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Neuroscience

Langfristige kontinuierliche EEG-Monitoring in Kleintier Models of Human Disease Mit dem Epoch Wireless Transmitter-System

doi: 10.3791/52554 Published: July 21, 2015

Abstract

Viele progressive neurologische Erkrankungen des Menschen, wie Epilepsie, erfordern präklinische Tiermodelle, die sich langsam entwickeln die Krankheit, um Eingriffe in den verschiedenen Stadien des Krankheitsprozesses zu testen. Diese Tiermodelle sind besonders schwierig zu implementieren in unreifen Nagetiere, eine klassische Modellorganismus für Laborstudie dieser Erkrankungen. Aufnahme kontinuierliche EEG in jungen Tiermodellen von Anfällen und anderen neurologischen Erkrankungen stellt eine technische Herausforderung aufgrund der geringen Baugröße der jungen Nagetiere und ihre Abhängigkeit von der Staumauer vor der Entwöhnung. Deshalb gibt es nicht nur ein eindeutiger Bedarf an der Verbesserung der präklinischen Forschung, die eine bessere Identifizierung werden diese Therapien geeignet für die Übersetzung in die Klinik, sondern auch eine Notwendigkeit für neue Geräte zur Aufzeichnung kontinuierliche EEG in unreifen Nagetiere. Hier beschreiben wir die Technologie und demonstrieren die Verwendung einer neuen Miniaturtelemetriesystem, das speziell für die Verwendung in unreifen Ratten o konstruiertr Mäusen, die auch wirksam für die Verwendung bei erwachsenen Tieren ist.

Introduction

Die älteste - und immer noch die am weitesten verbreitete - Technik zum Aufzeichnen Biopotentialen im Gehirn ist das Elektroenzephalogramm (EEG). Es ist klinisch für neurologische Anomalien verwendet, einschließlich Anfallserkennung 1, Lokalisierung von Anfallsherde 2, und die Diagnose von Gehirnerschütterung 3,4. Diese Technik wird auch häufig verwendet, um grundlegende Informationen über die Mechanismen der Schlaf bereitzustellen und Schlafstörungen 5,6 diagnostizieren.

Wie in der klinischen Diagnose der Epilepsie hat das EEG werden für translationale Forschung in Tiermodellen sowohl genetische und erworbene Epilepsie unverzichtbar. In aktuellen Forschungsanwendungen, "verdrahtet" oder "tethered" Aufnahmen sind Standard und werden routinemäßig bei erwachsenen Nagetieren für Wochen zu einer Zeit 7 durchgeführt. , Elektrisches Rauschen, Bewegungsartefakte, und die Gefahr, dass Tiere sich durch Ziehen am Kabel zu verletzen angebunden haben jedoch lange compromised diese Experimente. So verbessert experimentellen Bedingungen und Erfolgsquoten, müssen wir neue Technologien, die für die Beseitigung der drahtgebundenen Schnittstelle zwischen dem Tier und Instrumentierung erlauben würde zu entwickeln. Der offensichtlichste Bereich der Entwicklung ist Konzeption und Umsetzung von Telemetriesysteme, die für hochwertige Aufnahmen ermöglicht, und gleichzeitig eine lange Lebensdauer und die Minimierung von Beschwerden für tierische Subjekte. Die Reduzierung der physischen Größe dieser Geräte wird die translationale Forschung in neugeborenen und jungen Nagetiermodellen neurologischer Erkrankungen ermöglichen.

Low Kanalanzahl EEG bei Ratten werden in großem Umfang eingesetzt, um neue Therapien zu entwickeln, um zu unterdrücken epileptische Anfälle in der Lage, Übersetzung auf den Menschen. Aufnahmen von einer oder mehreren Stellen für längere Zeit öffnen viele Möglichkeiten für den Einsatz von Tiermodellen der Epilepsie in der translationalen Forschung. Ein Großteil der zeitgenössischen Forschung in diesem Bereich zielt darauf ab, das Auftreten von chronischen Seiz blockierenmen oder die Entwicklung von Epilepsie (dh Epileptogenese), und solche Forschungsanstrengungen erfordern umfangreiche wenn nicht kontinuierliche EEG-Monitoring der Wirksamkeit der vorgeschlagenen Therapie 8 zu untersuchen; eine kleine, einfache, Telemetriesystem mit einem, zwei oder vier Kanälen, die zwischen 0,1 bis 100 Hz pro Kanal wird stark fördern diese Art der translationalen Forschung. Elektrographisches Anfälle treten oft mit minimalem Verhalten (bestimmt ohne Krämpfe), die die Nützlichkeit des Assays, die auf Verhaltens Anfälle einschränkt. Die Strategie der Kombination von EEG-Aufzeichnung und gleichzeitige Videoüberwachung erlaubt es die Möglichkeit der Erfassung jedes Beschlagnahme; und darüber hinaus können diese Analyseansätze quantitative Bewertung der interiktalen Spitzen, die im epileptischen Gehirn zwischen "iktale" (oder Beschlagnahme) Ereignisse 9 auftreten kann. Darüber hinaus, für die die Wireless-Technologie ist die Fähigkeit, kontinuierlich qualitativ hochwertige Low-Artefakt EEG-Aufzeichnungen zu erhalten, in der Regelüberlegen, werden für die Entwicklung der Nutzung von Computer-basierte Algorithmen zum Studium spezifischer EEG-Wellenformen (zB theta, gamma), sowie die automatische Erfassung der Anfälle, die Arbeitsbelastung des Experimentators erheblich reduziert ermöglichen.

Der primäre präklinischen Modell für die Untersuchung chronischer Epilepsie nach einer Hirnschädigung ist die erwachsenen Ratte oder Maus, entweder durch eine chemokrampf (dh Kainsäure oder Pilocarpin) oder elektrisch induzierten Status epilepticus (SE), die durch eine chronische Epilepsie folgt. Unter diesen Bedingungen können die schweren Krämpfen mit SE oder den nachfolgenden Anfälle bei epileptischen Tieren verbunden, um Verletzungen durch das Tier Reißen oder Ziehen an der Leine und Lösen der Schrauben, die die Befestigung des Kopfhaube halten führen. Letztlich ist dieses Problem in der Regel beendet diese Experimente und dennoch die Notwendigkeit, die langfristige Hochauflösung EEG Aufnahmen für Versuche zur Entwicklung neuer Therapien für chronische Ziel erreichen, ist esEpilepsie ist von größter Bedeutung. Zusätzlich Gehäuse, Überwachung und Analyse der Daten aus Langzeit implantierten Tieren ist eine erhebliche Investition in beiden direkten Kosten und Ermittler Zeit; daher kann eine vorzeitige Beendigung des Versuchs in erheblichen Kosten für die Forscher führen. Da diese Modelle von Epilepsie Fortschritte, die Anfälle in der Regel häufiger und schwerer 10-12, erhöht die Wahrscheinlichkeit, dass die Tiere verletzt, ebenso wie ihre Nützlichkeit für die Entwicklung neuer Therapien am größten wird. Diese Tiere können routinemäßig entwickeln Dutzende von Krampfanfälle pro Tag, häufig in Clustern 13 auftritt.

Wahrscheinlich eine der wichtigsten Entwicklungen in der biomedizinischen Wissenschaft ist die Verwendung von Gen-Targeting in Mausmodellen. Dieser Ansatz hat erlaubt, und wird auch weiterhin zu ermöglichen, die Entwicklung von Tiermodellen für genetische Epilepsie, die tatsächlichen menschlichen Syndrome 14-16 reproduzieren. Genetische Manipulationen durchgeführt werden kann alsProof-of-Prinzip Therapien zur epileptische Anfälle unterdrücken oder sogar die Entwicklung von Epilepsie nach einer Hirnschädigung 17-20 blockieren. Diese Art der Forschung dramatisch aus der Fähigkeit, Hochdurchsatz-kontinuierliche Erfassung der EEG führen profitieren. Derzeit ist es möglich, von Mäusen, die entweder tethered oder Telemetriesysteme aufzuzeichnen; aber die Herausforderungen der Beschaffung qualitativ hochwertiger sind artefaktfreie Aufnahmen wesentlich schwieriger als Ratten und oft erfordert verschiedene Formen von Rucksäcken, die Mäuse kontinuierlich versuchen, zu entfernen. Stress könnte Beschlagnahme Schwere, Häufigkeit und / oder Dauer zu erhöhen, und damit letztlich die Epilepsie der Versuchstiere zu ändern, damit verwechseln die Studie. Eine kleine, leichte und flache Minitelemetriesystem wird die Aufnahme des Langzeit-EEG von genetischen Mausmodelle für menschliche Krankheiten zu erleichtern.

Zusätzlich zu den oben beschriebenen Problemen, Aufzeichnungs EEG in unreifen Nagetiermodells Krankheit hat seine eigene einzigartige Reihe von Herausforderungen. Jungtieren kann so wenig wie 6 g (P8 Maus) 17 g (P6 Ratte) wiegen. Es ist praktisch unmöglich, serielle Mehrtages tethered EEG-Aufzeichnungen aufgrund der erhöhten Belastung durch Fangband und die Unfähigkeit zu machen, um natürliche Aufzucht der Welpen durch den Damm zu ermöglichen. Bis Tiere entwöhnt sind, müssen sie in der Obhut des Staudamms zu bleiben. Der Damm ist anfällig für jede externalisiert Verbindungsanordnung auf der Welpe zu zerstören, beenden Sie den Welpen, und in einigen Fällen zu kündigen die gesamte Wurf. Darüber hinaus macht die unreifen Nagetier Schädel es schwierig, jede Elektrode Sockel auf den Schädel mit mechanische Integrität zu montieren. Diese Herausforderungen, die spezifisch für unreife Nagetiere, erfordern eine neue Lösung für die Herstellung von robusten, langfristige elektrografischen Aufnahmen. Hier konzentrieren wir uns auf was die Implantation und Aufzeichnung von EEG mit einem neuartigen Mini-Funksender und Gegenwart drei Proof-of-principle Experimente als Beispiele für die Verwendung der Miniatur drahtlose Telemetriesystem: 1) die imreifen Rattenjunges Modell der Hypoxie-Ischämie, 2) erwachsenen Mäusen mit DFP behandelt, um Status epilepticus und anschließende spontane Anfälle, und 3) genetisches Modell von Gefäßmissbildungen, die in höhlenartigen Anfällen und Tod in erwachsenen Mäusen führen zu induzieren.

Die Miniatur drahtlose Telemetrie-System wurde entwickelt, um vier Hauptanforderungen erfüllen: (1) minimal invasiven chirurgischen Implantation; (2) die Kompatibilität für die Unterbringung von Nagetier-Welpen mit dem Damm und Wurf; (3) geringer Stromverbrauch des Geräts, so dass für Monate kontinuierlicher Überwachung ohne erneuten chirurgischen Implantation; und (4) die Fähigkeit, qualitativ hochwertige EEG-Wellenformen mit minimaler Bewegungsartefakte zu erfassen. Der Funksender wiegt <0,6, 2,3 und 4 g und <0,3, 0,8 und 1,4 cm 3, je nach Batterie mit einer Grundfläche von 5 x 7, 7 x 9 oder 7 x 12 mm, die leicht montiert auf den Schädel des Tieres mit Cyanoacrylat-Gel. Keine Knochendübel sind notwendig, um sicher zu befestigen Sie das Gerät ander Schädel, die Verringerung der Anzahl der Löcher, die in den Schädel und die Operationszeit gebohrt werden müssen. Das Gerät ist zur Amplifikation zwei EEG-Kanäle oder lokale Feldpotentiale von Hirnstrukturen, wie dem Hippocampus, als 2 Wochen, 2 Monaten oder 6 Monaten bei dieser Konfiguration. Die geringe Größe des drahtlosen Senders verringert das Infektionsrisiko erhöht Tier Mobilität und senkt die Morbidität und Mortalität, die sonst erhöht die Zeit, Geld und Anzahl der Tiere für ein Experiment benötigt. Die gesamte Elektronik und Batterie sind in medizinischer Qualität Epoxy, die das Gerät wasserdicht und widerstandsfähig macht, die Verhinderung der Staumauer aus Kauen auf dem Sender, die sonst machen das Gerät funktionsunfähig könnte vergossen. Im Gegensatz zu Hochfrequenzsender, verwendet das Telemetriesystem eine kapazitive Kopplung zwischen dem Sender und einer Empfangsantenne, die unter dem Tierkäfig befindet, so dass der Benutzer, um Tiere in Standardnagetier Gehäuse halten. Mehrere Kanäle recording ermöglichen die Erfassung von multimodalen Biopotentialen, wie EKG und Elektroenzephalogramm. Tiermodelle von Komorbiditäten wird durch die Fähigkeit, während Biopotentiale Verhalten 21-23 aufzeichnen profitieren. Die Kombination von Verhalten mit EEG-Monitoring wird den Forschern ein besseres Werkzeug für die Forschung und vorklinischen Studien.

Protocol

Folgen Sie den Richtlinien des Instituts für Tierpflege für chirurgisches Werkzeug Sterilisation und das Protokoll, wie erforderlich sind, um den Richtlinien und erhalten Genehmigung durch Institutional Animal Care und Verwenden Committee Ihrer Institution (IACUC) zu ändern.

1. Chirurgische Vorbereitung

  1. Reinigen Sie und bereiten Sie den Sender, um sichere und sterile Operation zu gewährleisten. Nehmen Sie den Sender aus der antistatischen Verpackung und entweder Spray oder Einweichen in 70% Ethanol. Rinse-Sender mit steriler Kochsalzlösung und zwischen sterilen Watte Schwämme in steriler Kochsalzlösung getränkt oder halten Sie in steriler Kochsalzlösung eingetaucht.
  2. Sammeln und sterilisieren die Instrumente für die Chirurgie erforderlich ist; Dampfautoklaven zur Sterilisation. Siehe Tabelle von Materialien und Reagenzien für die Liste von Operationswerkzeugen.

2. Chirurgische Implantation

  1. Betäuben Tier- und Aufrechterhaltung einer Narkose nach IACUC genehmigten Protokoll. Am Beginn und während surgery überprüfen Sie die Zehen Prise Reflex alle 15 min. Die mangelnde Reaktion zeigt ausreichende Anästhesie.
    1. Für Welpen, benutzen Anästhesie durch Isofluran (4%) mit O 2 (100%). Für Erwachsene, verwenden Ketamin (100 mg / kg) mit Xylazin (10 mg / kg).
  2. Fix Position in stereotaktischen Rahmen. Setzen Sie die Ohrspitzen bar in den Gehörgang. Nicht übermäßig anziehen Ohr Bars wie der Schädel ist sehr weich in jungen Rattenjungen. Sichern Sie die Anästhesie Nasenkegel.
    1. Halten Sie das Tier warm während der Operation, indem sie auf dem Heizkissen auf 37 ° C eingestellt. Bei erwachsenen Tieren gelten Schmiersalbe auf die Augen des Tieres.
  3. Sterilisieren Inzisionsstelle und pflegen sterile OP-Feld.
    1. Wischen Sie die Kopfhaut mit wechselnden Anwendungen von 70% Ethanol und betadine. Beginnen Sie in der Mitte der Kopfhaut und machen zunehmend breiteren konzentrischen Kreisen.
    2. Decken Sie das Tier mit drapieren und Durchführung der Operation über drapiert Tier. Pflegen Sie die Sterile OP-Feld durch Auskleiden der OP-Set-up mit sterilen Tüchern, Spritzanlagen mit 70% Ethanol.
    3. Tragen sterile Handschuhe und Mantel (oder als von der Institution erforderlich). Zur Aufrechterhaltung des sterilen Feldes, mit einem chirurgischen Assistenten.
  4. Einen Einschnitt auf der Kopfhaut des Tieres leicht hinter den Augen entlang der Mittellinie von etwa 2 cm. Seien Sie vorsichtig beim Einlegen der Skalpell als der Schädel ist immer noch sehr weich in jungen Rattenjungen. Einen einzigen Schnitt so der Schnitt blutet weniger und schneller heilt.
  5. Setzen Sie den Schädel. Bereiten Sie einen sauberen und trockenen Bereich, um die Bindung zwischen dem Sender und den Knochen des Schädels zu maximieren. Verwenden Aneurysma-Clips auf die Kopfhaut zu erreichen.
    1. Ziehen Sie die Kopfhaut weg von der Mittellinie an vier Ecken. Geben Sie für anatomische Orientierungspunkte wie Bregma und Lambda in den Schädel. Denken Sie daran, Schädelknochen sind nicht Tiere in diesem Alter fusioniert. Verwenden Sie die Paxinos Atlas der stereotaktischen Koordinaten, um die richtige Position für die Bohrloch zu finden.
    2. Verwenden Sie einen Dremel-Text-Werkzeug mit einem Bohrer Klett. Erstellen Sie zwei Bohrlöcher in gewünschte Aufnahmepositionen wobei die Löcher größer als 300 & mgr; m im Durchmesser. Legen Sie das Bohrloch für die Referenzelektrode über das Kleinhirn hinter der Lambda des Schädels.
    3. Sicherzustellen, dass die Drähte an den Sender mit den Bohrlöchern ausgerichtet sind. Wenn die Elektrodendrähte nicht ausgerichtet sind, wird Klebstoff Kontamination der Elektroden wahrscheinlich, und führt zu einer schlechten Signals. Um die Drähte ausrichten, überprüfen Sie die Passform des Senders und vorsichtig biegen Elektroden, über die vorgesehenen Stellen für Bohrlöcher antreten.
    4. Trim Elektrodenleitungen. Verwenden chirurgische Schere, um die Elektroden auf die gewünschte Länge zu trimmen. Die Elektrodentiefe ist wichtig für die Art der Aufzeichnung für das Experiment erforderlich ist (dh die Elektroden müssen dann über dura für EEG-Aufzeichnungen oder verwenden stereotaktischen Koordinaten definierten Gehirnstrukturen).
    5. Cyanacrylat auf der Basis des Senders t Zügigo decken den Bereich zu vermeiden, achten Sie darauf, die Beschichtung der Elektroden. Cyanacrylatkleber ein elektrischer Isolator ist, kontaminierende Elektroden mit Leim wird in keinem Signal führen.
      1. Wenn die Aufnahme von tiefen Hirnstrukturen, montieren Sie den Sender auf dem Kanülenhalter und legen Sie sie in der stereotaktischen Arm für z-Achsen-Steuerung. Senken Sie den Sender mit der stereotaktischen Arm in die Tiefe anzueignen und legen Cyanacrylat Gel um den Sender.
    6. Gründlich trocknen, bevor Sie Schädel Sender zu starke Klebeverbindung zu gewährleisten. Apply Sender mit Cyanacrylat auf den Schädel überzogen. Achten Sie darauf, Elektroden mit entsprechenden Bohrlöchern auszurichten.
      1. Versuchen Sie, schädigende großen Gefäßstrukturen zu vermeiden. Halten Sie den Sender in Ort mit leichtem Druck für eine Minute. Verwenden Sie leichten Druck auf eine starke Bindung zwischen dem Sender und dem Schädel zu bilden.
    7. Gelten zusätzliche Cyanacrylat, genug, um vollständig zu versiegeln Sender / Schädel-Schnittstelle. Um sicherzustellen, agood Passform und starkes Band, maximieren die Oberfläche der Leim, der in Kontakt mit dem Schädel. Übernehmen Sie die Cyanacrylatklebstoff in einem Kreis um den Sender, um sicherzustellen, sowohl Schädel und die Wand des Senders sind abgedeckt.
    8. Gelten chemischen Beschleuniger (0,1 ml) durch eine Spritze auf der Cyanoacrylat an der Basis des implantierten Sender. Verwenden Beschleuniger sparsam, dabei nicht auf benachbarte Gewebe anwenden.
      Anmerkung: Chemical Beschleunigung des Cyanoacrylat Aushärten gewährleistet, dass die feste Verbindung zwischen dem Sender und dem Schädel schnell gebildet. Cyanacrylat Beschleuniger ist nützlich, um schnelle Aushärtung des Klebstoffs, aber nicht notwendig ist.
    9. Entfernen Sie den Beschleuniger durch Waschen der Bereich gründlich mit steriler Kochsalzlösung. Cyanacrylat-Beschleuniger kann Gewebereizung führen, wenn nicht aus dem Bereich der Schnitt gewaschen. Um den Bereich zu waschen, füllen Sie ein 1,0-ml-Spritze mit steriler Kochsalzlösung und spülen Sie den Bereich durch eine Spritzennadel. Im allgemeinen 0,5 ml Kochsalzlösung ist genug, um auszuwaschendas Gaspedal.
    10. Naht der Haut rund um die Basis des Senders, aber nicht den Sender ab. Top der Sender muss über die Haut sein, neuronale Signale effizient zu übertragen. Haut vernünftigerweise eng um den Sender und den Kleber auf der Einheit sein. Verwenden Vicryl oder Seidenfaden (soft Gewinde); Haut in unreifen Tieren ist weich und kann leicht beschädigt werden, wenn weiche Nähte werden nicht verwendet. Für erwachsene Tiere, verwenden Sie Nahtmaterial.
    11. Entfernen Tier von stereotaktischen Rahmen und legen Sie auf Heizdecke für die Wiederherstellung.
    12. Stellen Sie sicher, Tiere warm (37 ° C) und ambulante (dh vollständig erholt) vor der Rückkehr in den Damm sind. Stellen Sie sicher, dass das Tier durch Kneifen der Haut auf dem Rücken des Tieres (wenn das Tier dehydriert, wird die Haut verformt bleiben) hydratisiert. Wenn Tier dehydriert ist, verwalten subkutane Injektion von Ringer-Laktat-Puffer. Stellen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis es ausreichend, das Bewusstsein wiedererlangt zu pflegenBrustlage.
      1. Verabreichen Buprenorphin (0,05 mg / kg) den Tieren zur postoperativen Schmerzbehandlung und einer subkutanen Injektion von 0,1 ml Bupivacain um die Injektionsstelle.
        Hinweis: Von Anfang bis Ende das gesamte Verfahren sollte in 5-10 Minuten für die Tiere in diesem Alter (postnatalen Tag 6) abgeschlossen sein. Operationszeit kann länger bei älteren Tieren zu nehmen.

    3. Pflege und Wohnen

    Hinweis: Einige Dämme nicht Welpen mit dem Gerät implantiert zu tolerieren. Dams müssen möglicherweise ausgewählt werden, die tolerant sind. Es ist akzeptabel für die Mutter zu Welpen um den Käfig, indem abholen vom Sender zu bewegen.

    1. Sobald die Tiere entwöhnt, einzeln haus sie, um das Entfernen der Geräte aus ihrem Käfig Kollegen zu vermeiden.
    2. Euthanize Tiere letale Dosis von Pentobarbital (25 mg / kg) oder Isofluran (in einer Glasglocke), wenn Anzeichen von Leiden vorhanden sind.
    3. Beachten Sie, einige Tierhaltung Käfige mit Drahteinlagen können unterKonflikt mit implantierten Sender. Achten Sie darauf, die Höhe der Drahteinlage überprüfen, um sicherzustellen, dass die Tiere den Sender zwischen den 'Bars' der Drahteinlage gefangen nicht bekommen. Fragen Sie Ihren Tierarzt um Hilfe.

    4. Aufnahme EEG

    1. Legen Sie das Tier in einem Käfig von selbst oder mit Wurfgeschwistern und dem Damm zusammengebracht. Jedoch nur an einer Stelle implantiert Tier in einem Käfig. Welpen in Ruhe lassen Sie nicht im Aufnahmeraum für mehr als 2 Stunden. Überwachen Sie die Tiere auf Anzeichen von Stress und Austrocknung.
    2. Verbinden Sie das mitgelieferte Netzteil an den Empfänger Basis und überprüfen die Betriebsanzeige leuchtet. Schließen Sie den Empfänger an einen Basisdatenerfassungssystem mit (Bayonet Neil-Concelman) BNC-Kabel.
    3. Legen Sie das Tier Käfig auf der Oberseite des Empfängers Basis (Abbildung 2). Das "Signal" Licht sollte leuchten, das einen Sender gefunden wurde. Daten können jetzt aufgezeichnet werden.
    4. To Aufzeichnungsdaten, schließen Sie den Empfänger Basis, um einen Analog-Digital-Wandler und verbinden Sie den Konverter an einen Computer (Abbildung 1).
    5. Stellen Sie die Abtastrate der Aufnahme. Sicherstellen, dass die Daten korrekt abgetastet. Wählen Sie mindestens 250 Hz Abtastrate (500 Hz empfohlen) für die Aufnahme (Bandbreite des Senders ist 0,1 bis 100 Hz).
    6. Speichern digitalisierter Daten und Analyse mit Signalverarbeitungs-Softwarepakete wie Matlab.

    5. EEG-Analyse - Allgemeine

    1. FFTs durchzuführen (schnelle Fouriertransformationen), um zeitliche EEG-Daten in den Frequenzbereich von 0-100 Hz umzuwandeln.
    2. Führen Sie eine Schätzung der spektralen Leistungsdichte (PSD) von der FFT mit 256 Hann-Fenster Segmenten auf Basis der Welch-Verfahren und normalisiert von 10 x log 10 (PSD). Leistungsspektren zeigen die spezifischen Frequenzen, die das EEG-Signal über den gewünschten Zeitraum zu dominieren.
    3. Gruppe von Daten über Tiere aus dem Mittelwert der PSD jedes Tieresim Laufe der Zeit abgestimmte Behandlungen. Erstellen Sie 95% Konfidenzintervall von 1,96 x Mittelwert (PSD) / Wurzel (n), wobei n die Anzahl der Tiere (PSD Spuren). Plotten die mittleren und 95% Vertrauensintervalle der Daten, um eine quantitative Bericht des gesamten Frequenzgehalt des EEG in Kohorten von Tieren wie dem Vergleich behandelten Gruppen gegenüber der Kontrollgruppe zu erzeugen.

    6. Perinatale Hypoxie-Ischämie (HALLO) Model Protocol

    1. Betäuben P6 - 7 Rattenjungen mit Isofluran Anästhesie (4% bei 100% O 2), indem das Tier in einer Anästhesie (Feld mit Eingang von Anästhesie-Verdampfer). Am Beginn und während der Operation zu überprüfen die Zehen Prise Reflex alle 15 min. Die mangelnde Reaktion zeigt ausreichende Anästhesie.
    2. Setzen Sie den Welpen auf dem Rücken, setzen den Hals und Gestrüpp mit wechselnden Anwendungen von 70% Ethanol und 10% betadine. Wiederholen Sie die Ethanol / betadine Peeling 3 mal.
    3. Machen Sie eine 1 cm Inzision in der Haut des Halses mit scissors an der Mittellinie des Halses. Heben Sie die Haut mit einer Pinzette und den Schnitt mit einer Schere. Darauf achten, dass das Muskelgewebe geschnitten, wenn Sie den Schnitt.
    4. Verwenden stumpf Technik zur Arteria carotis freizulegen. Um stumpf durchzuführen, verwenden Sie zwei Paare von stumpfen Nase Pinzette. Stecken Sie die Spitzen in das Gewebe ein und lassen Sie die Federwirkung des chirurgischen Instruments zu verbreiten das Gewebe. Wiederholen, bis der Halsschlagader freigelegt ist. Identifizieren Sie die Halsschlagader durch eine leuchtend rote Farbe und das Vorhandensein von sichtbaren Impuls.
    5. Separate Halsschlagader von der Vagusnerv mit stumpfen Pinzette. Legen Sie die stumpfen Zange zwischen der Arterie und der Nerv. Lassen Sie die Zange und lassen Federwirkung des Werkzeugs trennen die Halsschlag vom Nervus vagus.
    6. Ort Aneurysma Klemmen 4-5 mm voneinander entfernt auf der Halsschlagader. Achten Sie darauf, um die Arterie mit den Klemmen nicht beschädigen durch die Vermeidung von schnellen Bewegungen.
    7. Cauterize der Halsschlagader zwischen den Aneurysma Schellen. Um die Arterie zu ätzen, Berühren Sie die Arterie zwischen den Klemmen mit einem heißen Ausbrenner Spitze. Nachdem die Arterie geschnitten wird, sicherzustellen, beide Enden richtig kauterisiert zu Blutungen zu vermeiden.
    8. Entfernen Sie die Klammern, schließen Sie den Halsschnitt mit 3 Nähten. Nur Naht der Haut, darauf achten, dass das Muskelgewebe zu vernähen.
    9. Bieten, damit sie für 1 Stunde zu erholen. Überwachen des Tieres Atmung und Blutungen aus dem Hals. Wenn die Blutung vorliegt, Funktionen darf das Tier HALLO (Schritt 6.10).
    10. Legen Sie das Tier in einer temperaturgesteuerten Kammer bei 37 ° C und kontinuierlich einzuführen 8% O 2/92% N 2 -Gemisch in die Kammer während 2 Stunden.

Representative Results

Wir entwickelt und das Konzept der Aufnahme EEG aus einer erwachsenen Nagetieren, in Abbildung 1 schematisch umgesetzt Für die IACUC Genehmigungsprozess muss das Design auch in die bestehenden institutionellen Tieranlagen zu integrieren. Daher wurde das System entwickelt, um einfach in eine Standard-Tierhaltung, ohne Verwendung zusätzlicher Raum installiert werden: das Tier in einem regelmäßigen "Tierhaltung-issue" Gehäusekäfig, der innerhalb eines Empfängers mit integriertem Faraday-Käfig gebracht wird, zu reduzieren untergebracht elektrisches Rauschen. Das Signal von jedem Empfängerbasis über Seile mit einem Digitalisierer, der an den Computer (1) verbunden ist, durchgeführt. Ein einzelner Computer benötigt wird, um Daten von bis zu 32 Tieren aufgezeichnet gleichzeitig, je nach der Fähigkeit des Datenerfassungssystems des Benutzers zu sammeln. Diese Art von Setup wenig Energie verbraucht und erzeugt wenig Wärme, eine Funktion, mit klimatisierten Tieranlagen kompatibel. Daten könnendargestellt in Echtzeit auf dem Monitor, so dass experimentelle Beobachtung und gespeicherte langfristig auf externe Festplatten (10 TB-Speichereinheit).

Um Schäden durch Wurf Kollegen und pup Kannibalisierung durch den Damm zu minimieren, haben wir getestet, verschiedene Sender Formfaktoren. Der letzte Entwurf war eine gewölbte Zylinder; eine Form schwierig für Ratten zu beißen und Schäden. Ein einzelner Sender auf dem Schädel eines erwachsenen Ratte ist in 2A gezeigt, und eine frühe Version mit hoher Dichte (32 Tier) -Empfänger Basen und Aufzeichnen Riggs, in dem Standard-Nagetier Gehäuse platziert ist in 2B gezeigt. Energieeffizienz war ein äußerst wichtiger Aspekt; wählten wir kapazitive Kopplung als ein Datenübertragungsprotokoll. Die folgende Konstruktion ermöglicht die Aufzeichnung kontinuierlicher EEG für über 6 Monate, je nach Batteriekapazität (2A). Mäuse im Alter von postnatalen Tag 12 (P12, 3A) und Ratten im Alter von P6 (Figure 3B) vertragen den Sender ganz gut. Kleben der Sender an den Schädel mit Cyanacrylat können Tiere mit dem Sender in das Erwachsenenalter (3C) zu wachsen, während die kontinuierliche Erfassung von EEG-Daten.

Die einzigartige miniaturisierten Formfaktor des Senders und Wireless-Schnittstelle eignet sich für die Arbeit mit Tiermodellen der neo- und perinatale Erkrankungen. Die Daten in Abbildung 4 zeigt zwei Kanäle des EEG-Aufzeichnung von subakuter Anfallsaktivität, die hypoxisch-ischämischen (HALLO) Infarkt (Karotis Ligation, gefolgt von 2 Stunden nach der Hypoxie mit 8% O & sub2; -Mischung) in einem P7 Sprague-Dawley folgt Rattenjunges, 13. Die HALLO-Behandlung führt zu einer starken Schädigung der Hemisphäre ipsilateral zur ligiert carotis. Hier werden die Aufnahmen zeigen einen Cluster aus zwei Anfälle über beide Hemisphären des Gehirns verletzt verallgemeinert. Die schwarze Kurve zeigt EEG-Aktivität in der Hemisphäre kontralateral zur Läsion, dieblaue Kurve zeigt EEG in der ipsilateralen Hemisphäre (also im Bereich der Läsion). Während die Anfallsaktivität in beiden Hemisphären des Gehirns vorhanden ist, die ispilateral Hemisphäre zeigt EEG Hintergrundausblendung, was auf anhaltende Hirnschäden 21 ist.

Status epilepticus kann bei erwachsenen Ratten durch Injektion der Tiere mit dem Organophosphat, DFP 22,23 induziert werden. Die Daten in 5 zeigen, sich wiederholenden EEG-Entladungen, was auf Status epilepticus (siehe zeitliche Erweiterungen 5A, B). Unterhalb der Probe Spuren hat der Zeitverlauf der Status epilepticus über 12 Stunden mit einer nichtlinearen Mischeffekte Modell, das die Intensität der Anfälle über die Zeit quantifiziert analysiert. Der Schweregrad der Status epilepticus durch EEG-Strom in der Gamma-Band (20-60 Hz) definiert. Dabei wurde die oben beschriebene Leistung über 12 Tieren gemittelt und aufgetragen über 12 Stunden mit 95% Vertrauensintervallen. Th e Daten zeigen einen deutlichen Anstieg der Gamma-Energie innerhalb der ersten Stunde des DFP-Behandlung, die über 12 Stunden, in der Tiere wurden kontinuierlich überwacht fortbesteht. Die folgenden Analyseverfahren ermöglicht ein quantitatives Maß für die Schwere der akuten Status epilepticus, ein Phänomen, das vorstehend untersucht primär Verhaltensmaßnahmen. Wir sind diese Analysetechnik als Beispiel, denn es nutzt Stromberechnung in klassischen EEG-Bands und wurde ausgiebig in präklinischen Studien zur Überprüfung der Wirksamkeit der Antikonvulsiva Medikamente in unserem Labor 24-26 verwendet. Möglicherweise ist der wertvollste Aspekt der Herstellung von kontinuierlichen, ununterbrochenen drahtlosen Aufnahmen mit der kabellosen Telemetrie ist die Fähigkeit, anomale spontane Ereignisse, die mit geringer Häufigkeit auftreten, aufzuzeichnen. Diese Arten von Daten zeigen die breite Anwendbarkeit des drahtlosen Senders Systems.

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Abb. 1: Schematische Darstellung der Epoch Aufzeichnungssystem Die drahtlose Aufnahmesystem besteht aus zwei Komponenten: 1) eine drahtlose Schädel-Wandsender, die das Biosignal verstärkt, und 2) eine Aufnahmeplatte unter Standardnagetier Gehäuse platziert. Der Ausgang der Empfangsgrundlage ist ein analoges Signal, das aus dem demodulierten Biosignal zu einem Maximum von 4 V Spitze-Spitze verstärkt. Dieses Signal kann dann in einem Datenerfassungssystem für die Aufzeichnung zugeführt werden.

Figur 2
Fig. 2: Der Sender und Empfänger dieser bestimmten drahtlosen Sender (A) wiegt 4 g und verdrängt <1,4 cm 3 Volumen und mit einer Grundfläche von 7 x 12 mm ist leicht an dem Schädel von Ratten und Mäusen montiert. Der Sender 2 Kanäle von Biopotentialen für bis zu 6 Monaten zu verstärken, wonach die Batterie Drained. Größere Batterien für längere Aufnahmezeit verwendet werden. Die Tiere werden in Standard-Nagetierkäfighaltung auf dem Epoch Empfänger (B) platziert. Gezeigt im rechten ist ein frühes Beispiel von zwei getrennten Aufzeichnungs Rigs jeder Lage die Aufnahme von 16 Tiere gleichzeitig was die relativ geringen Platzbedarf (2 'x 4', ca. 60 cm x 120 cm) von jedem der Aufzeichnungs Anlagen.

Figur 3
Abb. 3: Implantation des Funksender bei Ratten und Mäusen Der Sender ermöglicht eine kontinuierliche EEG-Aufzeichnungen für bis zu 6 Monaten bei Mäusen im Alter von postnatalen Tag 12 (P12, oben). Das mittlere Foto ist eines P7 Rattenjunges mit der Miniatursender implantiert. Der Sender bleibt fest an dem Schädel angebracht ist, wie das Tier reift. Das Tier im Grunde ist P280 und wurde mit einem Schein-Sender im Alter von P7 implantiert. Das System ermöglicht simultazeitiger und kontinuierlicher EEG-Aufzeichnungen von mehreren alten Tieren P7 durch Entwöhnung, die Verringerung der Anzahl der Würfe für präklinische, langfristige, EEG-Monitoring Studien erforderlich.

Figur 4
Abbildung 4: Zweikanalige Aufzeichnung Hypoxie-Ischämie induzierte Anfälle mit dem Telemetriesystem Dual-Channel-Aufnahmen von abnormen EEG mit dem Wireless-Telemetrie in einem P7 Rattenjunges nach Karotis-Ligatur (Ischämie) während 8% O 2 -Behandlung (Hypoxie).. (A) und (B), erweiterten Blick auf die Wellenformen. Anfallsaktivität ist in beiden Hemisphären (schwarz, blau) mit erheblichen EEG Unterdrückung in der Hemisphäre mit ischämischer Infarkt (blau) vorhanden vorhanden.

Figur 5
Abbildung 5: Aufnahmestatus epilepticus bei erwachsenen Ratten. Oberflächen EEG (dh Dura) mit der drahtlosen Miniaturtelemetriesystem in Reaktion auf Diisopropylfluorphosphat (DFP) Behandlung in einer erwachsenen Ratte. Die schraffierten Perioden in der oberen Kurve (A und B) in Spuren unterhalb erweiterten Blick auf die Wellenformen. Mit dem drahtlosen Sender aufgezeichneten Daten können dann in dem Frequenzbereich ermöglichen statistische Vergleiche in einer Kohorte von Tieren untersucht werden. (C) Die Daten sind die mittlere und 95% -Konfidenzintervalle gamma Bandleistung (20-60 Hz) folgende DFP-induzierten Status epilepticus (N = 12) über 12 Stunden nach Verabreichung von DFP.

Figur 6
Abb. 6: Aufnahme der Sicherstellungen und Änderungen im EEG in einem transgenen Mausmodell von Gefäßmissbildungen Schwellkörper Hier haben wir von einer transgenen Maus aufzeichnen (A) thwird derzeit bei Anfallsaktivität. Zunächst ist normal EEG-Muster vorhanden (1); unmittelbar vor dem Anfall gibt es eine Periode von vorge ictal Vertiefung (2), das durch einen Cluster von fünf Anfälle (3) folgt. Im Anschluss an die Anfälle, sind abnorme iktale Entladungen in dem Signal (4) vorhanden ist. Kontrolltier hat keine Anfälle und keine anormalen Merkmale EEG (B).

Discussion

Es kann sehr teuer in der langfristigen elektrographischen Aufnahmen in Kleintiermodellen von Krankheiten machen. Indem sie sich auf einfache Stromkreise und betont geringen Stromverbrauch haben wir in der Lage, einen Sendersystem (Abbildungen 1 und 2), die die Kosten für die langfristige Überwachung Experimente reduziert erstellen. Die Gesamtkosten von 6 Monaten Monitoring Experiment konnte so günstig wie $ 470 die Kosten für das Tier (~ $ 1,5 Tier pro Tag, $ 200 Sender), plus. Die geringe Größe des Senders ermöglicht eine kontinuierliche ununterbrochene elektrographischen Aufnahmen für Kleintiere, vorklinischen Modellen der menschlichen Krankheit, die nur sehr schwer mit angebundenen oder funkfrequenzbasierten drahtlosen Aufzeichnungssystemen (Figur 4) erhalten sind. Schließlich wird der Schädel montierten Art des Senders verringert die Operationszeit und die Belastung auf das Tier, das sonst beeinträchtigen können ein Experiment. Hier zeigen wir proof-of-principle Experimente aus drei diffErent experimentellen Modellen von Anfällen: perinatale Hypoxie-Ischämie 13, 27, 28 in einem Rattenjunges (Abbildung 4), DFP-induzierten Status epilepticus (Abbildung 5) und Beschlagnahmen in einem genetisch induzierten Modell der höhlenartigen Gefäßmissbildungen (Abbildung 6).

Möglicherweise ist der wichtigste Aspekt für den Erhalt von artefaktfreie, langfristige elektrographischen Aufnahmen ist es, ungehemmt Elektrode Zugriff auf die kortikale Region von Interesse (Bild 4-6) zu überprüfen. Dazu gehört auch die gemeinsame Bezugs / Masseelektrode. Besonders kritisch ist Befestigung der Sender an den Schädel für epidurale EEG-Anwendungen. Während dieses Prozesses ist es versehentlich Mantel die Spitze der Elektroden mit Cyanoacrylat sichts der sehr kurzen Länge der Elektroden möglich. Beschichtung der Elektroden in Cyanacrylat können die EEG-Signale zu dämpfen oder vollständig zu isolieren, sie in den schlimmsten Fall. Ähnlich fehlende gute elektrische Verbindung bwischen der gemeinsame Bezugs / Boden und dem Gehirn des Tieres wird der ordnungsgemäße Betrieb des Differentialverstärkers in dem Sender zu verhindern, was zu einem elektrisch "lauten" Signal ausgegeben. Häufig nach der Operation, einwand Signale können für bis zu 48 Stunden aufgrund von Ödemen Umgebung der Bohrlöcher in den Schädel beeinträchtigt werden. Wie das Ödem nachlässt, Signale im Allgemeinen zu verbessern. Dies kann durch Plazieren der Elektroden auf der Oberfläche des Schädels, ohne Bohrlöcher vermieden werden. Die Folgen dieses Prozesses werden zur Beschichtung erhöhtes Potenzial der Elektroden mit Cyanacrylat, reduziert hochfrequente Aktivität aufgrund des Tiefpass elektrischen Eigenschaften der Schädelknochen und das Potential, um elektrisch zu isolieren die gemeinsame Bezugs / Boden Rendering Rauschen in den Signalen. Üben korrekte Platzierung der Elektroden mit einem dünnen Stück Holz oder Furnier, die die Dicke der Maus oder Ratte Schädel imitiert erfolgen. Die Ergebnisse in diesem Manuskript vorgestellt veranschaulichen die quakeit der Aufnahmen, die mit WLAN-Telemetrie-Technologie erhältlich ist.

Chirurgische Implantation unter Verwendung der hierin beschriebenen Verfahren kann so wenig wie 10 Minuten dauern, abhängig von der Komplexität der Operation. Chirurgischer Zugang zu tiefen Hirnstrukturen, wie beispielsweise die CA1-Region des Hippocampus, ist es am besten, den Sender an einen Mikromanipulator zu einem stereotaktischen Rahmen befestigt zu befestigen. Der Mikromanipulator wird der Chirurg mit der Genauigkeit liefern, um die Sender nach veröffentlicht stereotaktischen Koordinaten im Atlas der Maus 29 und 30 Ratten Gehirn zu implantieren. Dies kann durch einfaches Verriegeln ein Stück hypodermischen Nadel Schlauch an den Sender mit Cyanoacrylat und dann Montieren der Injektionsnadel in den Mikromanipulator ausgeführt werden. Mikromanipulator Steuerung der x-, y- und z-Koordinaten werden zusätzliche Stabilität bei der Montage der Sender an den Schädel vor dem Nähen die Haut verschlossen. Die Zugabe von Knochenschrauben auf der ganzen perimeter des Senders kann helfen, zu verankern Sie den Sender auf den Schädel, auch wenn sie nicht notwendig sind. Knochenschrauben wirksam sein könnte, jedoch in bestimmten Tiermodellen von Anfällen oder Epilepsie, wie zum Beispiel der Lithium-Pilocarpin behandelten erwachsenen Ratte. Diese Tiere sind in der Regel spontaner Krampfanfälle mit intensiven motorische Aktivität, die den Sender während des Anfalls beschädigen können. Zusätzliche Komplexität könnte diesen Versuchen zugegeben werden. Zum Beispiel ist der Sender mit vielen verschiedenen Modellen von traumatischen Hirnverletzung, wie kontrollierte kortikalen Auswirkungen 31 kompatibel. Die Haltbarkeit der Sendervorrichtung wurde durch Implantieren Tiere mit Sendern an P7 und dann das Gehäuse sie im Tieranlage getestet. Nach 12 Monaten, die meisten Implantate intakt auf dem Schädel. Als Tiere wurden eingeschläfert, erschien die Schädel, normal zu sein und der Sender wurde in den Schädelknochen eingebettet ist, erfordern erhebliche Kraft auf sie zu extrahieren. Vorsicht beim tiefen Hirnstrukturenuntersucht; so wächst das Gehirn, und die Elektroden stationär bleiben, würde die endgültige Position der Elektroden sich ändern könnte werden. Für die hier beschriebenen Techniken wurden die Elektroden in der Regel oberhalb der Dura, die sowohl das Gehirn und Schädel wachsen gelassen und für die Elektroden positioniert sind, um in ihren ursprünglichen Positionen verbleiben. Der limitierende Faktor in wie lange der Sender kann verwendet werden, ist die Batteriegröße (dh bis der Akku leer ist).

Ein in sich geschlossenes monolithischer Bauweise (dh der Sender in harten Epoxid eingebettet) des Gehäuses des Senders bietet sich mit unreifen Jungtiere mit der Staumauer und ihre Wurfgeschwister untergebracht zu verwenden. Oft Co-Gehäuse implantiert Tiere mit verdrahteten Anbindehaltung Ergebnisse in der Zerstörung des implantierten Hardware oder Kannibalisierung der Jungtiere durch den Damm. Die glattwandige Form des Senders ermöglicht die Implantation praktisch ohne Hardware-Ausfall oder Verlust der Jungtiere durch Kannibalisierung.

Disclosures

Drs. Lehmkuhle und Dudek haben ein finanzielles Interesse an epitel, Inc., Entwickler der Epoch drahtlose Biopotential Aufzeichnungssystem.

Acknowledgments

Diese Arbeit wurde durch das Nationale Institut für neurologische Erkrankungen und Schlaganfall R43 / R44 NS064661 finanziert.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sterile Surgical Gloves Protective Industrial Products 100-3201 PF Powder Free Sterile Latex Surgical Glove
Scalpel Handle FST 10003-12
Scalpel Blade #15 FST 10015-00
Fine Scissors FST 14090-09
Burr tool Ram Products, Inc. Microtorque II
Fine burr FST 19007-07
Aneurism clip ROBOZ RS-5422
Toothed Forceps FST 11022-14
Cotton-Tipped applicators McKesson 24-103
Needle Driver WPI 521725 Olsen-Hegar Needle Holder
Cyanoacrylate gel Henkel Loctite 4541
Cyanoacrylate accelerant Henkel Loctite 7452
Suture Ethicon Vicryl RB-1 J304
Elecrocautery disposable Bovie AA01 Fine Tip
Surgical Tray FST 20311-21
Epitel Receiver Base Epitel Inc N/A
Epitel wireless transmitter Epitel Inc N/A
Biopac digitizer Biopac MP-150
PC-compatible computer

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Langfristige kontinuierliche EEG-Monitoring in Kleintier Models of Human Disease Mit dem Epoch Wireless Transmitter-System
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Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. J. Vis. Exp. (101), e52554, doi:10.3791/52554 (2015).More

Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. J. Vis. Exp. (101), e52554, doi:10.3791/52554 (2015).

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