris, Myokardinfarkt und Beinschmerzen zu lindern. Dennoch hat sich der große Erfolg der Angioplastie von postoperativen Komplikationen, wie Ergebnisse von Kraft, die Gefäß Barotrauma (Ballon-Verletzung), nämlich Gefäßwandumbau und in vielen Fällen wieder Verengung der Gefäßlumen (Restenose) 1 verringert worden.

Eine Reihe von Tiermodellen entwickelt, imitiert die Angioplastie zu helfen Forscher verstehen Mechanismen der Ballon-Verletzungen im Zusammenhang mit Gefäßwandumbau 2 zugrunde. Unter den für die Modellierung verwendete Tierspezies Ratte ist die gebräuchlichste. CKaninchen, Hunden und Schweinen ompared, die Vorteile von Ratten sind ihre geringen Kosten, ihre relative Einfachheit der Verwendung und die aktuelle Kenntnis der Ratte Physiologie. Obwohl Mäuse haben einen zusätzlichen Vorteil in einem breiten Bereich von genmanipulierten Stämme ist die Mäuse Gefäß zu klein, um einen Ballon-Katheter einzuführen. In den vergangenen drei Jahrzehnten haben die experimentellen Ratten konnten die Forscher zu einem besseren Verständnis der molekularen und zellulären Mechanismen zugrunde Neointimabildung und vaskuläre Remodeling 3-6 gewinnen. Jenseits der Ballonverletzung werden Gefäßumbau auch in den meisten wichtigen Gefäßerkrankungen wie Atherosklerose 7,8, Hypertension 9 und Aneurysma 10 beteiligt. Somit wird durch die Ballonverletzung Modell gewonnenen Erkenntnisse ist in der Regel positiv auf die allgemeine Gefäßwand Krankheit Studien.

Das übergeordnete Ziel der Ratte Ballonverletzung Modell ist nicht nur, um Gefäßerkrankungen weiter zu verstehen, sondern auch, um die Wirksamkeit von neuen Wirkstoffen zur testenKrankheitsbekämpfung 11,12. Aktuelle klinische medikamentöse Behandlung eine Restenose von medikamentenbeschichteten Stents über das Gefäßlumen direkt nach Angioplastie platziert angewendet. In Tiermodellen eine effiziente noch wirtschaftlicher Weg für neue Agent Test ist eine gut ausgebaute lokale intraluminale Perfusion Methode. Kandidatenmittel, die durch diese Methode getestet wurden, gehören, niedermolekulare Medikamente 13,14, Zytokin oder Wachstumsfaktoren 15,16, Gen manipuliert Mitteln (cDNA-Klone, siRNA etc.) 17-20 und neue pharmazeutische Formulierungen 21,22.

Bisher ist die Ratte Ballon-Verletzungsmodell eines der nützliche Modelle zur Untersuchung Gefäßerkrankungen / Erkrankungen. Es ist die grundlegende Schritt vom Labor zum Krankenbett, in der Regel als der erste Schritt, sich von in vitro, in vivo, aber es sollte nicht die letzte sein. Das Ergebnis der Rattenexperimente muss beraten werden, und ferner dadurch gekennzeichnet, vor der Übersetzung in die menschlicheklinische Anwendung, aufgrund der Differenz in Gefßbetten und Gefäßanatomie sowie die intrinsischen Spezies Unterschiede zwischen Mensch und Ratte 23-26. Dennoch ist es nach wie vor ein wichtiges Instrument in der translationalen medizinischen Forschung. Während diese Forschung verwendet werden, um durch das Fehlen von genetisch veränderten Ratten beschränkt ist, hat es nicht länger ein Problem gewesen, da neue genomische Ansätze wie Zinkfinger-Nucleasen 27. TALENS 28 und CRISPR-Cas 29 haben knockout Ratten leicht zugänglich.

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Protocol

HINWEIS: Die Verwendung von Tieren für die folgenden Versuche wurde überprüft und von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) zugelassen.

1. Präoperative Prozeduren

  1. Sterilisieren chirurgischer Instrumente vor Gebrauch.
    1. Autoklavieren alle chirurgischen Instrumente 24 Stunden oder weniger vor der Operation. Wenn mehrere Operationen werden am selben Tag durchgeführt, sterilisieren die Instrumente von einem trockenen Perle Sterilisator zwischen Operationen.
  2. Filter-sterilisiert die Salzlösung vor dem Gebrauch.
  3. Man wiegt die Ratte und die Berechnung der Dosis von Anästhetika (Ketamin 80 mg / kg und Xylazin 7 mg / kg).
  4. Verwalten Sie die Anästhetika intraperitoneal (ip).
    1. Stellen Sie sicher, die Angemessenheit der Sedierung durch toe Prise in 5-10 min. Verwaltung eines zusätzlichen kleinen Drogendosis (Ketamin 7 mg / kg und Xylazin 0,6 mg / kg), wenn Sedierung ist nicht vollständig.
    2. Achten Sie darauf, die Nadel tief genug, um Liefer Drogen inner proitoneally wegen Nichteinhaltung der gesamten Wirkstofflösung in die Bauchhöhle zu liefern verursacht unzureichende Sedierung.
      HINWEIS: Geschwüre und Haarausfall in der Haut an der Injektionsstelle sichtbar einige Tage nach der Operation, durch versehentliches subkutane (sc) Medikamentenlösung Injektion sein.
  5. Spritzen Sie 3 ml steriler Kochsalzlösung subkutan (sc). Mit einem sterilen Wattestäbchen, eine kleine Menge von Augensalbe für beide Augen, um die Hornhaut vor dem Austrocknen zu verhindern.
  6. Bereiten Sie die Heizungsanlagen. Pre-warmen Heizkissen durch Mikrowelle oder Wasserbad.
  7. Legen Sie das Tier supinely auf dem OP-Plattform.
    1. Entfernen Sie die Haare in der ventralen Halsbereich. Übernehmen Sie die Haarentfernung mit einem Wattestäbchen, warten Sie 30 Sekunden und wischen Sie komplett mit Gaze.
    2. Wischen Sie die Hals mit PVP-Jod-Peeling und 70% Ethanol.
  8. Setzen Sie auf persönliche Schutzausrüstung, einschließlich Kleid, Haarabdeckung, Mundschutz und Brille. Setzen Sie auf sterile OP-Handschuhen am Ende, bevor Sie die sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien.
  9. Hängen Sie die Ratte mit einem sterilen OP-Blatt nur mit dem Halsbereich ausgesetzt.

2. Chirurgische Verfahren

  1. Während des chirurgischen Eingriffs, überprüfen Sedierungstiefe tierischer toe Prise in alle 15 min. Wenn Tier reagiert auf Zehe Prise, fügen Sie zusätzliche kleine Dosis (10% der Initialdosis) von Ketamin und Xylazin.
  2. Sezieren linke A. carotis communis (CCA)
    1. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen geraden Längsschnitt in der Mitte des Halses zu machen. Die ungefähre Länge Hautinzision 1,5-2 cm, für den Zweck der Isolierung einer 1,5-2 cm Abschnitt Arterie. Die Länge kann variieren abhängig von der Studienzwecken.
    2. Stumpf sezieren das Bindegewebe der Haut. Halten Sie die Pinzettenspitzen und stellen Sie sicher, nicht in die Haut oder das darunter liegende Gewebe durchstechen.
    3. Sezieren Muskelschichten längs along die linke Seite der Luftröhre.
    4. Beim Öffnen der Muskelschicht, visualisieren Sie die linke CCA mit dem Vagusnerv eng verbunden ist. Stumpf sezieren neben die linke Halsschlagader mit äußerster Vorsicht, um den Vagusnerv bei minimaler Dehnung zu trennen.
    5. Sezieren CCA distal bis zur Gabelung. Sorgfältig sezieren die Gabelung und zwei Zweige - A. carotis interna (ICA) und A. carotis externa (ECA).
    6. Halten Sezieren um die CCA, bis etwa ein Teil von 1,5-2 cm von der Arterie von dem umgebenden Gewebe isoliert.
  3. Ballonverletzung
    1. Dauerhaft machen eine Ligatur an der ECA bei ca. 5 mm von Bifurkation. Dauerhaft ligieren die Hinterhauptzweig der ECA, der in der Nähe der Gabelung der ECA und ICA ist. Auch dauerhaft ligieren anderen Branchen, wenn überhaupt, Ortung zwischen der Gabelung und ECA Ligatur - zum Beispiel die überlegene Schilddrüsen Branche. Nahtmaterial, das für alle Ligaturen verwendet 4-0 schwarzSeide. Clip auf dem proximalen Ende des CCA und dem distalen Ende des ICA.
      HINWEIS: Nun, den Blutfluss gestoppt wurde entweder permanent durch Ligation (auf ECA) oder vorübergehend durch Clipping (auf CCA und ICA). Luminalen Inhalte in dem Abzweigbereich wurden aus dem systemischen Kreislauf isoliert.
    2. Vereinbaren Sie einen Arteriotomie Schnitt auf ECA durch Kleinmikro Schere. Sicherzustellen, dass der Einschnitt in der Nähe des distalen Nahtknotens. Reinigen Sie das Blut mit Kochsalzlösung und Wattestäbchen.
    3. Legen Sie die aufgeblasenen 2F-Ballonkatheter in die ECA Lumen. Schieben Sie den Ballonkatheter proximal zu den CCA Lumen. Halten Vorschieben des Katheters proximal, bis seine Spitze erreicht, wo der Clip bleibt.
    4. Verbinden des Balloninflationsvorrichtung mit einem weiblichen Luer-Lock an einem 3-Wegehahn und eine Verbindung des männlichen Luer-Lock des 3-Wege-Absperrhahn, um den Ballonkatheter.
    5. Langsam aufzublasen Ballon mit etwa 1,5 atm Druck, um die Halsschlagader bis 1,5-fachen des Durchmessers ausdehnt. Ziehen Sie den Ballon rotations zurück zur Gabelung.
    6. Die Luft aus dem Ballon und voran es zurück zu dem proximalen Ende. Pumpen Sie es noch einmal und wiederholen Sie die Ziehen-back-Verfahren zwei weitere Male.
    7. Ziehen Sie den Ballonkatheter von den Arterie Lumen.
  4. Intraluminale Gabe von Reagenzien (zB siRNA, Drogen)
    Anmerkung: Hier wird das Reagenz war eine Lösung lentivirale Partikel kodieren, die entweder shRNA Targeting Stromal Interaktion Molecule 1 (STIM1) oder Nicht-Ziel shRNA Steuerung enthält. STIM1 ist eine einzelne Transmembran Endoplasmatischen Retikulum (ER) Protein, das ein ER Ca2 + Sensor Steuerung der Aktivierung der Plasmamembran Ca2 + Kanäle und ist in der glatten Gefäßmuskulatur Entdifferenzierung hochreguliert in eine proliferative Migrations Phänotyp 12,30-33.
    1. Befestigen eines intravaskulären over-the-Nadel-Katheter mit einer Spritze (24 G, 1,6 cm). Saugen Sie 30 ul Lösung der Test REAGents. Stecken Sie den Katheter in der gleichen Schnitt auf ECA.
    2. Voraus die Katheterspitze in die CCA und binden ein Stück Faden mit einem einzelnen Knoten den Rechnungshof auf, den Katheter zu beheben und schließen Sie das Schnitt vorübergehend.
    3. Spritzen Sie das Testreagenz Lösung in das Lumen des CCA. Die Lösung wird in das Gefäßlumen für 30 min. Halten Sie das freiliegende Gewebe feucht mit Kochsalzlösung und bedecken Sie es mit einem Stück feuchten Gaze.
    4. Nach der Inkubation saugen Sie den verbleibenden Lösung. Lösen Sie, dass einzelne Knoten und den Katheter zurückziehen.
    5. Binden Sie die ECA mit einem Stück Faden proximal des Arteriotomie Einschnitt. Stellen Sie den Knoten so nah wie möglich an der Gabelung.
  5. Schließen Sie die Wunde.
    1. Da der Ballon-Verletzung und Katheter Einführung kann ein Leck oder Punktion des Blutgefäßes führen, entfernen Sie den Clip auf der ICA und prüfen Sie, ob es eine undichte Stelle. Wenn die Blutung beobachtet wird, mit einem Stück Gaze und sanften Druck die Blutung zu stoppen.
    2. Entfernender andere Clip auf CCA.
    3. Stellen Sie sicher, es gibt keine Anzeichen von Blutungen, und entfernen Sie alle Klammern und andere chirurgische Instrumente. Das überstehende Fäden.
    4. Schließen Wunde mit Hautnähte (4-0 schwarzer Seide). Tupfer auf allen Seiten der geschlossenen Wunde mit dem Povidon-Jod oder andere antiseptische / Bakterizid / viruzide Mittel. Injizieren 3 ml steriler Kochsalzlösung sc

3. Postoperative Verfahren

  1. Halten Ratte auf Heizkissen nach der Operation. Eine Dosis von 0,05 mg / kg Buprenorphin durch intramuskuläre Injektion (im) bei der Ratte. Während des Wiederherstellungsverfahren, zu halten Augen und Mund der Tiere feucht. Überwachen Sie das Tier, bis er wach und ambulante ist.
  2. Legen Sie das Tier in einen sauberen Käfig ohne Einstreu, bis sie vollständig zurückgewonnen wird. Nach der Wiederherstellung wird das Tier an den Tierraum zurückgeführt und einzeln gehalten werden.

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Representative Results

Zwei Wochen nach der Verletzung sind Karotisarterien geerntet, geschnitten und zur morphologischen Analyse unterworfen. Arterien sind im Querschnitt und mit H & E gefärbt (Figuren 1, 2B, C und 3). Rattenhalsschlagader Wand besteht aus vier Schichten von Elastica, das als rosa Linien erscheinen. Der Bereich zwischen der äußeren Laminatschicht, externe elastische Lamina (EEL) und der innersten Schicht ist die interne elastische Lamina (IEL) die Medien glatten Muskulatur (Abbildung 1). Der Bereich innerhalb des IEL ist die Intima, eine Monoschicht von Endothelzellen in intakten Behälter; oder Neointimahyperplasie in verletzten Gefäß. In der verletzten Arteria carotis, wird das Medium dicker ist als in Kontrollgefäße durch Proliferation von glatten Muskelzellen. Die Dicke der Neointima ähnelt oder größer als die Dicke des Mediums in der gleichen Arterie. Adventitia ist auch mit robusten Kollagenablagerung (1B, D) verdickt. Für die Arterie mit der rea behandeltgent getestet auf seine Fähigkeit zur Neointimabildung inhibieren (in diesem Fall STIM1 shRNA), die Neointima-Fläche des Querschnitts ist kleiner im Vergleich zu der Kontroll verletzten Arterie (Figur 2). Die Gültigkeit der STIM1 mit Zuschlags shRNA war offensichtlich, wie die STIM1 Expressionsniveau weitgehend in der verletzten Gefäß Neointima und Media verringert, im Vergleich zur Kontroll verletzten Gefäß.

Wie im Diskussionsabschnitt erwähnt werden, sollten Chirurgen vorsichtig, nicht über-Aufblasen des Ballons und verletzen das Schiff übermäßig sein. Dies würde bewirken, dass die Behälterwand reißt, wodurch das Austreten von Blut und robuste Thrombusbildung sowohl im Lumen und der Außenfläche der Arterie verursachen wird, wie in Abbildung 3 dargestellt.

Figur 1
Abbildung 1: Rattenhalsschlagader Querschnitte mit Hämatoxylin & Eosin (H & E). (A) Morphologie des normalen / intakt (rechts) CCA. (B) Morphologie des Geschädigten (links) CCA, zeigt Neointimabildung und Adventitia / media Verdickung. (C) Aufbau der normalen Rattenhalsschlag Arterienwand. Die Intima ist eine Monoschicht von Endothelzellen auf der inneren elastischen Lamina (IEL). Media ist die glatten Muskelzellen und elastischen Gewebe zwischen IEL und externe elastische Lamina (EEL). Adventitia die äußere Schicht ist. (D) Ratten-Karotis-Arterienwand robust Verdickung von 2 Wochen nach Verletzung. Proliferation glatter Muskelzellen und Migration führen zu Neointimabildung und Medien Verdickung. Typische konzentrischen Neointima formatiert und Media / Adventitia verdickt und zeigt erfolgreiche Generation der Ballonverletzung Phänotyp. Die rote (Eosin) Färbung ist in Adventitia verbessert, durch robuste Kollagensynthese. Maßstabsbalken sind 100 um.

s "> Abbildung 2
Abbildung 2: Querschnitte von Rattenhalsschlagadern mit der Behandlung von shRNA-STIM1 oder shRNA Regelung werden zwei Wochen nach der Verletzung (A) Immunfluoreszenzfärbung von STIM1 und DAPI-Färbung von Nuklei auf Querschnitte von beiden Gruppen.. Das abgeschwächte Expression der STIM1 und Neointimabildung Ausstellung in der shRNA-STIM1 behandelten Arterie Abschnitt. (B) H & E Färbung der shRNA-STIM1 Arterie Abschnitt. C. Digitale Verfolgung der Neointima Grenze, IEL und EEL, für die Zwecke der Messbereiche von Lumen, Neointima und Media. Maßstab sind 100 um.

Figur 3
Abbildung 3: Beispiel der suboptimalen oder Nicht neointimalen Modellierung erzeugen (A) Eccentric anstelle von konzentrischen Neointima gebildet.durch unsachgemäße Ballon. (B) Eine übermäßige Schädigung (durch einen Über aufgeblasenen Ballon) verursacht schwere Schäden am Schiff und der Bruch der Gefßwand, die durch den diskontinuierlichen elastischen Lamellen ersichtlich ist. Schwere Verletzungen verursacht Thrombus, der die gesamte Gefäßlumen blockiert und in die Adventitia erweitert wurde. Ferner trat eine verbesserte Haftung zwischen der Adventitia und dem umgebenden Fettgewebe. Maßstab sind 100 um.

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Discussion

Die Rattenhalsschlagballonverletzung wurde auch von Tulis 2007 34 beschrieben. Es wurde umfassend diskutiert alle Einzelheiten dieses Verfahrens von Dr. Tulis. Die Leser, die Interesse an der Durchführung dieses Verfahrens sind dringend empfohlen, Tulis "Protokoll lesen. Allerdings gibt es eine Sache, die wir nicht mit Dr. Tulis Vereinbarung: Statt Aufblasen des Ballons mit Kochsalzlösung oder jede Art von Flüssigkeit, schlug vor, es mit Luft aufzublasen. Nach unseren persönlichen Erfahrungen, Aufblasen mit Flüssigkeit kaum Luftblasen zu vermeiden. Darüber hinaus ist es immer schwieriger, sich flexibel den Druck während der Verletzungsverfahren einzustellen, und kann zusätzliche Belastung und Verletzung der Arterie verursachen. Ein weiteres technisches Tipp ist es, einen kleinen "Kissen" (Papiertuch oder Gaze) verwenden, um den Hals Tieres während der Operation zu unterstützen.

Basierend auf früheren Berichten und mehrjährige Erfahrung mit Rattenballonverletzung Verfahren, haben die Autoren eine leicht modifizierte und Simplifie erzeugtd Protokoll 35. Darüber hinaus hat die intraluminale Infusion von Therapeutika rechts nach Verletzung nachgewiesen. Dieser hat in etwa die Zeit des Überlebens Operation Verfahren verdoppelt und erfordert daher zusätzliche praktische Erfahrung. Die größte Sorge bei der längeren Zeitraum ist die Narkose-Ebene. Die Anfangsdosis von Anästhetika kann Sedierung Ratten für 30-45 min zu halten und so das Tier häufig von Zehen Prise vor allem während der 30 Minuten Ziehzeit überprüft werden. Der Grund, injizierbaren Anästhetika statt Inhalationsnarkose für diese spezielle Operation verwenden ist majorly aufgrund der Ausrichtung des Kopfes Ratte. Nach Erfahrung der Autoren ist Ballon Einsetzen in Halsschlagader viel einfacher durchzuführen, wenn Ratten mit seinen Kopf in Richtung Chirurgen liegt. Während der Durchführung der Operation, ist es sehr empfehlenswert, um sie unter einem Abzug zu tun oder ein Biosicherheitswerkbank, wenn Lentivirus präsentiert (um mögliche Allergie zu vermeiden). In diesem Fall ist die sperrige inhalation Konus und Schlauch würde den Luftstrom der Haube zu stören, und auch die OP-Bereich schwieriger Zugang. Es ist jedoch immer noch sehr zu empfehlen, Inhalationsnarkose verwenden, wenn der Chirurg kann auch die Operation mit dem anderen Orientierung des Kopfes Tiere durchzuführen.

Während der Infusion zu beachten, um Luftblasen in das Gefäßlumen zu vermeiden.

Wie jede andere Nager Chirurgie ist Hypothermie die große Sorge während des gesamten Verfahrens. Verwenden Sie die richtige Heizung das Leiden der Tiere vor Unterkühlung, die zum Tod führen können zu vermeiden. Inzwischen Überhitzung / Hyperthermie sollte ebenfalls vermieden werden. Bei der Verwendung der Wärmekissen, Handtücher empfohlen, zwischen der Wärmekissen und tierischen Körpers, um das Tier vor Überhitzung zu verhindern, platziert werden.

Zwei Lösungen, Kochsalzlösung und Lidocain-Hydrochlorid (1%), werden empfohlen, um das umgebende Gewebe, wenn erforderlich, während des chirurgischen Eingriffs angewandt werden. Gewebe, die sindwährend der Operation ausgesetzt sollte feucht durch sterilisierte Kochsalzlösung aufbewahrt werden. Chirurgische Streck verursacht häufig Muskelspasmus und Gefäßkontraktion der Halsschlagader. Einführen des Ballonkatheters in einem kontrahierten Arterie störanfällig; wenn Ballon Einfügung unter diesen Bedingungen erfolgreich ist, wird es zu schweren Strecken oder Schäden an der Arterie. Lidocain als Lokalanästhetikum Medikament kann zum entspannen und erweitern das Schiff werden.

Der Ballon wird mit ungefähr 1,5 atm Druck aufgepumpt und für jede Operation ist die richtige Einstellung erforderlich ist, aufgrund der Veränderung der Plastizität des gealterten Ballon (wenn wiederverwendet) und die Variation der CCA Durchmesser. Darüber hinaus aufgrund der Steifigkeit einigen Arterien kann der Ballon über-aufgepumpt, aber nicht gesehen werden kann. In diesem Fall, wenn der Ballon aufgeblasen wird, sollte der Chirurg leicht ziehen den Katheter, um den Widerstand der Arterie zu überprüfen und entsprechend anpassen Ballondruck. Robust ziehen wird, können schwere Schäden und Bruch verursachen einrtery, Blutverlust und Versagen der Versuchsmodell. Der Ballonkatheter kann mehrere Male wiederverwendet werden, solange der Ballon noch funktioniert gut. Desinfizieren Ballonkatheter mit Cidex zwecks Wiederverwendung. Die Materialien, die der Ballonkatheter, der Naturkautschuk-Latex und Polyäthylen, genehmigt wurden mit Cidex kompatibel zu sein. Die detaillierten Protokolle zum Desinfizieren von Produkten mit Cidex beschrieben worden 37. Es ist wichtig für den Chirurgen, um die Leckage des Ballons vor jeder Verwendung zu überprüfen.

Die fortlaufende Naht Muster ist in der Regel nicht empfohlen, für Hautverschluss zu verwenden. Stattdessen werden die Wundklammern und Knopfnaht Muster in der Regel empfohlen. Wenn jedoch der Einschnitt an der hochaktive und empfindliche Körperteil, der Hals, kann dies nicht der Fall sein. Nach unserer Erfahrung, Wundklammern und Knopfnaht Muster endete mit höheren Raten von Schließversagen. Clips verloren geht oder Nähte von Tier Kratzen gebrochen passiert vEry oft, die durch mehr Juckreiz durch die Metallklammern oder mehrere Fadenenden verursacht sehr wahrscheinlich war. Bei der Verwendung von fortlaufenden Naht Muster war die Ausfallrate nur 1% in unserem Labor mit Hunderten von Ratten. Darüber hinaus ist die beste Methode, um die Haut zu schließen wahrscheinlich die Intrakutannaht Muster, auch wenn wir nicht in der Lage, es in dem Video zu zeigen.

Es gibt eine Vielzahl von Methoden für die histologische Färbung von Gewebeschnitten zur Verfügung. H & E-Färbung ist die am häufigsten verwendete. Der Leser wird auf eine umfassend diskutiert Artikel 36 durch Tulis zur weiteren Lektüre bezeichnet. Um genauere Informationen von Schichtstrukturen zu gewinnen, ist Verhoeff Elastic Gewebe Stain mit Van Gieson Gegenfärbung (VVG-Färbung) sehr zu empfehlen.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Fogarty balloon embolectomy catheters, 2 French  Edwards Lifesciences, Germany  120602F
Deltaphase Operating Board - Includes 2 Pads & 2 Insulators Braintree Scientific, Inc. 39OP
LED light source Fisher Scientific 12-563-501 
Hartmann Mosquito Forceps 4” curved Apiary Medical, Inc. San Diego, CA gS 22.1670
Crile Retractor 4” double ended Apiary Medical, Inc. gS 34.1934
Other surgical instruments Roboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD
Peripheral Intravenous (I.V.) Cannula, 24 G BD 381312
Ketamine HCl, 100 mg/ml, 10 ml Ketaset- Patterson Vet 07-803-6637 
Xylazine (AnaSed), 20 mg/ml, 20 ml Ketaset- Patterson Vet 07-808-1947
Buprenex, 0.3 mg/1 ml (5 Ampules/Box) Ketaset- Patterson Vet 07-850-2280
Nair Baby Oil Hair Removal Lotion - 9 oz Amazon/Walmart/CVS N/A
Inflation Device Demax Medical DID30
D300 3-way Stopcock B.Braun Medical Inc. 4599543
Artificial Tears Ointment  Rugby Laboratories, Duluth, GA N/A

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References

  1. Landzberg, B. R., Frishman, W. H., Lerrick, K. Pathophysiology and pharmacological approaches for prevention of coronary artery restenosis following coronary artery balloon angioplasty and related procedures. Progress in Cardiovascular Diseases. 39, 361-398 (1997).
  2. Muller, D. W., Ellis, S. G., Topol, E. J. Experimental models of coronary artery restenosis. J. Am. Coll. Cardiol. 19, 418-432 (1992).
  3. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 327-333 (1983).
  4. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 208-215 (1983).
  5. Clowes, A. W., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. IV. Heparin inhibits rat smooth muscle mitogenesis and migration. Circulation Research. 58, 839-845 (1986).
  6. Li, G., Chen, S. J., Oparil, S., Chen, Y. F., Thompson, J. A. Direct in vivo evidence demonstrating neointimal migration of adventitial fibroblasts after balloon injury of rat carotid arteries. Circulation. 101, 1362-1365 (2000).
  7. Kiechl, S., Willeit, J. The natural course of atherosclerosis. Part II: vascular remodeling. Bruneck Study Group. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 19, 1491-1498 (1999).
  8. Yamamoto, S., et al. Derivation of rat embryonic stem cells and generation of protease-activated receptor-2 knockout rats. Transgenic Research. 21, 743-755 (2012).
  9. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38, 581-587 (2001).
  10. Meng, H., et al. Complex hemodynamics at the apex of an arterial bifurcation induces vascular remodeling resembling cerebral aneurysm initiation. Stroke. 38, 1924-1931 (2007).
  11. Sun, C. K., Shao, P. L., Wang, C. J., Yip, H. K. Study of vascular injuries using endothelial denudation model and the therapeutic application of shock wave: a review. American Journal of Rranslational Research. 3, 259-268 (2011).
  12. Zhang, W., et al. Orai1-mediated I (CRAC) is essential for neointima formation after vascular injury. Circulation Research. 109, 534-542 (2011).
  13. Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112, 1030-1039 (2005).
  14. Levitzki, A. PDGF receptor kinase inhibitors for the treatment of restenosis. Cardiovascular Research. 65, 581-586 (2005).
  15. Asahara, T., et al. Local delivery of vascular endothelial growth factor accelerates reendothelialization and attenuates intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation. 91, 2793-2801 (1995).
  16. Lee, K. M., et al. Alpha-lipoic acid inhibits fractalkine expression and prevents neointimal hyperplasia after balloon injury in rat carotid artery. Atherosclerosis. 189, 106-114 (2006).
  17. Ji, R., et al. MicroRNA expression signature and antisense-mediated depletion reveal an essential role of MicroRNA in vascular neointimal lesion formation. Circulation Research. 100, 1579-1588 (2007).
  18. Merlet, E., et al. miR-424/322 regulates vascular smooth muscle cell phenotype and neointimal formation in the rat. Cardiovascular Research. 98, 458-468 (2013).
  19. Huang, J., Niu, X. L., Pippen, A. M., Annex, B. H., Kontos, C. D. Adenovirus-mediated intraarterial delivery of PTEN inhibits neointimal hyperplasia. Arteriosclerosis, Thrombosis, And Vascular Biology. 25, 354-358 (2005).
  20. Gonzalez-Cobos, J. C., et al. Store-independent Orai1/3 channels activated by intracrine leukotriene C4: role in neointimal hyperplasia. Circulation Research. 112, 1013-1025 (2013).
  21. Guzman, L. A., et al. Local intraluminal infusion of biodegradable polymeric nanoparticles. A novel approach for prolonged drug delivery after balloon angioplasty. Circulation. 94, 1441-1448 (1996).
  22. Lipke, E. A., West, J. L. Localized delivery of nitric oxide from hydrogels inhibits neointima formation in a rat carotid balloon injury model. Acta Biomaterialia. 1, 597-606 (2005).
  23. Osterrieder, W., et al. Role of angiotensin II in injury-induced neointima formation in rats. Hypertension. 18, II60-II64 (1991).
  24. Powell, J. S., et al. Inhibitors of angiotensin-converting enzyme prevent myointimal proliferation after vascular injury. Science. 245, 186-188 (1989).
  25. Does the new angiotensin converting enzyme inhibitor cilazapril prevent restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty? Results of the MERCATOR study: a multicenter, randomized, double-blind placebo-controlled trial. Multicenter European Research Trial with Cilazapril after Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MERCATOR) Study Group. Circulation. 86, 100-110 (1992).
  26. Faxon, D. P. Effect of high dose angiotensin-converting enzyme inhibition on restenosis: final results of the MARCATOR Study, a multicenter, double-blind, placebo-controlled trial of cilazapril. The Multicenter American Research Trial With Cilazapril After Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MARCATOR) Study Group. J Am Coll Cardiol. 25, 362-369 (1995).
  27. Geurts, A. M., et al. Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases. Science. 325, 433 (2009).
  28. Tesson, L., et al. Knockout rats generated by embryo microinjection of TALENs. Nature Biotechnology. 29, 695-696 (2011).
  29. Li, D., et al. Heritable gene targeting in the mouse and rat using a CRISPR-Cas system. Nature Biotechnology. 31, 681-683 (2013).
  30. Potier, M., et al. Evidence for STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium influx through ICRAC in vascular smooth muscle cells: role in proliferation and migration. FASEB Journal : Official Publication Of The Federation Of American Societies For Experimental Biology. 23, 2425-2437 (2009).
  31. Aubart, F. C., et al. RNA interference targeting STIM1 suppresses vascular smooth muscle cell proliferation and neointima formation in the rat. Molecular Therapy. The Journal Of The American Society Of Gene Therapy. 17, 455-462 (2009).
  32. Berra-Romani, R., Mazzocco-Spezzia, A., Pulina, M. V., Golovina, V. A. Ca2+ handling is altered when arterial myocytes progress from a contractile to a proliferative phenotype in culture. American journal of physiology. Cell Physiology. 295, C779-C790 (2008).
  33. Bisaillon, J. M., et al. Essential role for STIM1/Orai1-mediated calcium influx in PDGF-induced smooth muscle migration. American journal of physiology. Cell Physiology. 298, C993-C1005 (2010).
  34. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods In Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
  35. Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).
  36. Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model). Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
  37. Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf (2014).

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Medicine Ausgabe 94 Rattenhalsschlagader der Ballonverletzung Neointima Gefäßerkrankungen Tiermodell vaskuläre Hyperplasie glatter Muskelzellen Gefäßwandumbau
Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader
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Zhang, W., Trebak, M. Vascular… More

Zhang, W., Trebak, M. Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery. J. Vis. Exp. (94), e52045, doi:10.3791/52045 (2014).

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