Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Demonstration der Ratte ischämische Hautwunde Modell

doi: 10.3791/52637 Published: April 1, 2015
* These authors contributed equally

Summary

Die Ratte, aufgrund seiner Größe, Verfügbarkeit und eher fügsam Verhalten hat als Forschungsmodell für viele Jahre in Anspruch genommen. Das Ziel des Protokolls ist es, die Ratte als ischämische Haut Wundheilung Modell zu verwenden, um einen wertvollen Einblick in die Pathophysiologie von chronischen Wunden bereitzustellen.

Abstract

Die Neigung für chronische Wunden bei Menschen erhöht die mit dem Altern, Krankheiten wie Diabetes und beeinträchtigten kardiovaskulären Funktion und unrelieved Druck aufgrund Unbeweglichkeit. Tiermodelle wurden, die versuchen, diese Bedingungen für den Zweck, das Verständnis für die Komplexität von chronischen Wunden nachahmen entwickelt. Das hier beschriebene Modell ist eine Ratte ischämische Hautlappen-Modell, das eine anhaltende Verringerung des Blutflusses, was zu Verletzungen, die ischämischen geworden und ähneln einer chronischen Wunde Phänotyp (reduzierte Durchblutung, erhöhte Entzündung und verzögerten Wundverschluss) ermöglicht. Es besteht aus einem bipedicled Dorsallappen mit 2 ischämischen Wunden zentral platziert und 2 nicht-ischämischen Wunden seitlich an der Klappe als Kontrollen. Eine neuartige Neben dieser ischämischen Hautlappen Modell ist die Platzierung einer Silikonfolie unter der Klappe, die als Barriere und einer Schiene an Revaskularisierung Verhinderung und Verringerung Kontraktion, wie die Wunden zu heilen funktioniert. Trotz derDiskussion der Verwendung von Ratten für Wundheilungsstudien aufgrund ihrer sehr unterschiedlichen anatomischen und physiologischen Unterschieden im Vergleich zum Menschen (das heißt, das Vorhandensein eines Panniculus carnosus Muskel, kurze Lebensdauer, erhöhte Anzahl der Haarfollikel und ihre Fähigkeit, infizierten Wunden zu heilen) die in diesem Modell verwendeten Modifikationen machen es eine wertvolle Alternative zu bisher entwickelten ischämische Hautlappen Modelle.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Effektive Medikamentenentwicklung und anderen Wundheilungstherapeutika erfordern geeignete In-vivo-Modelle, trotz bekannter Probleme bei der Übersetzung Befunde in Tiermodellen für die menschliche Therapien ein. Was folgt, ist eine Beschreibung eines detaillierten Protokolls für die Verwendung von einem Rattenmodell der Ischämie die Wundheilung der Haut zu Mechanismen, die weiter das Verständnis der pathologischen Wundheilung zu untersuchen. Die Rattenarten aufgrund seiner breiten Verfügbarkeit, Größe häufig eingesetzt, und fügsam Natur ist für Wundheilungsstudien verwendet, da sie groß genug, um eine geeignete Hautstelle für incisional und excisional Verwundung, Imaging und Gewebesammlung 2 zu liefern. Es sollte jedoch sorgfältig prüfen, die die Haut einer Ratte und einem Menschen unterschiedlich sind anatomisch genommen werden, mit Ratten, die als lose-gehäutet genannten Tiere. Diese ausgeprägte Merkmal ermöglicht Wundkontraktion statt Epithelialisierung signifikant zur Schließung der Rattenhaut w beitragenounds 2. Zusätzlich kann die Gegenwart eines subkutanen Panniculus carnosus Muskel in Ratten, trägt zur Heilung sowohl Kontraktion und Kollagenbildung 3,4. Diese sehr wichtige anatomische Unterschiede in der Entwicklung der ischämischen Hautwunde Modell Ratte betrachtet und spezifische Änderungen wurden implementiert, um Wundkontraktion verringern und den Einfluss der Panniculus carnosus Muskel-5.

In diabetischen Fußgeschwüren, Ulcus cruris und Dekubitus wird die Heilung verzögert und diese Wunden gelten als chronisch. Die Wunden werden durch übermäßige Entzündung, das die Wunde vom Weiterkommen in die nächsten Phasen der Wundheilung 6 verhindert wird. Einer der wichtigsten Faktoren bei der Entwicklung einer chronischen Wunde lokalisiert Gewebeischämie (reduzierte Blutfluss) 5, die zur Unfähigkeit, eine Entzündung zu löschen. Zu dem Zeitpunkt, in dem dieses Modell wurde entwickelt und validiert (in 2003-4), Gab es keine standardisierten Tiermodellen, die genügend Gewebe zur Induktion von Angiogenese im Wundbett, einer Schlüsselphase während der normalen Wundheilung und die Motivation für die Entwicklung dieses Modells 5 testen bieten könnte. Das heißt, die hier vorgestellte Modell ist eine Modifikation des ischämischen Wundmodell ursprünglich von Schwartz et al. 7 und in der Folge beschrieben, in modifizierter Form von Chen et al. 8

In der modifizierten ischämischen Wundmodell wurden Änderungen vorgenommen, um die oben genannten anatomischen Eigenschaften des Ratten, die Heilung durch Kontraktion statt Epithelialisierung führt zu umgehen: (1) zwei Voll Dicke Exzisionswunden innerhalb eines bipedicled dorsale Hautlappen und die erstellte Panniculus carnosus Muskel aus der Wunde durch Sezieren knapp über dem Muskelfaszie Bett entfernt. (2) Die Klappe selbst engeren Dimensionen, um sicherzustellen, dass die Blutversorgung ist zufällig und die Wunden in der Mitte des t gelegener Klappe sind ischämische. Unter der Klappe (3) Ein Silikonfolie eingesetzt, verhindert readherence und Reperfusion der Klappe vom darunterliegenden Gewebe. Wundkontraktion wird durch Verankerung oder Vernähen der Klappe an der Silikonfolie 5 begrenzt (nicht ausgeschaltet).

Das Modell wurde kürzlich in Studien von hyperbare Sauerstoff Auswirkungen auf ischämischen Wundheilung 9,10 ischämischen Wundheilung bei jungen gegenüber alten Ratten 11 eingesetzt und hat sich als ein zuverlässiges Modell der verlängerten Gewebeischämie sein. Die Abmessungen der Klappe bipedicled haben auch zu verschiedenen Rattenstämmen, einschließlich Sprague Dawley (11 cm lang und 2 cm breit) und F344-Ratten (10,5 cm lang und 3,0-3,5 cm breit) und anderen Spezies, einschließlich Schweine 12 und Mäusen angepaßt 13,14. Dieses Video nutzt die F344 Inzuchtrattenstamm in der Demonstration der ischämische Hautwunde Modell.

Zulassung für alle nachfolgend dargestellt Tierverfahren war zu erhaltened an der University of Animal Care Committee Südfloridas (IACUC) und sich an alle Anforderungen des Tierschutzgesetzes und des Leitfadens für Pflege und Verwendung von Labortieren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

HINWEIS: Zulassung für alle nachfolgend dargestellt Tierverfahren wurde von der University of Animal Care Committee Südfloridas (IACUC) erhalten und sich an den Anforderungen des Tierschutzgesetzes und des Leitfadens für Pflege und Verwendung von Labortieren.

1. Herstellung der Silikon Bettwäsche und chirurgische Instrumente

  1. Vorgeschnittene Streifen (10.5 cm x 3.0 cm) von unverstärkten 0,01 Dicke, medizinischem Silikon-Folien und sterilisieren Verwendung eines Autoklaven.
  2. Reinigen und zu sterilisieren geeignete chirurgische Instrumente (Scheren, Pinzetten und Gardinen oder Handtücher, einen sterilen Bereich während der Operation zu erstellen).

2. Versuchstiere

  1. Verwenden Sie die männlichen oder weiblichen Ratten mit einem Gewicht im Bereich von 250 bis 350 g von einem kommerziellen Züchter erhalten. Bei alten Ratten eingesetzt werden, sollten sie ≥350 g, um bessere Überlebenschancen nach der Operation zu gewährleisten. Vor Beginn jeder Experimenten akklimatisieren alle Tiere für mindestens7 Tage unter Standardbedingungen von 12 Stunden Licht-Dunkel-Zyklus mit Futter und Wasser ad libitum.

3. Anästhesie, präoperative Analgesie und operative Vorbereitung

  1. Induzieren eine Vollnarkose mit Hilfe Isofluran bei 3% -4% über eine Induktionskammer und zu warten (über die Verwendung eines Nasenkegel) bei 1% bis 2% mit O 2 während der Vorbereitung der Haut und Chirurgie. Überwachung der Narkosetiefe durch Beobachtung der Frequenz und Tiefe der Atmung, Inter Prise oder Augenlidblinkreflex.
    HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt kann ein Tierarzt Salbe auf den Augen platziert werden, um Trockenheit zu verhindern, während das Tier unter Narkose ist.
  2. In einem Ort entfernt von dem sterilen OP-Bereich, legen Sie die Ratte in der Bauchlage und rasieren der Rücken mit Schermaschinen von der Basis des Halses nach unten ca. 11 cm. Schablone mit Permanent-Marker, der Entwurf für die 3,0 cm x 10,5 cm Klappe (siehe Abbildung 1A).
  3. Bewegen Sie die Ratte auf einem sauberen, bezeichnet surgical-Bereich mit einem zugelassenen Heizkissen und sterile OP-Abdeckungen und Handtüchern ausgestattet. Injizieren Sie 5 mg / kg subkutan Ketoprofen vor den ersten chirurgischen Einschnitten für die Schmerztherapie. Zusätzliche Flüssigkeiten (Kochsalzlösung) kann je nach Bedarf gegeben werden (bis zu 5 cc) subkutan.
  4. Weitere Bereiten Sie die Haut durch Abtupfen zunächst mit 70% igem Isopropylalkohol und zweiten mit 0,2% Chlorhexidin, gelten sterilen Tüchern um ein steriles Feld zu erstellen. 10% Povidon-Iod (Betadine) können ebenfalls verwendet werden.
    HINWEIS: Ein Antibiotikum (Ampicillin, bei 15 mg / kg) subkutan verabreicht werden, aber wenn gute aseptische Techniken verwendet werden, dies nicht erforderlich ist.

4. Erstellen Exzisionswunden und Bipedicled Flap

  1. Mit einem sterilen Einweg 6 mm Biopsie Stanzwerkzeug, erstellen Sie zwei Kreis "ischämische" Wunden in der Mitte der bezeichneten Klappenbereich (1B). Die Tiefe der Wunde sollte auf (nicht über) die zugrunde liegende Faszie des Panniculus Carno seinsus Muskel (1B kleines Bild).
  2. Mit einer Pinzette heben Sie die Haut in der Mitte der Wunde Umrisse, die durch die Stanzbiopsie und verwenden Sie dann Iris Schere (mit gebogenen Spitzen), um das kreisförmige Stück Gewebe (einschließlich der Panniculus carnosus Muskel) herauszuschneiden. Das Ergebnis ist eine volle Dicke der Fascia als Base der Wunde gewickelt werden.
    HINWEIS: Der herausgeschnittene Gewebe (Wund Stecker) können in flüssigem Stickstoff schockgefroren und in 10% gepuffertem Formalin-O / N für die spätere Verarbeitung als Kontrolle normaler Haut befestigt werden.
  3. Erstellung einer bipedicled Klappe durch Einschnitte mit einem sterilen Skalpell auf jeder Seite der ischämischen Wunden entlang der vorgezeichneten Linien (1C), die 10,5 cm in der Länge und 3,0 cm auseinander liegen. Die Tiefe der Einschnitte vorzusehen, um den paraspinous Muskeln. Mit Iris Schere, trennen die Panniculus carnosus Faszie aus den paraspinous Muskeln, dabei darauf achten, die Faszie intakt wie der "Basis" der 6 mm Stempeln zu halten (Fild 1D).
  4. Nehmen Sie 1 sterile vorgeschnittenen Silikonfolie und legen Sie es in zwischen der Panniculus carnosus Verkleidung und die paraspinous Muskeln (1E) zu gewährleisten, dass das Blatt nicht wellt oder aussteigen. Mit schwarzen, nicht-resorbierbares Nahtmaterial (Größe 4,0) schließen Sie beide Einschnitte durch die Verankerung der Silikonfolie auf der Haut mit mindestens 8 unterbrochen Maschen auf jeder Seite, die entlang der Länge der Klappe (1F und 1G).
  5. Verwendung eines sterilen Einweg-Biopsie Stanzwerkzeug werden zwei interne Kontrolle "nicht-ischämischen" Wunden (bis zu den vorderen Faszie des Panniculus carnosus Muskel) 1 cm seitlich der ischämischen Wunden auf beiden Seiten der Klappe (Figur 1G).
  6. Legen Sie ein Lineal unter den Wunden und digitale Fotos für die Wundmesszwecken (siehe 3A). Zu diesem Zeitpunkt kann die Durchblutung (Perfusion) unter Verwendung von Laser-Doppler oder andere Manipulationen (topisches Arzneimittel placement) ausgeführt überwacht werden.
  7. Tragen Sie eine genehmigte flüssigen Klebstoff sowohl kranialen und kaudalen auf die Wunden und eine transparente Folienverband, die feuchten Wundmilieu und sauber (steril) zu halten. Ein zusätzlicher Verband kann am kaudalen Ende der Klappe angeordnet sein, um das Tier vor dem Entfernen der kaudalsten Nähte zu verhindern.

5. Postoperative Verfahren

  1. Zeigen Tiere in Käfigen (Einzelhaltung) mit flachen Feedern, um die Operationsstelle von Reibung an der Zuführung zu verhindern. Die Tiere sollten nicht unbeaufsichtigt gelassen oder an die Firma von anderen Tieren zurückgegeben, bis sie ausreichend Bewusstsein Brustlage erhalten und weisen gezielte Bewegung wieder werden. Heizmatten sollte die Hälfte des Käfigs für bis zu 2 Tage während der Wiederherstellung platziert werden.
  2. Um Schmerzen nach der Operation zu verwalten, zu verwalten Ketoprofen (5 mg / kg) subkutan an Tieren am nächsten Morgen und 1x pro Tag für bis zu 48 Stunden nach der Operation. Tiere sollten täglich überwacht werdenlängere Anzeichen von Schmerzen, Gewichtsverlust oder postoperativen Wundinfektionen.

6. Nachfolgende Messungen und Wundverbandwechsel

  1. Messen Sie ischämischen und nicht-ischämischen Wunden häufig unter Vollnarkose mit Isofluran bei 3% -4% über eine Induktionskammer und (über einen Nasenkegel) bei 1% bis 2% mit O 2, wie in Schritt 3.1 erhalten.
  2. Entfernen Sie den Verband vorsichtig, um den Klebstoff von der Haut nicht ziehen. Zu diesem Zeitpunkt zusätzliche digitale Fotos werden zur Wund Messungen, topische Behandlungen wieder angewendet, Laser-Doppler-Bildgebung (LDI) oder andere Manipulationen durchgeführt, um den Prüfer Bedürfnisse.
  3. Klebstoff und einem sauberen Verband und bieten, damit sie wie in Schritt 5.1 wiederherstellen.

7. Wund Sammlung und Euthanasie

  1. Ernte ischämischen und nicht-ischämischen Wunden (an den Tagen der Ermittler für angemessen hält) während sich das Tier in Narkose mit Isofluran bei 3% -4% über einen induction Kammer und auf 1% bis 2% mit O 2 gehalten (über einen Nasenkegel), wie in Schritt 3.1.
  2. Mit einem Skalpell einen quadratisch Exzision um die Wunde herum, um etwas gesundes Gewebe um die Wunde schließen. Legen Sie die Entfernung in ein 1,5-ml-Schnappdeckel Rohr und Schnapp Einfrieren in flüssigem Stickstoff (bei -80 ° C) für zukünftige molekulare Analyse oder Inkubation in 10% gepuffertem Formalin O / N bei RT zur histologischen Verarbeitung.
    HINWEIS: Die Wunde Exzisionen kann auch in zwei Hälften geschnitten werden, um mehr Proben für die Analyse zur Verfügung.
  3. Nach dem Wundgewebe Entfernung, einschläfern das Tier mit dem zugelassenen Verfahren der CO 2 Inhalation.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Die Ratte ischämischen Wundheilung Musterprotokoll sollte etwa 20 Minuten pro Tier zu nehmen, wenn effizient durchgeführt. Vor dem Aufbringen eines Verbandes sollte das Modell angezeigt, wie in Figur 1G dargestellt ist. Es wird wichtig sein, um sicherzustellen, dass die bipedicled Klappe und Wunden darin sind ischämische. Die subkutane Sauerstoffpartialdruck (PSCO 2) auf der Ebene der Wunden wurde bei der Validierung des Modells 5, indem Sie einen polarographischen Elektrode in das subkutane Gewebe zwischen den beiden ischämischen Wunden gemessen. PSCO 2-Werte waren in dem von der Kritik ischämischen Bereich (20-40 mmHg). Seit der Entwicklung dieses Modells die Verwendung von LDI zunehmend verwendet worden, um die Durchblutung zu messen und diese Technik wird eine angemessene Information über die Ischämie-Zustand des bipedicled Klappe zu geben.

Kurz gesagt wird das LDI-Technik auf die Emission eines Strahls von einer faseroptischen Sonde durchLaserLicht. Die Messbereiche,ng Tiefe hängt von den Gewebeeigenschaften und die Wellenlänge des Laserlichts. In normaler Haut, ein Instrument mit einer Sonde mit Standardfasertrennung (0,25 mm) und einer Wellenlänge von 780 nm-Laser, Messtiefe in der Größenordnung von 0,5-1 mm liegen. Ein Vertreter Doppler-Bild (links) für eine Rücken bipedicled Klappe zeigt sowohl eine durchbluteten Bereich (links der Nahtlinie) und der nicht-durchbluteten Bereich (rechts der Nahtlinie) wird in Abbildung 2 dargestellt.

Neben der Messung der subkutanen Sauerstoffspannung, kann man auch Sonden oder gemeinsame biochemische Marker verwenden, um festzustellen, dass die Wunden in der Klappe sind ischämische. PECAM-1 oder CD31 normalerweise auf vaskuläre Endothelzellen ist ein Marker für die Gefäßneubildung in den Wunden. Verschiedene Marker für reaktive Sauerstoffspezies, gefunden, bei ischämischen Wunden erhöht werden, sind im Handel oft als fluoreszierend markierten Antikörpern oder Superoxid-Indikatoren wie Dihydroethidium (DHE).

Wound Flächenmessungen an Wundverschlussspur kann in einer Vielzahl von Arten dargestellt werden. Üblicherweise wird Wundfläche von digitalen Bildern der Wunden über den Zeitverlauf der Heilung 11 mittels einer Formel wie quantifiziert (6 mm Stanzbiopsie-Bereich = (π) r 2 = 3,14 · 9 = 28,26 mm 2 am Tag 0) mit Daten als Prozentsatz der ursprünglichen Wundfläche oder Wundfläche an einem bestimmten Tag dargestellt werden, wie in Gould et al quantifizieren. 5 Für die Zwecke dieser Demonstration Wundverschlussfort wird als Prozent der ursprünglichen Wundfläche über einen Zeitverlauf von 28 Tagen dargestellt . Mit der kostenlosen Software ImageJ wird ein digitales Bild geöffnet und die Waage mit 10 mm auf dem Lineal in dem Bild (3A) eingestellt. Eine Linie mit einer Länge von 10 mm gezogen entspricht einer Pixelzählung (in 3A eingelassen), die in eine Einheit der Wahl überführt werden können, in diesem Fall (mm). Als nächstes wird der Umfang der Wunde auf der Bild zurückzuführen (3B), und sobald die Messbefehl gegeben wird, wird die Fläche in mm (in 3B Einfügung vorgelegt). Die Daten können dann als Prozent des anfänglichen Wundfläche auf der y-Achse und der Tage, an der x-Achse (Figur 3C) zu erstellen.

Figur 1
Abbildung 1: Photographs, das Schritte bei der Operation um ischämischen Wunden, die bipedicled Klappe, und nicht-ischämische Wunden erstellen. (A) vor der chirurgischen Haarentfernung und Haut Vorbereitung eines betäubten Ratten erhalten eine präoperative Dosis von Schmerzmittel (Ketoprofen) subkutan für die Schmerztherapie. (B und Einsatz) Ischämische Wunden sind in den 2 Schnittmarkierungen erstellt, indem eine sterile Punch Biopsie-Tool. (C) Die Schnitte werden an den markierten Linien bis auf die paraspinous Muskel- und (D) die bipedicled Klappe angehoben gemachtum die Trennung der Klappe (dem Panniculus carnosus Faszie intakt) von der Muskelschicht unten zeigen. (E) ein Blatt aus sterilem Silikon (schwarzer Pfeil) zwischen der Faszie des Panniculus carnosus und paraspinous Muskel platziert. (F) Schwarz, nicht-resorbierbares Nahtmaterial (Größe 4,0) schließen Sie beide Einschnitte durch die Verankerung der Silikonfolie auf der Haut mit mehreren unterbrochen Stiche entlang der Länge der Klappe (G). Zwei nicht-ischämische Wunden (schwarze Pfeile) werden mit einem sterilen Stanzbiopsie Werkzeug lateral des bipedicled Klappe auf beiden Seiten erstellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Abbildung 2
Abbildung 2. Representative Laser-Doppler-Bild der Durchblutung nach der Operation. Die richtige Pfanneel ist ein Schwarz-Weiß-Bild von 2 ischämischen Wunden (schwarze Pfeile) in der Mitte des bipedicled Klappe und 1 nicht-ischämischen Wunde (Einzel schwarzer Pfeil) lateral der Klappe. Die Naht ist in weiß hervorgehoben. Das linke Feld zeigt die Doppler-Bild des gleichen auf der rechten Seite dargestellt Bereich. Bereiche mit helleren Farben sind mehr durchblutet als Bereiche mit dunkelblauem. Dieser Unterschied in der Durchblutung zwischen der nicht-ischämischen Bereich (links) und den ischämischen Bereich (rechts) ist klar und kann über die gesamte Länge der Nahtlinie folgen. Beachten Sie, dass die Wunden auf beiden Seiten erscheinen hell, wie Blutzellen noch vorhanden sind zu einem gewissen Grad. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Figur 3
Abbildung 3. Wundmessung und Datendarstellung. (A) Digitale Fotografien, die Wundfläche Messung mittels Software (ImageJ), Umwandlung von Pixeln (mm) (schwarze Pfeile) und die Methode, um eine genaue Umfang (Einzel schwarzer Pfeil) der Wunde (B) zu erfassen. Statistische Daten (Mittelwert ± SEM von Wundbereichen an einem bestimmten Tag) kann dann als Prozentsatz der ursprünglichen Wundbereich (Tag 0) auf der y-Achse und der Tage, an der x-Achse (C) dargestellt werden. Die Liniendiagramm zeigt Daten analysiert, mit einem 2-Wege-ANOVA mit Sidak die multiple Vergleiche Test *** stellt signifikant höher (P = 0,0004) als nicht-ischämische zur gleichen Zeitpunkt (Tag 10), N = 8 Wunden pro Gruppe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Die Wundheilung bei Ratten war oft das Thema der Debatte durch ihre Fähigkeit, infizierten Wunden und hohe Variabilität interanimal 5 heilen. Einer der ursprünglichen Zielen des Modells während der Entwicklung war es, diese Schwankung zu verringern. Modifikationen an der Breite der Verschlußklappe, die Verringerung der Anzahl der Wunden, die mit bestimmten Platzierungs (zentriert auf der Klappe mit konsistenten kraniokaudale location) und Einführung einer Silikonfolie wurde dieses Ziel erreicht. Wundheilung durch Kontraktion wurde auch durch Epithelisierung reduziert und Heilung wurde, wie beim Menschen, ist das gemessene Ergebnis. Anpassung des Modells an eine andere Rattenstamm, dh das F344, wurde ebenfalls als erfolgreich erwiesen und gibt den Grad der Ischämie beobachtet mit Sprague Dawley Ratten. Insgesamt sind die chirurgischen Techniken (Biopsie, Nähen und Wund Exzision) für dieses Modell benötigt werden, leicht durch die meisten Studenten und Techniker mit begrenzter chirurgischer Erfahrung erworben.

_content "> Um Übereinstimmung mit diesem Modell zusätzlich zu erreichen, während die Durchführung mehrerer Operationen, wurde gefunden, dass es wichtig ist, die ischämische Wunden vor der Erhebung der Klappe für Silikonblattaufnahme 5 zu erstellen., nicht durch den Panniculus carnosus Faszie Stanzen ist entscheidend eine taugliche Wundbett über die Silikon bleiben. Das Silikon wirkt nicht nur auf vaskuläre Nachwachsen verhindern, sondern auch als "Schiene" die Wunde Reepithelisierung fördert. Die Anwendung des Klebstoffs und Dressings, um eine Infektion zu verhindern und eine feuchte Umgebung für Wundheilung ist ebenfalls wichtig. Produktauswahl kann, was bevorzugt wird oder in Tieranlage der Forscher verwendet werden. Es ist jedoch nicht ungewöhnlich, dass einige der Tiere in der Lage sein, ihre Verbände zu entfernen, unabhängig davon, welche Art von Klebstoff sein / Umkleide Kombination verwendet.

Die bipedicled Klappe sollte während einer Zeit Heilungsverlauf, die ungefähre ist lebensfähig bleiben ly 28 Tage, abhängig von Rattenstamm und andere vorhanden Komorbiditäten. In seltenen Fällen kann Abszesse in der Klappe (insbesondere in der Nähe von Nahtmaterial) und Seromen bilden können, unter der Klappe zu bilden. Flüssigkeit abgelassen werden und Antibiotika verabreicht, wenn nötig. Allerdings, wenn die Klappe verliert Lebensfähigkeit und nekrotisch empfohlen wird, dass das Tier nicht mehr verwendet werden. Wund Exzision für die biochemische Analyse tut einführen Variabilität durch (1) einige normalem Gewebe muss für die Unterstützung beibehalten werden (2) die Wahl der Gewebehomogenisierung und Vorbereitung für die Isolierung von RNA, DNA oder Protein und (3) inhärente Variabilität interanimal 5,10, 11. Man könnte diesen letzten Punkt eine Einschränkung auf das Modell betrachten und es wurde festgestellt, dass die Verringerung der Größe der Klappe (<2,0 cm) oder Klappe Trauma kann Nekrosen führen, was darauf hinweist, dass kleinere Abweichungen in Faktoren wie Temperatur oder Stress kann auch dazu führen, biochemisch nachweisbaren Unterschiede zwischen den Wundproben von einer Ratte in ein anderes 5.

ve_content "> Zusammenfassend ist dieses Modell mit einem Längs, bipedicled Klappe reicht von 2,0 bis 3,0 cm in der Breite und einem strategisch platzierten Silikonfolie, ist ein zuverlässiges Modell der längeren Gewebeischämie. Sobald der Benutzer geschickt darin, mit den Techniken zu erstellen ist eine konsistente ischämischen Wunde, sollten sie in der Lage, die benötigten zusätzlichen Zeiten und Arten von Nagetieren (Mäusen enthalten). Die Exzisionswunden topisch behandelt werden, oder systemische verwendet, um den Mechanismus (en) in der chronischen Wundbildung beteiligt weiter erforschen Behandlungen anpassen zu können, verschlimmert entzündliche Reaktionen, anomale Angiogenese und verzögerte Wundverschluss.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sil-Tec medical grade sheeting Technical Products Inc. 500-3 nonreinforced, 0.01 inches in thickness
Mini Iris scissors, 8 cm, curved, SS World Precision Instruments #503671
Ethilon Nylon Sutures Ethicon 1964G black, size 4.0, PC-3 16 mm needles (3/8 circle)
Laser Doppler Imager Moor Instruments moorLDI2-IR Standard blood flow imager: http://us.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
ImageJ NIH free download http://rsb.info.nih.gov/ij/
Mastisol Henry Schein Cat # 7289210 Fisher Scientific NC9774929
Tegaderm Medical Specialties  3M1624W Fisher Scientific NC9922128

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ansell, D. M., Holden, K. A., Hardman, M. J. Animal models of wound repair: Are they cutting it. Experimental dermatology. 21, (8), 581-585 (2012).
  2. Dorsett-Martin, W. A. Rat models of skin wound healing: a review. Wound repair and regeneration : official publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 12, (6), 591-599 (2003).
  3. Davidson, J. M. Animal models for wound repair. Arch Dermatol Res. 290, (S1-11), (1998).
  4. Finn, G., Magnus, S. A., Tonny, K. Models for use in wound healing research: A survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue). Wound Repair and Regeneration. 8, (2000).
  5. Gould, L. J., Leong, M., Sonstein, J., Wilson, S. Optimization and validation of an ischemic wound model. Wound repair and regeneration : official publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 13, (6), 576-582 (2004).
  6. Loots, M. A., et al. Differences in cellular infiltrate and extracellular matrix of chronic diabetic and venous ulcers versus acute wounds. The Journal of investigative dermatology. 111, (5), 850-857 (1998).
  7. Schwartz, D. A., Lindblad, W. J., Rees, R. R. Altered collagen metabolism and delayed healing in a novel model of ischemic wounds. Wound Repair Regen. 3, (2), 204-212 (1995).
  8. Chen, C., et al. Molecular and mechanistic validation of delayed healing rat wounds as a model for human chronic wounds. Wound Repair and Regeneration. 7, (1999).
  9. Zhang, Q., Chang, Q., Cox, R. A., Gong, X., Gould, L. J. Hyperbaric oxygen attenuates apoptosis and decreases inflammation in an ischemic wound model. The Journal of investigative dermatology. 128, (8), 2102-2112 (2008).
  10. Zhang, Q., Gould, L. J. Hyperbaric oxygen reduces matrix metalloproteinases in ischemic wounds through a redox-dependent mechanism. The Journal of investigative dermatology. 134, (1), 237-246 (2013).
  11. Moor, A. N., et al. Consequences of age on ischemic wound healing in rats: altered antioxidant activity and delayed wound closure. Age (Dordrecht, Netherlands). 36, (2), 733-748 (2014).
  12. Roy, S., et al. Characterization of a preclinical model of chronic ischemic wound). Physiological genomics. 37, (3), 211-224 (2009).
  13. Biswas, S., et al. Hypoxia inducible microRNA 210 attenuates keratinocyte proliferation and impairs closure in a murine model of ischemic wounds. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, (15), 6976-6981 (2010).
  14. Winocour, S., Vorstenbosch, J., Trzeciak, A., Lessard, L., Philip, A. CD109, a novel TGF-beta antagonist, decreases fibrotic responses in a hypoxic wound model. Exp Dermatol. 23, (7), 475-479 (2014).
Demonstration der Ratte ischämische Hautwunde Modell
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model. J. Vis. Exp. (98), e52637, doi:10.3791/52637 (2015).More

Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model. J. Vis. Exp. (98), e52637, doi:10.3791/52637 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter