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Chemistry

Massenspektrometrische Ansätze zur Proteinstruktur und Wechselwirkungen zu untersuchen in lyophilisierte Pulver

doi: 10.3791/52503 Published: April 14, 2015
* These authors contributed equally

Abstract

Amid Wasserstoff / Deuterium-Austausch (ssHDX-MS) und Seitenketten photolytische Kennzeichnung (SspI-MS), gefolgt von Massenspektrometrie-Analyse kann nützlich für die Charakterisierung lyophilisierte Formulierungen von Proteintherapeutika. Kennzeichnung, gefolgt von geeigneten proteolytischen Abbau kann der Proteinstruktur und Wechselwirkungen mit dem Peptid-Level-Auflösung abgebildet werden. Da die Proteinstrukturelemente werden durch ein Netzwerk von chemischen Bindungen von den Hauptketten und Seitenketten von Aminosäuren, spezifische Markierung von Atomen in den Aminosäureresten gibt einen Einblick in die Struktur und Konformation des Proteins stabilisiert. Im Gegensatz zu den Routineverfahren verwendet werden, um Proteine ​​in gefriergetrockneten Feststoffe (zB FTIR), ssHDX-MS und SspI-MS quantitative und ortsspezifische Informationen zu studieren. Das Ausmaß der Deuteriumeinbau und kinetischen Parameter können bezogen werden, schnell und langsam den Austausch von Amid-Pools (N schnell, N langsam) und spiegelt unmittelbar die degree der Proteinfaltung und Struktur in lyophilisierte Formulierungen. Stabile photolytische Kennzeichnung nicht zurück Austausch, einen Vorteil gegenüber ssHDX-MS unterzogen werden. Hier stellen wir ausführliche Protokolle sowohl ssHDX-MS und SspI-MS, mit Myoglobin (Mb) als Modellprotein bei lyophilisierten Formulierungen, die entweder die Trehalose oder Sorbit.

Introduction

Proteinwirkstoffe sind die am schnellsten wachsende Sektor in der biopharmazeutischen Industrie und bieten vielversprechende neue Behandlungsmöglichkeiten für bisher hartnäckigen Krankheiten, darunter hormonelle Störungen, Krebs und Autoimmunerkrankungen ein. Im Jahr 2012 wird der weltweite Markt Biotherapeutika erreicht 138.000.000.000 $ und wird voraussichtlich auf 179 Milliarden Dollar bis zum Jahr 2018 zu erreichen 2. Die Proteine ​​sind größer und zerbrechlicher als herkömmliche Medikamente aus kleinen Molekülen und so sind anfälliger für viele Arten von Abbau 3. Um eine ausreichende Haltbarkeit und Stabilität zu gewährleisten, sind Proteinwirkstoffe oft formuliert als lyophilisierte (dh gefriergetrocknet) feste Pulver. Jedoch kann ein Protein noch abgebaut werden im festen Zustand, insbesondere wenn seine native Struktur wird während des Gefriertrocknungsprozesses 4,5 erhalten. Sicherzustellen, dass Struktur wurde beibehalten machbar ist, nur wenn es analytischen Methoden, die Protein-Konformation in der Festkörper mit sufficien Sonde kannt Auflösung.

NMR 6 und Röntgenkristallographie 7 sind die allgemein üblichen Hochauflösungsverfahren, um die Proteinstruktur in Lösung und kristalline Feststoffe 8 beurteilen. Aufgrund der Art der Hilfsstoffe und Verarbeitungsverfahren sind lyophilisierten Proteinformulierungen üblicherweise eher amorph als kristallin 9. Der Mangel an Homogenität und mikroskopische Ordnung macht die oben erwähnten Techniken unpraktisch für Proteine ​​in amorpher Festkörper. Fourier-Transformations-Infrarot-Spektroskopie (FTIR) 10, Raman-Spektroskopie 11 und Nahinfrarotspektroskopie (NIR) 12 wurden regelmäßig vom biopharmazeutischen Industrie verwendet, um Sekundärstruktur in lyophilisierter Pulver zu der des nativen Lösungs-Struktur zu vergleichen. Allerdings sind diese Verfahren mit niedriger Auflösung und kann nur Informationen über die globalen Veränderungen in der Sekundärstruktur. Solid-State-strukturelle Charakterisierung mittels FTIRhat entweder schwach 13,14 oder arm 15 Korrelation mit langfristiger Lagerstabilität gezeigt. Diese Einschränkungen machen die Notwendigkeit einer geeigneten hochauflösende Methoden zur Proteinstruktur Störungen in der Festkörper identifizieren.

Chemische Kennzeichnung in Verbindung mit der Proteolyse und massenspektrometrische Analyse wurde als ein leistungsfähiges Konzept für die Überwachung von Proteinstrukturen und molekularen Wechselwirkungen in wässriger Lösung entstanden. In der pharmazeutischen Entwicklung hat HDX-MS für Epitopkartierung in Antigen-Antikörper-Wechselwirkungen 16,17 verwendet, um Rezeptor-Arzneimittel-Wechselwirkungen 18 zuzuordnen, um die Effekte von posttranslationalen Modifikationen auf die Konformation des Protein-Arzneistoffe 19 zu überwachen und zu vergleichen, Charge-zu-Charge-Änderung in den Entwicklungs Biosimilars 20. Ähnlich photoaktivierbaren Liganden verwendet worden, um Medikamentenziele zu identifizieren und um die Bindungsaffinität und Spezifität der Wirkstoff-Rezeptor-Wechselwirkungen 21,22 bestimmen. Extend die Anwendung dieser Methoden, um lyophilisierte Formulierungen, hat uns entwickelte Festkörper Wasserstoff Deuterium-Austausch-Massenspektrometrie (ssHDX-MS) und Solid-State-photolytischen Kennzeichnung Massenspektrometrie (SSPL-MS) zu Proteinkonformationen und Hilfsstoff-Interaktionen in lyophilisierten Proben studieren mit hoher Auflösung.

In beiden ssHDX-MS und SspI-MS wird das Protein unter idealen Reaktionsbedingungen in lyophilisierter Feststoffe bezeichnet, und die Proben werden dann rekonstituiert und durch Massenspektrometrie mit oder ohne proteolytischen Verdau analysiert. ssHDX-MS informiert über Hauptkette Exposition gegenüber Deuterium Dampf, während SSPL-MS liefert Informationen über die Umgebung der Seitenketten (Abbildung 1). Beide Methoden können somit komplementäre Informationen über Proteinkonformation in der Festkörper bieten. Hier stellen wir eine allgemeine Protokoll für die Untersuchung von Proteinen in lyophilisierter Feststoffe mit ssHDX-MS und SspI-MS (Abbildung 2), wobei Mb alsein Modellprotein. Wir zeigen die Fähigkeit der beiden Verfahren, um Unterschiede in Formulierungen mit zwei unterschiedlichen Hilfsstoffen zu unterscheiden.

Abbildung 1
Fig. 1: ssHDX und SspI Maßnahme Proteinstruktur in lyophilisierter Feststoffe durch unterschiedliche Markierungsmechanismen (A) In HDX das Rückgrat Amidwasserstoffe Austausch mit Deuterium als Funktion der Proteinstruktur und D 2 O Zugänglichkeit. In der Festkörper, die Geschwindigkeit und das Ausmaß der Deuterium-Austausch sind abhängig von der Höhe des D 2 O Sorption, Protein Mobilität (Entfaltung und Rückfaltung Ereignisse) und der Art der in der festen Matrix vorhandenen sonstigen Bestandteile. (B) In PL, UV-Bestrahlung bei 365 nm veranlasst die Bildung eines reaktiven Carben-Intermediats aus dem Diazirin funktionelle Gruppe PLeu und unspezifisch in jedes XH-Bindung (X = beliebiges Atom) oder ad eingeüber eine C = C-Bindung in ihrer unmittelbaren Umgebung ded. Bei dem Festzustand die Geschwindigkeit und das Ausmaß der Markierung hängt von der lokalen Konzentration des Markierungsmittels, Bestrahlungszeit, Proteinstruktur und der Art der in der festen Matrix vorliegende Hilfsstoffe. Die Abbildungen A und B zeigen die maximale theoretische Kennzeichnung, die sich auf Grundgerüst und Seitenketten jeweils in Protein auftreten können.

Abbildung 2
Abbildung 2: Schematische Darstellung zeigt Festkörper HDX-MS (A) und PL-MS (B) für die Protein in lyophilisierten Formulierung.

Protocol

1. Probenvorbereitung und Gefriertrocknung

  1. Dialysieren des erforderlichen Volumens von Mb Stammlösung gegen einen geeigneten Puffer und filtriert durch ein 0,22 um-Sterilfilter.
  2. Vorbereiten des erforderlichen Volumens der Hilfsstoffe und photo-Leucin (L-2-Amino-4,4-azi-pentansäure; PLeu) Stammlösungen in geeigneten Puffer. Filtern Sie die Stammlösungen durch ein 0,22 um Sterilfilter.
  3. Verwendeten Formulierungen, wie in Tabelle 1 mit den Stammlösungen von Protein, Exzipienten PLeu und Puffer dargestellt.
  4. Filterproben durch ein 0,22 um sterile Filter, um alle Teilchen in Schritt 1.3 gebildete entfernen. Separat Füllen Sie die Proben mit 0,2 ml in 2 ml-Glasfläschchen. Verwenden Sie Glasflaschen, die zur pleu in den SSPL-MS-Studien aktivieren transparent für UV (365 nm) Licht.
  5. Last Fläschchen in einem Gefriertrockner und initiieren Gefriertrocknung durch die Gestaltung eines geeigneten Gefriertrocknungszyklus.
    1. Hier gefrier Proben bei -40 ° C, gefolgtdurch primäre Trocknen unter Vakuum (70 mTorr) bei -35 ° C für 12 h und Sekundärtrocknung bei 25 ° C für 12 Std. Andere Lyophilisierung Zyklen und Trocknungsverfahren (beispielsweise Sprühtrocknung), können ebenfalls verwendet werden.
  6. Verfüllen die Fläschchen mit lyophilisierten Proben mit Stickstoff vor der Deckelung.
Formulierungen Zusammensetzung (mg / ml) vor der Lyophilisierung
Mb Trehalose Sorbitol pleu c Kalium-Phosphat, pH 7,4
MbT ein 1,7 3.4 - - 0.4
MbS ein 1,7 - 3.4 - 0.4
MbT + pleu b 1,7 3.4 - 14,3 x 10 -3 bis 1,43 0.4
MbS + pleu b 1,7 - 3.4 14,3 x 10 -3 bis 1,43 0.4

Tabelle 1:... Zusammensetzung von lyophilisierten Formulierungen Mb ein Formulierungen zur ssHDX-MS-Studie verwendet b Formulierungen für die SspI-MS-Studie verwendet c L-2-Amino-4,4-azipentanoic Säure oder photo-Leucin (PLeu). PLeu bei fünf verschiedenen Konzentrationen (14,3 x 10 -3 bis 1,43 mg / ml) entspricht, 1x, molaren Überschuß bezüglich Mb 10x, 20x, 50x und 100x wurden mit MbT und MBS Formulierungen co-lyophilisiert.

2. ssHDX-MS für Intact Protein

  1. Hinzufügen einer sättigenden Menge (~ 440 g) K 2 CO 3 in 200 ml D 2 O previously angeordnet in der unteren Kammer eines Exsikkator. Verschließen Sie den Exsikkator luftdicht und lassen Sie sie bei 5 ° C, bis eine stabile relative Luftfeuchtigkeit (RH) von ca. 43% erreicht wird ins Gleichgewicht. Andere RH-Werte von Interesse kann durch die Auswahl unterschiedlicher gesättigten Salzlösungen 23,24 erhältlich.
  2. Initiieren ssHDX Reaktionen indem uncapped Vials das lyophilisierte Protein im oberen Fach des Exsikkator. Verschließen Sie den Exsikkator luftdicht und Inkubation bei 5 ° C, damit HDX auftreten (Abbildung 2A).
  3. Sammeln ssHDX Proben zu verschiedenen Zeiten dreifach. Für Mb Formulierungen, sammeln Proben bei neun Zeitpunkten 1, 2, 4, 8, 16, 32, 56, 92 und 144 Stunden.
  4. Verschließen Sie die Fläschchen unmittelbar nach dem Rückzug aus dem Exsikkator und stillen die Reaktionen durch Flash Einfrieren der Ampullen in flüssigem Stickstoff. Speicher Fläschchen bei -80 ° C, bis die massenspektrometrische Analyse.
  5. Mit einem geeigneten hochauflösende Flüssigchromatographie-Mass Spectrom Analysieren Sie die Probenmetrie (LC-MS) -Methode. Design oder Kauf einer geeigneten gekühlten LC-System zurückAustausch während der Probenanalyse zu minimieren. Verwenden Sie das Setup der Spalte Aggregat und LC-MS-Methode bereits berichtet 25.
    HINWEIS: Da die Geschwindigkeit der Amid-Protonen-Austausch ist abhängig von pH-Wert und Temperatur, können Deuteronen im Protein eingebaut mit vorhandenen Wasserstoff in der mobilen Phase ("Rücktausch") auszutauschen, was zu einem Verlust von Informationen. Obwohl ein saurer pH-Wert (pH 2,5) des Quench-Puffer und HPLC-Lösungsmittel zurückAustausch weitgehend zu minimieren, wodurch die Temperatur (≤0 ° C) mit Hilfe einer geeigneten Säule Kühlsystems weiter zu schützen, die das Protein von der Rückseite Austausch .
  6. Schließen Sie die Probenschleife und Protein-Trap an das Ventil, das automatisch steuert die Entsalzung und Elutionsverfahren. Kalibrieren des Massenspektrometers durch die Injektion eines TOF geringer Konzentration Tuning-Mix in das Massenspektrometer in der m / z-Bereich von 200-3,200. Das immobilisiertePepsin-Säule und Analysesäule sind nicht für intakte Protein-Analyse erforderlich.
  7. Stellen Sie die Temperatur im Kühlsystem ° C ≤0 und warten Sie, bis das System eine stabile Betriebstemperatur von ~ 0 ° C zu erreichen.
  8. Schnelle Übertragung der Proben von -80 ° C in flüssigen Stickstoff für die massenspektrometrische Analyse. Mit einer Pinzette vorsichtig herausziehen jede Küvette aus flüssigem Stickstoff und Rekonstitution der Probe durch Zugabe eines spezifischen Volumen eiskalter Quench-Puffer, enthaltend 0,2% Ameisensäure (FA) (pH 2,5) und 5% Methanol in Wasser in das Fläschchen.
  9. Programmieren einer geeigneten HPLC und Massenspektrometrie-Verfahren unter Verwendung der Steuerungssoftware. Für Mb Formulierungen desalt Probe enthält 20 pmol Mb im Protein Falle für 1,7 min mit 5% Acetonitril, 95% Wasser und 0,1% Ameisensäure (FA), und Eluieren mit einem Gradienten auf 80% Acetonitril, 20% Wasser und 0,1 % FA in 3,3 min. Sammeln Massenspektren über den m / z-Bereich 200-3,200.
  10. Zur Bestimmung der Masse der intaktenProtein, zu erwerben Daten für eine deuterierte Proteinprobe (dh Protein nicht ssHDX zogen) in wässriger Lösung unter Verwendung des Verfahrens von Schritt 2.9.
  11. Besorgen Sie sich die Massen von undeuterierten und deuterierten Proben durch Entfalten der Rohspektren mit Datenanalyse-Software. Hier setzen Sie den Massenbereich zu 15,000-18,000 Da, die Massenauflösung bis 1,0 Da und der Peakhöhe um 90% für die Berechnung der Masse von Mb.
  12. Berechnung der Anzahl von Deuteronen in intakten Proteins (hier Mb) eingebaut, indem die Masse der undeuterierten Proteins aus der Masse der deuterierten Protein bei jedem Austausch Zeitpunkt.
  13. Die prozentuale Deuteriumaufnahme bezogen auf die theoretische maximale Verwendung der folgenden Gleichung zu berechnen (Gleichung 1)
    Gleichung 1
    wo Gesamtzahl der austauschbaren Amide = Gesamtzahl der Aminosäuren - Anzahl der Prolin - 2 ("2" Rechnungslegung für das N-terminalen Aminogruppe und Amid-Wasserstoff, die eine schnelle Back-Austausch unterzogen werden).
  14. Montieren Sie die ssHDX kinetischen Daten mit einem geeigneten Exponentialgleichung. Biexponentiell Gleichung (Gleichung 2) ist normalerweise am einfachsten, die einen angemessenen Sitz bietet den ssHDX Daten. In dieser Studie für MBA und MBS passen die Daten an einen biexponentiellen Modell, Deuteronen zuweist "schnell" und "langsam" Austausch-Pools.
    Gleichung 2
    wobei N schnellen und langsamen N stellt die Anzahl der austauschbaren Amide in der "schnellen" und "langsamen" Austausch-Pools sind, und k eine schnelle und langsame k sind die erste Ordnung Geschwindigkeitskonstanten der beiden Pools zugeordnet.

3. ssHDX-MS für Protein in Peptide Ebene

  1. Führen ssHDX durch folgende Schritte 2.1 bis 2.8, mit folgenden Änderungen in Schritt 2.6. Schließen Sie das immobilisiert Pepsin colUMN und HPLC-Säule zu dem Ventil 25, wie zuvor berichtet, und das Protein-Trap an das Ventil mit einem Peptid Falle verbunden ersetzen. Kalibrieren des Massenspektrometers, indem die Masse-Verhältnis im Bereich von 100 bis 1700 zu berechnen.
    HINWEIS: Bei der Rekonstitution Schritt (Schritt 2.8), kann ein Reduktionsmittel und Denaturierungsmittel im Quench-Puffer enthalten sein, um Pepsin Verdauung der Proteine ​​mit Disulfidbrücken (zum Beispiel monoklonale Antikörper) zu erleichtern.
  2. Programm zu einem geeigneten HPLC und Massenspektrometrie-Verfahren unter Verwendung der Steuerungssoftware. Für Mb Formulierungen verdauen Proben, die 20 pmol Mb Online mit 0,1% FA, Falle und Entsalzen von Peptiden für 1,7 min mit 10% Acetonitril, 90% Wasser und 0,1% FA in einem Peptid-Falle. Eluieren die Fragmente auf die analytische Säule mit einem Gradienten Anstieg auf 60% Acetonitril, 40% Wasser und 0,1% FA in 4,0 min. Erwerben Massenspektren über den m / z-Bereich 100-1,700.
  3. Identifizieren Sie die Magen-Darm-Fragmente, die durch MS / MS-Analyse einundeuterierten Proteinprobe. Verwenden Massenspektrometrie Software zur experimentellen Massen von Peptidfragmentionen zu den vorhergesagten Massen von Peptidfragmente in einer benutzerdefinierten Datenbank zu vergleichen. Legen Sie einen Massenausschluss Punkt (zB 10 ppm) zu Massen mit geringen Fehler zu identifizieren. Für Peptide abgestimmt, bereiten eine Liste von (i) Peptidsequenz, (ii) Ladezustand, und (iii) Rückhaltezeit zusammen.
  4. Verwenden Sie die in Schritt 3.3 erstellten Liste zur Karte und bestimmen Sie die durchschnittliche Anzahl von Deuteronen für je Pepsinverdau Fragment eingebaut. Dies kann durch den Einsatz geeigneter HDX-MS-Datenanalysesoftware 24 erreicht werden.
  5. Zur Berechnung der Prozent Deuteriumaufnahme und die ssHDX kinetischen Daten für jede der Magen-Darm-Fragmente passen, führen Sie die Schritte 2.13 und 2.14. In dieser Studie HDX kinetische Daten für jede der sechs nichtredundanten Pepsinverdau Fragmente MbT und MBS-Formulierungen wurden auf einen biexponentiellen Assoziationsmodell (Gleichung 2) angebracht ist.

4. SSPL-MS für Intact Protein

  1. Um die photolytische Markierungsreaktion ersten Schalter an der UV-Vernetzer beginnen und lassen die Lampen zum Aufwärmen für 5 min. Sicherstellen, dass die UV-Quelle wird mit Lampen mit einer Wellenlänge von 365 nm, die Diazirin Gruppe pleu aktivieren ausgestattet.
    VORSICHT: Öffnen Sie die Tür des UV-Vernetzer, wenn die Lampen eingeschaltet sind. Schützen Sie Augen und Haut vor UV-Licht, wenn die Quelle nicht durch eine UV-Schutzglas Tür umschlossen.
  2. Schalten Sie die UV-Vernetzungsmittel vor dem Öffnen der Tür. Sobald die Lampen ausgeschaltet sind, uncap die Fläschchen mit dem lyophilisierten Formulierung und legen Sie sie in der UV-Vernetzer Kammer wie in 2B gezeigt. Bestrahlen der Proben mit UV-Licht für 40 min.
  3. Führen Kontrollexperimenten durch folgenden Schritt 4.1 bis 4.3 für (i) Proben lyophilisiert ohne pleu und (ii) Proben mit pleu lyophilisiert Rekonstitution in Wasser.
  4. Cap und die Röhrchen bei -20 ° C, bis die massenspektrometrische Analyse.
  5. ReconstitUte die feste Proben durch Zugabe eines geeigneten Volumen von Massenspektrometrie Grade destilliertem Wasser, um die Konzentration auf 2 & mgr; M zu bringen.
  6. Zur Probenanalyse beginnen, führen Sie die Schritte 2.6 und 2.9.
    HINWEIS: Da Back-Austausch ist nicht ein Problem mit kovalente Markierung, hat SSPL-MS keine speziellen Kühl LC-System benötigen.
  7. Zur Bestimmung der nativen Masse des Proteins, zu erwerben Daten für eine Proteinprobe, die nicht mit SspI durch folgenden Schritt 2.9 unterzogen wurde. Besorgen Sie sich die Massen an unmarkierten und markierten Proben durch Entfalten der Rohspektren wie in Schritt 2.11 erläutert.
  8. Berechnung der Anzahl der PLeu mischte Verwendung der folgenden Formel:
    Gleichung 3
    wobei M L ist die Masse des markierten Proteins, M N ist die Masse des nativen Proteins und 115 ist die durchschnittliche Masse (Da), um nativen Proteins folgenden Einzel pleu Einbeziehung aufgenommen. Beachten Sie, dass die Markierungsreaktion mit th auftritte Verlust von N 2 (28 Da). Die monoisotopischen Masse pleu ist 143,07.
  9. Berechnen der Prozentsätze von Protein Populationen mit unterschiedlicher Anzahl von Etiketten mit Peak-Höhen von den extrahierten Ionenchromatogramme.
    Gleichung 4
    wobei "i" bezeichnet die Anzahl der Etiketten, PH i bezeichnet die Spitzenhöhe für markierte Protein L i und PH u die Peakhöhe des unmarkierten Proteins durch Massenspektrometrie beobachtet.

5. SspI-MS für Protein in Peptiden

  1. Führen SSPL indem Sie die Schritte 4.1 bis 4.4.
  2. Für Peptid-Level-Analyse, zu rekonstruieren feste Proben in Ammoniumbicarbonat-Puffer (100 mM, pH 8,0).
  3. Nach der Zubereitung mischen die markierten Protein-Lösung mit Trypsin bei 10: Molverhältnis von Protein Trypsin 1 und Inkubation bei 60 ° C für 16 Stunden.
  4. Die Reaktion wird durch Zugabe von 0,1% FAin Wasser, um die Probe auf eine Endkonzentration 2 uM Protein zu ergeben.
  5. Verbinden der Probenschleife, Peptid-Falle und Analysesäule zum Ventil in die HPLC-Anlage verbunden.
  6. Programmieren einer geeigneten HPLC und Massenspektrometrie-Verfahren unter Verwendung der Steuerungssoftware. Für Mb Formulierungen injizieren 20 pmol des verdauten Proteins in die Probenschleife und Entsalzen die Peptide in einem Peptid Falle für 1,5 min mit 5% Acetonitril, 95% Wasser und 0,1% FA, gefolgt von einer Elution in der Analysesäule mit Gefälle zu erhöhen, um 55% Acetonitril, 45% Wasser und 0,1% FA in 22 min. Sammeln Massenspektren über den m / z-Bereich 100-1,700.
  7. Bereiten Sie eine theoretische Masse-Liste für Peptid-pleu Addukte mit einem Online-Tool wie ExPASy 26 mit Zahlen von pleu zuvor aus dem intakten Protein-Analyse berechnet. Mindestens 4 verpasst Spaltungen. Man beachte, dass die Markierungsreaktion mit dem Verlust von N 2 auftritt. Daher ist die Masse des Peptid-Addukt PLeu = Masse des unmarkierten tryptic Peptid + n (Masse PLeu) - n (Masse der N 2), wobei "n" die Anzahl der PLeu eingebaut.
    HINWEIS: Wenn die Massenanalyse von intaktem Protein zeigten bis zu drei markierten Populationen von Protein, sollten Sie bis zu drei möglichen pleu Etiketten pro Peptid. 1 (28) = 1.115 Da - für ein Peptid mit der Masse von 1000 Da wäre die theoretische Masse von Peptid-pleu Addukt mit 1 pleu Einarbeitung 1.000 + 1 (143) ist. Ähnlich können die theoretischen Massen von peptid PLeu Addukte mit 2 PLeu, 3 PLeu usw. würden 1.230 Da, 1.345 Da, etc. sind.
  8. Verwenden Sie die Massenanalyse-Software, um den in Schritt 5.7 mit den experimentell beobachteten Massen erzeugt theoretische Masse Liste übereinstimmen. Legen Sie einen Massenausschluss Punkt (zB 50 ppm) zu Massen mit geringen Fehler zu identifizieren.
  9. Für Peptide übereinstimmen, bestimmen die tatsächliche Anzahl von PLeu Verwendung der Formel unter Schritt 4.8 (Gleichung 3), wobei M und L M N sind die Massen von markiertem eingeund native Peptid auf.

Representative Results

Hier ssHDX-MS und SspI-MS verwendet worden, um die Wirkung von Hilfsstoffen auf die Konformation und Festkörper-Wechselwirkungen der lyophilisierten Mb Formationen zu untersuchen. Die Konzentrationen von Protein und Exzipienten in dieser Studie sind in Tabelle 1 angegeben. Repräsentative Ergebnisse aus der ssHDX-MS und SspI-MS-Analyse von lyophilisierten Mb mit der oben angegebenen Protokollen dargestellt erhalten.

Deuteriumaufnahme bei intakten Proteinebene

ssHDX-MS in der Lage, zwischen Mb Formulierungen bei intakten Ebene unterscheiden. Der entfaltet Massenspektren intakter Mb folgenden 144 h ssHDX von Formulierung MbS zeigte eine größere Deuteriumaufnahme als Formulierung MbT (3A). Im Durchschnitt zeigte MbS 46% größer als Deuterium Aufnahme MbT (Tabelle 2).

Figur 3 Abbildung 3: ssHDX-MS für intakte Mb: (A) Dekonvoliertes Massenspektren von deuterierten intakt Mb von Formulierungen MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie) nach 144 h ssHDX. Die entfalteten Massenspektrum undeuterierten intakten Mb ist ebenfalls gezeigt (gestrichelte Linie). (B) ssHDX Kinetik für intakte Mb in Formulierungen MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie). Der zeitliche Verlauf der ssHDX wurde für zwei Phase exponentiellen Verein mit Graph Pad Prism Software-Version 5 (n = 3, ± SD) zu einer Gleichung ausgestattet.

Die Deuterierung Kinetik für intakte MBS MbT sind ähnlich zu frühen Zeitpunkten (1-4 h), aber MbS zeigten erhöhte Deuteriumaustausch mit Zunahme der Zeit (8-144 h) (3B). Dies legt die Bedeutung der Auswahl mehr Zeitpunkte für ssHDX bei niedrigeren RH und Temperaturbedingungen. Auch kann die D 2 O Sorption und Diffusion der Rate der ssHDX zum Früh-Zeitpunkt po beeinflussenints. Unsere frühere Studien haben gezeigt, dass Feuchtigkeitssorption in ssHDX vollständig in einem Zeitraum von Stunden, und hat einen minimalen Beitrag zur Kinetik über diese Zeit auszutauschen. Die beobachtete Geschwindigkeit und das Ausmaß des Austausches sind daher nicht einfach Maßnahmen aus D2O Adsorption 27,28. Die kleinen Fehlerbalken in Figur 3b, in dem die Standardabweichungen von drei unabhängigen ssHDX-MS-Proben zeigen, dass das Experiment in hohem Maße reproduzierbar.

Deuterium Uptake (%) b N Schnell c k schnellen c N langsam c k langsam c
MbT ein 15,9 ± 0,5 13,1 (0,8) 0,43 (0,03) 11,0 (0,9) 0.019 (0.001)
MbS ein 23,2 ± 0,5 15,4 (0,7) 0,49 (0,04) 19,2 (0,6) 0,024 (0,002)
Veränderung in% d 46% 18% 14% 75% 26%

Tabelle 2:. Quantitative Messungen von Deuterium-Aufnahme in ssHDX Studien von Mb Formulierungen a Siehe Tabelle 1 für die Zusammensetzung b Percent Deuteriumaufnahme relativ zum theoretischen Maximum von intakten Mb nach 144 h HDX bei 5 ° C, 43% RH (n = 3. , Mittelwert ± Standardabweichung). c Parameter durch nichtlineare Regression der ssHDX-MS kinetischen Daten ermittelt. Zeitlicher Verlauf der Deuterium-Austausch für intakte Mb wurde einem biexponentiellen Assoziationsmodell (Gl. 2) ausgestattet. Die Werte in Klammern sind die Standardfehler der Regressionsparameter. D Die prozentuale Veränderung der Messungen waren calculATED als 100 x [(Wert aus MbS - Wert von MBT) / (Wert aus MBT)].

Die Regressionsparameter (N schnell, langsam N, k schnellen und langsamen k) für Deuterium Aufnahmekinetik MBT und MBS sind in Tabelle 2 angegeben. Obwohl die N schnellen und langsamen N Werte größer MBS als MbT, Unterschiede in den N Zeit Werte waren größer als Unterschiede in den N-Werte schnell. Insbesondere ist die N schnell Wert in MB nur 18% größer als in MbT, während die N langsam Wert in MB 75% größer als in MbT. Dies deutet darauf hin, daß die kleineren Werte in N langsamen MbT kann aufgrund der höheren Retention Mb Struktur oder zum Schutz von Amidgruppen durch Hilfsstoffe, die nach D 2 O in MbS ausgesetzt sind. Allerdings sind die detaillierten Mechanismen nicht klar verstanden. Die Geschwindigkeitskonstanten (k schnellen und langsamen k) für beide Formulierungen sind sehr ähnlich.

Deuteriumaufnahme auf der Peptidebene

Nach Pepsinverdau wurden insgesamt 52 Peptiden identifiziert. Sechs nichtredundanten Fragmente, entsprechend 100% der Mb-Sequenz wurden für die Analyse verwendet, die hier berichtet. Weitere Informationen finden Sie unter Verwendung von überlappenden Fragmenten erhalten werden, wie von unserer Gruppe bereits 24 ausgewiesen. Die prozentuale Deuteriumaufnahme für jedes Peptid wurde berechnet und die Ergebnisse von 144 hr Proben aufgetragen (4A). HDX Kinetik für die sechs peptischen Fragmente zeigten biexponentiellen Verhalten (4B), was mit Subpopulationen Amidwasserstoffe läuft "schnell" und "langsam" Austausch.

4
Abbildung 4: ssHDX-MS für Mb an der Peptidebene: (A) Prozent Deuteriumaufnahme für 6 nicht redundant Magen Fragmente aus Mb in Formulierungen MbT (grau) und MBS (weiß) nach 144 h HDX. (B) ssHDX Kinetik sechs nicht-redundanten Magen Fragmente aus Mb in Formulierungen MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie). Der zeitliche Verlauf der ssHDX wurde für zwei Phase exponentiellen Verein mit Graph Pad Prism Software-Version 5 (n = 3, ± SD) zu einer Gleichung ausgestattet.

Die Regressionsparameter für den nicht redundanten Peptide sind in Abbildung 5 dargestellt. Wie die angepassten Geschwindigkeitskonstanten für Peptidfragmente sind nicht die durchschnittliche Geschwindigkeitskonstante für die einzelnen Amide, die beobachteten Geschwindigkeitskonstanten für die Magen-Darm-Fragmente nicht linear auf die für das intakte Protein beziehen. Die N schnell Werte für die meisten der peptischen Fragmente (außer Fragment 56-69) in Formulierungen MbS waren etwas grßer als jene in MbT (5A). Ebenso zeigten die k-Werte in der Regel schnell kaum einen Unterschied zwischen formulations und in verschiedenen Regionen des Mb Molekül (5B). Allerdings sind die N langsam und k langsam Werte für MBS in allen Fragmenten als für MbT (Abbildung 5C und 5D) deutlich größer. Die erhebliche Steigerung der N langsam und k langsam für MBS-Anleihen können eine größere Mobilität der Amid-Gruppen in den "langsamen" Austausch-Pools zu reflektieren.

Abbildung 5
Abbildung 5: ssHDX kinetischen Parameter für Mb Magen Peptide: N schnell (A), k schnell (B), N langsame (C) und k langsam Werte (D) von der nichtlinearen Regression der ssHDX-MS kinetischen Daten erhalten sechs nicht-redundanten Magen Peptide aus Mb in Formulierungen MbT (grau) und MBS ( weiß) (n = 3, ± SE). </ P>

Photolytische Kennzeichnung auf intakte Proteinebene

Mb bestrahlt in Gegenwart von 20-fach überschüssigen PLeu gebildet mehreren Mb-PLeu Addukte, wie durch LC-MS (6A) detektiert. Die entfalteten Spektren für MbT bestrahlt 40 min mit 20x PLeu zeigte bis zu 3-Etiketten mit dem Zusatz von +115, +230 und +345 Da die Masse an unmarkiertem Mb. MbS ähnlich mit 20x bestrahlt PLeu zeigte weniger PLeu Aufnahme bei intakten Ebene mit bis zu 2 markierten Populationen durch LC-MS nachgewiesen.

Figur 6
Abbildung 6: SSPL-MS für intakte Mb: (A) Dekonvoliertes Massenspektren für MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie) mit 20x überschüssigen markierten (5% w / w) pleu. Entfaltet Massenspektrum der nativen Mb (Mb gefriergetrocknet und in der Abwesenheit von pleu bestrahlt) als gestrichelte Linie dargestellt. U (B) SspI-MS Kinetik für intakte Mb in Formulierungen MbT (geschlossene Kreise) und MBS (offene Kreise) als Funktion der PLeu Konzentration. Alle Proben wurden für 40 min bestrahlt. Fehlerbalken sind zu den Symbolen. (C) SspI-MS Kinetik für intakte Mb in Formulierungen MbT (geschlossene Kreise) und MBS (offene Kreise), lyophilisiert und in Gegenwart von überschüssigen 100x PLeu bestrahlt (20,7% w / w) als Funktion der Bestrahlungszeit. Fehlerbalken sind zu den Symbolen.

In kinetischen Untersuchungen der Prozentsatz des markierten Proteins exponentiell sowohl MbT und MBS mit zunehmender Bestrahlungszeit (6B). MbS zeigten weniger pleu Aufnahme als MbT bei jedem Bestrahlungszeit. Beide Formulierungen schien ein Plateau bei 40 min zu erreichen. Somit kann eine kinetische Untersuchung uns eful, die Dauer der Bestrahlung erforderlich, um vollständige PLeu Aktivierung erhalten bestimmen. Kennzeichnungs Kinetik wurden ebenfalls als eine Funktion der Konzentration PLeu (6C) untersucht. Der prozentuale Anteil der markierten Proteins erhöht mit pleu Konzentration sowohl MbT und MBS. Jedoch 20,7% w / w PLeu zeigte MbT eine Abnahme PLeu Aufnahme. Dies kann wegen des Ausschlusses von PLeu von der Oberfläche des Proteins bei hohen PLeu Konzentration. Somit sollte eine Untersuchung mit unterschiedlicher Konzentration PLeu durchgeführt werden, um die geeignete PLeu Konzentration, die für eine ausreichende Kennzeichnung für die Proteinoberfläche erlaubt, ohne Oberflächen Ausschluss auszuwählen. In dieser Studie wurde 20x überschüssige pleu zur weiteren Peptid-Level-Studien ausgewählt.

Die Gesamt verringert Kennzeichnung MbS beobachtet schlägt schlechte Seitenkette Zugänglichkeit der Matrix, die pleu. Dies ist konsistent mit einer Konformationsänderung in Gegenwart von Sorbit, das in reduzierter Kennzeichnung ergibt.

Inhalt "> Photolytische Beschriftung auf der Peptidebene

Basierend auf den intakten Proteinmarkierung Studien wurde 20x überschüssige pleu ausgewählt zu MBT und MBS in Peptiden zu vergleichen. Markierten Proben wurden mit Trypsin gespalten und durch LC-MS analysiert. MBT und MBS Proben wurden insgesamt 40 Peptide, entsprechend 100% des Mb Sequenz detektiert. In einigen Fällen kann Trypsinverdauung begrenzten Proteinsequenzabdeckung bereitzustellen, wenn Lys und / oder Arg-Reste sind stark markiert. Zur Verbesserung der Sequenzabdeckung kann auch eine Mischung von Trypsin und Chymotrypsin verwendet, um das markierte Protein zu verdauen.

7
Abbildung 7: SSPL-MS für Mb auf Peptidebene: Cartoon Darstellung Mb beschriftet mit 20x überschüssige pleu (5% w / w) in Gegenwart von Trehalose (A) und Sorbit (B). Das markierte Protein wurde mit trypsi verdautn und markierten Peptide wurden auf der Kristallstruktur von Mb (PDB ID 1WLA) abgebildet. Die markierten und unmarkierten Bereiche sind magenta und grün sind.

SSPL-MS mit Trypsinverdau liefert qualitative Informationen über die Peptide, abgestempelt. Angesichts der unterschiedlichen markierten Populationen am intakten Ebene die Promiscuous Mechanismus PLeu Kennzeichnung und Unterschiede in Ionisierungseffizienz von markierten und unmarkierten Peptiden, ist es schwierig, die quantitative Messwerte für SspI-MS nach Verdau erhalten. Allerdings kann die qualitative Informationen noch einen Einblick in Protein Konformationsänderungen in Peptiden. In dieser Studie zeigten beide MbT und MBS Formulierungen pleu Aufnahme in den meisten Teilen der Proteinoberfläche. Im Vergleich zu MBS-, Peptidfragmente 32-42, 134-139 und 146-153 von MbT zeigte pleu Kennzeichnung (Abbildung 7). Dies legt nahe, daß die Seitenketten dieser Aminosäuren an PLeu ausgesetzt, da der Helices in diesen regions intakt in die MBT-Matrix. Im Gegensatz dazu ist der Schutz vor pleu Kennzeichnung in der MBS-Matrix, die mit strukturellen Störungen in diesen Regionen.

Insgesamt zeigen die Ergebnisse von ssHDX-MS und SspI-MS zeigen, dass die Verfahren komplementären hochauflösende Peptidebene Informationen über Backbone (ssHDX-MS) und der Seitenkette (SspI-MS) Belichtung und Trägereffekte in lyophilisierten Proteinformulierungen bereitzustellen .

Discussion

Mehrere Studien haben vorgeschlagen, dass die lokale Umgebung in lyophilisierten Proben betrifft Proteinabbau 5,29,30. Jedoch eine direkte Beziehung zwischen Proteinstruktur und Stabilität im festen Zustand war nicht aufgrund des Fehlens von hochauflösenden analytischen Methoden denkbar. Die Anwendung der bestehenden hochauflösende Methoden wie HDX und PL zu lyophilisierte Pulver erfordert eine Modifikation der Lösung Protokolle und sorgfältige Interpretation der Daten. HDX-MS und PL-MS wurden nacheinander angenommen, um Proteinkonformationen in der Festkörper überwachen. Die vorgestellten Ergebnisse hier und anderswo 27,28,31-33 haben die Möglichkeit, diese Methoden zu Proteinkonformation mit hoher Auflösung in der festen Umgebung überwacht demonstriert. Obwohl die wichtigsten Schritte bei der Datenanalyse nicht von der Etikettierung in Lösung 34 bis 36 variieren, sind wichtige Überlegungen bei der Versuchsaufbau und die Interpretation der Daten für die Festkörper chemisch erforderlichcal Kennzeichnung.

Auswahl des Markierungsreagens muss nach Größe und Mechanismus der Markierung beruhen. Die geringe Größe der Deuterium ermöglicht dem Peptid-Rückgrat, leicht untersucht werden, während die relativ größeren Größe PLeu begrenzt Kennzeichnung an den Seitenketten. Sowohl ssHDX und SspI zeigen keine Präferenz für eine beliebige Aminosäure, so dass die Kennzeichnung nur von Grundgerüst und Seitenketten-Exposition auf die Matrix. Um effektiv zu untersuchen Proteinkonformationen in der Festkörper, müssen die externen Faktoren, die die Kennzeichnung Prozess sorgfältig kontrolliert werden. Die Gesamtmenge und die räumliche Verteilung der Markierungsmittel in lyophilisierter Feststoff ist von wässrigen Lösungen.

In ssHDX, kann die Menge an D 2 O in der festen Matrix die Rate der Proteinentfaltung (oder partielle Entfaltung), Rückfaltung und Deuterium-Austausch beeinflussen. Dies ist nicht der Fall mit der Lösung HDX, wobei die Proteinprobe wird normalerweise mit einem großen Volumen von D 2 O verdünntSorgfältige Screening der Wirkungen von Feuchtigkeit auf der ssHDX Rate können die Auswahl der idealen RH Bedingungen. Zur Steuerung der Geschwindigkeit der Feuchtigkeits Sorption und Zusammenbruch der Pulver in Formulierungen, die hygroskopische Hilfsstoffe (zB Saccharose und Trehalose) zu vermeiden, kann ssHDX unter Kühlbedingungen durchgeführt werden (2-8 ° C). Unsere früheren Studie bei Hydratation Wirkungen zeigten eine erhöhte Geschwindigkeit und das Ausmaß des Austausches mit Zunahme der Feuchtigkeitsgehalt, wie erwartet. Im Großteil unserer Arbeit, ein Zwischen RH von 43% bei 5 ° C hat sich als ideal, um Formulierungen in einer vernünftigen Zeit 24 zu unterscheiden. Die Reaktion wird üblicherweise durchgeführt, bis ein Plateau erreicht wird. Dies stellt sicher, dass Feuchtigkeit Sorption und Diffusion in der festen nicht den HDX Rate zu steuern. Die Verwendung von kleinen festen Probengrößen mit vorge Lyophilisierung Volumen ≤2 ml hilft auch zu gewährleisten, dass D 2 O Dampfsorption wesentlichen vollständig ist früh im Wechselperiode. Obwohl ssHDX-MS bietetquantitative Informationen über die Konformation des Proteins in der Festkörper, gibt es bestimmte Bedingungen, bei denen Interpretation der Daten kann nicht vollständig auf dem ssHDX Studie basieren allein. Es ist möglich, dass die verringerte Deuteriumaufnahme in einer Probe (im Vergleich zur Kontrolle) aufgrund der höheren Retention der Proteinstruktur oder die erhebliche Menge an in der Probe vorhandene Proteinaggregaten beobachtet kann. In einem solchen Fall Interpretation der Daten erfordert ssHDX Ergebnisse anderer komplementäre Methoden. Peakverbreiterung in deuteriertem Massenspektren wurde für mehrere Mb Formulierungen 27,28 beobachtet. Dies könnte aufgrund von verschiedenen Faktoren, wie der Anwesenheit von teilweise ungefalteten Proteinpopulation, räumliche Heterogenität in der Probe oder die räumlichen Gradienten in der D 2 O-Konzentration sein. Allerdings wurden diese Faktoren nicht in ssHDX-MS aus und bedarf weiterer Untersuchungen.

Wie SSPL-MS ist relativ neu im Vergleich zu anderen Methoden, kontinuierliches Lernen abihre Anwendungen und Beschränkungen erforderlich. In SspI wird das Photovernetzungsmittel mit dem Protein lyophilisiert. Der Mangel an Feuchtigkeit schränkt die Mobilität der Komponenten innerhalb der festen Matrix, und die Teilstruktur Entspannung, die mit Feuchtigkeitssorption in ssHDX auftreten können, ist kein Phänomen in SSPL. Dies begrenzt die Kennzeichnung in SspI in die unmittelbare Nähe des Photovernetzungsmittels. Jedoch anders als HDX-MS, MS / MS-Analyse der kovalent markierten Proteins rückstands Ebene Strukturinformationen bereitzustellen. Seit SSPL Kennzeichnung kovalente und irreversible, zurück Austausch nicht auf, und Proben vorbereitet und ohne Rücksicht auf Verluste von Etiketten analysiert werden. Zur Verbreitung von Markierungsmittel erleichtern und verbessern Markierungseffizienz in der Festmatrix kann SSPL mit zunehmender% rF durchgeführt werden. PLeu Aufnahme kann auch durch Erhöhung der Konzentration der photoreaktiven Mittels verbessert werden. Das molare Verhältnis von Protein zu PLeu kann wie gewünscht variiert werden. Im allgemeinen wird ein molarer Überschuß von 100x PLeu zu ProProtein wird für eine ausreichende Kennzeichnung. Allerdings können hohe PLeu Konzentration im Verlust der Proteintertiärstruktur in der festen Matrix führen. Daher Neben Kennzeichnung Kinetik und Formulierungszusammensetzung, Auswahl der PLeu Konzentration muss auch auf die Erhaltung Protein strukturelle Integrität basieren. Wie pleu selektiv Etiketten XH (X = C, N, O) -Gruppe, ist es möglich, dass Hilfsstoffe mit ähnlichen Kennzeichnung Websites kann großen Einfluss auf die Höhe der Proteinmarkierung. Die Interferenz der Hilfsstoffe in der Verfügbarkeit von PLeu Proteinmarkierung ist noch zu charakterisieren. Es ist bekannt, dass das aus Diazirin Aktivierung erzeugte Carben ist nicht restspezifischen jedoch eine Studie berichtet Tendenz zu Asp und Glu 36. Während es gut, etwa Rest-spezifische Wechselwirkungen zu lernen ist, ist Peptid-Pegelinformation auch nützlich und können zur Hilfsstoffen zu entwerfen, um Regionen mit hoher Belichtungsmatrix im festen Zustand zu sperren. SSPL-MS bietet detaillierte qualitative Informationen jedochquantitative Daten müssen gewonnen werden und robuste Messdaten entwickelt werden, um Formulierungsunterschiede in einer Vielzahl von gefriergetrockneten Systeme zu analysieren gilt.

Die Verwendung eines rückstandsspezifischen Etikett in Verbindung mit MS / MS-Analyse weiter ausbauen kann Auflösung zu der Aminosäureebene. Markierungsreagenzien, wie 2,3-Butandion beschriften Arg, N-Hydroxysuccinimid-Derivate für Lys und N -alkylmaleimide Derivate für Cys verwendet, um genau abzubilden molekularen Wechselwirkungen in lyophilisiertes Pulver sein. Allerdings sind diese Reagenzien sind pH-abhängig und die Reaktionen nicht als photolytische Kennzeichnung in der Festkörper sowie gesteuert werden. Ein alternativer Ansatz besteht darin, die Photovernetzungsmittel in der Proteinsequenz mit der Verwendung von auxotrophen Zellinien, ortsgerichtete Mutagenese oder Seitenkette Derivatisierung integrieren.

Unsere früheren ssHDX-MS und SspI-MS-Studien haben gezeigt, dass die Kennzeichnung von Protein hängt von der Art und Menge der Hilfsstoffeverwendet 24,27,28,31-33,37,38. ssHDX-MS von Mb mit Guanidinhydrochlorid (Gdn.HCl) co-lyophilisiert zeigte eine größere Deuteriumaufnahme als Mb mit niedrigem Molekulargewicht aus zucker 32 co-lyophilisiert. In einem separaten SSPL-MS-Studie, Mb colyophilisierten mit Gdn.HCl zeigten einen größeren Schutz vor photolytische Kennzeichnung als Mb mit Saccharose 33. Ferner quantitative Messungen ssHDX-MS wurden stark von der Stabilität des Proteins während der Langzeitspeicher 28 korreliert. Diese Studien legen nahe, dass ssHDX oder SspI Protein spiegelt das Ausmaß der Strukturretention des Proteins in lyophilisierter Pulver. Wir glauben, dass die Beibehaltung der Sekundärstruktur in lyophilisierte Pulver bietet günstiges Umfeld für die Seitenkette der Markierung mit pleu und den Schutz von Amid Wasserstoff aus Deuterium-Austausch. , Detaillierte Gegenüberstellung der Informationsgehalt von diesen Methoden muss jedoch in der Zukunft durchgeführt werden. Obwohl die Gründung der Nützlichkeit ssHDX-MS-MS und SSPLals Formulierung Screening-Tool wird letztlich verlangen, dass sie zu viele Proteine ​​angewendet werden, ergibt sich aus unserer jüngsten Studien unterstützt ihre weitere Verbreitung. Mit der Weiterentwicklung werden diese Methoden erwarten weithin nützlich für die Charakterisierung von Festkörperproteinformulierungen in der biopharmazeutischen Industrie zu sein.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equine myoglobin Sigma-Aldrich M0630-5G
D-(+)-Trehalose dihydrate Sigma Aldrich #T9531
D-Sorbitol Sigma Aldrich #240850
L-Photo-leucine Thermo Scientific #22610
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich #P0662
Potassium phosphate dibasic Sigma-Aldrich #P3786
Deuterium Oxide Cambridge Isotope Laboratories #DLM-4-PK Alternate (Cat. No.: 151882, Sigma-Aldrich)
Immobilized pepsin Applied Biosystems #2-3132-00
Trypsin Promega #V511A Chymotrypsin (Cat. No.: #V1062, Promega) can be additionally used
Water, Optima LC/MS grade Fisher Chemical #7732-18-5
Acetonitrile Sigma-Aldrich #34998
Formic acid Thermo Scientific #28905
ESI-TOF Calibrant Agilent Technologies #G1969-85000 Highly flammable liquid
Protein microtrap Michrom Bioresources TR1/25108/03
Peptide microtrap Michrom Bioresources TR1/25109/02
Analytical column Agilent Technologies Zorbax 300SB-C18
Freeze dryer VirTis AdVantage Plus
Stratalinker equipped with five 365 nm lamps Stratagene Corp. Stratalinker 2400
HPLC Agilent Technologies 1200 series LC Refrigerated LC system for HDX-MS
ESI-qTOF MS Agilent Technologies 6520 qTOF
HDExaminer (HDX-MS data analysis software) Sierra Analytics http://www.massspec.com/HDExaminer.html

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References

  1. Lawrence, S. Billion dollar babies--biotech drugs as blockbusters. Nat. Biotechnol. 25, (4), 380-382 (2007).
  2. Global Markets and Manufacturing Technologies for Protein Drugs. BCC Research. BIO021D (2013).
  3. Lai, M. C., Topp, E. M. Solid-state chemical stability of proteins and peptides. J. Pharm. Sci. 88, (5), 489-500 (1999).
  4. Carpenter, J. F., Pikal, M. J., Chang, B. S., Randolph, T. W. Rational design of stable lyophilized protein formulations: some practical advice. Pharm. Res. 14, (8), 969-975 (1997).
  5. Carpenter, J. F., Chang, B. S., Garzon-Rodriguez, W., Randolph, T. W. Rational design of stable lyophilized protein formulations: theory and practice. Pharm. Biotechnol. 13, 109-133 (2002).
  6. Wüthrich, K. Protein structure determination in solution by NMR spectroscopy. J. Biol. Chem. 265, (36), 22059-22062 (1990).
  7. Ilari, A., Savino, C. Protein structure determination by x-ray crystallography. Methods. Mol. Biol. 452, 63-87 (2008).
  8. Brunger, A. T. X-ray crystallography and NMR reveal complementary views of structure and dynamics. Nat. Struct. Biol. 4, 862-865 (1997).
  9. Yu, L. Amorphous pharmaceutical solids: preparation, characterization and stabilization. Adv Drug. Deliv. Rev. 48, (1), 27-42 (2001).
  10. Manning, M. C. Use of infrared spectroscopy to monitor protein structure and stability. Expert. Rev. Proteomics. 2, (5), 731-743 (2005).
  11. Grohganz, H., Gildemyn, D., Skibsted, E., Flink, J. M., Rantanen, J. Rapid solid-state analysis of freeze-dried protein formulations using NIR and Raman spectroscopies. J. Pharm. Sci. 100, (7), 2871-2875 (2011).
  12. Bai, S., Nayar, R., Carpenter, J. F., Manning, M. C. Noninvasive determination of protein conformation in the solid state using near infrared (NIR) spectroscopy. J. Pharm. Sci. 94, (9), 2030-2038 (2005).
  13. Pikal, M. J., et al. Solid state chemistry of proteins: II. The correlation of storage stability of freeze-dried human growth hormone (hGH) with structure and dynamics in the glassy solid. J. Pharm. Sci. 97, (12), 5106-5121 (2008).
  14. Wang, B., Tchessalov, S., Cicerone, M. T., Warne, N. W., Pikal, M. J. Impact of sucrose level on storage stability of proteins in freeze-dried solids: II. Correlation of aggregation rate with protein structure and molecular mobility. J. Pharm. Sci. 98, (9), 3145-3166 (2009).
  15. Schule, S., Friess, W., Bechtold-Peters, K., Garidel, P. Conformational analysis of protein secondary structure during spray-drying of antibody/mannitol formulations. Eur. J. Pharm. Biopharm. 65, (1), 1-9 (2007).
  16. Baerga-Ortiz, A., Hughes, C. A., Mandell, J. G., Komives, E. A. Epitope mapping of a monoclonal antibody against human thrombin by H/D-exchange mass spectrometry reveals selection of a diverse sequence in a highly conserved protein. Protein. Sci. 11, (6), 1300-1308 (2002).
  17. Coales, S. J., Tuske, S. J., Tomasso, J. C., Hamuro, Y. Epitope mapping by amide hydrogen/deuterium exchange coupled with immobilization of antibody, on-line proteolysis, liquid chromatography and mass spectrometry. Rapid. Commun. Mass. Spectrom. 23, (5), 639-647 (2009).
  18. Pacholarz, K. J., Garlish, R. A., Taylor, R. J., Barran, P. E. Mass spectrometry based tools to investigate protein-ligand interactions for drug discovery. Chem. Soc. Rev. 41, (11), 4335-4355 (2012).
  19. Houde, D., Peng, Y., Berkowitz, S. A., Engen, J. R. Post-translational modifications differentially affect IgG1 conformation and receptor binding. Mol. Cell. Proteomics. 9, (8), 1716-1728 (2010).
  20. Houde, D., Berkowitz, S. A., Engen, J. R. The utility of hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry in biopharmaceutical comparability studies. J. Pharm. Sci. 100, (6), 2071-2086 (2011).
  21. Dorman, G., Prestwich, G. D. Using photolabile ligands in drug discovery and development. Trends. Biotechnol. 18, (2), 64-77 (2000).
  22. Robinette, D., Neamati, N., Tomer, K. B., Borchers, C. H. Photoaffinity labeling combined with mass spectrometric approaches as a tool for structural proteomics. Expert. Rev. Proteomics. 3, (4), 399-408 (2006).
  23. Greenspan, L. Humidity fixed points of binary saturated aqueous solutions. Journal of Research of the National Bureau of Standards. 81A, (1), 8 (1977).
  24. Sophocleous, A. M., Zhang, J., Topp, E. M. Localized hydration in lyophilized myoglobin by hydrogen-deuterium exchange mass spectrometry. 1. Exchange mapping. Mol. Pharm. 9, (4), 718-726 (2012).
  25. Keppel, T. R., Jacques, M. E., Young, R. W., Ratzlaff, K. L., Weis, D. D. An efficient and inexpensive refrigerated LC system for H/D exchange mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass. Spectrom. 22, (8), 1472-1476 (2011).
  26. Gasteiger, E., et al. ExPASy: The proteomics server for in-depth protein knowledge and analysis. Nucleic. Acids. Res. 31, (13), 3784-3788 (2003).
  27. Sophocleous, A. M., Topp, E. M. Localized hydration in lyophilized myoglobin by hydrogen-deuterium exchange mass spectrometry. 2. Exchange kinetics. Mol. Pharm. 9, (4), 727-733 (2012).
  28. Moorthy, B. S., Schultz, S. G., Kim, S. G., Topp, E. M. Predicting Protein Aggregation during Storage in Lyophilized Solids Using Solid State Amide Hydrogen/Deuterium Exchange with Mass Spectrometric Analysis (ssHDX-MS). Mol. Pharm. 11, (6), 1869-1879 (2014).
  29. Wang, W. Lyophilization and development of solid protein pharmaceuticals. Int. J. Pharm. 203, (1-2), 1-60 (2000).
  30. Sarciaux, J. M., Mansour, S., Hageman, M. J., Nail, S. L. Effects of buffer composition and processing conditions on aggregation of bovine IgG during freeze-drying. J. Pharm. Sci. 88, (12), 1354-1361 (1999).
  31. Li, Y., Williams, T. D., Schowen, R. L., Topp, E. M. Characterizing protein structure in amorphous solids using hydrogen/deuterium exchange with mass spectrometry. Anal. Biochem. 366, (1), 18-28 (2007).
  32. Sinha, S., Li, Y., Williams, T. D., Topp, E. M. Protein conformation in amorphous solids by FTIR and by hydrogen/deuterium exchange with mass spectrometry. Biophys. J. 95, (12), 5951-5961 (2008).
  33. Iyer, L. K., Moorthy, B. S., Topp, E. M. Photolytic labeling to probe molecular interactions in lyophilized powders. Mol. Pharm. 10, (12), 4629-4639 (2013).
  34. Hentze, N., Mayer, M. P. Analyzing protein dynamics using hydrogen exchange mass spectrometry. J. Vis. Exp. (81), e50839 (2013).
  35. Kaltashov, I. A., Bobst, C. E., Abzalimov, R. R. H/D exchange and mass spectrometry in the studies of protein conformation and dynamics: is there a need for a top-down approach. Anal. Chem. 81, (19), 7892-7899 (2009).
  36. Jumper, C. C., Schriemer, D. C. Mass spectrometry of laser-initiated carbene reactions for protein topographic analysis. Anal. Chem. 83, (8), 2913-2920 (2011).
  37. Li, Y., Williams, T. D., Topp, E. M. Effects of excipients on protein conformation in lyophilized solids by hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry. Pharm. Res. 25, (2), 259-267 (2008).
  38. Li, Y., Williams, T. D., Schowen, R. L., Topp, E. M. Trehalose and calcium exert site-specific effects on calmodulin conformation in amorphous solids. Biotechnol. Bioeng. 97, (6), 1650-1653 (2007).
Massenspektrometrische Ansätze zur Proteinstruktur und Wechselwirkungen zu untersuchen in lyophilisierte Pulver
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Moorthy, B. S., Iyer, L. K., Topp, E. M. Mass Spectrometric Approaches to Study Protein Structure and Interactions in Lyophilized Powders. J. Vis. Exp. (98), e52503, doi:10.3791/52503 (2015).More

Moorthy, B. S., Iyer, L. K., Topp, E. M. Mass Spectrometric Approaches to Study Protein Structure and Interactions in Lyophilized Powders. J. Vis. Exp. (98), e52503, doi:10.3791/52503 (2015).

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