Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Микроэлектродные Руководствуясь вживления электродов в субталамического ядра крыс для долгосрочного Глубокая стимуляция мозга

doi: 10.3791/53066 Published: October 2, 2015

Abstract

Глубокая стимуляция мозга (DBS) является широко используемым и эффективной терапии в течение нескольких неврологических расстройств, таких как идиопатической болезни Паркинсона, дистонии или тремора. DBS основан на поставку электрических стимулов к конкретным глубоких анатомических структур центральной нервной системы. Тем не менее, механизмы, лежащие в действие DBS остаются загадочными. Это привело к заинтересованности в расследовании воздействие DBS в животных моделях, особенно у крыс. Как DBS является длительная терапия, исследование должно быть сосредоточено на молекулярно-генетических изменений нейронных цепей, которые происходят через несколько недель после DBS. Долгосрочный DBS у крыс является сложной задачей, потому что крысы передвигаться в их клетке, которая вызывает проблемы в соответствии в месте провод, ведущий от головы животного к стимулятора. Кроме того, целевые структуры для стимуляции мозга крыс малы и, следовательно, электроды не могут быть легко размещены в требуемом положении. Таким образом, установка для длительной Stimulaние крысах с использованием платины / иридия электроды с сопротивлением около 1 МОм был разработан для этого исследования. Электрод с этими спецификациями позволяет не только адекватной стимуляции, но и записи глубинных структур головного мозга, чтобы определить целевую область для DBS. В нашем настройки, электрод с вилкой для провода был встроен в стоматологической цемента с четырьмя винтами, обеспеченных анкерных на черепе. Провод от штекера стимулятора был защищен нержавеющей стальной пружиной. Вертлюг был подключен к цепи, чтобы предотвратить провод от запутывания. В целом, это стимуляция настройки предлагает высокую степень свободного передвижения для крысы и позволяет голову вилку, а также подключение проводов между пробкой и стимулятора, чтобы сохранить длительный силу.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Глубокая стимуляция мозга (DBS) является лечение, основанное на поставку электрических импульсов через имплантированные электроды на конкретные структуры головного мозга, таких как внутреннее бледного шара 1, гипоталамический ядро (STN) 2 - 4 или вентральной промежуточного таламуса 5. В последние два десятилетия, это лечение было установлено в качестве мощного лечебного средства для лечения болезни Паркинсона 1 - 4, дистония 6 и тремор 7, а также используется для модуляции хроническая боль 7, психические расстройства (т.е., обсессивно-компульсивное расстройство 8, депрессия 9) или неразрешимыми эпилепсии 10,11. Кроме того, DBS может, в будущем, стать вариантом лечения для огнеупорной артериальная гипертензия 12 или ортостатической гипотензии 13.

Физиологические механизмы, лежащие в основе эффектовОБН-прежнему плохо изучены. Исследования, проведенные в наркозом грызунов предоставили понимание нейронных ответов на высокочастотной стимуляции, которые имитируют клинически прикладной DBS 14. Тем не менее, эти исследования не только не имеют поведенческие подтверждение эффекта DBS, но и привести к значительному изменчивости в зависимости от параметров стимуляции применяется 14.

Чтобы исследовать более лаконично поведенческие эффекты и механизмы, лежащие в основе DBS в сознании грызунов, стимуляция настройки необходимо, что соответствует требованиям. DBS в основном используется в качестве долговременной терапии (например, болезнь Паркинсона, хронической боли). Таким образом, стимуляция настройки у грызунов должен быть разработан таким образом, что блок состоит из электрода с вилкой, а также провод от клеммы к внешнему стимулятора; и это устройство должно быть легким, но нерушимая, когда фиксируется на черепе. Кроме того, свобода передвижения является необходимым условием для крыс в течение Stimulaции в течение длительного периода. Целевые структуры DBS малы; Например, у крыс, STN имеет длину 1,2 мм и объемом 0,8 мм 3,15. Таким образом, электроды должны быть сконструированы таким образом, что ядро ​​не пораженном во время вставки и ориентации должна быть точным. В большинстве исследований, проведенных в DBS грызунов использовали знаковый основе стереотаксической вставку электрода к структуре-мишени, частота ошибок может быть относительно высокой, даже при использовании координаты в соответствии с Paxinos и Уотсоном 16. Это приводит к большему числу животных, необходимых для достижения статистически значимого в результат.

В настоящем исследовании собой технику имплантации электродов вводится, что цели КТС с высокой точностью с помощью системы microrecording при продвижении электрода. Кроме того, система стимуляции представлена, что позволяет не только высокую степень мобильности стимулированного животного, но также гарантирует непрерывный stimulatiна с помощью безопасной фиксации стимуляции проволоки (которая защищена нержавеющей стали весной) на голову крысы.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Эксперименты на животных были одобрены Университета Вюрцбурга и правовых органов государственной власти (Нижней Франконии, номер официального утверждения: 54-2531.01-102 / 13) и выполняется в соответствии с рекомендациями для исследований в экспериментальном инсульте изучает 17 и ток-исследовательского животных: Представление В экспериментах Руководства Vivo (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).

1. Анестезия

  1. Проверьте обезболивающий системы для обеспечения достаточного количества поставок газа (кислорода) и ИФ для длительности процедуры. Подключите головная с баром Режущий инструмент стереотаксической и поставить планку резца на -3.3 мм.
  2. Включите газоснабжения (2 л / мин). Поместите крысу в коробку и закрыть верхнюю. Включите изофлуран испаритель до 3,5%.
  3. Когда крыса лежачем, переключать систему таким образом, чтобы анестезирующий газ поступает в головная часть, которая крепится к панели резца.
  4. Удалить РАт из коробки камеры и брить зону между ушами и глазами; с помощью ватной палочки, смоченной Jodosept ПВП, тампон бритая области, чтобы удалить любые свободные волосы.
  5. Расположите крысу в головная (рис 1) и продолжить анестезию ИФ 2,5% в O 2 (1 л / мин). Проверьте уровень анестезии, зажимая межпальцевые области. Если крыса наркозом адекватно, оборонительные рефлексы отменена (т.е., вывод подножия).
  6. Монитор дыхания и ответ на стимуляцию во время процедуры и настроить испаритель по мере необходимости.
  7. Применить ветеринар мазь на глаза предотвратить сухость под наркозом. Контролировать и поддерживать температуру тела при 37 ± 0,5 ° С с помощью обратной управлением системы отопления.

2. Хирургическое

  1. Держите операционного поля стерильным во всей операции. После того, как surgeon's руки стерильными и операционное поле является стерильной, двигаться только сторожныLLY и помнить, чтобы не сломать стерильности. Это включает наличие также стерильное поле (т.е., стерильные водонепроницаемые драпировки), на котором можно установить вниз инструменты.
  2. Вводят 0,2 мл мепивакаин подкожно в центре выбритый участок. Мепивакаин является местным анестетиком, который имеет продолжительность действия до 3 ч. Это будет способствовать дальнейшему анестезию хирургическую область.
  3. Использование скальпеля, сделать срединный разрез, начиная между ушами и расширения к 2 см. Убедитесь, что надкостница (мембрана блестящие под кожу) также резаная. Expose черепа с четырьмя зажимами (рисунок 2).
  4. Использование ватным тампоном, осторожно удалите надкостницы до фронтальной и сагиттальной швов не подвергаются; после этого, верный кровь ватой.
  5. Определить координаты брегмы с помощью иглы фиксируется в держателе зонда, а затем отметьте кончик иглы с черным фломастером. Использование передней / кзади (AP), по средней линии / боковой(ML) и дорсовентральной (DV), привод винта, поместите кончик иглы непосредственно над брегмы.
  6. Возьмите AP и показания нониуса масштаба ОД: вычесть 3,6 мм от чтения AP и 2,5 мм от чтения мл для электродов имплантации в правой STN, или добавить 2,5 мм для электродов имплантации в левую STN. Эта позиция будет отмечена красителя в фломастером после понижения кончик иглы к поверхности черепа.
  7. Зажмите бормашины на большой держатель зонда на стереотаксической инструмента. Перемещение бормашины с расчетной области - то есть, в отмеченной точке на черепе. Глядя через микроскоп, просверлить отверстие (диаметром около 1 мм) через череп, пока твердая мозговая оболочка не видна (череп толщиной около 1 мм). Отвести твердую мозговую оболочку, используя микро-рассечение пинцет или стерильную иглу. Твердая является достаточно жестким, чтобы уничтожить кончик электрода.
  8. Просверлите отверстие с бормашины в каждом фронтальной чешуи, а в междунарerparietal чешуя напротив электрода отверстие. Отключите держателя зонда от стереотаксической инструмента. Не сверлить на черепа шва, как венозные сосуды следовать швов под черепом.
  9. Винт костного винта в каждой из пяти отверстий. Избегайте резьбы винты слишком глубоко. Для нержавеющей стали винтами (M1.6), 2-3 оборотов винта будет адекватно провести винт без давления на мозг. Число витков зависит от шага винта. Зажмите держатель зонда с электродом в микроманипулятора (рис 3).
  10. Использование дисков винты AP, ОД и DV, двигаться держателя зонда с электродом, пока наконечник почти касаясь брегмы. Обратите внимание на показания нониуса масштаба AP, ОД и DV на темени. Когда показания сделаны, повысить электрода на несколько миллиметров, чтобы предотвратить электрод от соскабливания череп во время движения. Для определения координат положения, где электрод должен быть вставлен вс отверстием, добавить 3,6 мм к чтению AP и добавить (или вычесть) 2,5 мм для чтения ML.
  11. Использование AP и ML привод винта, переместите электрод к расчетной позиции. В этот момент, наконечник электрода должен располагаться непосредственно над пробуренной электрода отверстие. Затем, глядя в микроскоп, снизить электрод до уровня твердой мозговой оболочки (рис 4). Этот уровень служит нулевого уровня в направлении DV. После этого аккуратно вставьте кончик электрода в мозг, глядя в микроскоп.
  12. Подключите электрод штырь к разъему системы записи. Положите клетку Фарадея (или заменить его с алюминиевой фольгой) на крыс в стереотаксической инструмента (рисунок 5). Заземление стереотаксической инструмент с противовесом в комнате, в настоящее время работал в.
  13. Запустите систему записи. Если возможно, использовать громкоговоритель для получения акустического сигнала разрядов / мази одиночных единиц во advancinг электрод.
  14. Медленно вставить электрод в мозг путем записи электрической активности во время продвижения электрода. На глубине между 7,5 и 8,1 мм от твердой мозговой оболочки, удельная электрическая активность STN, как правило, обнаруживается (фиг.6). Типичный активность нейронов в STN характеризуется нерегулярном шаблоне стрельбы и скорострельность (средняя частота: 40,9 ± 12,9 Гц) 18.
  15. Во время записи, снизить анестезии как можно больше (например, до 0,8-1,0%); низко наркозом животных показывают четкую электрической активности мозга.
  16. Тампон сторону кровь или спинномозговую жидкость, что был смещен на поверхности черепа при опускании электрода.
  17. Смешайте небольшое количество зубной цемент и применять его вокруг электрода и вокруг четырех из пяти винтов с помощью небольшого шпателя (фиг.7). Пятый винт будет использоваться для фиксации провода заземления штекера,
  18. Отключите электрод штифт из держателя электрода и разъемом системы записи, когда зубной цемент фиксированной.
  19. Отвинтите винт, который не был зафиксирован по зубным цементом. Вставьте вилку на электрод штырь. Закрепите провод заземления штекера с пятого винта (рисунок 8).
  20. Смешайте стоматологического цемента и применить его вокруг вилки. Как цемент загустеет, формировать ее вокруг вилки, чтобы сформировать крышку. Избегайте острых краев зубной цемент, которые могут нанести вред животному и удалить их при закалке (9А и B).
  21. Предотвращать краев раны и закрыть их с швом спереди и сзади крышки. Лечить раны края.
  22. Подключите вилку голову к проводу, который фиксируется на поворотной. Удалить крысу от стереотаксической инструмента.
  23. Применение трамадола (12,5 мг / кг, внутрибрюшинно) в конце вмешательства, а затем один раз в день в течение 2-3 дней. Поместите крысу в клетку с чистой Термал поддержка, исправить поворотный на этой клетке (рис 10) и осмотрите ее внимательно в течение 1 часа.
  24. Не оставляйте без присмотра животное, пока он не восстановил достаточную сознание поддерживать грудины лежачее положение. Не возвращать животное, претерпела операцию на компании других животных до полного восстановления.

3. Стимулирование

  1. Определить сопротивление у животного перед стимуляцией, используя измеритель импеданса.
  2. Подключить вертлюга с проволокой и пробок на другом конце провода с выхода тока и выход для провода заземления стимулятора. Подключите стимулятор с компьютером для программирования стимулятора.
  3. Выберите параметры стимуляции в программе; например, параметры, используемые при болезни Паркинсона являются длительность импульса: 60 ​​мкс; частота: 130 Гц. Стимулировать крысу с увеличением амплитуды тока до дискинезия не признаются. Сокращение йе напряженность электрического поля на 10-20% ниже интенсивности, вызвавшей дискинезия или до неврологические признаки исчезают, и животное комфортно. Монофазные прямоугольные импульсы были использованы в данном исследовании.
  4. После завершения эксперимента, усыпить животное с изофлураном: Отрегулируйте скорость потока isofurane или концентрации до 5% или более. Продолжайте ИФ экспозицию до 1 мин после остановки дыхания.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Имплантация электрода в STN крысы с использованием системы записи - как представлено здесь - это эффективное и точное процедура DBS, что занимает примерно 1 час на одно животное. Эта модель является довольно незначительные процедуры: из 10 крыс, подвергнутых операции, все выжили вмешательства. Двадцать четыре часа после вмешательства, состояние каждой крысы мониторинг и ни одно животное не добились большего, чем 1 из 3 точек в соответствии с кодом серьезности. В период непрерывного стимуляции (14 дней, 24 часов в день), не провод отдельно, не сломал или был укушен через. Ни один из 10 крыс не потерял крышку зубным цементом ни они получают урон от оборудования во время фазы стимуляции. Сопротивление измеряется в этих 10 животных, прежде чем стимуляции составляет 353 ± 101 кОм. Крысы были стимулированы на частоте 130 Гц и длительностью импульса 60 мкс. Средняя интенсивность стимул был 60 мкА, который был установлен на уровне 20% ниже порога интенсивности орофациальная или продолжениеralateral лапка дискинезия, тем самым предотвращая проблемы с кормлением или передвижения в период стимуляции.

Четырнадцать дней после вмешательства и постоянного раздражения, все 10 крыс были умерщвлены путем обезглавливания после глубокого наркоза и мозги быстро собирают. В матрице мозга крысы, толстый 2 мм мозг блок, охватывающий STN разрезали и немедленно замораживали при -80 ° С. Эти блоки мозга вырезали в корональных секций (толщиной 8 мкм). Каждая секция окрашивали гематоксилином-эозином и визуализировать положение, в котором был расположен кончик электрода, а также для обнаружения исполняет воспаления или рубцовой ткани за счет электрода. Шанс для локализации электрода в STN было 8 из 10 животных. В этих 8 крыс, кончик электрода, имплантированного в располагалась в STN, как показано гистологически. Рисунок 11 иллюстрирует расположение электродов в STN. Небольшой поражение разработан после непрерывного улimulation было обнаружено у всех крыс. Это поражение было окружено небольшим количеством воспалительных клеток (рисунок 11).

фигура 1
Рисунок 1. Фиксация головы в стереотаксической инструмента. Крыса фиксируется уха баров стереотаксической рамы, а также газовой анестезии маски. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 2
Рисунок 2. Разоблачение череп. После срединный разрез, кожи и надкостницы прокатывают на края раны и держать подальше от хирургической области, используя четыре зажимы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большое R версии этой фигуры.

Рисунок 3
Рисунок 3. Крепление электрода в держателе зонда. Использование щипцов, штифт электрода вставлена ​​в пробке и фиксировали держателя зонда. Плагин связано с записывающего устройства через провода. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 4
Рисунок 4. Вставка электрода в мозг. После определения точной AP и ML координаты субталамического ядра, кончик электрода расширенный до уровня проколотой твердой мозговой оболочки и дорсовентральной нониусом масштаба чтение берется.получить = "_blank"> Нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 5
Рисунок 5. Защита электрического вмешательства. Фарадея клетка (или, в качестве альтернативы, алюминиевая фольга) ставится на крыс в стереотаксической инструмента и инструмента, а также животного, является обоснованным. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этот показатель.

Рисунок 6
. Рисунок 6. Запись деятельности мозга субталамического ядро (STN), показывает нерегулярный стрельбы и высокий темп стрельбы (средняя частота: 40,9 ± 12,9 Гц) 18. Перед входом в STN, электрод проходит относительно тихий район, который согласуется с гопа incerta; вертикальная СИЗе этой области мер около 0,5-1 мм. После этого количество шипов увеличивается, указывая, что включение в STN завершена. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 7
Рисунок 7. Крепление электрода. Когда гипоталамический ядро идентифицируется посредством записи, электрод фиксируется путем применения стоматологического цемента вокруг электрода хвостовика и винтов. Это позволяет отсоединение разъема от электрода контактный без смещения позиции электрода. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 8
Рисунок 8. Attachiнг вилку к электродной штифта. Пробка для соединителя стимулятора прикреплен к электроду штифта. Провод заземления, который припаяны к вилке, фиксируется с помощью винта на черепе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 9
9. Крепление вилки. (А) Фронтальный и (б) боковой вид. Стоматологическая цемент применяется вокруг вилки и колпачок образуется; острые кромки, следует избегать. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 10
10. Соединение Рис крысы в СтимулАТОР. Вертлюг присоединился в цепь, чтобы предотвратить провод от запутывания. Из нержавеющей стали весной защищает проволоку, если крыса начнет кусаться провод. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Рисунок 11
Рисунок 11. Мозг разрез субталамического ядра (STN) (гематоксилин эозином и окрашивание). (А) Обзор, увеличение 2.5. Сплошная линия окружает STN. Небольшой поражение видно, где кончик электрода был расположен во время 14-дневного периода стимуляции. Следует отметить, что не существует проникновения канал электрода виден (диаметром хвостовика: 125 мкм), что указывает на электрод сохранения ткани. (Б) Детали изображения с картинки A (коробки), увеличение 100. Небольшое количествовоспалительные клетки обнаруживали вокруг очага вследствие реакции мозговой ткани до кончика электрода. Стрелка:. Указывая на пример воспалительных клеток Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Это исследование представляет собой шаг за шагом набор инструкций для имплантации монополярного электрода хронический в STN крыс. Несмотря на то, вольфрамовые электроды с низким сопротивлением часто используются для DBS 18,19, монополярного электрода из платины / иридия (Pt / Ir), что используют имел сопротивление около 1 МОм. Pt / Ir электродов используются также у пациентов с болезнью Паркинсона, поскольку их благоприятными свойствами: они демонстрируют минимальную эрозию 20 и не производят повреждение 21 отношение тканей, если не используются высокие плотности заряда. Поскольку целью данного исследования было долгосрочным стимуляции установку и, в целях достижения поступательного подход, электроды с вышеупомянутой спецификацией были применены в настоящем эксперименте. Гистологическое исследование срезов головного мозга, показывающие локализацию кончиком электрода подтвердили ослабленную реакцию иностранных тела Pt / Ir 22 в этом эксперименте.

ЛОР "> В настоящем исследовании были использованы электроды Pt / Ir с сопротивлением 1 МОм. Электроды с ниже, или даже выше сопротивления, пригодны только для либо записи мозговой деятельности или для стимулирования структуры мозга, но не оба. В контраст, электрод сопротивление 1 МОм, используемый в нашем исследовании, подходит для обоих, записи активности глубоких областей мозга и стимулирования структуры мозга, такие как STN. Основным преимуществом записи является определение местоположения STN в . короткий промежуток времени записи позволяет надежную локализацию в STN, а наши результаты показали:. гистологическое управления дали высокую вероятность успеха ориентированных на STN (8 из 10 животных) Наконечник электрода был имплантирован в верхних слоях клеток спинного -lateral часть STN (DV: 7,7 мм), который, как известно, получают входы двигателя в основном из моторной коре 23.

Используя систему проводов для DBS может быть ограничено потенциальной следующкатионы, такие как нарушение проводов или низкой степенью свободы передвижения животных. Тем не менее, в нашей установки, провода были подключены к поворачивается, что позволило животным свободно двигаться. Беспроводные в естественных условиях стимулирования системы (часто фиксируются на голове или имплантированные в багажник животного) также ограничивается требованием для батарей. Так как аккумуляторы должны быть небольшими, напряжение, следовательно, низкая. При использовании электродов 1 МОм, высокое напряжение требуется для достижения желаемой интенсивности стимула и, в свою очередь, приводит к более крупных батарей или частой замены батарей. Тем не менее, преимущество системы стимулов, используемых в нашем исследовании, является большой диапазон соответствия напряжение стимулятора и возможностью постоянной стимуляции тока. В этом режиме стимулятор регулирует напряжение на изменения импеданса тканей, чтобы обеспечить постоянный ток выход на электроде. Изменение импеданса, как ожидается, в течение долгосрочного курса DBS с образованием вТаблица интерфейс ткани электрод, например, глиальных инкапсуляции наконечника 22 электрода.

В целом, данный способ имплантации электродов технически прост для выполнения, надежный и прочный, что позволяет точно и безопасно стимуляцию STN у крыс, не ограничивая свободу передвижения или даже ранив животное в течение долгосрочного курса. С небольшими изменениями (например, с помощью плагина с дополнительными электрическими выходами), этот протокол также применяется при имплантации микроэлектродов в обоих STNs или других структур мозга, долгосрочных записей или оба, стимуляции глубинных структур головного мозга и записи активности другого головного области ,

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Pt/Ir electrode FHC Inc. UE Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M
Plugs GT Labortechnik (Arnstein/Germany) Custom-made
Pin header DISTRELEC 143-95-324 single-row, 90° 1x3 datamate, Type M80-8420342
Socket DISTRELEC 143-95-621 single-row,straight 2 mm pole no.1 x 3 datamate, Type M80-8400342
Stainless steel spring Plastics ONE SS0102 Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0  Spring OD (mm): 4.0
Dental cement/Paladur Heraeus Kulzer 64707938 Liquid, 500 ml
Dental cement/Paladur Heraeus Kulzer 64707954 Powder, rose, 500 g
Head screw Hummer & Reiss V2ADIN84 M1.6x3
Jodosept PVP Vetoquinol 435678/E04
Mepivacain 1% AstraZeneca PZN03338515
Epinephrine Sanofi-Aventis PZN00176118
Tramadolhydrochloride Rotexmedica 38449.00.00

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kumar, R., Lang, A. E., et al. Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson’s disease. Neurology. 55, (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).
  2. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -J., Sturm, V. Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD. Neurology. 56, (4), 548-551 (2001).
  3. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -J. Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson’s disease. Annals of Neurology. 55, (6), 871-875 (2004).
  4. Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson’s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial. The Lancet Neurology. 12, (1), 37-44 (2013).
  5. Benabid, A. L., Pollak, P., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. The Lancet. 337, (8738), 403-406 (1991).
  6. Volkmann, J., Wolters, A., et al. Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial. The Lancet Neurology. 11, (12), 1029-1038 (2012).
  7. Nguyen, J. -P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -P. Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain. Nature Reviews Neurology. 7, (12), 699-709 (2011).
  8. Kohl, S., Schönherr, D. M., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC psychiatry. 14, 214 (2014).
  9. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Mädler, B., Coenen, V. A. Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression. Biological Psychiatry. 73, (12), 1204-1212 (2013).
  10. Fisher, R., Salanova, V., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51, (5), 899-908 (2010).
  11. DeGiorgio, C., Heck, C., et al. Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms. Neurology. 65, (2), 317-319 (2005).
  12. Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension. Current Hypertension Reports. 16, (11), 1-10 (2014).
  13. Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article]. Neurosurgery June 2006. 58, (6), 1176-1183 (2006).
  14. Chang, J. -Y., Shi, L. -H., Luo, F., Zhang, W. -M., Woodward, D. J. Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson’s disease. Neuroscience, & Biobehavioral Reviews. 32, (3), 352-366 (2008).
  15. Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei. The Journal of Comparative Neurology. 445, (3), 238-255 (2002).
  16. Paxinos, G., Watson, C. H. The rat brain in stereotaxic coordinates. Academic Press Elsevier. Amsterdam. (2007).
  17. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow, & Metabolism. 26, (12), 1465-1478 (2006).
  18. Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons. Journal of Neurosurgery. 100, (4), 679-687 (2004).
  19. Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss. Neurobiology of disease. 39, (1), 105-115 (2010).
  20. Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation. Experimental Neurology. 92, (1), 162-185 (1986).
  21. Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats. Journal of Neuroscience Methods. 138, (1-2), 207-216 (2004).
  22. Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. Physiological Challenges for Intracortical Electrodes. Brain Stimulation. 7, (1), 1-6 (2014).
  23. Li, Q., Ke, Y., et al. Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex. Neuron. 76, (5), 1030-1041 (2012).
Микроэлектродные Руководствуясь вживления электродов в субталамического ядра крыс для долгосрочного Глубокая стимуляция мозга
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation. J. Vis. Exp. (104), e53066, doi:10.3791/53066 (2015).More

Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation. J. Vis. Exp. (104), e53066, doi:10.3791/53066 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter