Introduction
Pulmonell arteriell hypertension (PAH) är en sjukdom i lungkärlen i samband med inflammatorisk cellinfiltration, glatt muskulatur spridning och endotelceller apoptos. Dessa förändringar resulterar i utplånandet av pulmonella arterioler, därefter leder till höger kammare (RV) dysfunktion och hjärtsvikt. För att förstå patofysiologin bakom PAH och RV fel i PAH har ett antal olika modeller, inklusive genetiska och farmakologiska modeller, för att studera sjukdomen utvecklats (ses över någon annanstans 1,2).
Av dessa modeller, den mest populära är hypoxi-inducerad (Hx) PAH i musen och monocrotaline (MCT) och SU5416-hypoxi (SuHx) modeller på råtta. I mus Hx-modellen, är möss som exponerats för 4 veckors hypoxi (antingen normobaric eller hypobaric, vilket motsvarar en höjd av 18.000 fot och med FiO2 av 0,10), med resulterande utveckling av medial proliferation, ökad RV systOlic tryck och utveckling av RV hypertrofi 3. MCT med en enda dos av 60 mg / kg resulterar i skador på lung endotelceller genom en oklar mekanism som sedan resulterar i utvecklingen av PAH 4. SU5416 är en hämmare av vascular endothelial tillväxtfaktorreceptorer (VEGFR) 1 och 2-blockerare, och behandling med en enda subkutan injektion av 60 mg / kg följt av exponering för kronisk hypoxi för 3 veckor resulterar i permanent pulmonell hypertension med patologiska förändringar liknande som ses i den humana sjukdomen, med bildandet av obliterativ kärlskador 5. Under de senaste åren har flera transgena musmodeller för pulmonell hypertension utvecklats. Dessa inkluderar knockout och mutationer av benmorfogenetiskt protein receptor 2 (BMPR2), som BMPR2 genmutationer finns i både familjära och idiopatisk former av PAH, heme oxygenas-1 knockout och IL-6 uttryck (ses över någon annanstans 1,2).
Dessa olika gnagarmodeller av PH har olika nivåer av pulmonell hypertension, RV hypertrofi och RV misslyckande. Medan hypoxi och olika transgena musmodeller resulterar i mycket mildare PAH än antingen råttmodellen en, det gör det möjligt att testa olika genetiska mutationer och tillhörande molekylära signalvägar. MCT modellen leder till svår PAH, även om MCT verkar vara giftiga för endotelceller i flera vävnader 4. Den SuHx modellen kännetecknas av kärlförändringar mer liknar den som ses hos idiopatisk PAH hos människor, även om kräver både farmakologisk manipulation och hypoxi exponering. Dessutom i alla dessa modeller, kan det finnas en frånkoppling mellan de histopatologiska förändringar, lung tryck och RV funktion i samband med utvecklingen av PAH. Detta är i motsats till den humana sjukdomen, där det finns vanligtvis en proportionell relation mellan histopatologiska förändringar, svårighetsgraden av pulmonary hypertoni och graden av RV misslyckande. Således är en omfattande karakterisering av dessa gnagarmodeller av PH krävs, och innebär bedömningar av RV funktion (vanligen genom ekokardiografi), hemodynamik (av hjärtkateterisering) och histopatologi av hjärtat och lungorna (från vävnads skörd).
I detta protokoll, beskriver vi de grundläggande teknikerna som används för hemodynamiska karakterisering av PAH modeller på råtta och mus. Dessa allmänna tekniker kan tillämpas på någon studie av den högra ventrikeln och lungkärlsystemet och är inte begränsat till modeller av PAH. Visualisera RV genom ekokardiografi är relativt enkelt i råttor, men är mer utmanande i möss på grund av sin storlek och komplex geometri av RV. Dessutom har vissa surrogat som används för att kvantifiera RV funktion, såsom TAPSE, lungartären (PA) accelerationstid och PA Doppler vågform stansning, är inte väl validerade i människor och korrelerar endast svagt med bedömning av pulmonary hypertoni och RV funktion genom invasiva hemodynamiken. Fastställande av RV hemodynamik görs bäst med en sluten bröst, för att bibehålla effekten av ett negativt inre brösttryck med inspiration, även om öppen kista kateterisering med en impedans kateter tillåter bestämning av tryck volym (PV) loopar och en mer detaljerad hemodynamisk karakterisering . Som med varje förfarande, utveckla erfarenhet med de förfaranden som är avgörande för experimentell framgång.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla förfaranden som beskrivs följer riktlinjerna för djurskötsel av Duke University School of Medicine.
1. Innan Starta ordningen
Obs: Innan några djurförsök, se till att lämplig institutionell tillstånd har erhållits. Som med alla förfaranden, använda lämpliga smärtstillande för att säkerställa att det inte finns någon djurens lidande.
- Spola katetrar med hepariniserat steril saltlösning (100 U / ml) för att säkerställa öppenhet. Mark en punkt från spetsen av katetern som motsvarar längden från hjärtat till mitten av halsen (ca 4 cm för råttor och 2 cm för möss).
- Söva mus eller råtta. Val av bedövningsmedel innefattar isofluran (induktions 3-4%, underhåll 1,5% blandas med 100% syre), ketamin / xylazin (80 till 120/10 mg / kg) och pentobarbital (40-80 mg / kg) 6.
- Till exempel, med ketamin: xylazin (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP för möss och 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP för råttor), varar en enda dos för 20-50 min av anestesi. För ekokardiografi, söva mus eller råtta med isofluran (3-4% för induktion och 1,5% för underhåll). Utvärdera anestesidjups genom att klämma gnagare i operationsområdet för att bekräfta att uttags reflexer är frånvarande. Använd veterinär salva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
Obs: Olika anestesimedel kan användas för att erhålla tillförlitliga resultat med korrekt användning och optimering (ses över någon annanstans 6). Vår förkärlek för kateterisering är att använda ketamin: xylazin. Överdosering med ketamin / xylazin kan djupt minska hjärtfrekvensen och hjärtfunktion, så det är viktigt att upprätthålla rätt temperatur och andningskontroll. För att bibehålla hjärtfrekvens (> 400 / min) i möss, vi rutinmässigt utför bilaterala Vagotomy. Mängden av ketamin / xylazin här kommer typiskt senaste 20-30 min, vilket är tillräckligt för att utföra antingen öppen- eller slutna bröstet hjärtkateterisering följt aveuthanizing djuret.
- Till exempel, med ketamin: xylazin (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP för möss och 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP för råttor), varar en enda dos för 20-50 min av anestesi. För ekokardiografi, söva mus eller råtta med isofluran (3-4% för induktion och 1,5% för underhåll). Utvärdera anestesidjups genom att klämma gnagare i operationsområdet för att bekräfta att uttags reflexer är frånvarande. Använd veterinär salva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
- Förbered råtta / mus för den kirurgiska proceduren (Figur 1).
- Raka pälsen från bröstet (för att möjliggöra ekokardiografi) och från operationsområdet, i rätt nacken.
- Skrubba rakade kirurgiska områden med en cirkulär svep från mitten och utåt med hjälp av Betadine, följt av rengöring med en 70% alkoholservett.
- Placera djuret på en kirurgisk plattform med en värmande dyna under. Ställa in värmen för att upprätthålla en kroppstemperatur på 37 till 37,5 ° C. Övervaka kroppstemperaturen med en rektal sond. Hypotermi kan resultera i signifikant bradykardi och hypertermi resulterar i betydande takykardi.
2. Echocardiography
Obs: En fullständig beskrivning av gnagare ekokardiografi beskrivs på annat håll 7. För musen, före anestesi, bilder kan erhållas på vaken, manuellt återhållsamma djur. För rått,bedövning före ekokardiografi är att föredra eftersom råttor är för stora för att manuellt återhållsamma medan vaken).
- Parasternal Long Axis (Plax) View.
- Placera djuret i ryggläge på plattformen eller hålla tillbaka den manuellt.
- Välj B-läge för att projicera en 2D levande bild.
- Rikta ultraljudsgivare med en frekvens på 40 MHz för mus eller 25 MHz för råttor till vänster parasternal linje, och rotera sedan givaren moturs 30 ° med sonden indikatorn pekar i den bakre riktningen (5:00 till 11:00 linjer visade läget) . Vinkel givaren något (gunga längs den korta axeln av omvandlaren i samma tomografiska plan) för att erhålla en fullständig LV kammare vy i mitten av skärmen.
- Leta upp och visa dessa anatomiska strukturer (Figur 2A): lumen från vänster kammare (LV); Skiljeväggen mellan kamrarna (IVS); lumen i den högra ventrikeln (RV); Aortaascendens (AO); och vänster atrium (LA). <li> Byt till M-läget, när dessa ovanstående strukturer är tydligt visualiseras. Placera indikatorlinjen genom den bredaste delen av LV lumen använder AO som referenspunkt och även göra fokus djup ligger i centrum av LV avdelningen (Figur 2B). Göra liknande mätningar av RV genom att ändra vinkling av givaren och få M-läget mätningar.
- Använd cine butik för att skapa en videoloop att registrera data för offline-mätning (LV kammare dimension, FS och LV väggtjocklek).
- Skaffa en doppler spårning av aortautflödet i PW Doppler-läge genom att placera PW markören i aorta och inspelning (figur 2C).
- Växla till B-läge.
- Rotera omvandlaren 90 ° medurs från parasternal långa axeln i syfte att erhålla den parasternala kort-axeln vy (figur 3). Flytta och vinkel givaren mot kraniet till identify aortaklaffen tvärsektionsvyn.
- Identifiera rätt kammares utflöde (RVOT) som en halvmåne-formad struktur lokaliserad till det övre högra till aortan, fortsatte med lungklaffblad och lungartären.
- Håll stadigt i samma position manuellt. Växla till PW Doppler-läge.
Obs: En station plattform för att hålla gnagare och sonden kan användas för att minimera rörelse och variation i givarens position. - Placera provvolymen proximala till den nivå av pulmonell ventil i mitten av den högra ventrikulära utflödesområdet och sedan placera markören parallellt med riktningen för blodflödet genom kärlet (Figur 3B).
OBS: Det är viktigt att justera samplings vinkel mot riktningen för blodflödet eller använda ultraljud programvara för att korrigera för en ändring i vinkel. Utan korrigering, den maximala vinkeln till kärlet är 30 °, vilket motsvarar ~ 15% underskattning av hastigheten. - Adjust skalan (hastigheten för blodflödet) som behövs för att erhålla en "bra" Doppler hölje, som har vita kanter och en mörk ihålig insida indikerar laminärt blodflöde (figur 3C). Anteckna Doppler spårning.
Obs: En "dålig" Doppler kuvertet inte rymma tillräckligt vita kanter och en mörk ihåligt. - Om kateterisering inte utförs vid denna tidpunkt, tillåter gnagare att återhämta sig om anestesi användes. Lämna inte gnagare obevakad tills den har återfått tillräcklig medvetenhet för att upprätthålla sternala VILA och inte returnera den till företaget av andra djur tills den är helt återställd. Om kateterisering utförs, fortsätt till avsnitt 3.
3. Höger hjärtkateterisering
- Slutna bröst strategi för RV tryckmätning
- Inrätta:
- Anslut tryckgivaren till ingångskanal 1. I programmet ställer kanal 1 för tryck och kanaliel 2 för hjärtfrekvensen.
- Att konvertera enheter mmHg, registrera baslinjen spår, utföra en tryckkalibrering manuellt med en tryckmätare (om du använder en blodtrycksomvandlare och PE rör). utför sedan enheter konvertering under kanal 1.
- För att ställa in puls, stänga av inmatning av kanal 2. Välj cykliska mätningar enligt kanal 2 och välj kanal 1 för källa och hastighet för mätning.
- Placera mus / råtta under en dissektion mikroskop med fokus på djupet och en förstoring av 5x.
- Incisionsfilm huden från underkäken till bröstbenet (Figur 1). Placera ett par av upprullningsdon på vardera sidan av snittet för att fullt ut exponera cervikala området.
- Rakt på sak dissekera att separera spottkörtlarna för att exponera den högra yttre jugularvenen med användning av fina trubbiga spets pincett (Figur 4A, B).
- Noggrant isolera den högra yttre halsvenen från omgivande bindväv. <li> Placera två bitar av siden sutur (4-0 för råttor, 6-0 för möss) under den högra yttre halsvenen, ligera venen distalt (så nära med underkäken som möjligt), och sedan binda en lös knut proximalt ( Figur 4C).
- Inrätta:
- Använd iris sax för att göra ett litet "nick" (cut) proximala till den distala Knut.
- Håll katetern med en pincett och föra in katetern i snittet av venen, och sedan dra den proximala knut.
Obs: Vi använder vanligtvis polyeten (PE) -10 slang (~ 2 Fr storlek) för möss och PE-50 (~ 3 Fr storlek) för råttor, som är ansluten till den vanliga tryckgivare genom en 31 G eller 21 G-nål och kalibreras. Markera katetern med en markör vid en längd som ungefär motsvarar placeringen av spetsen i den högra ventrikeln. Som ett alternativ till PE slang, kan användas en Micromanometer kateter. Försiktigt dra den distala knut kan hjälpa införa katetern. - Tryck försiktigt katetern i högerhjärtat och övervakadjupet av avancemang enligt märket. Övervaka trycket spår i programvaran för att kontrollera kateterns läge och identifiera RV tryck (figur 5).
- Håll katetern orörliga och samla in data (växla datainsamling bredvid Start-knappen) för 2 min.
- Fortsätt till provsamling (avsnitt 4).
Notera: PV slinganalys av den högra ventrikeln kan inte utföras med en sluten bröstkorg tillvägagångssätt på grund av styvheten hos konduktans kateter, som ej passerar från SVC till RA. Kommersiellt tillgängliga konduktans katetrar är konstruerade för LV PV slinganalys.
- I programmet satt Kanal 1 för ledningsförmåga; Kanal 2 för tryck; och Kanal 3 för hjärtfrekvensen.
- Intuberas råttorna med en 16 G teflonrör och anslut röret till en mekanisk ventilator. Beräkna och ställ in ventilationsparametrar för möss eller råttor med hjälp av uppföljningening formlerna 6: tidalvolym (Vt, ml) = 6,2 x M 1,01 (M = djurvikt, kg); andningsfrekvens (RR, min -1) = 53,5 x M -0,26 (figur 6A).
- Sprid 70% alkohol på pälsen för att minska spridningen av päls på det kirurgiska området.
- Gör ett snitt under xyphoid processen och bilateralt dissekera huden med en sax mot flanken.
- Skär genom bukväggen och öppna bukhålan genom bilaterala dissektion längs membranet.
- Öppna membranet för att exponera spetsen av hjärtat och bilateralt skär bröstkorgen (figur 6A). Förhindra avdunstning och vävnadstorkning genom att spraya koksaltlösning i bröstkorg och peritonealkaviteter med hjälp av en spruta.
Obs: Vi använder vanligtvis en dissektion sax för att öppna bukhålan och bröstkorgen. Blödning är oftast inte signifikant, men om det blöder, kan diatermi användas. - Noggrant isolat the nedre hålvenen (IVC) från den omgivande bindväven.
- Placera en bit siden sutur (4-0 för råttor, 6-0 för möss) runt IVC, och knyt en lös knut (eller trä suturen genom en 16 G teflonrör) (Figur 6B).
- Punktera apikala RV fria väggen med en 27-30 gauge nål parallellt med RV fria väggen och ta bort nålen. Var noga med att inte skjuta nålen i mer än 4 mm.
Obs: Alternativt kan en liten bit av PE-60 slang användas för att styra punktering av lednings kateter i RV spetsen. - För in ledningskateterspetsen genom sticksår på den apikala RV fria väggen tills alla elektroderna är inne i kammaren (Figur 6C).
- Övervaka trycket volym slinga i programmet och sedan justera läget för katetern att få genomgående formade slingor som inte visar signifikant andnings variation (figur 7B, C).
- Spela inbaslinje PV slingor (växla datainsamling bredvid Start-knappen) i minst 10 sekunder för att erhålla ett antal PV loopar.
- Dra sutur placeras runt IVC att ändra förspänning och registrera PV slingor. Analysera data off-line och härleda olika parametrar RV systolisk funktion (Figur 7D). Denna analys har beskrivits tidigare åtta.
Obs: IVC kan alternativt tilltäppt av pincett. Övervaka RV tryck spår för att bekräfta en minskning av förspänning. - Utför saltlösning och kyvett kalibreringar som tidigare beskrivits för att möjliggöra en övergång från konduktans enhet till volymenhet 6.
- Efter registrering av uppgifter, försiktigt dra ut katetern och placera spetsen av katetern omedelbart i ett vattenbad med saltlösning. Vid slutbehandling, rengör katetern enligt tillverkarens anvisningar.
4. Insamling av hjärt- och lung Prover
Obs: Som procedurerna här enre beskrivs som terminal, måste djuret avlivas efter antingen kopplad eller öppen kista rätt hjärtkateterisering.
- Euthanize mössen genom att öppna bröstkorgen (bilaterala torakotomi) om en sluten kista tillvägagångssätt användes, förblödning, eller genom att stänga av fläkten efter bedövningsmedel överdos.
Obs: Halsdislokation rekommenderas inte. - För att utföra inflation perfusion i lungan, anslut inflations slangen på en ringstand inställd på att blåsa lungan med ett tryck på 20 cmH 2 O (men inte öppna ventilen ännu blåsa lungorna).
- Rakt på sak dissekera luftstrupen från omgivande muskler och bindväv.
- Placera en bit siden sutur (4-0 för råttor, 6-0 för möss) runt luftstrupen, och knyt en lös knut.
- sträcka försiktigt luftstrupen genom att trycka på huvudet och gör ett snitt (70% av omkretsen) nära med underkäken.
- Håll den milda sträckan och sätt i trakealkanyl (20 G för möss eller 16 G för råttor).Säkra kanylen med hjälp av sutur. Ansluta kanylen på uppblåsningsslangen och knyta sutur runt kanylen för att förhindra backflöde av fixeringsmedel.
- Spola lungorna med PBS med hjälp av en 10 ml spruta för att sticka RV fria väggen och injicera mot lungartären. Nick vänster förmak när lungorna börjar blekna.
- Skörda hjärtat genom att skära vid roten av aorta.
- Kläm fast högra nedre loben av lungan med hjälp av en mygga hemostat och skär högra nedre lob. Placera bitarna i mikrocentrifugrör och knäppa frysa i flytande kväve.
- Blåsa upp lungan med 10% buffrad neutrala formalin under 5 min och avlägsnande av trakea kanyl följt av ligering av luftstrupen.
- Dissekera lungan ut ur bröstkorgen och fäst med 10% buffrad neutrala formalin.
Obs! Du kan blåsa lungan med optimal skärmedia (oktober, utspädd 1: 1 med PBS) och frysa i outspädd oktober för senare beredning av frusna sektioner. - Försiktigtseparera förmaken från ventriklarna och isolera den högra ventrikeln fria väggen genom att dissekera längs kammarskiljeväggen.
- Väg RV och LV + septum (LV + S) för att beräkna en Fulton index (RV / LV + S) 9, som kvantifierar graden av RV hypertrofi.
Notera: TheFulton index varierar i olika modeller av PH. Råtta 10: kontroll, 0,28 ± 0,01; hypoxiinducerad, 0,57 ± 0,02; MCT-behandlade, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J mus 11: kontroll, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 dagar), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 dagar), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 dagar), 0,44 ± 0,03. - Snap frysa RV och LV + S i flytande kväve eller fixa i 10% buffrat neutrala formalin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Som rätt hjärtkateterisering hos gnagare är typiskt en terminal förfarande som inte är tillämplig på långtidsuppföljning är ekokardiografi ett utmärkt icke-invasiv alternativ för screening och uppföljning 12. Även lungartären systoliska trycket i människans PAH på ekokardiografi vanligen härrör från tricuspid uppstötningar som är vanligen lätt att erhållas i apikala uppfattning är en sådan uppfattning inte med säkerhet erhållas hos gnagare, vilket hindrar uppskattning av lungartären systoliska trycket genom Doppler. Däremot kan en PSAX vy på aortanivån enkelt visualiseras i gnagare, vilket gör det möjligt att spela in och mäta pulmonell arteriell Doppler spårning, vars form har associerats med graden av pulmonell hypertension 12. Representativa resultat av studierna av ekokardiogram visade demonstreras i figur 3. I detta protokoll, var sonographers blind för behandlingarna eller förfaranden att djur received. Resultaten analyserades off-line.
Rätt hjärtkateterisering och mätning av RVSP, som fungerar som en noggrannhet uppskattning av lungartären systoliska trycket i frånvaro av pulmonell stenos, är den gyllene standarden för kvantifiering av PAH i gnagarmodeller 13,14. I detta protokoll, både slutna bröstet strategi för RV tryckmätning (figur 5) och öppna bröst strategi för RV PV slinganalys (figur 6, 7) presenteras 15,16. Fördelar med slutna bröstet metod är mindre invasiv än den öppna bröst strategi och djur är mer stabila under en längre period 6. Dessutom är ventilations positivt tryck krävs inte med denna metod är inte heller thorax öppnades, bevara de normala högersidiga fyllnadstryck i samband med andning och negativa inre brösttrycket. Den öppna bröst strategi tillåter användning av ledningsförmåga katetrar och fastställandet av PV loopar, fråndär viktiga parametrar för RV funktion kan beräknas. Således är dessa metoder kompletterar eftersom de har olika styrkor och svagheter.
I slutna bröst data som visas från en mus Hx modell är RVSP förhöjd vid 45 mmHg, i överensstämmelse med betydande pulmonell hypertension (Figur 5). I den öppna bröst data som visas från en normal råtta är RVSP betydligt lägre, på 27 mmHg (Figur 7). De relativa volymenheter (RVU) av X-axeln kan omvandlas till volymenheter efter kyvett kalibrering, följt av saltlösning kalibrering för att ta bort den del av konduktansen på grund av hjärtväggen 6,8. Detta gör sedan en beräkning av viktiga parametrar för hjärtfunktion, såsom kontraktilitet (vanligtvis enligt bedömning av slut systoliska elastans, E es), diastoliska funktion (från slut diastoliska trycket volymförhållande), arteriell elastans (Ea) och preload-rekryterbara slagarbetet, calculations enligt vad som diskuteras på andra ställen 6,8.
Figur 1:. Beredning av gnagare för förfarandet Råttor sövdes och bröstet och halsen rakades. Den röda streckade linjen betecknar snittet som kommer att användas för att exponera den yttre halsvenen. Svarta linjer representerar nyckelben och bröstbenet. Den blå cirkel visar sond plats för ekokardiografi.
Figur 2:. Echo syn på olika anatomiska strukturer Dessa representativa bilder är från en vanlig mus. (A) parasternal längdaxel (Plax) vy. LA: Vänster atrium; LV: Lumen av vänster kammare; IVS: skiljeväggen mellan kamrarna; RV: lumen i höger ventricle; AO: Stigande aorta (AO). (OBS: olika avbildnings orientering om Plax kan bero på olika avbildnings konventioner.) (B) M-mode av LV med systolisk (LVs) och diastoliskt (LVD) diameter, och främre (AWT) och bakre väggtjocklek (PWT) noterades. Fraktionerad förkortning beräknas som (LVD-LVs) / LVD. (C) PW Doppler av aorta visar en aorta utflöde signal. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3:. Parasternal kort axel (PSAX) och RVOT utsikt Dessa representativa bilder är från en råtta med MCT PAH. (A) PSAX vy vid mitt pap nivå höger kammare. (B) PSAX vy på aorta nivå. RVOT: höger kammares utflöde trspela teater. PA: lungartären. Ao: aorta. (C) PW Doppler Mode. Provvolymen (gula linjen) är placerad i mitten av den högra ventrikulära utflöde proximal till den nivå av pulmonell ventil. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4:. Exponering av externa halsvenen för kateterisering av en råtta (A) Ett snitt från underkäken till bröstbenet gjordes och ett par av upprullningsdon placerades på vardera sidan av snittet för att exponera det cervikala området. Spott är körtel (SG) är överliggande den yttre halsvenen (EJ). (B) Rakt på sak dissekera att separera spottkörtlar och omgivande bindväv att fullt mobilisera högra yttre halsvenen. (C) Placera distala och proximala 4-0 siden sutur runt högra yttre halsvenen. (D) En PE-50 rör, som används som tryck kateter infördes i den högra EJ. SG: spottkörtel; EJ: yttre halsvenen; DS: Distal sutur; PS: proximal sutur; Cath: Katetern.
Figur 5: vågformer i olika kammare under rätt hjärtkateterisering representativt urval spår av tryckförändringar under rätt hjärtkateterisering av en mus med hypoxi-inducerad PAH.. Panel vänster, mitten och höger förändringar visar tryck (mmHg) över tid (sek) i övre hålvenen (venös), höger förmak (RA), höger ventrikel (RV).
Figur 6: Open-bröstet strategi för RV kateterplacering. (A) Vy efter intubering av luftstrupen, skär genom bukväggen, att öppna bländaren för att exponera spetsen av hjärtat och bilateralt skär bröstkorgen. (B) Isolering och placering av en bit av sutur runt IVC .; och (C) Efter införande av konduktans kateter genom RV apikala fria väggen.
Figur 7: Högerkammartryck volym slinganalys (A) kanaler i programvaran visar ledningsförmågan (RVU - relativa volymenheter), RV tryck (mm Hg) och hjärtfrekvens (BPM).. Utjämning av 7-11 slag krävs för att få bra signal. (B) Placering av konduktansen katetern i ett område som är utsatt för förändringar i respirationsresulterar i PV slingor som är variabel. (C) Stabila PV slingor med rätt placement av konduktansen katetern. (D) Representant familj av PV loopar efter att lindra trycket på nedre hålvenen. Denna familj av kurvor möjliggör en beräkning av slut systoliska elasticiteten (E es - ett mått på hjärtats kontraktilitet) och vaskulär elastans (Ea - ett mått på pulmonell vaskulär elasticitet). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vevo 2100 Imaging System (120V) | VisualSonics, inc. | VS-11945 | |
| Vevo 2100 Imaging Station | VisualSonics, inc. | ||
| High-frequency Mechanical Transducers | VisualSonics, inc. | MS250, MS550D, MS400 | |
| Ultrasound Gel Parker | Laboratories Inc. | 01-08 | |
| PowerLab 4/35 | ADInstruments | ML765 | |
| Labchart 8 | ADInstruments | ||
| BP transducer with stopcock and cable | ADInstruments | MLT1199 | |
| BP transducer calibration kit | ADInstruments | MLA1052 | |
| Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse | Millar | SPR-1000 | Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat) |
| Mikro-Tip Pressure Catheter for rat | Millar | SPR-513 | Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat) |
| Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice | Millar | PVR-1035 | Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse) |
| Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats | Millar | SPR-869 | Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse) |
| Millar PV system MPVS-300 | Millar | MPVS-300 | |
| 4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool | Roboz Surgical | SUT-15-2 | |
| 6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool | Roboz Surgical | SUT-14-1 | |
| Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex | VWR | 21909-248 | |
| VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip | VWR | 82027-588 | |
| VWR Delicate Scissors, 4 1/2" | VWR | 82027-582 | |
| Two star Hemostats, Excelta | VWR | 63042-090 | |
| Neutral-buffered formalin | VWR | 89370-094 | |
| Crotaline | Sigma | C2401 | |
| SU5416 | Tocris Biosciences | 3037 | |
| 3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope | AmScope | SM-3BX | |
| PE (Polyethylene Tubing)-10 | Braintree Scientific Inc | PE10 36 FT | |
| PE (Polyethylene Tubing)-50 | Braintree Scientific Inc | PE50 36 FT | |
| PE (Polyethylene Tubing)-60 | Braintree Scientific Inc | PE60 36 FT | |
| Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit | Kent Scientific | ACV-1205S | |
| Surgisuite multi-functional surgical platform | Kent Scientific | Surgisuite | |
| Retractor set | Kent Scientific | SURGI-5002 | |
| Anesthesia induction chamber | VetEquip | 941443 | |
| Anesthesia Gas filter canister | Kent Scientific | ACV-2001 | |
| Rodent nose cone | VetEquip | 921431 |
References
- Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).
- Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. Rodent models of group 1 pulmonary hypertension. Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).
- Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease. J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).
- Abe, K., et al. Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension. Circulation. 121, 2747-2754 (2010).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
- Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice. J. Vis. Exp. (81), e50912 (2013).
- Abraham, D. M., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice. J Vis Exp. , In revision (2015).
- Vergadi, E., et al. Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension. Circulation. 123, 1986-1995 (2011).
- Mam, V., et al. Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats. J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).
- Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension. Physiol Rep. 1, 00184 (2013).
- Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
- Abe, K., et al. Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats. Circ Res. 94, 385-393 (2004).
- Ma, W., et al. hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease. J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).
- de Man, F. S., et al. Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension. Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).
- de Man, F. S., et al. Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).
- Pritts, C. D., Pearl, R. G. Anesthesia for patients with pulmonary hypertension. Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).
- Paulin, R., et al. A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension. Circ Res. 116, 56-69 (2015).
- Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic assessment of the right heart in mice. J Vis Exp. , (2013).
- Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. , e51041 (2014).
