Introduction
Pulmonal arteriell hypertensjon (PAH) er en sykdom i det pulmonare vaskulatur assosiert med inflammatorisk celleinfiltrasjon, glatt muskel proliferasjon og endotelcelle apoptose. Disse endringene føre til utslettelse av lunge arterioler, senere fører til høyre ventrikkel (RV) dysfunksjon og hjertesvikt. For å forstå patofysiologien underliggende PAH og RV svikt i PAH, har en rekke forskjellige modeller, inkludert genetiske og farmakologiske modeller, for å studere denne sykdommen blitt utviklet (gjennomgått andre steder 1,2).
Av disse modellene, de mest populære er hypoksi-indusert (Hx) PAH i musen og monocrotaline (MCT) og SU5416-hypoksi (SuHx) modeller i rotte. I mus Hx modellen blir mus eksponert for 4 uker med hypoksi (enten normobaric eller hypobar, tilsvarende en høyde på 18.000 fot med en FiO2 på 0,10), med resulterende utvikling av mediale proliferasjon økte RV systolic press og utvikling av RV hypertrofi tre. MCT ved en enkelt dose på 60 mg / kg fører til skade på pulmonære endotelceller gjennom en uklar mekanisme som deretter resulterer i utvikling av PAH 4. SU5416 er en inhibitor av vaskulær endotelial vekstfaktor-reseptorer (VEGFR) 1 og 2 blokkering, og behandling med en enkel subkutan injeksjon av 60 mg / kg etterfulgt av eksponering for kronisk hypoksi i 3 uker resulterer i permanent pulmonal hypertensjon med patologiske endringer liknende til det man ser i sykdom hos mennesker, med dannelse av oblitererende vaskulære lesjoner 5. I de siste årene har flere transgene musemodeller for pulmonal hypertensjon blitt utviklet. Disse inkluderer knockout og mutasjoner av bein morfogenetiske protein reseptor 2 (BMPR2), som BMPR2 genmutasjoner finnes i både familiære og idiopatisk former for PAH, heme oxygenase-en knockout og IL-6 overekspresjon (gjennomgått andre steder 1,2).
Disse ulike gnager modeller av PH har ulike nivåer av pulmonal hypertensjon, RV hypertrofi og RV fiasko. Mens hypoksi og ulike transgene musemodeller resultere i mye mildere PAH enn enten rottemodell 1, betyr det at testing av ulike genetiske mutasjoner og deres tilknyttede molekylære signalveier. MCT-modellen resulterer i alvorlig PAH, selv om MCT ser ut til å være giftig for endotelceller i flere vev 4. Den SuHx modellen er preget av vaskulær endres mer lik den man ser ved idiopatisk PAH hos mennesker, selv krever både farmakologisk manipulasjon og hypoksi eksponering. Videre, i alle disse modellene, kan det være en frakobling mellom de histopatologiske endringer, lungetrykk og RV-funksjonen assosiert med utvikling av PAH. Dette er i motsetning til den humane sykdommen, hvor det er vanligvis en proporsjonal sammenheng mellom histopatologiske forandringer, alvorligheten av pulmonær hypertensjon og graden av RV svikt. Dermed er en omfattende karakterisering av disse gnager modeller av PH nødvendig, og innebærer vurdering av RV-funksjon (typisk ved ekkokardiografi), hemodynamics (ved hjertekateterisering) og histopatologi av hjertet og lungene (fra vev høsting).
I denne protokollen beskriver vi de grunnleggende teknikkene som brukes for hemodynamiske karakterisering av PAH-modeller i rotte og mus. Disse generelle teknikker kan brukes på en hvilken som helst undersøkelse av den høyre ventrikkel og pulmonal blodkar og er ikke begrenset til modeller av PAH. Visualisering RV ved ekkokardiografi er relativt enkelt i rotter, men er mer utfordrende i mus på grunn av sin størrelse og kompleks geometri av RV. Dessuten, noen surrogater som brukes for å kvantifisere RV funksjon, for eksempel TAPSE, lungearterien (PA) akselerasjonstiden og PA Doppler bølgeform innskjæring, er ikke godt validert hos mennesker og relatere bare svakt med vurdering av pulmonary hypertensjon og RV funksjon av invasive hemodynamics. Bestemmelse av RV hemodynamics gjøres best med en lukket brystet, for å opprettholde effekten av en negativ intrathoracic trykk under inspirasjon, selv om åpent bryst kateter med en impedans kateter tillater bestemmelse av trykk-volum (PV) sløyfer og en mer detaljert hemodynamisk karakterisering . Som med en hvilken som helst fremgangsmåte, utvikle erfaring med de prosedyrer som er kritisk for eksperimentell suksess.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrer beskrevet følge retningslinjene fra Duke University School of Medicine dyr omsorg.
1. Før du starter prosedyren
Merk: Før noen dyr prosedyrer sikre at passende institusjonelle tillatelse er innhentet. Som med alle prosedyrer, bruk passende smertestillende medikamenter for å sikre at det ikke er dyr lidelse.
- Skyll kateter med heparinisert sterilt saltvann (100 U / ml) for å sikre åpenheten. Mark et punkt fra spissen av kateteret som tilsvarer lengden fra hjertet til midten av halsen (ca. 4 cm for rotter og 2 cm for mus).
- Anesthetize mus eller rotte. Valg av bedøvelse omfatter isofluran (induksjon 3-4%, vedlikehold 1,5% blandet med 100% oksygen), ketamin / xylazin (80-120 / 10 mg / kg) og pentobarbital (40-80 mg / kg) 6.
- For eksempel med ketamin: xylazin (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP for mus og 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP for rotter), varer i en enkelt dose for 20-50 min av anestesi. For ekkokardiografi, bedøve mus eller rotte med isofluran (3-4% for induksjon og 1,5% for vedlikehold). Vurdere anestesidybden ved å knipe den gnager i operasjonsområdet for å bekrefte at abstinens reflekser er fraværende. Bruk veterinær salve på øynene for å hindre tørrhet mens under anestesi.
Merk: Ulike anestesimidler kan brukes for å få pålitelige resultater med riktig bruk og optimalisering (gjennomgått andre steder 6). Våre preferanse for kateterisering er å bruke ketamin: xylazin. Overdose med ketamin / xylazin kan dypt redusere hjertefrekvensen og hjertefunksjon, så det er viktig å opprettholde riktig temperatur og luftkontroll. For å opprettholde hjertefrekvensen (> 400 / min) i mus, vi rutinemessig utfører bilateral vagotomi. Mengden av ketamin / xylazin her vil typisk siste 20-30 minutter, som er tilstrekkelig til å utføre en åpne- eller lukket bryst hjerte kateterisering etterfulgt aveuthanizing dyret.
- For eksempel med ketamin: xylazin (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP for mus og 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP for rotter), varer i en enkelt dose for 20-50 min av anestesi. For ekkokardiografi, bedøve mus eller rotte med isofluran (3-4% for induksjon og 1,5% for vedlikehold). Vurdere anestesidybden ved å knipe den gnager i operasjonsområdet for å bekrefte at abstinens reflekser er fraværende. Bruk veterinær salve på øynene for å hindre tørrhet mens under anestesi.
- Klargjør rotte / mus for det kirurgiske inngrepet (Figur 1).
- Barbere pelsen fra brystet (for å tillate ekkokardiografi) og fra operasjons regionen, i riktig halsen.
- Skrubb barbert kirurgiske regionene med en sirkulær feie fra midten og utover ved hjelp av Betadine, etterfulgt av rensing med 70% spritserviett.
- Plasser dyret på en kirurgisk plattform med en oppvarming pad under. Angi at varmeeffekten for å opprettholde en kroppstemperatur på 37 til 37,5 ° C. Overvåk kroppstemperatur med en rektal probe. Hypotermi kan resultere i betydelige bradykardi og hypertermi resulterer i betydelig takykardi.
2. Ekkokardiografi
Merk: En fullstendig beskrivelse av gnager ekkokardiografi er beskrevet andre steder 7. For musa, før anestesi, bilder kan fås på våken, manuelt behersket dyr. For rotte,bedøvelse før ekkokardiografi er foretrukket som rotter er altfor store til å bli manuelt holdes igjen mens våken).
- Parasternal Long Axis (Plax) View.
- Plasser dyret i liggende stilling på plattformen eller begrense det manuelt.
- Velg B-modus for å projisere et 2D levende bilde.
- Juster ultralyd svinger med en frekvens på 40 MHz for mus eller 25 MHz for Rats til venstre parasternal linje, og roter svingeren mot klokken 30 ° med sonden indikatoren peker i hale retning (fem-elleve linjeposisjon) . Vinkel den svinger litt (gynge langs den korte aksen av svingeren i samme plan tomografisk) for å oppnå en fullstendig LV kammer vis i midten av skjermen.
- Finn og vise disse anatomiske strukturer (figur 2A): lumen av venstre ventrikkel (LV); Interventricular septum (IVS); lumen av høyre ventrikkel (RV); Stigende aorta (AO); og Venstre atrium (LA). <li> Bytt til M-modus, når disse strukturene over er tydelig visualisert. Plasser indikatorlinje gjennom den bredeste delen av LV lumen ved hjelp AO som referansepunkt, og også gjøre det fokus dybde ligger i sentrum av LV Chamber (figur 2B). Gjør tilsvarende målinger av RV ved å endre vinkelen på svingeren og skaffe M modus målinger.
- Bruk smalfilm butikken for å lage en video sløyfe å registrere data for offline måling (LV kammer dimensjon, FS og LV veggtykkelse).
- Skaff en doppler sporing av aorta utgang i PW-doppler-modus ved å plassere PW markøren i aorta og opptak (figur 2C).
- Bytt til B-modus.
- Roter svingeren 90 ° med klokken fra parasternal lange aksen sikte på å oppnå parasternal short-aksen view (figur 3). Flytt og vinkel svingeren mot kraniet til identify aortaklaffen tverrsnitt.
- Identifiser høyre ventrikkel utløpskanalen (RVOT) som en halvmåneformet struktur lokalisert til øvre høyre til aorta, fortsatte med lungeventil brosjyrer og lungearterien.
- Hold stø på samme posisjon manuelt. Bytt til PW-doppler-modus.
Merk: En stasjon plattform for å holde den gnager og sonden kan anvendes for å minimere bevegelse og variasjon i transduseren stilling. - Plasser prøvevolumet proksimalt til nivået av pulmonal ventil i sentrum av den høyre ventrikkel utløpskanal og deretter plassere markøren parallelt med retningen av blodstrømmen gjennom beholderen (figur 3B).
Merk: Det er viktig å justere prøvetaking vinkel i forhold til retningen av blodstrømmen eller bruk av ultralyd programvare for å korrigere for en endring i vinkel. Uten korrigering, den maksimale vinkel i forhold til fartøyet er 30 °, noe som svarer til ~ 15% undervurdering av hastigheten. - adjust skalaen (hastigheten av blodstrømmen) som er nødvendig for å oppnå en "god" Doppler-konvolutt, som har hvite kanter og en mørk hul innvendig indikerer laminær blodstrøm (figur 3C). Spill Doppler sporing.
Merk: En "dårlig" Doppler konvolutten har ikke plass nok hvite kanter og en mørk hule. - Ved kateterisering ikke blir utført ved dette tidspunktet, la gnager å gjenopprette hvis bedøvelse ble anvendt. Ikke la gnager uten tilsyn før det har gjenvunnet nok bevissthet til å opprettholde sternal recumbency, og ikke returnere den til selskap med andre dyr før det er fullt restituert. Hvis kateterisering utføres, fortsett til punkt 3.
3. Høyreklikk hjertekateterisering
- Lukket brystet tilnærming for RV trykkmåling
- Setup:
- Koble trykkgiveren til inngangskanal 1. I programvaren angir du kanal 1 for trykk og flael 2 for hjertefrekvens.
- For å konvertere enheter mmHg, registrerer baseline spor, utføre et trykk kalibrering manuelt ved hjelp av en trykkmåler (hvis du bruker en blodtrykket svinger og PE rør). Deretter utfører enheter konvertering under kanal 1.
- Slik angir hjertefrekvens, slår du av inngangen på kanal 2. Velg sykliske målt under kanal 2 og velge kanal 1 for kilde og hastighet for måling.
- Plasser mus / rotte under en disseksjon mikroskop med fokus på dybde og en forstørrelse på 5x.
- Innsnittet i huden fra kjeven til brystbenet (figur 1). Plassere et par av haker på hver side av snittet til fullt ut å utsette den cervikale område.
- Rett ut dissekere å separere spyttkjertlene å eksponere den høyre ytre halsvene med den fine butt tupp tang (figur 4A, B).
- isolere nøye den høyre ytre halsvene fra det omgivende bindevev. <li> Plasser to stykker av silke sutur (4-0 for rotter, 6-0 for mus) under høyre ytre halsvenen, ligate venen distalt (så nær kjeven som mulig), og deretter knytte en løs knute proksimalt ( Figur 4C).
- Setup:
- Bruk iris saks til å lage en liten "nick" (cut) proksimalt for distale bundet knuten.
- Hold kateteret med en pinsett og sette kateteret i snittet av venen, og stram den proksimale knute.
Merk: Vi bruker vanligvis polyetylen (PE) -10 slange (~ 2 Fr størrelse) for mus og PE-50 (3 ~ Fr størrelse) for rotter, som er koblet til det faste trykktransduseren gjennom en 31 g eller 21 G nål og kalibrert. Marker kateteret med en markør på en lengde omtrent tilsvarende plassering av spissen i høyre ventrikkel. Som et alternativ til PE-rør, kan et mikromanometer kateter anvendes. Forsiktig trekke den ytre knuten kan hjelpe innføre kateteret. - Skyv kateter inn i høyre hjerte og monitordybden av avansement henhold til merket. Overvåke trykket spor i programvaren for å bekrefte kateteret plassering og identifisere RV trykk (figur 5).
- Hold kateteret immobile og samle data (vippedataregistrering ved siden av Start-knappen) for 2 min.
- Fortsett til prøvetaking (§ 4).
Merk: PV sløyfe analyse av det høyre hjertekammer, kan ikke utføres med en lukket bryst tilnærmingen på grunn av stivheten av kateter konduktans, som ikke passerer fra den SVC til RA. Kommersielt tilgjengelige konduktans katetre er konstruert for LV PV løkke analyse.
- I programvaren satt Kanal 1 for ledningsevne; Kanal 2 for press; og Channel 3 for hjertefrekvens.
- Intubere rottene med en 16 G Teflon rør og koble røret til en mekanisk ventilator. Beregne og sette ventilasjonsparametre for mus eller rotter ved hjelp av oppfølginging formler 6: tidevolum (V t, ml) = 6,2 x M 1,01 (M = dyr masse, kg); respirasjonsfrekvens (RR, min -1) = 53,5 x M -0,26 (Figur 6A).
- Spre 70% alkohol på pelsen for å redusere spredningen av pelsen på operasjonsområdet.
- Lag et snitt under xyphoid prosessen og bilateralt dissekere huden med saks mot flanken.
- Skjære gjennom bukveggen og åpne bukhulen ved bilateral disseksjon langs membranen.
- Åpne membranen for å avdekke toppen av hjertet og bilateralt skjære brystkassen (figur 6A). Forhindre fordamping og vev tørking ved spraying saltvann til thorax og peritoneale hulrom ved hjelp av en sprøyte.
Merk: Vi bruker vanligvis en disseksjon saks for å åpne bukhulen og brystkassen. Blødning er vanligvis ikke signifikant, men hvis det er blødning, kan elektrokauterisering brukes. - Nøye isolat the inferior vena cava (IVC) fra det omgivende bindevev.
- Legg et stykke silke sutur (4-0 for rotter, 6-0 for mus) rundt IVC, og deretter knytte en løs knute (eller træ sutur gjennom en 16 G Teflon rør) (figur 6B).
- Punkter apikale RV gratis veggen med en 27-30 gauge nål parallelt med RV frie veggen og ta ut nålen. Vær forsiktig med å presse nålen i mer enn 4 mm.
Merk: Alternativt kan et lite stykke av PE-60-slange brukes for å lede punktering av konduktansen kateter inn i RV apex. - Sett konduktansen kateterspissen gjennom stikksår i den apikale RV fri vegg til alle elektrodene er inne i ventrikkelen (figur 6C).
- Overvåke trykket volum sløyfe i programmet, og deretter justere plasseringen av kateteret for å oppnå konsekvent formede sløyfer som ikke viser signifikant variasjon av luftveiene (figur 7B, C).
- Rekordbaseline PV sløyfer (vippedataregistrering ved siden av Start-knappen) i minst 10 sekunder for å få en rekke PV looper.
- Trekk sutur plassert rundt IVC å endre forhåndslaster og registrere PV sløyfer. Analysere dataene off-line og utlede ulike parametre for RV systolisk funksjon (figur 7D). Denne analysen er blitt beskrevet tidligere 8.
Merk: IVC kan alternativt tilstoppet av tang. Overvåk RV press spor å bekrefte reduksjon av forspenning. - Utføre saltvann og kuverten kalibreringer som tidligere beskrevet for å gi en omdannelse fra konduktans enheter til volumenheter 6.
- Etter registrering av data, trekk forsiktig kateteret ut og plassere tuppen av kateteret umiddelbart inn et vannbad med saltvann. Ved ferdigstilling, rengjør kateteret henhold til produsentens anvisninger.
4. Innsamling av hjerte og lunge Samples
Merk: Som prosedyrene her enre beskrevet som terminal, skal dyret avlives etter enten lukket-eller åpen kiste høyre hjertekateterisering.
- Avlive mus ved å åpne brystkassen (bilateral Thoracotomi) hvis en lukket kiste tilnærming ble brukt, exanguination, eller ved å slå av respiratoren etter narkosen overdose.
Merk: Livmorhals forvridning er ikke anbefalt. - For å utføre inflasjon perfusjon av lungene, koble inflasjon slangen på en ringstand satt til å blåse opp lungene med et trykk på 20 CMH 2 O (men ikke åpne ventilen ennå å blåse lungene).
- Rett ut dissekere luftrøret fra omliggende muskler og bindevev.
- Legg et stykke silke sutur (4-0 for rotter, 6-0 for mus) rundt luftrøret, og deretter knytte en løs knute.
- Forsiktig strekke luftrøret ved å trykke på hodet og gjøre et kutt (70% av omkretsen) nær kjeven.
- Hold den milde strekk og sett trakeal kanyle (20 G for mus eller 16 G for rotter).Fest kanylen med sutur. Koble kanylen på inflasjon slangen og knytte sutur rundt kanylen for å hindre tilbakestrømning av fiksativ.
- Skyll lungene med PBS ved hjelp av en 10 ml sprøyte til å stikke RV frie veggen og injisere mot lungearterien. Nick venstre atrium når lungene begynner å forvelle.
- Høste hjertet ved å kutte ved roten av aorta.
- Klem høyre nedre flik av lunge ved hjelp av en mygg pinsetten og kutte høyre nedre lapp. Plasser brikkene til mikrosentrifugerør og smekk fryse i flytende nitrogen.
- Blåses lungen med 10% bufret formalin-nøytral i 5 minutter og fjerne luftrøret kanyle, etterfulgt av ligering av luftrøret.
- Dissekere lungen ut av thorax og feste med 10% bufret formalin-nøytral.
Merk: Du kan også blåse opp lungene med optimal skjæring media (OCT, fortynnet 1: 1 med PBS) og fryse i ufortynnet oktober for senere utarbeidelse av frosne seksjoner. - nøyeskille atria fra ventriklene, og isolere den høyre ventrikkel fri vegg ved å dissekere langs interventrikulære septum.
- Vei RV og LV + septum (LV + S) for å beregne en Fulton indeks (RV / LV + S) 9, som kvantifiserer graden av RV hypertrofi.
Merk: TheFulton Index varierer i ulike modeller av PH. Rotte 10: kontroll, 0,28 ± 0,01; hypoksi-indusert, 0,57 ± 0,02; MCT-behandlet, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J mus 11: kontroll, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 dager), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 dager), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 dager), 0,44 ± 0,03. - Snap fryse RV og LV + S i flytende nitrogen eller fikse i 10% bufret-nøytral formalin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Som høyre hjertekateterisering hos gnagere er vanligvis en terminal prosedyre som er ikke aktuelt å longitudinell oppfølging, er ekkokardiografi et utmerket invasiv alternativ for screening og oppfølging 12. Mens lungearterien systoliske trykket i humant PAH i ekkokardiografi er vanligvis avledet fra trikuspidal oppgulp som vanligvis er lett å oppnås i apex, er et slikt vis ikke pålitelig oppnådd i gnagere, hindrer estimering av lungearterien systolisk trykk ved Doppler. Imidlertid kan en PSAX syn på aortic nivå lett bli visualisert i gnagere, som gjør det mulig å registrere og måle pulmonal arteriell Doppler tracing, formen som har vært assosiert med graden av pulmonal hypertensjon 12. Representative resultater av ekkokardiografi studiene er vist i figur 3. I denne protokollen, ble sonographers blindet for behandling eller prosedyrer som dyr received. Resultatene ble analysert off line.
Høyre hjerte kateterisering og måling av RVSP, som fungerer som en nøyaktighet estimering av lungearterie systolisk trykk i fravær av pulmonal stenose, er gullstandard for kvantifisering av PAH i gnagermodeller 13,14. I denne protokollen, både med lukket bryst tilnærming for RV trykkmåling (figur 5) og åpne brystet tilnærming for RV PV sløyfe-analyse (figur 6, 7) er presentert 15,16. Fordeler med lukket bryst tilnærmingen er mindre inngrep enn det åpne brystet tilnærming og dyr er mer stabil for en lengre periode 6. Dessuten er overtrykksventilasjon ikke nødvendig med denne tilnærmingen er heller thorax åpnet, bevare den normale høyresidig fylling press knyttet til negativ intrathoracic press pust og. Den åpne brystet tilnærming tillater bruk av konduktans kateter og bestemmelse av PV løkker, frasom viktige parametre for RV funksjonen kan beregnes. Således er disse metodene er komplementære når de har forskjellige styrker og svakheter.
I lukket brystet data vist fra en mus Hx modell, er RVSP forhøyet 45 mmHg, i samsvar med betydelig pulmonal hypertensjon (figur 5). I de åpne brystet data vist fra en vanlig rotte, er RVSP betydelig lavere, på 27 mmHg (figur 7). De relative volumenheter (RVU) av X-aksen, kan omdannes til volumenheter etter kyvette kalibrering, etterfulgt av saltløsning kalibrering for å fjerne komponenten av konduktans på grunn av hjerteveggen 6,8. Dette gir da en beregning av viktige parametre for hjertefunksjon, for eksempel kontraktilitet (vanligvis vurdert ved slutt systolisk elastance, E es), diastolisk funksjon (fra slutt diastolisk trykk volum forhold), arteriell elastance (E a) og preload-recruitable slag arbeid, calculations av som er omtalt andre steder 6,8.
Figur 1:. Utarbeidelse av gnager for prosedyren Rotter ble bedøvet og brystet og halsen ble barbert. Den røde stiplet linje betegner innsnitt som vil bli brukt for å eksponere den eksterne halsvene. Svarte linjer representerer clavicles og brystbenet. Den blå sirkelen viser sonden sted for ekkokardiografi.
Figur 2:. Echo utsikt over ulike anatomiske strukturer Disse representative bildene er fra en vanlig mus. (A) parasternal lang akse (Plax) visning. LA: Venstre atrium; LV: Lumen av venstre ventrikkel; IVS: Interventrikulær septum; RV: Hulrommet av den høyre ventricle; AO: Stigende aorta (AO). (MERK: Ulike bildeorientering på Plax kan skyldes ulike bilde konvensjoner.) (B) M-modus på LV med LV systoliske (LVS) og diastolisk (LVd) diameter, og anterior (AWT) og bakre veggtykkelse (PWT) bemerket. Delvis forkorting beregnes som (LVd-LVS) / LVd. (C) PW-doppler av aorta demonstrere en aortic strøm signal. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3:. Parasternal short-aksen (PSAX) og RVOT utsikt Disse representative bildene er fra en rotte med MCT PAH. (A) PSAX syn på mid-pap nivå av høyre ventrikkel. (B) PSAX syn på aortic nivå. RVOT: høyre ventrikkel utløps trhandling. PA: lungearterien. Ao: aorta. (C) PW-doppler-modus. Prøvevolumet (gul linje) er plassert i midten av høyre ventrikkel utløpskanalen proksimale til nivået av pulmonal ventilen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Fig. 4: Eksponering av ytre halsvene for kateterisering av en rotte (A) Et snitt fra kjeven til brystbenet ble gjort, og et par av haker ble plassert på hver side av innsnitt for å eksponere den cervikale område. Spyttkjertel er (SG) er overliggende den ytre halsvene (EJ). (B) Bluntly dissekere å skille spyttkjertlene og omkringliggende bindevev til fullt mobil høyre ytre halsvene. (C) Plasser distale og proksimale 4-0 silke sutur rundt den høyre ytre halsvene. (D) En PE-50 rør anvendes som trykk kateter ble innsatt i den høyre EJ. SG: spyttkjertel; EJ: ytre halsvenen; DS: Distal sutur; PS: proksimale sutur; Cath: kateter.
Figur 5: Waveforms i forskjellige kamre under høyre hjertekateterisering representativt utvalg spor av trykkforandringer under høyre hjertekateterisering av en mus med hypoksi-indusert PAH.. Panel venstre, midtre og høyre viser trykkendringer (mmHg) over tid (sek) i superior vena cava (venøs), høyre atrium (RA), høyre ventrikkel (RV).
Figur 6: Åpen brystet tilnærming for RV kateteriseringen. (A) Se etter intubasjon av trachea, skjære gjennom bukveggen, åpning av mellomgulvet for å avdekke toppen av hjertet og bilateralt skjære brystkassen. (B) Isolering og plassering av et stykke sutur rundt IVC .; og (C) Etter innføring av konduktansen kateteret gjennom RV apikale frie vegg.
Figur 7: Høyre ventrikkel trykk-volum sløyfe analyse (A) Kanaler i programvaren viser ledningsevne (RVU - relative volumenheter), RV trykk (mmHg) og puls (BPM).. Glatting av 7-11 slag er nødvendig for å oppnå godt signal. (B) Plassering av konduktansen kateteret i et område som er utsatt for endringer i respirator resulterer i PV løkker som er variabel. (C) Montert PV looper med riktig placement av konduktansen kateteret. (D) Representant familie av PV looper etter trykkavlastning på vena cava inferior. Denne familien av kurver tillater en beregning av slutt systolisk elastance (E es - et mål på hjertets kontraktilitet) og vaskulær elastance (E a - et mål på pulmonal vaskulær elastance). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vevo 2100 Imaging System (120V) | VisualSonics, inc. | VS-11945 | |
| Vevo 2100 Imaging Station | VisualSonics, inc. | ||
| High-frequency Mechanical Transducers | VisualSonics, inc. | MS250, MS550D, MS400 | |
| Ultrasound Gel Parker | Laboratories Inc. | 01-08 | |
| PowerLab 4/35 | ADInstruments | ML765 | |
| Labchart 8 | ADInstruments | ||
| BP transducer with stopcock and cable | ADInstruments | MLT1199 | |
| BP transducer calibration kit | ADInstruments | MLA1052 | |
| Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse | Millar | SPR-1000 | Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat) |
| Mikro-Tip Pressure Catheter for rat | Millar | SPR-513 | Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat) |
| Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice | Millar | PVR-1035 | Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse) |
| Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats | Millar | SPR-869 | Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse) |
| Millar PV system MPVS-300 | Millar | MPVS-300 | |
| 4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool | Roboz Surgical | SUT-15-2 | |
| 6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool | Roboz Surgical | SUT-14-1 | |
| Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex | VWR | 21909-248 | |
| VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip | VWR | 82027-588 | |
| VWR Delicate Scissors, 4 1/2" | VWR | 82027-582 | |
| Two star Hemostats, Excelta | VWR | 63042-090 | |
| Neutral-buffered formalin | VWR | 89370-094 | |
| Crotaline | Sigma | C2401 | |
| SU5416 | Tocris Biosciences | 3037 | |
| 3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope | AmScope | SM-3BX | |
| PE (Polyethylene Tubing)-10 | Braintree Scientific Inc | PE10 36 FT | |
| PE (Polyethylene Tubing)-50 | Braintree Scientific Inc | PE50 36 FT | |
| PE (Polyethylene Tubing)-60 | Braintree Scientific Inc | PE60 36 FT | |
| Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit | Kent Scientific | ACV-1205S | |
| Surgisuite multi-functional surgical platform | Kent Scientific | Surgisuite | |
| Retractor set | Kent Scientific | SURGI-5002 | |
| Anesthesia induction chamber | VetEquip | 941443 | |
| Anesthesia Gas filter canister | Kent Scientific | ACV-2001 | |
| Rodent nose cone | VetEquip | 921431 |
References
- Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).
- Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. Rodent models of group 1 pulmonary hypertension. Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).
- Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease. J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).
- Abe, K., et al. Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension. Circulation. 121, 2747-2754 (2010).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
- Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice. J. Vis. Exp. (81), e50912 (2013).
- Abraham, D. M., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice. J Vis Exp. , In revision (2015).
- Vergadi, E., et al. Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension. Circulation. 123, 1986-1995 (2011).
- Mam, V., et al. Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats. J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).
- Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension. Physiol Rep. 1, 00184 (2013).
- Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
- Abe, K., et al. Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats. Circ Res. 94, 385-393 (2004).
- Ma, W., et al. hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease. J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).
- de Man, F. S., et al. Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension. Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).
- de Man, F. S., et al. Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).
- Pritts, C. D., Pearl, R. G. Anesthesia for patients with pulmonary hypertension. Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).
- Paulin, R., et al. A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension. Circ Res. 116, 56-69 (2015).
- Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic assessment of the right heart in mice. J Vis Exp. , (2013).
- Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. , e51041 (2014).
