Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Monitorização EEG contínuo a longo prazo no pequeno roedor modelos de doença humana, utilizando o Sistema Epoch transmissor sem fio

doi: 10.3791/52554 Published: July 21, 2015

Abstract

Muitas doenças neurológicas progressivas em seres humanos, tais como a epilepsia, requerem modelos animais pré-clínicos que se desenvolvem lentamente a doença, a fim de testar as intervenções em vários estágios do processo da doença. Estes modelos animais são particularmente difíceis de implementar em roedores imaturos, um organismo modelo clássico para o estudo de laboratório desses transtornos. Gravação de EEG contínuo em modelos animais jovens de convulsões e outros distúrbios neurológicos apresenta um desafio técnico devido ao pequeno tamanho físico dos roedores jovens e sua dependência da barragem antes do desmame. Portanto, não existe apenas uma necessidade clara de melhorar a investigação pré-clínica que irá identificar melhor essas terapias adequadas para a tradução para a clínica, mas também uma necessidade de novos dispositivos capazes de gravação contínua EEG em roedores imaturos. Aqui, nós descrevemos a tecnologia atrás e demonstrar a utilização de um novo sistema de telemetria miniatura, especificamente para uso em ratos imaturos ocamundongos r, que também é eficaz para uso em animais adultos.

Introduction

O mais antigo - e ainda o mais utilizado - técnica de gravação biopotenciais no cérebro é o eletroencefalograma (EEG). Ele é usado clinicamente para anormalidades neurológicas, incluindo a detecção apreensão 1, a localização de focos de apreensão 2, e diagnóstico de concussão 3,4. Essa técnica também é amplamente usado para fornecer informações fundamentais sobre os mecanismos do sono e para diagnosticar distúrbios do sono 5,6.

Como no diagnóstico clínico das epilepsias, o EEG se tornou indispensável para a investigação translacional em modelos animais de epilepsia tanto genética e adquirida. Em aplicações de investigação em curso, "wired" ou gravações "amarrados" são padrão, e são rotineiramente realizados em roedores adultos por semanas em um momento 7. No entanto, o ruído elétrico, artefatos de movimento, eo risco de que tethered animais vai ferir-se, puxando o cabo tem compr longosomised estes experimentos. Assim, para melhorar as condições e as taxas de sucesso experimental, precisamos desenvolver novas tecnologias que permitam a eliminação da interface com fio entre o animal e instrumentação. A área mais óbvia de desenvolvimento é o projeto e implementação de sistemas de telemetria que permite a gravações de alta qualidade, mantendo uma longa vida útil e minimizar o desconforto para os sujeitos animais. Reduzindo o tamanho físico destes dispositivos permitirá que a investigação translacional em modelos de roedores neonatais e juvenis de distúrbios neurológicos.

Gravações de baixo número de canais de EEG em ratos são empregados extensivamente para desenvolver novas terapias para suprimir crises epilépticas capaz de tradução para os seres humanos. Gravações de um ou mais locais por um período prolongado abrir muitas possibilidades para o uso de modelos de roedores de epilepsia na investigação translacional. Grande parte da investigação contemporânea neste campo tem como objectivo bloquear a ocorrência de Seiz crónicaas medidas ou o desenvolvimento de epilepsia (isto é, epileptog�ese), e tais esforços de investigação requerem extensa se ​​EEG não contínua para ensaiar a eficácia da terapia 8 proposto; um sistema pequeno, simples, telemétrica com um, dois ou quatro canais que operam entre 0,1-100 Hz por canal irá promover fortemente esse tipo de investigação translacional. Eletrográficas apreensões ocorrem frequentemente com comportamentos mínimas (certamente sem convulsões), o que limita a utilidade de ensaios baseados em apreensões comportamentais. A estratégia de combinar a gravação de EEG e monitoramento de vídeo simultânea permite a possibilidade de capturar cada apreensão; e, além disso, estas abordagens analíticas podem permitir a avaliação quantitativa dos picos intercríticos que ocorrem no cérebro epiléptico entre os eventos 9 "ictal" (ou captura). Além disso, a capacidade de obter contínua de alta qualidade a baixo artefato gravações de EEG, para o qual a tecnologia sem fio é geralmentesuperior, vai permitir o desenvolvimento da utilização de algoritmos baseados em computador para estudar formas de onda de EEG específicas (por exemplo, teta, gama), bem como a detecção automática de convulsões, reduzindo de forma significativa a carga de trabalho do experimentador.

O modelo pré-clínico para estudar epilepsia primária crónica após lesão cerebral é o rato ou o rato, ou por meio de um quimio-convulsivante (por exemplo, ácido caínico ou pilocarpina) ou induzido electricamente o estado epiléptico (SE), que é seguido por epilepsia crónica. Sob estas condições, as convulsões severas associadas com SE ou as convulsões nos animais subsequentes epilépticos podem levar a lesão do animal ou rasgamento puxando a corda e desapertando os parafusos que mantêm a ligação do headcap. Em última análise, é esse problema que geralmente termina estas experiências, e ainda a necessidade de obter registros de EEG de alta resolução a longo prazo para experimentos que visam o desenvolvimento de novas terapias para a crônicaepilepsia é primordial. Além disso, a habitação, monitoramento e análise de dados provenientes de animais a longo prazo implantados é um investimento considerável em ambos os custos directos e tempo de investigador; portanto, a cessação prematura da experiência pode resultar em custos significativos para os pesquisadores. Como esses modelos de progresso epilepsia, as crises geralmente tornam-se mais freqüentes e mais graves 10-12, aumentando a probabilidade de que os animais são feridos, assim como a sua utilidade para o desenvolvimento de novas terapias torna-se maior. Estes animais podem desenvolver rotineiramente dezenas de crises convulsivas por dia, muitas vezes ocorrem em clusters 13.

Provavelmente um dos mais importantes desenvolvimentos da ciência biomédica tem sido o uso de gene alvo em modelos de ratos. Esta abordagem permitiu, e vai continuar a permitir que, o desenvolvimento de modelos animais de epilepsia genética que reproduzem síndromes humanos reais 14-16. Manipulações genéticas pode ser realizada comoterapias de prova de princípio para reprimir ataques epilépticos ou mesmo bloquear o desenvolvimento da epilepsia após uma lesão cerebral 17-20. Este tipo de pesquisa iria beneficiar muito a capacidade de executar high-throughput gravação contínua do EEG. Atualmente, é possível gravar a partir de ratos com ambos os sistemas de telemetria ou amarrados; No entanto, os desafios de obtenção de uma elevada qualidade, gravações, sem efeitos artificiais são substancialmente mais difíceis do que os ratos, e muitas vezes este requer várias formas de mochilas que ratinhos tentam continuamente para remover. Estresse pode aumentar gravidade das crises, frequência e / ou duração, e, assim, acabaria por modificar a epilepsia dos animais experimentais, confundindo assim o estudo. Um leve, baixo perfil pequeno sistema, telemetria miniatura irá facilitar a gravação de longo prazo EEG de modelos genéticos do rato da doença humana.

Em adição aos problemas acima descritos, o registo de EEG no modelo de roedor imaturos da doença tem seu próprio conjunto de desafios. Animais imaturos pode pesar tão pouco quanto 6 g (P8 mouse) para 17 g (P6 rato). É praticamente impossível fazer multi-dia EEG amarrados em série devido ao aumento do estresse de baraço e incapacidade para permitir criação natural do cachorro pela barragem. Até animais são desmamados, eles devem permanecer sob os cuidados da barragem. A barragem está propenso a destruir qualquer conjunto de conectores exteriorizado no filhote, terminar o filhote, e em alguns casos encerrar toda a ninhada. Além disso, o crânio roedor imaturo dificulta a montagem de pedestal qualquer eléctrodo ao crânio com integridade mecânica. Estes desafios, exclusivo para roedores imaturos, exigem uma solução inovadora para fazer gravações eletrográficas robusto e de longo prazo. Aqui vamos nos concentrar em demonstrar a implantação ea gravação de EEG usando um transmissor sem fio em miniatura romance e apresentam três experimentos de prova de princípio como exemplos de utilização do sistema de telemetria sem fio em miniatura: 1) a immadura modelo filhote de rato de hipóxia-isquemia, 2) ratos adultos tratados com DFP para induzir estado de mal epiléptico e crises espontâneas subsequentes, e 3) modelo genético de malformações cavernosas vasculares que resultam em convulsões e morte em ratos adultos.

O sistema de telemetria sem fio em miniatura foi projetado para atender quatro requisitos principais: (1) a implantação cirúrgica minimamente invasiva; (2) compatibilidade para a habitação de filhotes de roedores com a barragem e irmãos; (3) de baixo consumo de energia da unidade, permitindo assim a monitorização contínua de meses sem re-implantação cirúrgica; e (4) capacidade de gravar curvas EEG de alta qualidade com o mínimo de artefatos de movimento. O transmissor sem fios pesa <0,6, 2,3, e 4 g, e é <0,3, 0,8, e 1,4 cm3, dependendo da bateria com uma pegada de 5 x 7, 7 x 9, ou 7 x 12 mm que pode ser montada facilmente no crânio do animal com gel de cianoacrilato. Sem buchas osso são necessárias para afixar de forma segura o dispositivo parao crânio, a redução do número de furos que têm de ser perfurado no crânio e o tempo de cirurgia. O dispositivo é capaz de amplificar dois canais de EEG ou locais potenciais de campo de estruturas profundas do cérebro, tais como o hipocampo, por mais de 2 semanas, 2 meses, ou 6 meses nesta configuração. O pequeno tamanho do transmissor sem fios reduz o risco de infecção, aumenta a mobilidade dos animais, e em última análise, reduz a morbidade e mortalidade que de outra forma, aumenta o tempo, dinheiro, e número de animais necessários para uma experiência. Todos os produtos eletrônicos e bateria são envasadas em epóxi de grau médico que torna o dispositivo à prova d'água e resistente, impedindo a barragem de mascar sobre o transmissor que poderiam tornar o dispositivo inoperante. Ao contrário de transmissores de rádio-frequência, o sistema de telemetria utiliza acoplamento capacitivo entre o transmissor e uma antena de receptor que fica abaixo da gaiola animal, permitindo ao usuário manter os animais em habitação roedor padrão. Vários canais de recording permitir a gravação de biopotenciais multi-modais, como eletrocardiograma e eletroencefalograma. Modelos animais de co-morbidades, vai beneficiar a capacidade de gravar biopotenciais durante comportamento 21-23. Combinando comportamento com EEG irá fornecer aos pesquisadores uma melhor ferramenta para pesquisas e estudos pré-clínicos.

Protocol

Siga as diretrizes institucionais para cuidados com os animais para esterilização ferramenta cirúrgica, e modificar o protocolo como necessário para cumprir as diretrizes e obter a aprovação pela Institutional Animal Care e Use Committee da sua instituição (IACUC).

1. Preparação cirúrgica

  1. Limpar e preparar o transmissor para garantir cirurgia segura e estéril. Retire o transmissor da embalagem anti-estática e ou spray ou mergulhar em etanol a 70%. Transmissor lavagem com solução salina estéril e lugar entre esponjas de algodão estéreis embebidas em soro fisiológico estéril ou continuam submersas em soro fisiológico estéril.
  2. Recolha e esterilizar os instrumentos necessários para a cirurgia; autoclave de vapor durante a esterilização. Veja a tabela de materiais e reagentes para a lista de instrumentos cirúrgicos.

2. implantação cirúrgica

  1. Anestesiar animais e manter a anestesia acordo com o protocolo do IACUC-aprovado. No início e durante surgery verificar o reflexo toe-pitada cada 15 min. A ausência de resposta indica nível suficiente de anestesia.
    1. Para filhotes, utilizar anestesia por isofluorano (4%) com o O 2 (100%). Para os adultos, usar cetamina (100 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg).
  2. Fixar a posição no quadro estereotáxico. Coloque as pontas de barras ouvido no conduto auditivo. Não aperte excessivamente barras de ouvido que o crânio é muito suave em filhotes de ratos jovens. Prenda o cone do nariz anestesia.
    1. Manter o animal aquecido durante a cirurgia, colocando-o na almofada de aquecimento definido para 37 ° C. Em animais adultos, aplique pomada lubrificante para os olhos do animal.
  3. Esterilizar local da incisão e manter campo cirúrgico estéril.
    1. Pincelar o couro cabeludo com aplicações alternadas de etanol a 70% e betadine. Iniciar-se no centro do couro cabeludo e tornar cada vez mais largos círculos concêntricos.
    2. Cobrir o animal com cortina e realizar a cirurgia sobre animais drapeado. Manter os sterile campo cirúrgico, alinhando o cirúrgico set-up com campos estéreis, equipamento de pulverização com etanol 70%.
    3. Usar luvas cirúrgicas estéreis e vestido (ou conforme exigido pela instituição). Para ajudar a manter campo estéril, use um assistente cirúrgico.
  4. Faça uma incisão no couro cabeludo do animal ligeiramente atrás dos olhos ao longo da linha média, cerca de 2 cm. Tenha cuidado ao inserir o bisturi como o crânio ainda é muito suave em filhotes de ratos jovens. Faça um único corte de modo a incisão sangra menos e cura mais rápido.
  5. Expor o crânio. Prepara-se uma área limpa e seca para maximizar a ligação entre o transmissor e os ossos do crânio. Use clipes de aneurisma de entender couro cabeludo.
    1. Puxe delicadamente couro cabeludo longe da linha média em quatro cantos. Procure marcos anatômicos, tais como bregma e lambda no crânio. Lembre-se de ossos do crânio não são fundidos em animais nessa idade. Use os atlas Paxinos de coordenadas estereotáxica para encontrar o local correto para o orifício de trepanação.
    2. Use uma ferramenta Dremel-tipo com uma broca tipo rebarba. Criar dois furos burr em posições de gravação desejados com os buracos sendo maior do que 300 m de diâmetro. Colocar o orifício de trépano para o eléctrodo de referência durante o cerebelo atrás do lambda do crânio.
    3. Assegure-se que os fios do transmissor estão alinhados com os orifícios da rebarba. Se os fios dos eléctrodos não estão alinhadas, cola contaminação dos eléctrodos é provável, e irá resultar em mau sinal. Para alinhar os fios, verificar o ajuste do transmissor e dobre eletrodos para alinhar sobre os locais destinados para buracos rebarbas.
    4. Apare cabos-eletrodos. Utilize uma tesoura cirúrgica para cortar os eléctrodos, para o comprimento desejado. A profundidade do eléctrodo é importante para o tipo de gravação exigida para a experiência (isto é, se os eléctrodos de dura-máter acima para EEG, ou usar coordenadas estereotáxicas para as estruturas cerebrais definidos).
    5. Liberalmente aplicar cianoacrilato sobre a base do transmissor to cobrir a área certificando-se de evitar o revestimento dos eletrodos. Cola de cianoacrilato é um isolante elétrico, contaminando eletrodos com cola irá resultar em nenhum sinal.
      1. Se gravar a partir de estruturas cerebrais profundas, montar o transmissor no suporte da cânula e coloque-o no braço estereotáxico para o controle do eixo z. Abaixe o transmissor usando o braço estereotáxico a profundidade adequada e coloque gel de cianoacrilato em torno do transmissor.
    6. Crânio completamente seco antes de colocar o transmissor para garantir a ligação adesiva forte. Aplicar transmissor revestido com cianoacrilato para o crânio. Tome cuidado para alinhar eletrodos com os correspondentes furos Burr.
      1. Tente evitar grandes estruturas vasculares prejudiciais. Segurar o transmissor no lugar com uma ligeira pressão durante um minuto. Utilize uma ligeira pressão para formar uma ligação forte entre o transmissor e o crânio.
    7. Aplique cianoacrilato adicional, o suficiente para selar completamente interface do transmissor / crânio. Para assegurar agood em forma e forte ligação, maximizar a área de superfície da cola que os contatos do crânio. Aplicar o adesivo de cianoacrilato em um círculo em torno do transmissor, certificando-se de ambos crânio e a parede do transmissor são cobertas.
    8. Aplicar acelerador química (0,1 ml) através de uma seringa ao redor do cianoacrilato na base do transmissor implantado. Use acelerador com moderação, tomando cuidado para não se candidatar ao tecido adjacente.
      Nota: aceleração da cura química cianoacrilato assegura que a forte ligação entre o transmissor e o crânio é formado rapidamente. Cianoacrilato acelerador é útil para a cura do adesivo velocidade, mas não é necessário.
    9. Remover o acelerador por lavagem da área cuidadosamente com solução salina estéril. Acelerador de cianoacrilato podem causar irritação dos tecidos não se lavou a partir da área da incisão. Para lavar a área, encher uma seringa de 1,0 ml com solução salina estéril e irrigar a área através de uma agulha de seringa. Geralmente 0,5 ml de solução salina é suficiente para lavaro acelerador.
    10. Suturar a pele em torno da base do transmissor, mas não cobrem o transmissor. Top de transmissor deve estar acima de pele para transmitir sinais neurais de forma eficiente. A pele deve estar razoavelmente apertada em torno do transmissor e a cola em torno da unidade. Use Vicryl ou fio de seda (thread suave); pele em animais imaturos é macio e é facilmente danificada se suturas macias não são utilizados. Para animais adultos, usar qualquer material de sutura.
    11. Remova animais de quadro estereotáxico e coloque no cobertor aquecida para recuperação.
    12. Certifique-se de animais são quente (37 ° C) e ambulatorial (ou seja, completamente recuperado) antes de retornar para a represa. Certifique-se de que o animal está hidratado por beliscar a pele em volta do animal (se o animal está desidratado, a pele vai permanecer deformado). Se um animal está desidratado, administrar a injecção sub-cutânea de tampão de Ringer com lactato. Não deixe o animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manterdecúbito esternal.
      1. Administrar buprenorfina (0,05 mg / kg) aos animais para a gestão da dor pós-cirúrgica e uma injecção sub-cutânea de 0,1 ml de bupivacaína em torno do local da injecção.
        Nota: Do início ao fim todo o processo deve ser concluída em 5-10 min para animais desta idade (dia pós-natal 6). O tempo cirúrgico pode levar mais tempo para os animais mais velhos.

    3. Cuidado e Habitação

    Nota: Algumas barragens podem não tolerar filhotes implantados com o dispositivo. Barragens podem precisar de ser seleccionado que são tolerantes. É aceitável para a barragem para mover os filhotes ao redor da gaiola por pegá-los pelo transmissor.

    1. Quando os animais são desmamados, isoladamente abrigar-los para evitar a remoção dos dispositivos de seu companheiro de jaula.
    2. Euthanize animais por dose letal de pentobarbital (25 mg / kg) ou isoflurano (em uma redoma de vidro) quando sinais de sofrimento estão presentes.
    3. Note, algumas gaiolas de alojamento dos animais com inserções fio pode, interFere com os transmissores implantados. Certifique-se de verificar a altura da inserção do fio para se certificar de que os animais não podem obter o transmissor preso entre as 'barras' do inserto fio. Consulte seu veterinário para obter ajuda.

    4. Gravação de EEG

    1. Colocar o animal numa gaiola, por si só ou co-alojado com ninhada e a barragem. No entanto, apenas um lugar implantado animal em uma única gaiola. Não deixe filhotes sozinha na câmara de gravação por mais de 2 horas. Monitorar os animais para sinais de sofrimento e desidratação.
    2. Ligue a fonte de alimentação fornecida à base receptor e verifique a luz de energia está acesa. Ligue o receptor de base para um sistema de aquisição de dados usando cabos (baioneta Neil-Concelman) BNC.
    3. Colocar o animal na gaiola de topo da base do receptor (Figura 2). A luz "sinal" deverá acender indicando um transmissor foi detectada. Os dados podem agora ser gravado.
    4. TO registo de dados, ligar-se a base de receptor para um conversor analógico-digital e o conversor de ligar a um computador (Figura 1).
    5. Definir a taxa de amostragem da gravação. Certifique-se de que os dados são amostrados adequadamente. Selecione pelo menos 250 Hz taxa de amostragem (500 Hz recomendado) para a gravação (largura de banda do transmissor é 0,1-100 Hz).
    6. Salve os dados digitalizados e analisar o uso de pacotes de software de processamento de sinais, tais como Matlab.

    5. Análise de EEG - Geral

    1. Execute FFTs (transformação rápida de Fourier) para transformar dados de EEG temporais para o domínio da freqüência de 0-100 Hz.
    2. Realizar uma estimativa de densidades de energia espectrais (PSDS) da FFT usando 256 segmentos Hann-janela com base no método Welch e normalizada por 10 x 10 log (PSD). Os espectros de energia mostram as frequências específicas que dominam o sinal de EEG durante o período de tempo desejado.
    3. Grupo de dados através animais tomando a média do PSD de cada animalem relação aos tratamentos combinados de tempo. Criar intervalos de confiança de 95%, em média 1,96 x (PSD) / raiz quadrada (n), onde n é o número de animais (vestígios PSD). Traçar os intervalos de confiança de média e 95% dos dados para gerar um relatório quantitativo de todo o conteúdo de freqüência do EEG através de grupos de animais, como comparar os grupos tratados vs grupos de controle.

    6. Perinatal hipóxia-isquemia (HI) Protocolo Modelo

    1. Anestesiar o P6 - 7 filhote de rato com anestesia isoflurano (4% com 100% de O 2), colocando o animal em uma caixa de anestesia (caixa com a entrada de anestesia vaporizador). No início e durante a cirurgia verificar a toe-pitada reflexo a cada 15 minutos. A ausência de resposta indica nível suficiente de anestesia.
    2. Coloque o filhote de cachorro em sua parte traseira, expor o pescoço e esfregue com aplicações alternadas de 70% de etanol e 10% de betadine. Repita o matagal etanol / betadine 3 vezes.
    3. Fazer uma incisão de 1 cm na pele do pescoço com scissors na linha média do pescoço. Levante a pele com uma pinça e fazer o corte com uma tesoura. Tome cuidado para não cortar o tecido muscular ao fazer a incisão.
    4. Use uma técnica de dissecção romba para expor artéria carótida. Para executar dissecção romba, usar dois pares de fórceps sem corte-nariz. Inserir as pontas para o tecido e que a acção de mola do instrumento cirúrgico espalhar o tecido. Repita até artéria carótida é exposta. Identificar a artéria carótida através de uma cor vermelho brilhante e a presença de pulso visível.
    5. Artéria carótida separado do nervo vago com a pinça sem corte. Inserir a pinça de ponta romba entre a artéria eo nervo. Solte a pinça e deixar a ação da ferramenta primavera separar a carótida do nervo vago.
    6. Lugar aneurisma grampos 4-5 mm de distância na artéria carótida. Tome cuidado para não danificar a artéria com os grampos, evitando movimentos rápidos.
    7. Cauterizar a artéria carótida entre as pinças aneurisma. Para cauterizar a artéria, Toque na artéria entre os grampos com uma ponta cauterizador quente. Depois a artéria é cortada, garantir ambas as extremidades são adequadamente cauterizada para evitar hemorragia.
    8. Remova os grampos, fechar a incisão no pescoço com 3 suturas. Somente suturar a pele, tomar cuidado para não suturar o tecido muscular.
    9. Permitir que o animal recuperar durante 1 h. Controlar a respiração do animal e sangrando pelo pescoço. Se o sangramento está presente, não submeta o animal a HI (passo 6,10).
    10. Colocar o animal numa câmara de temperatura controlada a 37 ° C e introduzir continuamente 8% de O2 / 92% N 2 para a câmara de mistura durante 2 horas.

Representative Results

Foi desenvolvido e implementado o conceito de gravação EEG de um único roedor adulto, esquematizada na figura 1 para o processo de aprovação do IACUC, o projeto deve integrar-se bem em instalações animais institucionais existentes.; portanto, o sistema foi projetado para ser facilmente instalado em uma instalação padrão de animais sem o uso de espaço adicional: o animal é alojado em um "animal instalação de questão" gaiola de habitação regular que é colocado dentro de um receptor com uma gaiola de Faraday integrada para reduzir ruído elétrico. O sinal de cada receptor de base é conduzida por fios a um digitalizador que está ligado a um computador (Figura 1). Um único computador é necessário para recolher dados a partir de até 32 animais registados simultaneamente, dependendo da capacidade do sistema de aquisição de dados do utilizador. Este tipo de configuração consome pouca energia e produz pouco calor, um recurso compatível com instalações para animais de clima controlado. Os dados podem serexibido em tempo real no monitor, permitindo o monitoramento experimental, e armazenado a longo prazo sobre discos rígidos externos (unidade de armazenamento de 10 TB).

A fim de minimizar os danos de maca-companheiros e filhote de cachorro canibalização pela barragem, testamos vários fatores de forma transmissor. O desenho final foi um cilindro de cúpula; uma forma difícil para ratos morder e danos. Um transmissor individual no crânio de um rato adulto é mostrado na Figura 2A e uma versão inicial de alta densidade (32 animais) bases receptor e plataformas de gravação em que a habitação roedor padrão é colocado é mostrado na Figura 2B. A eficiência energética foi uma consideração extremamente importante; escolhemos o acoplamento capacitivo como um protocolo de transmissão de dados. O seguinte projeto permite a gravação contínua EEG por mais de 6 meses, dependendo da capacidade da bateria (Figura 2A). Ratos tão jovens como dia pós-natal 12 (P12, Figura 3A) e ratos como os jovens como P6 (Figure 3B) tolerar o transmissor bastante bem. A adesão do transmissor para o crânio com cianoacrilato permite animais a crescer com o transmissor na idade adulta (Figura 3C), enquanto se mantém contínua aquisição de dados de EEG.

O fator de forma miniaturizada única da interface transmissor sem fio e presta-se para o trabalho com modelos animais de condições neo e perinatal. Os dados na Figura 4 mostra-dois canais de EEG de sub-aguda a actividade convulsiva que se segue (a ligação da artéria carótida, seguido por 2 horas de hipoxia com 8% de O2 mistura) do enfarte isquémico-hipóxico (HI) em um P7 Sprague-Dawley filhote de rato 13. O tratamento HI provoca uma grande lesão no hemisfério ipsilateral à carótida ligado. Aqui, as gravações mostram um conjunto de duas apreensões generalizadas sobre os dois hemisférios do cérebro ferido. O traço preto representa a actividade EEG no hemisfério contralateral à lesão, oazul rastreamento mostra EEG nos hemisférios ipsilateral (ou seja, na área da lesão). Enquanto a atividade de apreensão está presente em ambos os hemisférios do cérebro, o hemisfério ispilateral mostra EEG supressão de fundo, o que é indicativo de dano cerebral permanente 21.

O estado epiléptico pode ser induzida em ratos adultos, injectando os animais com o organofosfato, DFP 22,23. Os dados na Figura 5 mostram descargas EEG repetitivas, que são indicativos do estado epiléptico (ver expansões temporais Figura 5A, B). Abaixo os vestígios da amostra, o campo de tempo do estado epiléptico durante 12 horas foram analisados ​​com um modelo não-linear de efeitos mistos que quantifica a intensidade das convulsões ao longo do tempo. A gravidade do estado de mal epiléptico é definido pelo poder EEG na banda gama (20-60 Hz). Aqui, o poder acima descrito foi na média de 12 animais e traçados ao longo de 12 horas, com intervalos de confiança de 95%. º e os dados mostram um aumento acentuado na gama de potência na primeira hora de tratamento DFP, que persiste ao longo de 12 horas durante o qual os animais foram monitorizados continuamente. O método de análise que se segue permite uma medida quantitativa da gravidade do estado epiléptico aguda, um fenómeno anteriormente analisada principalmente com medidas comportamentais. Incluímos esta técnica de análise como um exemplo, uma vez que utiliza o cálculo de potência EEG em bandas clássicas e tem sido amplamente utilizado em estudos pré-clínicos para testar a eficácia de medicamentos anti-convulsivos no nosso laboratório 24-26. Possivelmente, o aspecto mais valioso de fazer contínuos, gravações ininterruptas sem fio com a telemetria sem fio é a capacidade de gravar eventos espontâneos anormais que ocorrem com baixa incidência. Estes tipos de dados demonstram a ampla utilidade do sistema de transmissão sem fios.

554fig1.jpg "/>
Figura 1:. Esquemática do sistema de gravação Epoch O sistema de gravação sem fio é composto por dois componentes: 1) um transmissor sem fios crânio-montado que amplifica a sinais vitais, e 2) uma placa de receptor colocado sob habitação roedor padrão. A saída da base do receptor é um sinal analógico que consiste na bio sinais desmodulados amplificado até um máximo de 4 V pico-a-pico. Este sinal pode então ser alimentado a um sistema de aquisição de dados para gravação.

Figura 2
Figura 2:. O transmissor e receptor Este transmissor sem fios particular (A) pesa 4 g e desloca <1,4 centímetros 3 de volume e com uma pegada de 7 x 12 mm é facilmente montado para a calvária de ratos e ratinhos. O transmissor pode amplificar dois canais de biopotenciais de até 6 meses após o qual a bateria é de drenagemed. Pilhas maiores podem ser utilizados durante mais tempo de gravação. Os animais são colocados em gaiolas de roedores padrão no topo do receptor Epoch (B). Mostrado à direita é um exemplo precoce de duas plataformas de gravação separadas, cada uma capaz de gravar a partir de 16 animais demonstrando simultaneamente o relativamente pequeno footprint (2 'x 4', cerca de 60 centímetros x 120 cm) de cada uma das plataformas de gravação.

Figura 3
Figura 3:. Implantar o transmissor sem fio em ratos e camundongos O transmissor permite gravações de EEG contínuo para até 6 meses em ratinhos como os jovens como dia pós-natal 12 (P12, em cima). A fotografia do meio é de um filhote de cachorro P7 rato implantado com o transmissor em miniatura. O transmissor mantém firmemente ligado ao crânio como o animal amadurece. O animal é, no fundo, P280 e foi implantado com um transmissor sham em P7 idade. O sistema permite simultaEEG cutâneas e contínuas de vários animais com idade P7 através de desmame, reduzindo o número de ninhadas necessários para pré-clínica, a longo prazo, estudos de monitoramento de EEG.

Figura 4
Figura 4: Dual-channel gravação hipóxia-isquemia convulsões induzidas com o sistema de telemetria gravações de dois canais de EEG anormal com a telemetria sem fio em um filhote de cachorro P7 ratos após a ligadura de carótida (isquemia) durante 8% O 2 tratamento (hipoxia).. (A) e (B), expandido vistas de formas de onda. A atividade de apreensão está presente em ambos os hemisférios (preto, azul) com substancial supressão EEG presente no hemisfério com infarto isquêmico (azul).

Figura 5
Figura 5: Gravação epilepti estadocus em ratos adultos. gravações de EEG de superfície (ie, dural) com o sistema de telemetria sem fio em miniatura em resposta a diisopropilfluorofosfato (DFP) tratamento em um rato adulto. Os períodos sombreadas no topo trace (A e B) são vistas de formas de onda expandida em traços abaixo. Os dados registados com o transmissor sem fios pode, então, ser analisados ​​no domínio da frequência, permitindo comparações estatísticas de uma coorte de animais. (C) Os dados são médias e os intervalos de confiança de 95% de energia de banda gama (20-60 Hz) seguintes epiléptico induzido por DFP estado (N = 12) ao longo de 12 h após a administração de DFP.

Figura 6
Figura 6:. A gravação de convulsões e alterações no EEG em um modelo de camundongo transgênico de malformações cavernosas vasculares Aqui, gravar a partir de um camundongo transgênico (A) tha está passando por atividade de apreensão. Na primeira, padrão EEG normal é presente (1); imediatamente antes da tomada, há um período de depressão pré-ictal (2), que é seguido por um conjunto de cinco convulsões (3). Seguindo as convulsões, descargas anormais ictais estão presentes no sinal (4). Controle de animais não tem convulsões e sem características anormais de EEG (B).

Discussion

Pode ser muito caro para fazer gravações eletrográficas longo prazo em modelos pequenos animais da doença. Ao contar com circuitos elétricos simples e enfatizando baixo consumo de energia, temos sido capaz de criar um sistema transmissor (Figuras 1 e 2), que reduz o custo de experimentos de acompanhamento de longo prazo. O custo total de uma experiência de monitorização de 6 meses pode ser tão baixo quanto $ 470, mais o custo do animal (~ $ 1,5 animais por dia, US $ 200 transmissor). O pequeno tamanho do transmissor permite gravações ininterruptas contínuas eletrográficas em pequenos animais, modelos pré-clínicos de doença humana, que são muito difíceis de obter com os sistemas de gravação sem fio baseadas em rádio-frequência ou tethered (Figura 4). Finalmente, a natureza montado no crânio do transmissor reduz o tempo de cirurgia e estresse sobre o animal que pode comprometer de outra forma um experimento. Aqui, mostramos experimentos de prova de princípio de três different modelos experimentais de apreensões: perinatal hipóxia-isquemia 13, 27, 28, em um filhote de rato (Figura 4), ​​epiléptico induzido por DFP status (Figura 5) e convulsões em um modelo induzidas geneticamente de malformações vasculares cavernoso (Figura 6).

Possivelmente, o aspecto mais crítico para a obtenção de gravações eletrográficas livre de artefato, a longo prazo é o de verificar o acesso eletrodo desinibida para a região cortical de interesse (Figura 4-6). Isso inclui o eletrodo comum de referência / chão. Especialmente importante é fixar o transmissor ao crânio para aplicações EEG epidural. Durante este processo, é possível inadvertidamente revestir a ponta dos eléctrodos com cianoacrilato dado o comprimento curto dos eléctrodos. Revestimento dos eletrodos em cianoacrilato pode atenuar os sinais de EEG ou isolá-los completamente no pior cenário. Da mesma forma, a falta de boa conexão elétrica bntre o comum de referência / chão e cérebro do animal irá impedir o funcionamento correcto do amplificador diferencial no transmissor, resultando em um "barulhento" saída de sinal electricamente. Muitas vezes, após a cirurgia, os sinais de boa qualidade pode ser comprometida por até 48 horas devido a edema em torno dos furos da rebarba no crânio. À medida que o edema diminui, em geral, melhorar os sinais. Isto pode ser evitado através da colocação dos eléctrodos na superfície do crânio sem fazer furos da rebarba. As conseqüências desse processo são o aumento potencial para revestir os eléctrodos com cianoacrilato, redução da atividade de alta frequência devido aos baixos pass-características elétricas do osso do crânio, eo potencial para isolar eletricamente o ruído comum tornando referência / terreno nos sinais. Praticando a colocação correcta de eléctrodos pode ser feito com um pequeno pedaço de madeira ou folheado que imita a espessura do rato ou do rato do crânio. Os resultados apresentados neste manuscrito ilustrar a qualidade de gravações que podem ser obtidos utilizando tecnologia de telemetria sem fios.

O implante cirúrgico, utilizando o método aqui descrito pode ter tão pouco como 10 minutos, dependendo da complexidade da cirurgia. Para o acesso cirúrgico para estruturas profundas do cérebro, tais como a região CA1 do hipocampo, é melhor para ligar o transmissor a um micromanipulador montado numa armação estereotáxica. O micromanipulador irá fornecer ao cirurgião com a precisão de implantar o transmissor de acordo com coordenadas estereotáxica publicado no Atlas do rato e rato 29 30 cérebros. Isto pode ser feito simplesmente por aderência de um pedaço de um tubo de agulha hipodérmica para o transmissor com cianoacrilato e, em seguida, a montagem da agulha hipodérmica no micromanipulador. Controlo micromanipulador de x, y, e z coordenadas vai proporcionar estabilidade adicional, quando a montagem do transmissor para o crânio antes da sutura da pele fechada. A adição de parafusos de osso em torno do perimeter do transmissor pode ajudar a ancorar o transmissor para o crânio, embora eles não sejam necessários. Os parafusos para ossos pode ser eficaz, no entanto, em certos modelos animais de epilepsia e convulsões, tais como o rato adulto tratado com lítio-pilocarpina. Estes animais tendem a ter crises convulsivas espontâneas com intensa atividade motora que podem danificar o transmissor durante a apreensão. Complexidade adicionais podem ser adicionados a estas experiências. Por exemplo, o transmissor é compatível com muitos modelos diferentes de lesão cerebral traumática, como o impacto cortical controlado 31. A durabilidade do dispositivo transmissor foi testada através da implantação de animais com transmissores em P7, e, em seguida, alojando-os na instalação para animais. Após 12 meses, a maioria dos implantes permaneceu intacto no crânio. Quando os animais foram sacrificados, os crânios parecia ser normal e o transmissor foi incorporado no osso do crânio, exigindo uma força significativa para o extrair. Tome cuidado quando as estruturas cerebrais profundassão estudados; como o cérebro cresce, e os eléctrodos de permanecer estacionário, a posição final dos eléctrodos é de esperar que altere. Para as técnicas descritas aqui, os eletrodos foram tipicamente posicionada acima da dura-máter, o que permitiu tanto o cérebro e do crânio para crescer e para eletrodos para permanecer em suas posições originais. O fator limitante em quanto tempo o transmissor pode ser usado é o tamanho da bateria (ou seja, até que a bateria se esgote).

Um design monolítico auto-suficiente (ou seja, o transmissor é incorporado em epóxi duro) de habitação do transmissor presta-se a ser usado com filhotes imaturos alojados com a barragem e seus irmãos. Muitas vezes, a co-habitação animais com amarras resultados fio implantado na destruição da ferragem implantada ou cannibalization dos filhotes por barragem. A forma de parede lisa do transmissor permite a implantação com praticamente nenhuma falha de hardware ou perda de filhotes devido a canibalização.

Disclosures

Drs. Lehmkuhle e Dudek têm um interesse financeiro em Epitel, Inc., projetistas do sistema de gravação biopotencial wireless Epoch.

Acknowledgments

Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Distúrbios Neurológicos e Derrame R43 / R44 NS064661.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sterile Surgical Gloves Protective Industrial Products 100-3201 PF Powder Free Sterile Latex Surgical Glove
Scalpel Handle FST 10003-12
Scalpel Blade #15 FST 10015-00
Fine Scissors FST 14090-09
Burr tool Ram Products, Inc. Microtorque II
Fine burr FST 19007-07
Aneurism clip ROBOZ RS-5422
Toothed Forceps FST 11022-14
Cotton-Tipped applicators McKesson 24-103
Needle Driver WPI 521725 Olsen-Hegar Needle Holder
Cyanoacrylate gel Henkel Loctite 4541
Cyanoacrylate accelerant Henkel Loctite 7452
Suture Ethicon Vicryl RB-1 J304
Elecrocautery disposable Bovie AA01 Fine Tip
Surgical Tray FST 20311-21
Epitel Receiver Base Epitel Inc N/A
Epitel wireless transmitter Epitel Inc N/A
Biopac digitizer Biopac MP-150
PC-compatible computer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Boylan, G. B., Stevenson, N. J., Vanhatalo, S. Monitoring neonatal seizures. Semin. Fetal Neonatal Med. 18, (4), 208-208 (2013).
  2. Panzica, F., Varotto, G., Rotondi, F., Spreafico, R., Franceschetti, S. Identification of the Epileptogenic Zone from Stereo-EEG Signals: A Connectivity-Graph Theory Approach. Front Neurol. 6, (4), 175 (2013).
  3. Arciniegas, D. B. Clinical electrophysiologic assessments and mild traumatic brain injury: state-of-the-science and implications for clinical practice. Int J Psychophysiol. 82, (1), 41-52 (2011).
  4. Mizrahi, E. M., Kellaway, P. Cerebral concussion in children: assessment of injury by electroencephalography. Pediatrics. 73, (4), 419-425 (1984).
  5. Pisarenco, I., Caporro, M., Prosperetti, C., Manconi, M. High-density electroencephalography as an innovative tool to explore sleep physiology and sleep related disorders. Int J Psychophysiol. S0167-8760, (14), 3-8 (2014).
  6. Konadhode, R. R., et al. Stimulation of MCH neurons increases sleep. J. Neurosci. 33, (25), 10257-10263 (2013).
  7. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res. Protoc. 1-2, (1), 85-97 (1997).
  8. Stables, J. P., et al. Therapy discovery for pharmacoresistant epilepsy and for disease-modifying therapeutics: Summary of the NIH/NINDS/AES Models II Workshop. Epilepsia. 44, (12), 1472-1478 (2003).
  9. White, A. M., et al. Efficient unsupervised algorithms for the detection of seizures in continuous EEG recordings from rats after brain injury. J. Neurosci. Methods. 152, (1-2), 255-266 (2006).
  10. Bertram, E. H., Cornett, J. F. The ontogeny of seizures in a rat model of limbic epilepsy: evidence for a kindling process in the development of chronic spontaneous seizures. Brain Res. 625, (2), 295-300 (1993).
  11. Bertram, E. H., Cornett, J. F. The evolution of a rat model of chronic spontaneous limbic seizures. Brain Res. 661, (1-2), 157-162 (1994).
  12. Williams, P. A., et al. Development of spontaneous recurrent seizures after kainate-induced status epilepticus. J. Neurosci. 29, (7), 2103-2112 (2009).
  13. Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. Continuous electroencephalographic monitoring with radio-telemetry in a rat model of perinatal hypoxia-ischemia reveals progressive post-stroke epilepsy. J. Neurosci. 30, (1), 404-415 (2010).
  14. Galanopoulou, A. S. Basic mechanisms of catastrophic epilepsy -- overview from animal models. Brain Dev. 35, (8), 748-756 (2013).
  15. Lerche, H., et al. Ion channels in genetic and acquired forms of epilepsy. J Physiol. 591, (Pt 4), 753-764 (2013).
  16. Rossignol, E., et al. WONOEP appraisal: new genetic approaches to study epilepsy). Epilepsia. 55, (8), 1170-1186 (2014).
  17. Westmark, C. J., et al. Reversal of fragile X phenotypes by manipulation of AβPP/Aβ levels in Fmr1KO mice. PLoS One. 6, (10), e26549 (2011).
  18. Sukhotinsky, I., et al. Optogenetic delay of status epilepticus onset in an in vivo rodent epilepsy model. PLoS One. 8, (4), e62013 (2013).
  19. Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy. Nat Commun. 4, 1376 (2013).
  20. Paz, J. T., et al. Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury. Nat Neurosci. 16, (1), 64-70 (2013).
  21. Monod, N., Pajot, N., Guidasci, S. The neonatal EEG: statistical studies and prognostic value in full-term and pre-term babies. Electroecephalogr Clin Neurophysiol. 32, (5), 529-544 (1972).
  22. Deshpande, L. S., Carter, D. S., Blair, R. E., DeLorenzo, R. J. Development of a Prolonged Calcium Plateau in Hippocampal Neurons in Rats surviving Status Epilepticus Induced by the Organophosphate Diisopropylfluorophosphate. Toxicol Sci. 116, (2), 623-631 (2010).
  23. Todorovic, M. S., Cowan, M. L., Balint, C. A., Sun, C., Kapur, J. Characterization of status epilepticus induced by two organophosphates in rats. Epilpsy Res. 101, (3), 268-276 (2012).
  24. Lehmkuhle, M. J., et al. A simple quantitative method for analyzing electrographic status epilepticus in rats. J. Neurophysiol. 101, (3), 1660-1670 (2009).
  25. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Fisher, J. H., Ekstrand, J. J., Dudek, F. E. Recording EEG in immature rats with a novel miniature telemetry system. J. Neurophysiol. 109, (3), 900-911 (2013).
  26. Pouliot, W., et al. A comparative electrographic analysis of the effect of sec-butyl-propylacetamide on pharmacoresistant status epilepticus. Neuroscience. 12, (231), 145-156 (2012).
  27. Levine, S. Anoxic-ischemic encephalopathy in rats. Am J Pathol. 36, 1-17 (1960).
  28. Vannucci, R. C., Vaccucci, S. J. A model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage. Ann N Y Acad Sci. 835, 234-249 (1997).
  29. Paxinos, G., Franklin, K. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 4th Ed, Academic Press. Waltham, MA. (2012).
  30. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 7th Ed, Academic Press. Waltham, MA. (2013).
  31. Bolkvadze, T., Pitkanen, A. Development of post-traumatic epilepsy after controlled cortical impact and lateral fluid-percussion-induced brain injury in the mouse. J. Neurotrauma. 29, (5), 789-812 (2012).
Monitorização EEG contínuo a longo prazo no pequeno roedor modelos de doença humana, utilizando o Sistema Epoch transmissor sem fio
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. J. Vis. Exp. (101), e52554, doi:10.3791/52554 (2015).More

Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. J. Vis. Exp. (101), e52554, doi:10.3791/52554 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter