Summary
Immortaliserede kræft cellelinjer kan dyrkes som 3D-cellekulturer, en værdifuld model for biologisk forskning. Denne protokol beskriver massespektrometri billeddannelse af 3D cellekulturer, herunder forbedringer i prøveforberedelse platform. Målet med denne protokol er at instruere brugerne at forberede 3D cellekulturer til massespektrometri billeddannelse analyse.
Protocol
1. 3D Cell Culture og Forberedelse til Imaging
- Kultur en passende cellelinie, dvs. HCT116 koloncarcinomcellelinie i todimensionalt, monolagskultur.
- Grow HCT 116 celler i en T-25 kolbe med McCoys 5A media + 10% føtalt bovint serum i en 5% CO 2-inkubator indtil 50-70% konfluens, hvilket normalt tager et par dage.
- Release celler med 0,25% trypsin-EDTA-opløsning og tælle en portion af cellerne under anvendelse af et hæmocytometer og trypanblåt-farvning for at kontrollere celletæthed og levedygtighed.
- Efter optælling fortyndes celler med komplet medium at opnå en passende podningstæthed på 6.000 celler / brønd, eller 30.000 celler / ml.
2. Forbered agarosecoatede 96 brøndsplader
- Tilføj 0,19 g agarose til 10 ml af standard medier i et 50 ml konisk rør (1,5% agaroseopløsning i medier) 10. Sikre integration af oplysninger ved forsigtig blanding. Autoklaver agarose i et vandbadi 20 min.
- Ved hjælp af en multikanalpipette, Aspirer 50 pi af agarose + medier blandingen i 60 centrale brønde på fladbundede 96-brønds plade dyrkningsplade. Som brøndene på perifere kanter af pladen har lidt højere fordampningshastigheder, tilsættes 200 pi 1x phosphatpufret saltvand (PBS) i stedet for agarose til disse kanter.
- Når agarose blandingen er blevet tilføjet til de indvendige brønde indstille pladen til side til afkøling til ~ 37 ° C før tilsætning af cellerne.
3. Frø og Tendens de tredimensionale Kultur
BEMÆRK: Flere eller færre celler kan podes afhængigt af kravene i den pågældende kultur, men det er blevet fastslået, at disse betingelser resulterer i 3D cellekultur strukturer på ca. 1 mm i diameter efter 10-14 dages dyrkning (data ikke vist) .
- Tilsæt 200 pi af den passende celle opløsning (fortyndet til at indeholde ~ 6.000 celler) til agarose-coatedePlade med 96 brønde. Dæk pladen og sat i befugtet inkubator med 5% CO2 ved 37 ° C for cellevækst.
- Skift cellemedier et minimum af hver 48 timer, eller når mediet synes at være at skifte farve.
- Skift medier ved omhyggeligt opsugning den gamle medier fra omkring den lille 3D cellekultur (synlig for det blotte øje ved dag 2) ved bunden af agarose. Tilsæt 200 pi frisk medium forsigtigt over 3D cellekultur.
- (Valgfrit trin) I løbet af disse medieændringer, tilføje kemoterapeutika eller andre lægemidler til test. Fortynd det foretrukne stof til den endelige koncentration med komplette medier og tilsæt de krævede 200 pi til hver brønd.
- Monitor 3D cellekultur vækst ved optisk mikroskop, indtil 3D cellekulturer er cirka 1 mm i diameter.
4. Harvest 3D cellekulturer
- Brug en 2 ml serologisk pipette til forsigtigt at fjerne 3D-cellekultur fra agarose seng. <li> Vask 3D cellekulturer med PBS ved forsigtigt at pipettere dem i ca. 1 ml PBS i en ventende 24-brønds plade.
- Transfer høstet 3D cellekulturer via serologisk pipette til centrifugerør for protein eller metabolit udvinding, eller integrere dem i en skærende medium for at hjælpe med udskæring til billedbehandlingsprogrammer.
5. Integrer 3D cellekulturer i Gelatine
- Forbered en opløsning af ~ 175 mg / ml gelatine i højvande renhed (18 MOhm foretrækkes). 22,23 Bland gelatine kraftigt. Overhold løsningen bliver tyktflydende og vanskelig at manipulere. Placer gelatine-holdige konisk rør i et vandbad ved ~ 60 ° C og varm, indtil opløsningen bliver klar og let at aspirat.
BEMÆRK: Den varme gelatineopløsning hærder hurtigt som det køler, så udføre alle følgende trin hurtigt før frysning. - Efter at det er opvarmet, tager gelatinen straks til cellekulturen hætte. Hold røret med gelatine i en beaker med forvarmet vand på omkring 60 ° C for at undgå hærdning af gelatineopløsning.
- Anvendelse af en 2 ml serologisk pipette deponere 0,6 ml varm gelatineopløsning i brønden af en 24 fladbundet plade. Denne mængde er tilstrækkelig til at dække bunden i et tyndt lag. Forsigtigt deponere 3D cellekulturer umiddelbart oven på gelatinelag hjælp af en anden 2 ml pipette for at undgå brud på 3D-struktur.
BEMÆRK: Der skal udvises forsigtighed på nuværende tidspunkt ikke at placere PBS i gelatine. Hvis dette sker, imidlertid fjernes PBS fra toppen af gelatine ved anvendelse af en 200 pi pipette. - Efter 3D cellekulturer er placeret på overfladen af gelatine lag forsigtigt pipetteres en anden 0,6 ml af varm gelatine blandingen over 3D cellekulturer, således for ikke at forstyrre positionen af kulturerne. Efter det andet lag er anbragt, fryse gelatine-indlejrede 3D cellekulturer ved -80 ° C.
6. Slice og Thaw Mount the Gelatine-embedded 3D cellekulturer til massespektrometrisk Imaging
- Fjern 24-brønds plade indeholdende 3D cellekulturer fra fryseren. Opvarm bunden af pladen med varmen fra hånden, indtil en pincet eller skalpel vil glide forsigtigt ned langs siden af brønden.
- Blødt skub pincetten eller skalpel, hvilket frigør gelatinen uden optøning centret. Tag en dråbe vand til kryostaten støtte og bruge denne til at klæbe gelatine disk til bæreren.
- 3D cellekulturer indlejret i gelatine er mest modtagelig for skæring ved -30 ° C. Rengør kryostat bladet og glas med 70% ethanol før brug. Brug en anden del af vingen eller en ny klinge for hver 3D cellekultur-gelatine disken for at forhindre dulling af bladet.
- Ved hjælp af kryostat forsigtigt vender det overskydende gelatine indtil 3D cellekulturer bliver synlige.
- På dette tidspunkt langsomt skære 3D cellekulturer med en jævn bevægelse i 12-16 um sektioner.
BEMÆRK: Kritiske faktorer til udskæring omfatter afstanden af glasset til bladet, bladvinklen, temperaturen af kryostat, og vinklen af skiven på understøtningen, så alle disse skal kontrolleres for at sikre ensartede resultater. - Tø forsigtigt skiver og montere dem på indium titanium oxid (ITO) overtrukne objektglas mærket korrekt og opbevar det i en ekssikkator. Brug skiverne så hurtigt som muligt for maksimal kvalitet.
7. Matrix Ansøgning og Prøveforberedelse for MALDI Imaging
- Før MALDI billeddannelse, forberede skiver med den relevante matrix.
- For lille molekyle analyse, ingen vasketrinene generelt påkrævet. For intakt protein detektion vaskes skiverne i koldt 100% acetone til Carnoys væske, eller 70% / 95% isopropanol fjerne små molekyler, såsom lipider, som kunne maskere signalet 24 -. 26
- Vask forsigtigt for ikke mere end 30 sekunder ad gangen. Må ikkeat forstyrre nogen skiver.
- Forbered matrix i en opløsning af organisk opløsningsmiddel og vand, med 0,1% TFA. For lille molekyle, såsom α-cyano-4-hydroxykanelsyre (CHCA) bruge 60% ACN: 40% H2O: 0,1% TFA (10 mg / ml). For protein detektion såsom sinapinsyre (30 mg / ml), anvende det samme opløsningsmiddel opløsning. For optimal opløselighed af sinapinsyre, opløses først i acetonitril før tilsætning af TFA: H2O-opløsning. Andre matricer kan anvendes som passende.
BEMÆRK: Matrix kan anvendes med flere forskellige metoder, men det skal bemærkes nogle matricer har vist sig at co-krystallisere med gelatinen, såsom ferulasyre, hvilket gør prøven ubrugelig. Mindre krystaller producere mere konsistent massespektre, der giver mulighed for flere molekylspecies, der skal detekteres og henføres til biologiske forskelle snarere end matrixeffekter. - Påfør matrix ved handspotting metode.
- Brug en spids sprøjte til at anvende 0,5 pi af MATRix løsning på 3D cellekultur skive og tillade matrix at krystallisere.
- Alternativt kan du bruge airbrush metoden. Fyld en kommerciel kvalitet airbrush med matrix opløsning.
- Hold sprøjten 8-12 inches væk fra slide, sigter en fin spray på skive. Ind imellem passerer, tillader matrix at tørre i 1 min for at muliggøre den bedste crystal formation. Op til 10-20 passager af airbrush er forpligtet til at give en optimal lag af matrix 22.
- Alternativt kan du bruge sublimering metode beskrevet andetsteds. 25,27
- Tørre glider i en ekssikkator i mindst 30 minutter før MALDI-MSI, uanset hvilken metode matrix ansøgning. 25
8. MALDI-MSI analyse under anvendelse af et MALDI-TOF System (dvs. AUTOFLEX III)
BEMÆRK: Dette afsnit indeholder vejledning og gode råd til indstilling af parametre for en MALDI-TOF imaging eksperiment. Afhængigt af instrument producent og software, der anvendes, kan processen variere.
- Monter dias i en adapter til sikkert at holde 75 mm x 25 mm dias til billedet 3D cellekultur skiver knyttet til ITO coatede objektglas. Læg dias adapter i instrumentet.
- Forbered instrument til MALDI-MSI ved at vælge en passende kalibrering standard for massen vifte pågældende. Til søgningen af små molekyler, signalerne detekteres der svarer til matricen anvendte α-CHCA, er en fælles gruppe af kalibranter. Til analyse af proteiner, er kendt protein standarder (dvs. ubiquitin, trypsinogen) i masseinterval af interesse udvælges og plettet tilstødende til 3D cellekulturer som kalibranter. Apparatet kalibreres, før du fortsætter med metodeudvikling.
- Forud for billedbehandling, udvikle datafangst metoder til massen række valg ved hjælp af den software, der leveres af instrumentets fabrikant. Se figur 1 og 2 forlille molekyle og protein billeddannelse. For lille molekyle billeddannelse, brug reflectron tilstanden for den højeste masse opløsning.
- Juster masse interval for erhvervelse lille molekyle af data mellem 100-1.000 m / z og for proteiner mellem 8,000- 25.000 m / z. Juster masseinterval at omfatte regionen valg samtidig give den størst mulige masse opløsning med instrumentet.
- Juster laser magt, frekvens, antal laser skud og spot størrelse ved hjælp kalibreringsopløsningen og en nærliggende 'offer' 3D cellekultur skive. Overhold disse indstillinger i hovedinstrumentet kontrol software. Brug følgende indstillinger som en anbefalet udgangspunkt: 60% effekt, 400 laser skud, ultra lille plet størrelse. Disse indstillinger vil variere på tværs af instrumenter og metoder, så optimere instrumentparametre at give den højeste kvalitet spektre for hver enkelt instrument. Andre parametre, der kan justeres omfatter detektoren gain, sample rate, og elektronisk forstærkning. Save denne metode til brug i imaging software (dvs.., AutoExecute metode at FlexImaging vil trække på).
BEMÆRK: Undertryk ioner under masseinterval af interesse (igen findes i instrumentet kontrol) for således ikke at forstyrre detektion. - Udvikle protein datafangst metoder til massen række valg. Følg de samme trin, der er skitseret ovenfor, men for de midt-til-høj masse intervaller, over ca. 3 kDa, brug lineær tilstand.
BEMÆRK: Indstillinger vil afvige fra dem, der anvendes til små molekyler metoder.
- Opsætning specifikke MS instrumentparametre hjælp af imaging software leveret af instrumentets fabrikant, såsom FlexImaging for Bruker MALDI-TOF-systemer.
- Opret en ny imaging fil og mappe, ved hjælp af de metoder, der udvikles inden og gemt. Vælge instrumentet parametre som raster spot størrelse (ændring fra standard omkring 200 um til 50 pm), der blev oprettet af instrumentet kontrolmetode (opsætning i trin 8.3.2 eller 8.3.3), og position, hvor at scanne over 3D-cellekultur.
- Vælg tre egnede teach punkter på prøven, flytter laseren til hver af dem. Anskaf den optiske fotografi fra MALDI-TOF laser kontrol software ved hjælp 'print screen ".
BEMÆRK: Mange billedbehandling programmer kræver en optisk fotografi af prøven til "undervise" af softwaren, hvor laseren er placeret, som kan opnås med en scanner eller ofte instrumentet kamera.
- Start derefter billedprocessen fra imaging software (ikke instrumentet kontrol) og erhverve massespektre fra hver skive. Overhold de fleste masser hele 3D-cellekultur og andre, lokaliseret til bestemte områder.
9. Valgfri Dataanalyse Metoder
- For målrettet analyse, udføre manuel analyse af spektrene ved at klikke på en masse i den gennemsnitlige spektrum, eller tillade imaging software til automatisk at hente masser over en bestemt tærskel (f.eks., Toppe above de øverste 20% tærskel). For kvalitetskontrol, undersøger fordelingen af matrix toppe eller den gennemsnitlige spektrum.
- Udfør statistiske analyser med udtrukne datasæt i matematisk software som F eller Matlab.
- Eksport enkelt spektre i ASCII-format, en læsbar tekstfil, til lastning ind i softwaren valg.
- Konverter den enkelte spektre til ASCII, mzXML af mzML format til læsning af flere forskellige programmer, 28 -. 31 eller eksportere dataene som en analyse (.img) format fil, et fælles format, der bruges til andre billedbehandlingsprogrammer som MRI 32 To open source muligheder for analyse er MSiReader og BioMap 32,33.
- Når filerne eksporteres til et format der kan læses af softwaren, indlæse datasættet via instruktionerne i de respektive software. Efter påsætning udføre post-erhvervelse behandling, så som baseline fjernelse og normalisering.
- Med dette datasæt, udføre statistical behandlinger såsom principalkomponentanalyse af hierarkisk klyngedannelse hjælp af enten brugerdefinerede scripts eller bygget i algoritmer i software som Matlab 18.
Representative Results
MSI billeddannelse har potentiale til at afsløre mange forskellige molekylære fordeling i 3D cellekulturer. Ved anvendelse af fremgangsmåden beskrevet ovenfor, kan arter fra små molekyler (figur 1) til store proteiner (figur 2) spores hele kulturen. Disse resultater viser visualisering af en enkelt ion med det gratis værktøj MSiReader. 32 Resultaterne kan analyseres for enlige ioner af interesse på tværs af 3D cellekultur med visualisering software enten i et område af interesse eller hele scannede område. Derudover fleste software vil automatisk visualisere ioner over en vis tærskel, som brugeren, som kan hjælpe discovery indsats. Når en enkelt ion maps opnås, de fleste software indeholder en evne til at overlejre billederne for at se colokalisering af ioner. Enten i opdagelse tilgange eller i en målrettet, massespektrometri billeddannelse er et kraftfuldt værktøj til at analysere 3D cellekulturer.
Figur 1. Repræsentative resultater af 3D cellekultur vækst og skæring. Left) Optisk billede af en intakt colorectal HCT-116 3D cellekultur struktur som set på dag 14 før høst. Right) Optisk billede af en omtrent ækvatorial udsnit af en kolorektal 3D cellekultur tø monteret på en ITO-coatede objektglas til billeddannelse. Klik her for at se en større udgave af dette tal.
Figur 2. Repræsentative resultater af lille molekyle MALDI-MSI af en tværsnit af en 3D cellekultur. Top) Gennemsnitlig massespektre opnået med α-CHCA i den lave masse (lille molekyle) område. Bund) Repræsentative billeder afen enkelt masse: 327,8 m / z primært lokaliseret til det indre af 3D cellekultur og 429,7 m / z primært lokaliseret til kanten af 3D cellekultur. Stiplede linje angiver den omtrentlige kant klumpformet. Klik her for at se en større udgave af dette tal.
Figur 3. Repræsentative resultater af protein billeddannelse af MALDI-MSI af en tværsnit af en 3D cellekultur. Top) Gennemsnitlig massespektre opnået med sinapinsyre i højere (protein) masseinterval. Bottom) Repræsentative billeder af en enkelt masse: 10871 m / z primært lokaliseret til kanten af sfæroide og 12.184 m / z lokaliseret mere mod det indre af sfæroide. Stiplede linje angiver den omtrentlige kant af sfæroid. Klik her for at se en større udgave af dette tal.
Discussion
Ved anvendelse af fremgangsmåderne, der er skitseret ovenfor, kan 3D cellekulturer dyrket og analyseret med MALDI-MSI. Mange udødeliggjorte cellelinier vil danne 3D-strukturer, når de dyrkes på passende vis. 9,10 bør udvises forsigtighed for at dyrke celler, der ikke er blevet overvæltet for mange gange, der er, har et lavt antal passage. Generelt celler med tal passage af ti og lavere er optimale til dyrkning 3D cellekulturer. Dyrkning 3D cellekulturer i en traditionel agarose support giver en omkostningseffektiv måde for forskergrupper interesseret i 3D cellekultur til at prøve dette system. Denne metode udnytter få komponenter ikke allerede er i de fleste mammale cellekultur laboratorier. Omhyggelig opmærksomhed skal rettes til udarbejdelsen af agaroseplader for vækst, således at 3D-cellekulturer er konsekvente i størrelse og form; nogle aspekter, som kræver omhyggelig indbefatter kontrollere, at ingen luftbobler indesluttes til blandingen, og at en korrekt menisk dannes i bunden af hver well. Hvis menisken ikke danner ordentligt, kan cellerne vokse i ikke-sfæroide former eller i små klumper. Desuden skal man være omhyggelig ikke at placere PBS i gelatinen med sfæroiderne. Hvis dette sker, fjernes PBS fra toppen af gelatine ved anvendelse af en 200 pi pipette. Hvis omkostningerne ikke er en faktor, ultra-lav bindende rundbundede plader er kommercielt tilgængelige og tilbyder forenkling af disse trin. Mens andre væv indstøbningsmetoder også kan være dyrt og ikke-massespektrometri forenelige, gelatine-embedding vist sig at være både billig og alsidig. Forberedelse strategier skitseret ovenfor er blevet optimeret til 3D cellekulturer for at opnå den højeste datakvalitet. Mens gelatine-embedding har vist sig at være forenelige med massespektrometrianalyse denne proces gør indsnævre de tilgængelige matricer på grund af co-krystallisering. Når frosset, 3D cellekulturer er stabile i flere måneder, så længe de ikke er fryse-optøet. Gelatinen bliver uigennemsigtig når frosne, og 3D-cellekulturer er af en lignende farve, så det er tilrådeligt før frysning at dokumentere 3D cellekultur placering til støtte i udskæring.
Ved fremstilling af objektglas, kan anvendes matrix med flere forskellige metoder, men det skal bemærkes, at nogle matricer har vist sig at co-krystallisere med gelatinen, såsom ferulasyre, hvilket gør prøven ubrugelig. Mindre matrix krystaller producere mere konsistent massespektre. Mens handspotting er den enkleste metode til matrix ansøgning, kan den større solvens volumen resultere i større krystal størrelser og signifikant analyt migration.
På massespektrometer, fremskridt i MALDI-MSI teknologier har reduceret den nødvendige ekspertise til begyndelsen analyser. Indsamling og analyse af data er ligetil på de fleste systemer, der gør det muligt selv en nybegynder at få oplysninger af høj kvalitet fra ITO-coatede objektglas. Omhyggelig udvælgelse af instrumentets parametre optimeret på nærliggende non-image værdig 3D celle cultures, er afgørende for at opnå data af høj kvalitet. For eksempel kan øge laser magt øge peak intensitet, men faldende laser magt kan forbedre opløsning og give mere symmetrisk top figurer. 3D cellekulturer bør anvendes hurtigt efter udskæring for at sikre optimal prøve kvalitet. Nedbrydning af protein signal kan ses i mindre end en uge uden korrekt opbevaring (ekssikkator / -80 ° C fryser), især i den høje masse region (over 20 kDa). På grund af stigende efterspørgsel, har mange forskellige visualisering programmer blevet udviklet og er fri for den offentlige forskning. De fleste imaging massespektrometre har installeret den nødvendige software til at visualisere enkelt masserne med de proprietære formater, der anvendes på de enkelte instrumenter. Disse programmer kan anvendes til opnåelse af enkelt-masse og eksportere dataene. De fleste software vil også give overlejring af to eller flere masser af interesse. Derudover er der mange forskellige seere til MSI data er gratis at hente, f.eks MSiReader end BioMap. 32,33 massespektrometri data må også behandles efter overtagelsen med lethed, hvilket bringer flere nyttige oplysninger i forgrunden.
Fra lægemidler til lipider til proteiner, det ovennævnte system giver mulighed for hurtig indsamling af data til at vurdere fordelingen af molekyler af interesse på tværs af en 3D-cellekultur struktur. Serielle sektioner kan træffes for at afbilde hele 3D-struktur ved at bygge fra hver 2D billede af en skive af 3D cellekultur. De teknikker og noter i protokol vil være til gavn for forskere, der ønsker at begynde tredimensionel cellekultur som en bro mellem monolagskultur og dyremodeller. Når mestrer, kan disse teknikker anvendes på flere forskellige typer af 3D cellekulturer, væv og cellekulturer, så forskere til billedet alt efter hvad prøver de vælger.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| HCT116 Cell line | ATCC | ATCC CCL-247 | Potential hazard, handle with care |
| McCoy's 5A media | Gibco | 16600-108 | |
| Fetal Bovine serum | HyClone | SH30071.03 | |
| 0.25% Trypsin-EDTA solution | Gibco | 25200-056 | |
| Agarose | Sigma-Aldrich | A9539 | |
| Phosphate Buffered Saline | Gibco | 10010049 | |
| Gelatin, unflavored | Knox | Available at most grocery stores in single-packets | |
| ITO-coated glass slides | Delta Technologies, Limited | CG-90IN-S115 | |
| α-Cyano-4-hydroxycinnamic acid (CHCA) | Sigma-Aldrich | C8982 | |
| Sinapic Acid | Sigma-Aldrich | 85429 | |
| 0.3 mm Gravity Feed Dual-Action Airbrush Paint Spray Gun Kit Set | RoyalMax Airbrush | Many options available on sites such as Amazon.com |
References
- Schober, Y., Guenther, S., Spengler, B., Römpp, A. Single cell matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry imaging. Anal Chem. 84 (15), 6293-6297 (2012).
- Cornett, D., Frappier, S., Caprioli, R. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal Chem. 80 (14), 5648-5653 (2008).
- Reyzer, M. L., Hsieh, Y., Ng, K., Korfmacher, W. a, Caprioli, R. M. Direct analysis of drug candidates in tissue by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. J Mass Spectrom. 38 (10), 1081-1092 (2003).
- Reyzer, M. L., Chaurand, P., Angel, P. M., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by MALDI imaging mass spectrometry. Methods Mol Biol. 656 (18), 285-301 (2010).
- Cornett, D., Reyzer, M., Chaurand, P., Caprioli, R. MALDI imaging mass spectrometry: molecular snapshots of biochemical systems. Nat Methods. 4 (10), 828-833 (2007).
- Guenther, S., et al. Histology by mass spectrometry: label-free tissue characterization obtained from high-accuracy bioanalytical imaging. Angew Chem Int Ed Engl. 49 (22), 3834-3838 (2010).
- Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry--looking beyond classical histology. Nat Rev Cancer. 10 (9), 639-646 (2010).
- Kunz-Schughart, L. a, Kreutz, M., Knuechel, R. Multicellular spheroids: a three-dimensional in vitro culture system to study tumour biology. Int J Exp Pathol. 79 (1), 1-23 (1998).
- Hirschhaeuser, F., Menne, H., Dittfeld, C., West, J., Mueller-Klieser, W., Kunz-Schughart, L. a Multicellular tumor spheroids: an underestimated tool is catching up again. J Biotechnol. 148 (1), 3-15 (2010).
- Friedrich, J., Seidel, C., Ebner, R., Kunz-Schughart, L. A. Spheroid-based drug screen: considerations and practical approach. Nat Protoc. 4 (3), 309-324 (2009).
- Lee, G. Y., Kenny, P. A., Lee, E. H., Bissell, M. J. Three-dimensional culture models of normal and malignant breast epithelial cells. Nat Methods. 4 (4), 359-365 (2007).
- Yamada, K. M., Cukierman, E. Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D. Cell. 130 (4), 601-610 (2007).
- Fernandes, T. G., Kwon, S. -J., et al. Three-dimensional cell culture microarray for high-throughput studies of stem cell fate. Biotechnol Bioeng. 106 (1), 106-118 (2010).
- Meli, L., Jordan, E. T., Clark, D. S., Linhardt, R. J., Dordick, J. S. Influence of a three-dimensional, microarray environment on human cell culture in drug screening systems. Biomaterials. 33 (35), 9087-9096 (2012).
- Weaver, E. M., Hummon, A. B. Imaging mass spectrometry: From tissue sections to cell cultures. Adv Drug Deliv Rev. 65 (8), 1039-1055 (2013).
- Li, H., Hummon, A. B. Imaging mass spectrometry of three-dimensional cell culture systems. Anal Chem. 83 (22), 8794-8801 (2011).
- Liu, X., Weaver, E. M., Hummon, A. B. Evaluation of Therapeutics in Three-Dimensional Cell Culture Systems by MALDI Imaging Mass Spectrometry. Anal Chem. 85 (13), 6295-6302 (2013).
- Ahlf, D. R., Masyuko, R. N., Hummon, A. B., Bohn, P. Correlated Mass Spectrometry Imaging and Confocal Raman Microscopy for Studies of Three-Dimensional Cell Culture Sections. Analyst. 139 (18), 4578-4585 (2014).
- Derda, R., Tang, S. K. Y., et al. Multizone paper platform for 3D cell cultures. PloS one. 6 (5), 18940 (2011).
- Imbeault, S., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. aL. Localizing protein in 3D neural stem cell culture: a hybrid visualization methodology. J Vis Exp. 2 (46), 2-7 (2010).
- He, W., Kuang, Y., et al. Proteomic Comparison of 3D and 2D Glioma Models Reveals Increased HLA-E Expression in 3D Models is Associated with Resistance to NK Cell-Mediated Cytotoxicity. J Proteome Res. 13 (5), 2272-2281 (2014).
- Chen, R., Cape, S. S., Sturm, R. M., Li, L. Mass Spectrometric Imaging of Neuropeptides in Decapod Crustacean Neuronal Tissues. Methods Mol Biol. 656, 451-463 (2010).
- DeKeyser, S. S., Kutz-Naber, K. K., Schmidt, J. J., Barrett-Wilt, G. A., Li, L. Imaging Mass Spectrometry of Neuropeptides in Decapod Crustacean Neuronal Tissues. J Proteome Res. 6 (5), 1782-1791 (2007).
- Van Hove, E. R. A., Smith, D. F., Fornai, L., Glunde, K., Heeren, R. M. An alternative paper based tissue washing method for mass spectrometry imaging: localized washing and fragile tissue analysis. J Am Soc Mass Spectrom. 22 (10), 1885-1890 (2011).
- Yang, J., Caprioli, R. M. Matrix Sublimation/Recrystalization for Imaging Proteins by Mass Spectrometry at High Spatial Resolution. Anal Chem. 83 (14), 5728-5734 (2012).
- Seeley, E. H., Oppenheimer, S. R., Mi, D., Chaurand, P., Caprioli, R. M. Enhancement of protein sensitivity for MALDI imaging mass spectrometry after chemical treatment of tissue sections. J Am Soc Mass Spectrom. 19 (8), 1069-1077 (2008).
- Gemperline, E., Li, L. MALDI-mass spectrometric imaging for the investigation of metabolites in Medicago truncatula root nodules. J Vis Exp. 1 (85), 1-11 (2014).
- Deutsch, E. mzML: a single, unifying data format for mass spectrometer output). Proteomics. 8 (14), 2776-2777 (2008).
- Pedrioli, P. G. a, Eng, J. K., et al. A common open representation of mass spectrometry data and its application to proteomics research. Nat Biotechnol. 22 (11), 1459-1466 (2004).
- Lin, S., Zhu, L., Winter, A., Sasinowski, M., Kibbe, W. What is mzXML good for. Expert Rev Proteomics. 2 (6), 839-845 (2005).
- Orchard, S., Hoogland, C., Bairoch, A., Eisenacher, M., Kraus, H. -J., Binz, P. -A. Managing the data explosion. A report on the HUPO-PSI Workshop. August 2008, Amsterdam, The Netherlands. Proteomics. 9 (3), 499-501 (2009).
- Robichaud, G., Garrard, K. P., Barry, J. a, Muddiman, D. C. MSiReader: an open-source interface to view and analyze high resolving power MS imaging files on Matlab platform. J Am Soc Mass Spectrom. 24 (5), 718-721 (2013).
- Andersson, M., Groseclose, M. R., Deutch, A. Y., Caprioli, R. M. Imaging mass spectrometry of proteins and peptides 3D volume reconstruction. Nat Methods. 5 (1), 101-108 (2008).
