Summary
Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull'arteria carotide di ratto e d'ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici.
Abstract
Il pallone modello di lesione carotidea nei ratti è stata consolidata per oltre due decenni. Rimane un importante metodo per studiare i meccanismi molecolari e cellulari coinvolti nella vascolare dedifferenziazione muscolatura liscia, la formazione di neointima e rimodellamento vascolare. Maschi ratti Sprague-Dawley sono gli animali più frequentemente impiegato per questo modello. Ratti femmina non sono preferiti come ormoni femminili sono protettivi contro le malattie vascolari e introducono una variante a questa procedura così. La carotide sinistra è tipicamente infortunato con la carotide destra serve come controllo negativo. Lesioni della carotide sinistra è causato dal pallone gonfiato che denudes l'endotelio e distend s la parete del serbatoio. Dopo lesioni, potenziali strategie terapeutiche come l'uso di composti farmacologici e sia gene o trasferimento shRNA possono essere valutati. Tipicamente per gene o il trasferimento shRNA, la sezione feriti del lume del vaso viene trasformata localmente per 30 minuti con vparticelle IRAL codificano sia una proteina o shRNA per la consegna e di espressione nella parete del vaso feriti. Neointimale ispessimento rappresentano cellule muscolari lisce vascolari proliferative solito picco di due settimane dopo l'infortunio. Le navi sono in gran parte raccolte in questo punto di tempo per l'analisi cellulare e molecolare delle vie di segnalazione cellulare, nonché l'espressione di geni e proteine. Le navi possono essere raccolte in precedenti punti di tempo per determinare l'insorgenza di espressione e / o l'attivazione di una proteina o percorso specifico, a seconda degli scopi sperimentali destinati. Le navi possono essere caratterizzati e valutati utilizzando colorazione istologica, immunoistochimica, test di proteine / mRNA, e saggi di attività. Il intatta carotide destra dello stesso animale è un controllo interno ideale. Cambiamenti lesioni indotte parametri molecolari e cellulari possono essere valutati confrontando l'arteria feriti all'arteria giusto controllo interno. Allo stesso modo, modalità terapeutiche possono essere valutati confrontando il injured e trattato dell'arteria al controllo feriti unica arteria.
Introduction
Cateteri a palloncino sono dispositivi medici utilizzati nella procedura di angioplastica, allo scopo di ampliare sito ostruito (s) di ateroma o trombo in un vaso sanguigno. Il lume del vaso socchiusi è costretto ad aprire dal pallone gonfiato e la fornitura di sangue sarebbero stati ripristinati in sequenza per alleviare i sintomi di ischemia a valle, come angina, infarto del miocardio, e dolore alle gambe. Tuttavia, il grande successo di angioplastica è stata diminuita di complicanze post-operatorie, come i risultati di forza causando barotrauma vascolare (balloon injury), ovvero il rimodellamento parete del vaso e in molti casi ri-restringimento del lume vasale (restenosi) 1.
Un certo numero di modelli animali sono stati sviluppati imitando la procedura di angioplastica per aiutare gli investigatori a comprendere i meccanismi alla base del palloncino lesioni legate nave rimodellamento parete 2. Tra tutte le specie animali utilizzati per la modellazione, ratto è quello più utilizzato. Compared a conigli, cani e suina, i vantaggi di ratti sono il basso costo, la relativa facilità di utilizzo e l'attuale conoscenza della fisiologia ratto. Sebbene topi hanno un vantaggio in una vasta gamma di ceppi geneticamente manipolati, la nave topi è troppo piccolo per inserire un catetere a palloncino. Nel corso degli ultimi tre decenni, i topi sperimentali hanno permesso ai ricercatori di ottenere una migliore comprensione dei meccanismi molecolari e cellulari alla base di formazione neointima e rimodellamento vascolare 3-6. Al di là di balloon injury, rimodellamento vascolare sono coinvolti anche nella maggior parte delle malattie vascolari maggiori, come l'aterosclerosi 7,8, ipertensione 9, e 10 aneurismi. Così, le conoscenze acquisite attraverso il modello infortunio balloon è in generale vantaggioso per gli studi sulle malattie parete complessivi vascolari.
L'obiettivo generale del modello di danno topo pallone non è solo per capire meglio le malattie vascolari, ma anche per testare la potenza di nuovi agenti percontrollo della malattia 11,12. Trattamento farmacologico clinico attuale di restenosi è applicato da stent medicati posizionati mediante il lume del vaso dopo angioplastica. In modelli animali, un modo efficiente ma più economico per i nuovi test agente è un metodo di perfusione endoluminale locale ben sviluppata. Agenti candidati che sono stati testati con questo metodo includono farmaci piccola molecola 13,14, citochine o fattori di crescita 15,16, gene manipolando agenti (cloni di cDNA, siRNA, ecc) 17-20, e nuove formulazioni farmaceutiche 21,22.
Finora, il palloncino modello di lesioni ratto rimane uno dei modelli più utili per lo studio vascolare malattie / disordini. È il passo fondamentale dal laboratorio al letto, di solito come il primo passo passando da in vitro in vivo, ma non dovrebbe essere l'ultimo. Il risultato di esperimenti ratto deve essere deliberate e caratterizzato inoltre prima traduzione in umanauso clinico, a causa della differenza di letti vascolari e nave anatomia e le differenze intrinseche tra specie umana e di ratto 23-26. Tuttavia, è ancora uno strumento essenziale nella ricerca medica traslazionale. Mentre questo tipo di ricerca usato per essere limitato dalla mancanza di topi geneticamente modificati, è non è più stato un problema dal momento che gli approcci genomici innovative come le zinc-finger nucleasi 27, 28 e Talens CRISPR-Cas 29 hanno reso i topi knockout facilmente accessibile.
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Protocol
NOTA: L'uso di animali per i seguenti esperimenti è stato esaminato e approvato dalla cura e l'uso Comitato Istituzionale Animal (IACUC).
1. Procedure preoperatori
- Sterilizzare strumenti chirurgici prima dell'uso.
- Autoclave tutti gli strumenti chirurgici 24 ore o meno prima di un intervento chirurgico. Se più interventi chirurgici vengono eseguiti nello stesso giorno, sterilizzare gli strumenti con uno sterilizzatore tallone secca tra ambulatori.
- Filtro-sterilizzare la soluzione salina prima dell'uso.
- Pesare il ratto e calcolare la dose di farmaci anestetici (ketamina 80 mg / kg e xilazina 7 mg / kg).
- Amministrare i farmaci anestetici intra-peritoneally (ip).
- Verificare l'adeguatezza della sedazione per pizzico piedi in 5-10 minuti. Somministrare una piccola dose supplementare di farmaci (ketamina 7 mg / kg e xilazina 0,6 mg / kg) se la sedazione non è completa.
- Assicurarsi che l'ago è abbastanza profonda per i farmaci di consegna intra-peritoneally perché mancata consegna l'intera soluzione di droga nella cavità peritoneale provoca sedazione inadeguata.
NOTA: Ulcere e perdita dei capelli nella pelle al sito di iniezione saranno visibili diversi giorni dopo l'intervento, a causa involontaria sottocutanea (sc) iniezione di soluzione di droga.
- Iniettare 3 ml di soluzione salina sterile per via sottocutanea (SC). Utilizzando un tampone di cotone sterile, applicare una piccola quantità di pomata oftalmica per entrambi gli occhi per evitare che le cornee si secchi.
- Preparare degli impianti di riscaldamento. Pastiglie di calore Pre-caldo di forno a microonde oa bagnomaria.
- Mettere l'animale supinamente sulla piattaforma chirurgica.
- Rimuovere i capelli nella regione del collo ventrale. Applicare la rimozione dei capelli con un tampone di cotone, attendere 30 secondi e pulire completamente con una garza.
- Tampone collo con iodopovidone scrub e il 70% di etanolo.
- Indossare dispositivi di protezione individuale, tra cui l'abito, la copertura dei capelli, maschera chirurgica e occhiali. Indossare STERile guanti chirurgici alla fine prima di maneggiare gli strumenti chirurgici sterili e forniture.
- Telo ratto con un foglio chirurgica sterile con solo la regione del collo esposto.
2. Procedure chirurgiche
- Durante la procedura chirurgica, verificare la profondità di sedazione animale pizzico punta in ogni 15 min. Se animale risponde a pizzico punta, aggiungere piccola dose supplementare (10% della dose iniziale) di ketamina e xilazina.
- Sezionare sinistra carotide comune (CCA)
- Utilizzare un bisturi per fare una incisione longitudinale diritta nel mezzo del collo. La lunghezza approssimativa di incisione cutanea è 1,5-2 cm, allo scopo di isolare una porzione 1,5-2 cm di arteria. La durata può variare dipende dallo scopo dello studio.
- Bluntly sezionare il tessuto connettivo dalla pelle. Tenere le punte pinze e fare attenzione a non forare la pelle o il tessuto sottostante.
- Sezionare strati muscolari longitudinalmente along lato sinistro della trachea.
- Quando si apre lo strato muscolare, visualizzare il CCA sinistra con il nervo vago strettamente collegato. Senza mezzi termini sezionare lungo l'arteria carotide sinistra con estrema cautela per separare il nervo vago con il minimo di stretching.
- Sezionare CCA distalmente fino alla biforcazione. Sezionare con cura la biforcazione e due rami - arteria carotide interna (ICA) e carotide esterna (ECA).
- Mantenere dissezione attorno al CCA, fino a circa una porzione di 1,5-2 cm dell'arteria è isolato dai tessuti circostanti.
- Lesioni Balloon
- Definitivamente fare una legatura sul ECA a di circa 5 mm dalla biforcazione. Definitivamente legare il ramo occipitale ECA che è vicino alla biforcazione di ECA e ICA. Anche legare stabilmente altri rami eventuali localizzare fra la biforcazione e ECA legature - per esempio, il ramo superiore della tiroide. Sutura che utilizzato per tutte le legature è 4-0 neroseta. Clip sull'estremità prossimale del CCA e l'estremità distale della ICA.
NOTA: Ora, il flusso di sangue è stato interrotto in modo permanente attraverso la legatura (a ECA) o temporaneamente attraverso la saturazione (in CCA e ICA). Contenuto luminale nell'area biforcazione sono stati isolati dalla circolazione sistemica. - Praticare un'incisione arteriotomia su ECA da piccola-micro forbici. Assicurarsi che l'incisione è vicino alla sutura nodo distale. Sangue pulito con soluzione salina e tamponi di cotone.
- Inserire il uninflated catetere a palloncino 2F nel lume ECA. Far avanzare il catetere a palloncino prossimale al lume CCA. Mantenere avanzare il catetere prossimale fino alla sua punta raggiunge in cui la clip rimane.
- Collegare il dispositivo di gonfiaggio del palloncino di un luer lock femmina su un rubinetto a 3 vie e collegare il luer lock maschio del rubinetto a 3 vie al catetere a palloncino.
- Lentamente gonfiare il palloncino con circa 1,5 atm di pressione, per distendere la carotide a 1,5 volte il diametro. Tirare delicatamente il palloncino rotazione indietro alla biforcazione.
- Sgonfiare il palloncino e passare di nuovo alla fine prossimale. Gonfiare di nuovo e ripetere la procedura tirando-back altre due volte.
- Ritirare il catetere a palloncino dal lume dell'arteria.
- Definitivamente fare una legatura sul ECA a di circa 5 mm dalla biforcazione. Definitivamente legare il ramo occipitale ECA che è vicino alla biforcazione di ECA e ICA. Anche legare stabilmente altri rami eventuali localizzare fra la biforcazione e ECA legature - per esempio, il ramo superiore della tiroide. Sutura che utilizzato per tutte le legature è 4-0 neroseta. Clip sull'estremità prossimale del CCA e l'estremità distale della ICA.
- Amministrazione endoluminale di reagenti (ad esempio, siRNA, droga)
NOTA: Qui, il reagente utilizzato era una soluzione contenente particelle lentivirali codificanti sia shRNA mira stromali Interaction Molecule 1 (STIM1) o non-targeting di controllo shRNA. STIM1 è un singolo transmembrana reticolo endoplasmatico (ER) proteina che è un 2 + sensore ER Ca controllare l'attivazione di membrana plasmatica Ca 2+ canali ed è up-regolata durante vascolare dedifferentiation muscolatura liscia in un fenotipo migratorio proliferativa 12,30-33.- Attaccare un catetere intravascolare over-the-ago di una siringa (24 G 1,6 cm). Aspirare soluzione 30 ml di REAG testEnt. Inserire il catetere nella stessa incisione sulla ECA.
- Far avanzare la punta del catetere nel CCA e legare un pezzo di sutura con un singolo nodo sulla Corte dei conti per fissare il catetere e chiudere temporaneamente l'incisione.
- Iniettare la soluzione del reagente di prova nel lume del CCA. Conservare la soluzione nel lume del vaso per 30 min. Tenere il tessuto esposto umido con soluzione salina e coprire con una garza umida.
- Dopo l'incubazione, aspirare la soluzione rimanente. Allentare quel singolo nodo e ritirare il catetere.
- Legare l'ECA con un pezzo di sutura prossimale all'incisione arteriotomia. Rendere il nodo più vicino possibile alla biforcazione.
- Chiudere la ferita.
- Poiché il pregiudizio a palloncino e l'introduzione del catetere può causare una perdita o puntura del vaso sanguigno, rimuovere la clip sul ICA e verificare se ci sono perdite. Se l'emorragia si osserva, applicare un pezzo di garza e applicare una leggera pressione per fermare l'emorragia.
- Rimuoverel'altra clip su CCA.
- Assicurarsi che non ci sono segni di sanguinamento, e quindi rimuovere tutti i morsetti e altri strumenti chirurgici. Tagliare suture in eccesso.
- Chiudi ferite con suture cutanee (4-0 seta nera). Tampone su tutti i lati della ferita chiusa con la Povidon-iodio o altri anti-settico / battericida / fungicida agente. Iniettare 3 ml di soluzione fisiologica sterile sc
3. Procedure postoperatorie
- Tenere rat sul rilievo di calore dopo l'intervento chirurgico. Somministrare una dose di 0,05 mg / kg buprenorfina tramite iniezione intramuscolare (im) al ratto. Durante la procedura di ripristino, tenere gli occhi e la bocca animali umida. Monitorare l'animale fino a quando è sveglio e ambulatoriale.
- Posto l'animale in una gabbia pulita senza biancheria da letto finché non è completamente recuperato. Dopo il recupero, l'animale verrà restituito alla stanza degli animali e ospitato singolarmente.
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Representative Results
Due settimane dopo la lesione, le arterie carotidi sono raccolte, sezionati e sottoposti ad analisi morfologica. Le arterie sono sezionata e colorate con H & E (figure 1, 2B, C e 3). Rat parete carotidea contiene quattro strati di lamina elastica, che appaiono come linee rosa. L'area tra la lamina esterna, lamina elastica esterna (EEL) e la lamina interna, lamina elastica interna (IEL) è il supporto liscio strato muscolare (Figura 1). L'area all'interno della IEL è l'intima, un monostrato di cellule endoteliali dei vasi intatti; o neointimale in vaso ferito. Nel carotide feriti, il supporto è più spesso in recipienti di controllo a causa di proliferazione delle cellule muscolari lisce. Lo spessore della neointima è simile o maggiore dello spessore del supporto nella stessa arteria. Avventizia è anche addensato con robusto deposizione di collagene (Figura 1B, D). Per l'arteria trattata con la reagent testato per la sua capacità di inibire la formazione di neointima (in questo caso, STIM1 shRNA), l'area neointimale della sezione trasversale è più piccola rispetto al controllo feriti dell'arteria (Figura 2). La validità di STIM1 atterramento con shRNA era evidente come il livello di espressione STIM1 largamente diminuito nel neointima nave feriti e dei media, rispetto alla nave di controllo feriti.
Come verrà indicato nella sezione di discussione, i chirurghi dovrebbero essere prudenti non a un eccesso di gonfiare il palloncino e ferire la nave eccessivamente. Ciò causerebbe la parete del vaso rottura, che causerà perdite di sangue e la formazione di trombi robusta sia nel lume e sulla superficie esterna delle arterie, come mostrato nella figura 3.
Figura 1: Rat carotide sezioni colorate con ematossilina & Eosina (H & E). (A) Morfologia normale / intatto (a destra) CCA. (B) Morfologia dei feriti (di sinistra) CCA, che mostra la formazione di neointima e avventizia / ispessimento dei media. (C) Struttura del normale carotide di ratto parete arteriosa. L'intima è un monostrato di cellule endoteliali rivestimento sulla lamina elastica interna (IEL). Media è le cellule muscolari lisce e tessuti elastici tra IEL e lamina elastica esterna (EEL). Avventizia è lo strato esterno. Parete arteriosa (D) carotideo Rat robusta ispessimento 2 settimane dopo la lesione. Smooth proliferazione delle cellule muscolari e la migrazione portano alla formazione di neointima e ispessimento dei media. Tipico neointima concentrica formattato e media / avventizia ispessito, mostrando successo generazione di balloon injury fenotipo. Il rosso (eosina) colorazione è rafforzata in avventizia, grazie alla robusta sintesi di collagene. Barre di scala sono 100 micron.
Figura 2: Sezioni di arterie carotidee di ratto con trattamento di shRNA-STIM1 o il controllo shRNA due settimane dopo l'infortunio (A) colorazione immunofluorescente di STIM1 e colorazione DAPI dei nuclei in sezioni di entrambi i gruppi.. L'espressione attenuata di STIM1 e formazione neointima mostra nella sezione dell'arteria shRNA-STIM1 trattati. (B) H & E colorazione della sezione dell'arteria shRNA-STIM1. Tracing C. digitale del confine neointima, IEL e EEL, al fine di aree di misura di lumen, neointima e dei media. Bar Scala sono 100 micron.
Figura 3: Esempio di sub-ottimale o mancato di generare modellazione neointimale (A) eccentrica invece di neointima concentrici formati.a causa di mongolfiera improprio. (B) danno eccessiva (da un pallone troppo gonfiato) causato gravi danni alla nave e la rottura della parete del vaso, che è evidente dalle lamine elastiche discontinui. Lesioni gravi causate trombo, che ha bloccato l'intero lume del vaso e ampliato fuori nel avventizia. Inoltre, una maggiore adesione si è verificato tra l'avventizia e il tessuto adiposo circostante. Bar Scala sono 100 micron.
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Discussion
Il ratto infortunio carotide balloon è stata ben descritta da Tulis nel 2007 34. E 'stato completamente discusso tutti i dettagli di questa procedura Dr. Tulis. I lettori che sono interessati a questa procedura, si consiglia vivamente di leggere il protocollo Tulis '. Tuttavia, c'è una cosa che non siamo d'accordo con il dottor Tulis: invece di gonfiare il palloncino con soluzione salina o qualsiasi tipo di liquido, abbiamo suggerito a gonfiare con l'aria. Secondo la nostra esperienza personale, gonfiando con liquido difficilmente può evitare bolle d'aria. Inoltre, è più difficile per regolare in modo flessibile la pressione durante la procedura di lesioni e può causare ulteriore stress e lesioni all'arteria. Un altro suggerimento è quello di utilizzare tecniche di un piccolo "cuscino" (fatta di tovagliolo di carta o garza) per sostenere il collo dell'animale durante l'intervento chirurgico.
Sulla base delle relazioni precedenti e diversi anni di esperienza con la procedura di lesioni ratto balloon, gli autori hanno generato un simplifie leggermente modificata ed protocollo 35. Inoltre, l'infusione intraluminale di terapie destra dopo la lesione è stata dimostrata. Questo è all'incirca raddoppiato il tempo di questa procedura di chirurgia sopravvivenza e quindi richiede ulteriore esperienza hands-on. La preoccupazione principale durante il periodo di tempo prolungato è il piano anestetico. La dose iniziale di farmaco anestetico può mantenere sedazione di ratto per 30-45 min e così l'animale deve essere frequentemente controllato da toe-pinch, soprattutto durante il tempo di infusione 30 min. Il motivo per utilizzare farmaci anestetici iniettabili invece di anestesia inalanti per questo intervento specifico è majorly dovuto l'orientamento della testa di topo. Secondo l'esperienza degli autori, inserimento pallone in carotide è molto più facile da eseguire quando ratto di sdraiato con la testa verso il chirurgo. Durante l'esecuzione di un intervento chirurgico, si consiglia vivamente di farlo sotto una cappa aspirante (per evitare possibili allergie) o un armadio biosicurezza quando presenta lentivirus. In questo caso, l'i ingombrantinhalation cono e tubi avrebbero disturbare il flusso d'aria del cofano, e anche fare l'area chirurgica più difficile accesso. Tuttavia, è ancora altamente consiglia di utilizzare l'anestesia inalante se il chirurgo può anche eseguire l'intervento con l'orientamento opposto della testa animali.
Durante l'infusione, si ricorda di evitare bolle d'aria nel lume del vaso.
Come qualsiasi altro intervento chirurgico roditore, ipotermia è la principale preoccupazione durante l'intera procedura. Utilizzare dispositivi di riscaldamento adeguato per evitare sofferenze degli animali da ipotermia, che può portare alla morte. Nel frattempo, il surriscaldamento / ipertermia deve essere evitato. Quando si utilizza il calore-pad, asciugamani sono raccomandati per essere interposto tra il corpo di calore-pad e animale per impedire all'animale da surriscaldamento.
Due soluzioni saline, e lidocaina cloridrato (1%), sono altamente raccomandati da applicare sui tessuti esposti quando necessari durante la procedura chirurgica. I tessuti che sonoesposti durante l'intervento chirurgico dovrebbe essere tenuto umido dalla soluzione fisiologica sterile. Tratto chirurgico causa frequentemente spasmo muscolare e vaso contrazione della carotide. L'inserimento del catetere a palloncino in un'arteria contratto è incline a fallire; quando inserimento pallone è successo in queste condizioni, causerà gravi danni stiramento o sull'arteria. La lidocaina come farmaco anestetico topico può essere usato per rilassare e dilatare il vaso.
Il palloncino viene gonfiato con circa 1,5 atm di pressione ed è necessaria una regolazione corretta per ogni intervento chirurgico, a causa del cambiamento nella plasticità del pallone età (se riutilizzato) e la variazione di diametro del CCA. Inoltre, a causa della rigidità di alcune arterie del palloncino può essere gonfiato, ma non può essere visto. In questo caso, quando il palloncino è gonfiato, il chirurgo deve tirare leggermente il catetere per controllare la resistenza di arteria e regolare la pressione balloon conseguenza. Robusto tirando causerà gravi danni o la rottura di unrtery, perdite di sangue, e il fallimento del modello sperimentale. Il catetere a palloncino può essere riutilizzato più volte fino a quando il palloncino funziona ancora bene. Disinfettare catetere a palloncino con Cidex a fini di riutilizzo. I materiali che hanno fatto di catetere a palloncino, il lattice di gomma naturale e polietilene, sono stati approvati per essere compatibili con Cidex. Sono stati descritti i protocolli dettagliati per disinfettare i dispositivi medici che utilizzano Cidex 37. E 'importante per il chirurgo per controllare la fuoriuscita di balloon ogni volta prima dell'uso.
Il modello sutura continua di solito non è consigliabile utilizzare per la chiusura della pelle. Invece, clip ferita e interrotto modello di sutura sono di solito raccomandato. Tuttavia, quando l'incisione è la parte del corpo altamente attiva e sensibile, collo, questo potrebbe non essere il caso. Secondo la nostra esperienza, ferita clip e interrotto modello di sutura è conclusa con più alti tassi di fallimento chiusura. Clips persi o suture interrotte da graffi animale accaduto vEry spesso, che è molto probabilmente dovuto a più prurito causato dalle clip metalliche o più estremità di sutura. In caso di utilizzo continuo modello di sutura, il tasso di fallimento è stata solo l'1% nel nostro laboratorio con centinaia di ratti. Inoltre, il metodo migliore per chiudere la pelle è probabilmente il modello intradermica di sutura, anche se non siamo stati in grado di dimostrare che nel video.
Vi sono una varietà di metodi disponibili per la colorazione istologica di sezioni di tessuto. H & E colorazione è quello più comunemente usato. I lettori si riferiscono a un articolo completo discusso 36, da Tulis, per ulteriori approfondimenti. Al fine di ottenere informazioni più accurate delle strutture laminari, Elastic Stain Tissue Verhoeff con Van Gieson di contrasto (LCA colorazione) è altamente raccomandato.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Fogarty balloon embolectomy catheters, 2 French | Edwards Lifesciences, Germany | 120602F | |
| Deltaphase Operating Board - Includes 2 Pads & 2 Insulators | Braintree Scientific, Inc. | 39OP | |
| LED light source | Fisher Scientific | 12-563-501 | |
| Hartmann Mosquito Forceps 4” curved | Apiary Medical, Inc. San Diego, CA | gS 22.1670 | |
| Crile Retractor 4” double ended | Apiary Medical, Inc. | gS 34.1934 | |
| Other surgical instruments | Roboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD | ||
| Peripheral Intravenous (I.V.) Cannula, 24 G | BD | 381312 | |
| Ketamine HCl, 100 mg/ml, 10 ml | Ketaset- Patterson Vet | 07-803-6637 | |
| Xylazine (AnaSed), 20 mg/ml, 20 ml | Ketaset- Patterson Vet | 07-808-1947 | |
| Buprenex, 0.3 mg/1 ml (5 Ampules/Box) | Ketaset- Patterson Vet | 07-850-2280 | |
| Nair Baby Oil Hair Removal Lotion - 9 oz | Amazon/Walmart/CVS | N/A | |
| Inflation Device | Demax Medical | DID30 | |
| D300 3-way Stopcock | B.Braun Medical Inc. | 4599543 | |
| Artificial Tears Ointment | Rugby Laboratories, Duluth, GA | N/A |
References
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