Introduction
Traumatisk ryggmärgsskada (SCI) är en förödande kliniska tillstånd påverkar sensomotoriska och autonoma funktioner SC. Patienter överlevande SCI är ofta kvar med försvagande paraplegi som väsentligt påverkar deras dagliga aktiviteter och livskvalitet 1. Experimentell SCI modeller har varit ett oumbärligt verktyg i den vetenskapliga undersökning för att förstå patofysiologin av SCI och tillhörande neurala reparationsprocesser. Dessa modeller har också använts för att testa den prekliniska effekten av olika experimentella neuroprotektiva insatser som syftar till funktionell återhämtning. För närvarande majoriteten av SCI modeller i praktiken använda fysiskt trubbigt våld för att mekaniskt störa och skada SC. Dessa metoder innefattar kontusion, kompression, förskjutning och tran av SC 2. Det har föreslagits att efter den primära mekaniska förolämpning en sekundär skada i form av ischemi uppsättningar i i den skadade SC 3,4. Orsaken av sekundär ischemi inkluderar omfattande vävnadsdegeneration, parenkymal blödning och ibland genom obstruktion av blodkärl genom vävnadsödem 5-7. Som ett resultat av den sekundära skada integriteten hos SC påverkas vidare, är neuroner och gliaceller kraftigt nedsatt funktion och viabilitet och undergå apoptos, vilket leder till infarkt tillväxt under kroniskt stadium av skada, analogt med tillväxten av ischemisk halvskugga efter stroke 8,9. Flera mekanismer som excitotoxicitet, fria radikaler och inflammation har rapporterats vara ansvarig för ischemisk celldöd efter SCI 10,11. Dessutom, SC är ischemi en allvarlig komplikation vid bröst-bukaortaaneurysm reparation operationer som ofta leder till förlamning hos patienterna 12,13. Trots sådan hög klinisk effekt fåtal modeller av ryggmärgs ischemi med hög reproducerbarhet är för närvarande tillgängliga.
nt "> Photothrombosis (PT) är en vanligt använd metod för induktion av fokal ischemi i hjärnan 14-20. Tekniken är ganska icke-invasiv, mycket reproducerbar och producerar en exakt fokal ischemisk skada i det exponerade området av hjärnan 17 -21. Detta uppnås genom systemisk administrering av fotoaktiva färgämnen som Rose Bengal (RB) 16-20,22 eller erytrosin B 23 följt av lokaliserad bestrålning av blodkärl med ordentlig ljuskälla. Fotoaktivering av färgämnet orsakar genereringen av fria radikaler som störa integriteten hos den släta kärlendotel, och orsaka att blodplättarna att ackumulera, som därefter bildar en tromb. Den obstruktion av blodflödet genom att trombosen resulterar i en infarkt i regionen som tillhandahålls av kärlet 24. På grund av lätthet av kontroll på intensitet och bestrålningens varaktighet detta förfarande ger en mycket jämn och reproducerbar infarkt. Dessutom kan denna metod användas för att inducera en infarct på olika anatomiska platser som möjliggör spatial (t.ex. grå substans mot vita substansen) förståelse av effekten av ischemi.Syftet med den aktuella studien är att utveckla ett enkelt och mycket reproducerbar modell av SC-ischemi i möss. Vi beskrev förfarandet i en PT-modell av SC-ischemi i möss. Resultat från histologi och immunfärgning visade att PT effektivt kan inducera SC infarkt, neuronal förlust och reaktiv glios.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Obs: Möss (C57BL / 6J, hane) i åldern 10-12 veckor användes i denna studie. Alla förfaranden genomfördes i enlighet med NIH Guide för skötsel och användning av försöksdjur och godkändes av University of Missouri Institutional Animal Care och användning kommittén (IACUC).
1. Pre-kirurgi
- Dagen före operationen autoklav och sterilisera alla kirurgiska instrument. Linda instrument och autoklav vid 121 ° C vid 15 psi under 30 minuter följt av 30 min torkning (121 ° C, 15 psi, 30/30 cykel). Placera instrumenten i en ren och steril miljö tills vidare användning.
- Framställ färsk Rose Bengal (RB) lösning (20 mg / ml i steril saltlösning) varje gång innan operationen. För att helt upplösa RB, virvel röret sedan följt av ultraljudsbehandling under 5 min vid 50/60 Hz med uteffekt på 19 W. Linda röret i aluminiumfolie och skydda den mot ljus tills vidare användas under surgery.
- Förbered en blandning av ketamin / xylazin i steril saltlösning. Lägg 125 pl av xylazin (stamkoncentration: 20 mg / ml) och 325 | il ketmaine (stamkoncentration: 100 mg / ml) och 550 | il av steril saltlösning för att göra en slutvolym av 1 ml av anestesiblandningar.
- Pre-värma homeothermic värmedyna.
- Pre-värma metallhalogenidlampa (ljuskälla för FN1 epi-fluorescensmikroskop) under 30 minuter för att stabilisera lampans effekt.
- Justera storleken på det belysta området till en diameter av 1 mm med 10X objektiv och en riktmedel genom justering av fältbländare i upprätt FN1 epi-fluorescensmikroskop.
2. Kirurgisk procedur
- Bedöva musen med en dos av ketamin (130 mg / kg B. vikt.) Och xylazin (10 mg / kg B. vikt.). Baserat på cocktail i 1.3, 4 pl per g mus B. vikt. behövs. Sterilisera injektionsstället med en alkoholservett och administrera bedövningsmedel genom intra-peritoneal (IP) vägen. Var noga med att inte injicera bedövningsmedel i blodkärlen eller muskler som detta skulle försena induktion och återhämtning av djuret.
- Ge konstgjord tår salva i båda ögonen på musen för att förhindra uttorkning och placera djuret på värmedyna för att förhindra hypotermi.
- Framställning av animaliska
- Kontrollera djuret för korrekt kirurgisk nivå anestesi med tån nypa respons.
- När djuret har nått kirurgisk nivå av anestesi, klippa håret på rygg ytan runt mittlinjen av djuret med hjälp av en elektrisk hår trimmer. Skrubba kirurgiska stället med 70% etanol följt av betadinlösning tre gånger. Täck platsen med en steril operationsduk till nästa steg.
- Kirurgiskt ingrepp för att tunna benet för att exponera ryggmärgen
- Placera musen i liggande position över homeothermic värmedyna på det kirurgiska plattformen (Figur 1A). Korrekt säkra musenställningen med en nos klämma för att hålla ett långsträckt halsområdet (fig 1 A, B).
- Gör ett snitt (ca 1 cm lång) med hjälp av kirurgiska sax längs ryggmittlinjen som sträcker sig från ryggkotor T9 till T12. Flytta undan huden att exponera operationsområdet.
- Med hjälp av en skalpell, försiktigt rensa muskeln att exponera rygg ryggar på T9 - T12 kotor. Stoppa blödning i varje steg genom ett lätt tryck med steril bomullspinne. Separat T10 - T12 kotor från den omgivande muskler och säkra dem med hjälp av en vertebral klämma för att stabilisera och förhindra rörelse (Figur 1A, B).
- Med hjälp av en höghastighetsborr med ben polering borr, noggrant och försiktigt tunn rygg yta T10 eller T11 kota att visualisera den bakre spinal ven och andra små fartyg på rygg ytan av SC (Figur 1C).
- För att förhindra termisk skada på grund av värme som alstras under gallring förfarandet,tillämpa en mild och konstant ström av normal saltlösning tillsammans med konstant sugning för avlägsnande av skräp.
- Med användning av en skalpell noggrant släta benytan tills huvudkärlet är klart synlig. Se till att inte skada ryggmärgen under denna process.
- När blodkärlet visualiseras, administrera RB vid en dos av 30 mg / kg (kroppsvikt) genom retroorbital sinusvägen med användning av en insulinspruta.
- Mät blodflöde med användning av en laser Doppler flödesmätare efter 3 minuter efter RB injektion vid behov (figur 2A, B). Behåll aseptik under hela förfarandet.
3. Induktion av PT
- Placera djuret på en XY läge justerbar scenen under en Lab-Jack som kan justera höjden. Justera positionen på musen så den exponerade regionen T11 ryggmärgen är direkt under 10x målet för FN1 epi-fluorescensmikroskop (Figur 3A).
- Ställ kraften i light källan vid 12% och bestråla T11 region med en diameter av 0,75 mm i mitten av förtunnade ryggmärgen (Notera: denna region inkluderar den bakre ryggrads venen och andra kapillärer) med ett grönt ljus (våglängd 540-580 nm, vilket är uppnås genom filterkuben i mikroskopet) genom 10X objektivet i 2 min. Ta bilder i början och slutet av bestrålning (Figur 3B, C) och registrera tiden för experimentet vid denna punkt.
- Mät blodflödet åter under 10 min vid behov genom att placera laserdopplersonden till samma position ovanför ryggmärgen som i 2.4.8 (figur 2A, B).
- Efter bestrålning check för alla blödningar och om ingen fann vidare att suturering djuret. Sutur ytliga fascia tillsammans med musklerna på vardera sidan av ryggmärgen med hjälp av en absorber sutur eller 4-0 storlek silkessutur. Var noga med att inte skada den exponerade SC. Sutur huden med 4-0 silkessutur. Applicera Betadine eller jodtill kanterna av huden efter suturering.
4. Post-kirurgi Care
- Efter suturering, placera djuret på värmedyna för återvinning. Efter återhämtningen kontrollera djur för tecken på neurologiska underskott genom att observera rörelsen hos både hind-lemmar. Lämna inte djuret utan uppsikt tills den har återfått tillräckligt medvetande för att upprätthålla sternala VILA.
- Överför djuren till hemmaburen. Inte tillbaka djuret som har opererats för sällskap med andra djur tills återhämtat sig helt.
- Kontrollera djuren regelbundet. Vid allvarliga neurologiska underskott, ge ordentlig vård som evakuering av blåsan, administrering av analgetika (buprenorfin, 0,05-0,1 mg / kg). Kontrollera om uttorkning och administrera normal saltlösning subkutant i allvarligt fall. Vanligtvis kommer buprenorfin (0,1 mg / kg) administreras efter suturering för att lindra smärta i operationsområdet.
- Om djuren inte omedelbartavlivas efter operationen, kommer vi att lägga hög vattenhalt diet på buren våningen, så att djuren kan nå maten lätt.
5. transcardial Perfusion, Nissl färgning och immunfärgning
- Transcardially BEGJUTA djuret som beskrivits tidigare 17-20.
- Söva djuret som beskrivits tidigare i protokollet och transkardiellt BEGJUTA med fosfatbuffert saltlösning (PBS, pH 7,4), följt av iskall 4% paraformaldehyd (PFA) i PBS.
- Efter perfusion, avlägsna ryggmärgen (SC) och efter fixa det i 4% PFA i PBS vid 4 ° CO / N. Överför fasta SC i PBS med 30% sackaros och hålla den 2 - 3 dagar tills den sjunker till botten av röret.
- Med hjälp av en kryostat skära ryggmärgen till 30 um tjocka sektioner och placera dem i serie på en gelatinbelagda objektglas eller i en 48-brunnar med 0,01 M PBS.
- Nissl färgning: att inspektera den skada som PT utföra en Nissl staining på ryggmärgs avsnitt beskrivs som tidigare 17-20.
- I korthet, samla var femte ryggmärgen skiva på glasskivor och fläcken med 0,25% kresylviolett. Ta bilder av de färgade sektioner (Figur 4).
- Immunofärgning: Såsom tidigare beskrivits med hjälp av en flytsektion metod 17,18,20.
- I korthet, färga ryggmärgssektionerna genom inkubering O / N vid 4 ° C med kanin-anti-glia fibrillärt surt protein (GFAP) polyklonal antikropp (1: 300), kanin-anti-NeuN antikropp (1: 300), och kanin-anti- Iba1 antikropp (1: 500) följt av åsne-anti kanin Alexa 568-konjugerat IgG (1: 400) sekundära antikroppar för 4 h vid RT. Ta bilder med ett fluorescensmikroskop (Figur 5).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Syftet med denna studie var att producera ryggmärgs ischemi i möss med användning av en PT modell. Efter den önskade regionen av ben ovanför ryggmärgen (T10 - T12) förtunnades, var Rose Bengal injiceras genom retroorbital sinusvägen, och ischemi inducerades genom PT Figur 1A, B visar musen placerad i en skräddarsydd kirurgiskt. plattformen under operation. Musen hölls på plats av en nos klämma och två justerbara ryggradsdjur klämmor att stabilisera ryggmärgen Figur 1C visar en förtunnad fönster ovanför ryggmärgen av T10 -. T12. Huvud blodkärl och dess filialer kan tydligt visualiseras. För att bekräfta induktionen av ischemi, har förändringar i blodflöde mättes med användning av en laser Doppler flödesmätare före och efter PT (figur 2A, B). För analys, var minskningen i% av blodflödet beräknas med hjälp av baslinjen blodflödet före photothrombosis. Blodflödet sjönk till ~ 20% omedelbart efter ljus belysning jämfört wed basnivån före belysning. Figur 3B visar C fluorescerande bilder av spinal fartyg navelsträngsblod i början och slutet av PT. Belysning för 2 minuter inducerad blodpropp i blodkärlen (figur 3C), vilket tyder på induktion av ischemi, i överensstämmelse med mätningarna av laserdopplerflödesmätare. För att inspektera skadan orsakats av PT, avlivades mössen 3 dagar efter PT och Nissl färgning utfördes. Bilder tagna efter Nissl färgning visade infarktområdet som kan vara klart avgränsade från den omgivande regionen, vilket tyder på ryggmärgsvävnadsskada och celldöd efter PT (Figur 4). Immunofärgning utfördes för Neun, GFAP och Iba1. NeuN + neuroner försvann i den grå massan i den ischemiska kärnan (Figur 5A), medan GFAP uttryck ökades i gräns av ischemisk kärna (Figur 5B, se även den inramade regionen). De Iba1 + mikroglia uppvisade en Globoid morphology (dvs., en förstorad cellkroppen med kortare och färre processer, se den inramade region) tillsammans med ökad Iba1 uttryck (Figur 5C). Även om det fanns ett vävnadsförlust i den ischemiska kärnområdet på grund av flytsektion färgning, kan tydligt observeras en ökning av GFAP och Iba1 uttryck i hela peri-infarktområdet. Dessa resultat tyder på nervcellsdöd och reaktiv glios i halvskuggan efter SC ischemi. Å andra sidan, var betydande funktionella brister som observerats i de skadade möss, dvs handikappade hind-lem rörelse en dag efter PT, vilket tyder på förlamning av hind-ben (se film).
Figur 1. PT-inducerad ischemimodell i ryggmärgen. (A) Fotografier av operationen plattform för ryggmärgen PT. Infällt: utvidgade vertebrala klämmor.(B) Musen hölls av en nos klämma och två skräddarsydda vertebrala klämmor på scenen. Lägg märke till att benet späddes på T10 -. T12 regionen och två metallryggradsklämmor användes för att stabilisera ryggmärgen (C) En zooma in bilden visar den region som tunnas ben ovanför ryggmärgen vid T10-11 för induktion av PT. Lägg märke till de viktigaste blodkärl och dess filialer. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Ryggmärgsmätning blodflöde. (A) Installationen av ryggmärgen yta blodflödesmätning med hjälp av en laser Doppler flödesmätare och stereotaktisk anordning för att positionera proben. (B)Ryggmärgs blodflöde före och efter PT mättes. I detta experiment var PT inducerades genom belysning med en ljuskälla för två minuter med en 12% uteffekt. Diametern hos den bestrålade ytan var 0,75 mm och var i mitten av ryggmärgen. Blodflödet registrerades för upp till 5 minuter för att erhålla stabiliserade signalen innan PT och upp till 10 minuter efter PT. Data från varje mus normaliserades till värdet före ljus belysning. Diagrammet visar genomsnittliga värde av data från 3 möss. Pilen indikerar början av PT. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. PT-inducerad ryggmärgsischemi. (A) Fotografi av enmus placeras på mikroskopet för induktion PT i ryggmärgen. Placeringen av musen kan justeras i tredimensionellt använder XY glidsteg och ett Lab-Jack. Ljus från 10X objektivet fokuserades på ytan av ryggmärgen. (BC) Fluorescerande bilder av blodkärlen i ryggmärgen före (B) och efter (C) belysning efter injektionen av ökade Bengal. Lägg märke till blodpropp efter 2 minuter av strålning (C) (se pilar). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4. Nissl färgning av ryggmärgen. Nissl färgnings bilder av en serie av rostralt till stjärtfenan ryggmärgen tvärsektioner som innehåller normala (sektioner1 och 6) och PT-inducerad epicentre (avsnitt 2-5). Mössen avlivades tre dagar efter PT. Varje ryggmärgs sektion är 30 ^ m tjockt. Intervallet mellan två sektioner är 750 pm. Den streckade linjen i 3: e bilden skisserar infarktområdet. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5. Immunofärgning av NeuN, GFAP och Iba1. Fluorescerande bilder av Neun (A), GFAP (B) och Iba1 (C) färgning från normala (övre paneler) och PT-skadad (lägre paneler) ryggmärgs sektioner. Den skadade musen offrades 3 dagar efter PT. De streckade linjerna separera infarkt regioner normala vävnader. De inramade områdena visar högupplösta bilder av GFAP och Iba1 uttryck med en skala bar 50pm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Film . PT i ryggmärgen inducerade beteendestörningar. Filmen visar rörelsen hos en normal och en PT-skadade musen i en bur. Lägg märke till släp båda bakre-lemmar på musen med härdade ryggmärgen, vilket tyder på förlamning av hind-ben (förlamning). Filmen togs 24 timmar efter PT i den skadade mus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I denna studie har vi beskrivit en photothrombotic modell av SC-ischemi. På grund av framsteg inom genteknik har det skett ett uppsving i kommersiellt tillgängliga transgena möss som har gjort det möjligt att studera effekterna av specifika gener som är involverade i den ischemiska patofysiologi i SC. Syftet med studien var att utveckla en reproducerbar musmodell av ryggmärgsischemi. Här har vi anpassat en kortikal PT modell för att förmå SCI i möss. Efter kirurgi den bakre ryggrads venen och kapillärer på den dorsala aspekten av möss vid nivån för T11 bröstkotan exponerades. Därefter RB, en kommersiellt tillgänglig fotoaktiv färg, injicerades genom retroorbital sinusvägen för att uppnå önskad vaskulär fördelning. Den exponerade blodkärlet bestrålades därefter med en grön lampa för att inducera bildningen av tromber och senare på en infarkt. Våra resultat från histologiska och immunfärgning metoder visade att PT inducerade en infarkt i ryggmärgen och Reactive glios i peri-infarktområdet. Neurologiska bortfall som bakbensförlamning observerades också. Dessa data tyder på att PT är en lämplig modell för att studera patofysiologi och mekanismer för celldöd efter SCI. Det kritiska steget i protokollet är användningen av en höghastighetsborr att tunna ytan av ryggkotan för visualisering av blodkärlet på den dorsala ytan av SC. Detta steg bör utföras noggrant som tillämpning av övertryck kan orsaka borren att ange spinal hålrum och skada SC. Å andra sidan kan ojämn förtunning resultera i felaktig belysning och kan producera oregelbundna infarkter. För att lösa detta problem, är täta kontroller av ytan på benet under mikroskop efter varje kort steg borrning rekommenderas att utvärdera tjockleken av benet och att ytterligare utvärdera användningen av borren. Användningen av steril saltlösning rekommenderas att uttvättning skräpet samt för bättre visualisering av den exponerade ytan. Att upprätthålla nackdelartigt aseptik under hela kirurgisk procedur, korrekt postoperativ vård av djuret kan förbättra djurens överlevnadsförmåga och öka framgång av experimenten.
Vår nuvarande modellen för PT kräver inte inköp av några dyra instrument, som alla laboratorier som är utrustad med en epi-fluorescensmikroskop med en ljuskälla (såsom kvicksilverlampa, metallhalogenidlampa, eller laser av 488 nm våglängd) kan utföra den här proceduren. Dessutom ger denna teknik kontroll över storleken på infarkt genom att justera öppningsstorlek jämfört med andra SC-ischemimodeller som kombinerad ocklusion av aorta, vänstra subclavia och inre bröstartären 25 och modifieras aortatvärkläm metod 26 som är komplicerade och är extremt invasiva. I vår modell en höghastighetsborr för att förtunna dorsalyta kota för visualisering valdes som ett alternativ till laminektomi, metod för val av många laboratorier för att framkalla SCI.Laminektomi innebär styckning av kotorna som kan orsaka överdriven blödning på grund av tran av ryggkotornas blodkärl och detta kan skymma fältet för avbildning. Även om vissa protokoll råda användning av bomullspinnar för att rensa ut kraftig blödning under laminektomi det kan resultera i kompression som kan orsaka ytterligare skador på SC. Vidare den exponerade ytan av ryggmärgen kan komma i direkt kontakt med blod och dess komponenter, samt skarpa kanter på de skurna ben som kan lägga onödig variabilitet till experimentet. Använda aktuella PT modell kan infarkt med olika storlek och djup alstras genom enkel manipulering av intensiteten hos ljuskällan, exponeringens varaktighet och området av den exponerade ytan. Även om den aktuella studien genererade ischemi på den centrala regionen hos T11 i SC, kan denna metod också generera infarkter vid olika ställen längs rostralt till kaudalt samt sidoriktning av ryggmärgen, vilken might nytta förstå regionspecifika effekten av ischemi på förlamning. Å andra sidan, även om belysningen är på ytan av ryggmärgen, kan ljus tränga in till visst djup i vävnaden och den skada kan också induceras i den grå massan. Som Rose Bengal distribueras i hela cirkulationssystemet, om de djurarter som är densamma, och ålder och vikt är likartade, förväntar vi konsekvent skada kommer att genereras som i kortikal ischemi inducerad av PT.
Den andra stora fördelen med PT-inducerad ischemi är mycket låg dödlighet hos djur. Låg dödlighet innebär långtidsstudier överlevnad kan göras som kan vara till nytta i reda ut rättsverkningarna av ischemisk skada på överlevnad och motorik återhämtning. Denna modell kan även hjälpa till att förstå de cellulära reparationsmekanismer som vanligtvis inträffar sent i den kroniska fasen av skada 14,19,27-29. Denna modell ger också betydande motorfunktions underskott som kan be används för att bedöma effekten av neuroprotektiva medel på funktionell återhämtning. Dessutom kommer den här modellen även tillåter studier av patologiska förändringar efter SCI såsom axonal degeneration och regeneration, neuronal och astrocytisk Ca2 + signalering och överbelastning i levande möss med användning av två-foton mikroskopi.
Liksom alla andra SCI modeller, är PT inte saknar nackdelar. Nackdelarna med denna teknik är desamma som setts i kortikala PT. Få av de brister inkluderar bristen på en anatomiskt tydlig ischemisk halvskugga, vilket är målet för många nervskyddande läkemedel, och frånvaron av reperfusion. Det är väl känt att reperfusion efter ischemi kännetecknas av förändringar som att ökad produktion av reaktiva syrespecies, infiltration av inflammatoriska celler och ökad cytokinproduktion 30-32. Brist på reperfusion i PT innebär att förändringar i samband med reperfusion skada i SC kommer att förbli svårt att studera med hjälp av denna modell.Emellertid är fördelarna med att använda PT inducerade ischemi överväger nackdelarna och denna teknik ger forskarna med en lätt att utföra och mycket reproducerbar modell för alstring SCI i möss.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Institutes of Health [Grant nr. R01NS069726] och American Heart Association Grant i stöd Grant [Grant nr. 13GRNT17020004] till SD.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rose Bengal | Sigma-Aldrich | 330000 | 20 mg/ml in sterile saline |
| C57BL/6J | Jackson lab | 664 | 22 - 25 g |
| Ketamine | VEDCO | NDC-50989-996-06 | 100 mg/ml |
| Xylazine | VEDCO | NDC-50989-234-11 | 100 mg/ml |
| Betadine solution | Purdue | NDC-67618-150-01 | 10% povidone iodine topical solution |
| Normal saline | Abott Laboratories | 04930-04-10 | For diluting RB, anaesthesia and for preventing tissue from drying |
| Artificial tears ointment | Rugby | NDC-0536-6550-91 | 83% white petrolatum |
| Ethanol | Decon labs.Inc | 2716 | 70% ethanol for disinfection |
| Metal halide lamp | EXFO, Canada | X-Cite 120 PC | Set power at 12% |
| Spring scissors | Fine Science Tool | 15000-10 | for minor dissection |
| Scissors (angled to side) | Fine Science Tool | 14063-011 | No. 3 handle |
| Standard scalpel | Fine Science Tool | 10003-12 | for removing muscle |
| Scalpel blade | Feather | 2976 | No. 10 |
| Forceps (curved) | Fine Science Tool | 11150-10 | for holding tissue |
| Forceps (straight) | Fine Science Tool | 11151-10 | for holding tissue |
| Needle holder | Fine Science Tool | 12002-12 | for suturing |
| Tissue adhesive glue | 3M Vetbond | 1469SB | to adhere to edges of the cut skin |
| Monofilament polypropylene | USSC Sutures | VP-521 | Size = 4-0 (for fascia) |
| Perma-hand silk | Ethicon | 683G | Size = 4-0 (for skin) |
| Micro drill | Roboz Surgical Instrument Co. Inc. | RS-6300 | with bone polishing drill bit |
| Laser doppler flowmeter | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | for monitoring change in blood flow |
| Heating pad | Fine Science Tool | 21052-00 | to prevent hypothermia |
| Lab-Jack | Fisher scientific | 14-673-50 | 4 x 4 in plate to adjust the height of the animal |
| X-Y gliding stage | Amscope | GT100 | for positioning the animal under microscope |
References
- Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options. Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).
- Cheriyan, T., et al. Spinal cord injury models: a review. Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).
- Young, W. Secondary injury mechanisms in acute spinal cord injury. J Emerg Med. 11, Suppl 1. 13-22 (1993).
- Crowe, M. J., Bresnahan, J. C., Shuman, S. L., Masters, J. N., Beattie, M. S. Apoptosis and delayed degeneration after spinal cord injury in rats and monkeys. Nat Med. 3 (1), 73-76 (1997).
- Soubeyrand, M., et al. Effect of norepinephrine on spinal cord blood flow and parenchymal hemorrhage size in acute-phase experimental spinal cord injury. Eur Spine J. 23 (3), 658-665 (2014).
- Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (2012).
- Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis). Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).
- Liu, X. Z., et al. Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury. J Neurosci. 17 (14), 5395-5406 (1997).
- Liu, L., et al. An experimental study of cell apoptosis and correlative gene expression after tractive spinal cord injury in rats. Zhonghua Wai Ke Za Zhi. 42 (23), 1434-1437 (2004).
- Hirose, K., et al. Activated protein C reduces the ischemia/reperfusion-induced spinal cord injury in rats by inhibiting neutrophil activation. Ann Surg. 232 (2), 272-280 (2000).
- Oyinbo, C. A. Secondary injury mechanisms in traumatic spinal cord injury: a nugget of this multiply cascade. Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (2), 281-299 (2011).
- Guerit, J. M., Dion, R. A. State-of-the-art of neuromonitoring for prevention of immediate and delayed paraplegia in thoracic and thoracoabdominal aorta surgery). Ann Thorac Surg. 74 (5), S1867-S1869 (2002).
- Schepens, M. A., Heijmen, R. H., Ranschaert, W., Sonker, U., Morshuis, W. J. Thoracoabdominal aortic aneurysm repair: results of conventional open surgery. Eur J Vasc Endovasc Surg. 37 (6), 640-645 (2009).
- Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems. Exp Transl Stroke Med. 1, 8 (2009).
- Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
- Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Busto, R., Watson, B. D. Photochemically induced cortical infarction in the rat. 1. Time course of hemodynamic consequences. J Cereb Blood Flow Metab. 6 (2), 184-194 (1986).
- Zhang, W., et al. Neuronal protective role of PBEF in a mouse model of cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 30 (12), 1962-1971 (2010).
- Li, H., Zhang, N., Sun, G., Ding, S. Inhibition of the group I mGluRs reduces acute brain damage and improves long-term histological outcomes after photothrombosis-induced ischaemia. ASN Neuro. 5 (3), 195-207 (2013).
- Li, H., et al. Histological, cellular and behavioral assessments of stroke outcomes after photothrombosis-induced ischemia in adult mice. BMC Neurosci. 15, 58 (2014).
- Wang, T., Cui, W., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis. American Journal of Biomedical Sciences. 2 (1), 33-42 (2010).
- Schroeter, M., Jander, S., Stoll, G. Non-invasive induction of focal cerebral ischemia in mice by photothrombosis of cortical microvessels: characterization of inflammatory responses. J Neurosci Methods. 117 (1), 43-49 (2002).
- Boquillon, M., Boquillon, J. P., Bralet, J. Photochemically induced, graded cerebral infarction in the mouse by laser irradiation evolution of brain edema. J Pharmacol Toxicol Methods. 27 (1), 1-6 (1992).
- Kim, G. W., Lewen, A., Copin, J., Watson, B. D., Chan, P. H. The cytosolic antioxidant, copper/zinc superoxide dismutase, attenuates blood-brain barrier disruption and oxidative cellular injury after photothrombotic cortical ischemia in mice. Neuroscience. 105 (4), 1007-1018 (2001).
- Schmidt, A., et al. Photochemically induced ischemic stroke in rats. Exp Transl Stroke Med. 4 (1), 13 (2012).
- Lang-Lazdunski, L., et al. Spinal cord ischemia. Development of a model in the mouse. Stroke. 31 (1), 208-213 (2000).
- Wang, Z., et al. Development of a simplified spinal cord ischemia model in mice. J Neurosci Methods. 189 (2), 246-251 (2010).
- Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. J Vis Exp. (76), (2013).
- Lu, H., et al. Induction and imaging of photothrombotic stroke in conscious and freely moving rats. J Biomed Opt. 19 (9), 96013 (2014).
- Seto, A., et al. Induction of ischemic stroke in awake freely moving mice reveals that isoflurane anesthesia can mask the benefits of a neuroprotection therapy. Front Neuroenergetics. 6 (1), (2014).
- Bell, M. T., et al. Toll-like receptor 4-dependent microglial activation mediates spinal cord ischemia-reperfusion injury. Circulation. 128 (11 Suppl 1), S152-S156 (2013).
- Smith, P. D., et al. The evolution of chemokine release supports a bimodal mechanism of spinal cord ischemia and reperfusion injury. Circulation. 126 (11 Suppl 1), S110-S117 (2012).
- Jia, Z., et al. Oxidative stress in spinal cord injury and antioxidant-based intervention. Spinal Cord. 50 (4), 264-274 (2012).
