Introduction
Leveren sinusoids inneholder mange leukocytter subtyper av ulike immun aktiviteter kritiske til organismen. For eksempel er marginating lever (MH) naturlige dreperceller (NK) celler, også kjent som pit-celler, karakterisert morfologisk som store granulære lymfocytter (LGLs) og funksjonelt som leukocytter med spontan cytotoksisk kapasitet, slik at hepatisk-motstand mot etablering av blod- båret tumormetastaser. Målet med fremgangsmåten presentert heri er å muliggjøre selektiv høsting av MH leukocytter, for å studere dette viktig og unikt cellepopulasjon (og immun rommet), og for å belyse virkningen av forskjellige manipuleringer (for eksempel aktivering av immunsystemet) på følgende spesifikke celler.
Til tross for svikt i immunitet for å eliminere en utvikling av primær tumor, bevis på kreftpasienter og dyreforsøk tyder på at immunsystemet kan kontrollere sirkulerende tumorceller, mikrometastaser, og restsykdom igjennomgh cellemediert immunitet (CMI). Men det er en tilsynelatende uoverensstemmelse mellom disse in vivo-egenskapene og in vitro studier i mennesker og i dyr, som viser at de fleste autologe tumorceller er motstandsdyktig mot cytotoksisitet av sirkulerende leukocytter eller milt 1,2. Denne uoverensstemmelse kan skyldes, i det minste delvis, til det in vivo eksistensen av en distinkt leukocytt subpopulasjon, nemlig marginating-lever (sinus) leukocytter og deres subpopulasjon av aktiverte NK-celler, nemlig cellene 3 gropen. Faktisk, upubliserte data fra vårt laboratorium indikerte at i F344 rotter syngeniske tumorceller (MADB106), som ble funnet å være resistent til sirkulerende leukocytter og milt, ble lysert ved MH-NK-celler 4. Således kan tumorceller som er angivelig "NK-resistente" for å sirkulerende leukocytter bli styrt av MH-NK-celler. Merke, i mus den forbedrede aktivitet av MH-NK er åpenbart bare følgende in vivo immunstimulering (for eksempel ved bruk av Poly I: C eller CpG-C) 5.
Lever-spesifikke NK-celler (MH-NK) ligger inne i sinus lumen, å følge endotelceller og Kupffer celler. MH-NK-celler er utelukkende kjennetegnet ved tette sfæriske granuler og stangkjerne vesikler 6, som inneholder sur fosfatase som lysosomale enzymer og perforin og granzymes som bioaktive stoffer 7,8. Sammenlignet med sirkulerende NK-celler, MH-NK-celler utviser et høyere antall og størrelse av granuler og vesikler 9-11. Under inflammatoriske tilstander, ble MH-NK-celler er vist å oppvise høyere ekspresjon av LFA-1-12, sammenlignet med sirkulerende NK-celler. Denne forbedrede ekspresjon kan utgjøre en mekanisme ved hvilken MH-NK-celler er mer cytotoksisk mot visse tumorceller enn sirkulerende NK-celler 13,14. nterestingly etter in vitro inkubering med interleukin (IL) -2, MH-NK-celler blir forstørret, ogderes antall og størrelse på granulater øke, som alle er i samsvar med en pro fi le av lymfokin-aktivert drapsmann (LAK) celler 15.
Aktive MH leukocytter ikke kan utelukkende oppnås gjennom standard leveren leukocytt høstemetoder, som er basert på slipe- og biologisk nedbrytning av vev. Vår perfusjon metode som her er beskrevet har to viktige fordeler sammenlignet med de vanlige tilnærminger. Først perfusjon tilnærming selektivt høster MH leukocytter, forebygge forurensning av andre leukocytter fra andre lever avdelinger. For det andre perfusjon teknikken bedre bevarer integriteten, aktiviteten, og den fysiologiske miljøet i MH leukocytter, i motsetning til vevet behandling tilnærminger som skader cellene eller endre deres morfologi, og på grunn av vevsskade, indusere frigjørelsen av forskjellige faktorer som markert modulere immun aktivitet.
Leveren er et viktig målorgan for cancer metastase ennd for ulike infeksjoner 16. Som MH celler oppviser unike egenskaper er det viktig å studere denne bestemt populasjon under forskjellige betingelser med hensyn til disse patologiene. For eksempel, er det verd å merke seg at systemisk aktivering av immunsystemet ved hjelp av forskjellige BRM (f.eks poly I: C eller CpG-C) er blitt vist å aktivere MH-leukocytter mer enn 5 sirkulerende leukocytter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Etikk Uttalelse: Prosedyrer som involverer dyr fag har blitt godkjent av Institutional Animal Care og bruk Committee (IACUC) ved Tel-Aviv University.
1. Rotter Protocol
- Forberedelser
- Forbered heparinisert PBS (30 enheter / ml) oppløsning som skal brukes ved romtemperatur (RT) ved å tilsette 30 enheter uten konserveringsmiddel heparin per ml fosfatbufret saltvann (PBS) 1x løsning. Beregn 35 ml per dyr.
- Pass heparinisert PBS gjennom peristaltiske pumpe linjer og sommerfugl nåler for å fjerne luftbobler.
- Steril kirurgiske verktøy - 2 par saks, avstumpet kanter tang, 2 hemostats og tann-vev tang (autoklav ved 121 ° C i minst 30 min på gravitasjon (tørr) innstilling).
- Perfusjon av leveren og innkreving av MH-leukocytter
- Avlive dyret med en overdose av 8% isofluran. Som en forholdsregel, plassere en 50 ml tube inneholder en isofluran-soaked pad rundt rotte hodet til å åpne sin brysthulen.
- Åpne peritoneal og bryst hulrom å avsløre lever og hjerte-kompleks umiddelbart etter opphør av åndedrett. Unngå blødning gjennom denne prosessen.
- Spesielt starte snittet i nedre abdominal midtlinjen punkt, uten å skade indre organer, og fremgang på begge sider diagonalt mot ribbeina, skjære gjennom dem til øvre bryst-hulrom nivåer.
- I løpet av ca. et minutt, samle så meget blod som mulig (~ 6 ml fra et 250 g dyr) fra den høyre ventrikkel inn i en sprøyte.
- Klem kaudal vena cava med en hemostat så nær som mulig til hjertet, for å muliggjøre innsamling av perfusatet.
- Trekk ut tarmen og sted utenfor dyret til experimenter rett, for å avsløre portvenen.
- Sette inn en 25-G IV-kateter som er forbundet med en peristaltisk pumpe, inn i portvenen, som caudal som mulig,men rostralt til miltvenen.
- Sette inn en 25 G nål sommerfugl, som er koblet til en 5 ml sprøyte, til vena cava inferior, kaudalt for hemostat.
- Slå på den peristaltiske pumpe ved en hastighet på ca. 3 ml / min og forsiktig samle de første ml perfusat som er forurenset med blod inn i sprøyten. Fortsett til perfusatet fargen er svinger blek rød (ca. 3-5 ml). Legg merke til at fargen på leveren endrer seg mot lys brun.
- Uten å stoppe den peristaltiske pumpe, erstatte 5 ml høsting sprøyte med en 20 ml sprøyte høsting og samle minst 20 ml på leveren perfusatet anvende en høyere hastighet av perfusjon (opp til 4 ml / min). Kontinuerlig overvåke perfusate flyt inn i oppsamlings sprøyte, og unngå vakuum som er for sterk (som kan tette nålen gjennom kollapser de vena cava vegger).
- Avslutte perfusjon når fargen av leveren blir til lys brun.
- leukocytter Extraction
- Aspirer supernatanten
- Tilsett 10 ml PBS, sentrifuger ved 400 xg i 10 min, og aspirer supernatanten. Basert på studier mål, bruke preparatet som er, eller foreta ytterligere rensinger (for eksempel tetthet-gradient separasjon).
- Nærmere bestemt lag 4 ml perfusat over 4 ml med densitet-gradient separasjon masse i en 50 cc polypropylen-sentrifugerør. Spinne rør ved 754 xg, RT, i 30 min med den avtagbare.
- Skaff mononukleære lag på tetthet-gradient separasjon-supernatant grensesnitt ved manuell pipettering, vask i PBS, og sette inn i en 5 ml tube.
2. Mouse Protocol
- Forberedelser
- Forbered heparinisert PBS (30 enheter / ml) oppløsning som skal brukes ved romtemperatur (RT) ved å tilsette 30 enheter uten konserveringsmiddel heparin per ml fosfatbufret saltvann (PBS) 1x løsning;n. Beregn 20 ml per dyr.
- Pass heparinisert PBS gjennom peristaltiske pumpe linjer og sommerfugl nåler for å fjerne luftbobler.
- Steril kirurgiske verktøy - 2 par saks, avstumpet kanter tang, 2 hemostats og tann-vev tang (autoklav ved 121 ° C i minst 30 min på gravitasjon (tørr) innstilling).
- Perfusjon av leveren og innkreving av MH-Leukocytter
- Avlive dyret med en overdose av 8% isofluran. Som en forholdsregel, plassere en 15 ml tube inneholder en isofluran-gjennomvåt puten rundt musen hodet til å åpne sin brysthulen.
- Fest lemmer av musen til en seng.
- Åpne peritoneal og bryst hulrom for å eksponere leveren og hjerte-kompleks umiddelbart etter opphør av respirasjon, holder den nedre del av membranen intakte (for å lage en drenering brysthulen pool). Unngå blødning gjennom denne prosessen.
- Spesielt starte snitt på nedreabdominal midtlinjen punkt, uten å skade indre organer, og fremgang på begge sider diagonalt mot ribbeina, skjære gjennom dem til øvre bryst-hulrom nivåer.
- Pullout tarmen og sted utenfor dyret til experimenter rett, for å avsløre portvenen.
- Sette inn en 30 g nål som er forbundet med en peristaltisk pumpe inn i portvenen rostralt til miltvenen.
- Skjær inferior vena cava over membranen å tillate drenering og innsamling av perfusatet fra brysthulen.
- Slå på den peristaltiske pumpe ved en hastighet på ca. 3 ml / min og forsiktig samle den første 3 ml perfusat som er forurenset med blod fra brysthulen bassenget.
- Kast denne perfusate. Gjenta en slik vask på nytt om nødvendig, ved hjelp av saltvann, og bare da begynne å samle leveren perfusate.
- Re-initiere perfusjon ved en hastighet på opp til 4 ml / min, og samle 10 ml perfusatet fra brysthulen ved hjelpen sommerfugl koblet til en sprøyte.
- Avslutte perfusjon når fargen av leveren blir til lys brun.
- leukocytter Extraction
- Sentrifuger perfusatet i 10 minutter ved 400 x g.
- Aspirer supernatanten.
- Tilsett 10 ml PBS, sentrifuger ved 400 xg i 10 min, og aspirer supernatanten Basert på studie mål, bruke preparatet som er, eller foreta ytterligere rensinger (for eksempel tetthet-gradient separasjon).
- Nærmere bestemt lag hver 4 ml perfusat over 4 ml med densitet-gradient separasjon masse i en 50 cc polypropylen-sentrifugerør. Spinne rør ved 754 xg, RT, i 30 min med den avtagbare.
- Skaff mononukleære lag på tetthet-gradient separasjon-supernatant grensesnitt ved manuell pipettering, vask i PBS, og sette inn i en 5 ml tube.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I F344-rotter sammenlignet vi cytotoksisiteten til MH-NK-celler (samlet fra leveren sinus ved tvungen leveren perfusjon) for å cytotoksisitet av hele levercellepopulasjonen følgende mekanisk maling av leveren vev, og til cytotoksisiteten av sirkulerende leukocytter. Alle cellepreparater ble vasket minst 3 ganger, som rutine i immunologiske analyser, og som target cellelinjer vi brukte allogen YAC-1 eller de syngene MADB106 target cellelinjer. Som indikert i figurene 1 - 4, mens MH-NK-celler viste dyp cytotoksisitet mot MADB106 og YAC-1 target cellelinjer (~ 80% og opptil 100% henholdsvis), både hele levercellepopulasjon (figur 1) og sirkulerende leukocytter (figurene 2 og 3) vises dypt lavere nivåer av cytotoksisitet, og nesten ingen dreping mot syngene MADB106 mål-cellelinje. Det samme forholdhar lavere nivåer av cytotoksisitet var tydelig når mekanisk bearbeidet lever også gjennomgikk vasking og tettshetsgradient separasjon (figur 4), nivåer som er typisk i litteraturen. Således MH-NK-celler utviser unikt høye nivåer av cytotoksisitet i F344 rotter. FACS-analyse ble utført og viste dyptgripende forskjeller i sammensetningen av følgende celleunderpopulasjoner: monocytter (CD161dim), NK-celler (CD161 lyse), T-celler (CD3), B-celler (CD45), og NKT (CD161 og CD3) celler. Store forskjeller i modnings profil (CD11b / CD27) var også tydelig mellom de forskjellige kamrene (figur 5).
Figur 1: En sammenligning av cytotoksisiteten til MH-NK-celler, for å Cytotoksisitet av hele leveren cellepopulasjonen (YAC-1 target-cellelinje) MH-NK-celler (høstet fra den MH-rommet igjennom.gh den her beskrevne metode) oppviste dype cytotoksisk aktivitet mot YAC-1 target-cellelinje, mens hele levercellepopulasjonen, høstet ved mekanisk bearbeiding av leveren, viste minimalt nivå (p <0,05). X-aksen representerer effektor-til-mål-forhold celler. Data presentert som gjennomsnitt ± SEM. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: En sammenligning av cytotoksisiteten til MH-NK-celler, for å Cytotoksisitet av sirkulerende leukocytter (YAC-1 target-cellelinje). MH-NK-celler (høstet fra den MH-kammeret gjennom den her beskrevne metode) oppviste dype cytotoksisitet mot YAC-1 target-cellelinje, mens sirkulerende leukocytter viste minimalt nivå av cytotoksisitet(P <0,05). X-aksen representerer effektor-til-mål-forhold celler. Data presentert som gjennomsnitt ± SEM. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Fig. 3: En sammenligning av cytotoksisiteten til MH-NK-celler, for å Cytotoksisitet av sirkulerende leukocytter (MADB106 Target Cell Line) MH-NK-celler (høstet fra den MH-kammeret gjennom den her beskrevne metode) oppviste dype cytotoksisitet mot syngene MADB106 målrette cellelinje, mens sirkulerende leukocytter viste minimalt nivå av cytotoksisitet (p <0,05). X-aksen representerer effektor-til-mål-forhold celler. Data presentert som gjennomsnitt ± SEM. Klikk her to vise en større versjon av dette tallet.
Figur 4: En sammenligning av cytotoksisiteten til MH-NK-celler, for å Cytotoksisitet av hele leveren Lymfocytter som ble vasket og Beriket Gjennom Density Gradient-separasjon (YAC-1 target-cellelinje) MH-NK-celler (høstet fra MH-. rommet gjennom den her beskrevne metode) oppviste dype cytotoksisitet mot YAC-1 target-cellelinje, mens hele leveren lymfocytter (etter mekanisk bearbeiding, som ble vasket og beriket gjennom densitet-gradient separasjon), viste betydelig lavere nivåer av cytotoksisitet (opptil 30%) (p <0,05), som er typiske i litteraturen. X-aksen representerer effektor-til-mål-forhold celler. Dataene er presentert som gjennomsnitt ± SEM. VennligstKlikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Fig. 5: En sammenligning av Mononukleære cell Subsets og NK-cell Subsets fra den sirkulerende Mononuclear, MH-Mononuclear, og hele Liver mononukleære celler FACS-analyse viser klare forskjeller i sammensetningen av følgende celleunderpopulasjoner: monocytter (CD161dim), NK-celler (CD161 lys), T-celler (CD3), B-celler (CD45), og NKT (CD161 og CD3) celler, samt forskjeller i modning profil (CD11b / CD27) mellom ulike avdelinger. klikk her for å se en større versjon av denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Leveren perfusjon metoden som presenteres her gir en selektiv høsting og studere av den unike befolkningen i marginating lever leukocytter. Lever NK-celler, også kalt pit celler 3, utgjør en særegen NK celle befolkningen som bor i hepatiske sinusoids. De er funnet i rotter, mus 17 og i mennesker 18,19. Sammenlignet med isolerte perifere NK-celler, pit-celler demonstrerte høyere cytotoksisitet mot YAC-1 og CC531s target cellelinjer 20, ble vist å ha et større antall mindre cytoplasmiske granuler 20, og en høyere ekspresjon av overflateantigener, som for eksempel LFA-1 12 . I tillegg, i motsetning til isolerte blod NK-celler, kan pit cellene lyserer NK-resistente P815 celler. I likhet med rotte pit celler, menneskelever NK-celler har en høyere cytotoksisitet mot NK-sensitive K562 målceller i forhold til sirkulerende NK-celler 18,19, og ble vist til lyse NK-resistente målceller 18. drinkingl, som leveren er spesifikt og entydig involvert i forskjellige sykdommer, immunforsvar bør studeres i dette organ, og cellene i MH rommet bør skilles fra parenkymal, Kupffer, og stel celler.
Som utdypet i innledningen, er vår perfusjon tilnærming fordel over de ordinære mekaniske sliping / biologiske nedbrytnings prosedyrer i selektivt høsting MH leukocytter, og i bedre bevare integriteten, aktiviteten, og den fysiologiske miljøet i MH leukocytter. Faktisk, vurdere NK cytotoksisitet, MH leukocytter høstet gjennom vår tilnærming viste en markert høyere NK cytotoksisitet enn leukocytter høstet gjennom mekanisk sliping prosedyre, til tross for tilsvarende antall NK-celler.
Den lever perfusjon teknikken er kun betjenes i dyrestudier. Men konkret innsikt hentet fra denne tilnærmingen angående store forskjeller mellom immun avdelinger kan stille spørsmål ved biologiskal og kliniske betydningen av observasjoner basert utelukkende på sirkulerende leukocytter. Dyrestudier som måler immunindekser i ulike immun kamrene kan indikere i hvilken grad hver immunologisk indeks i sirkulasjonen gjenspeiler eller korrelerer med sine nivåer i MH rommet. En interessant observasjon refererer til anvendelse av denne teknikken i mus, hvor de perfuserte MH-NK-celler vil bare vise signifikant cytotoksisk aktivitet mot målceller etter et a-priori immunstimulering av dyret 21.
Noen kritiske aspekter av teknikken bør angis. I både rotter og mus, bør brysthulen åpnes vidt umiddelbart etter fullstendig opphør av åndedrett, og med minimal blødning. Hos rotter er det anbefalt at maksimal mengde hjerte blod trekkes før perfusjon. I mus, er det ikke anbefalt å trekkes blod fra hjertet, da det reduserer blodtrykk i portvenen oggjør det vanskeligere å sette nålen gjennom den for å fortsette prosessen. Dette nålestikk bør gjøres tilstøtende men rostralt av miltvenen, som man ønsker å sikre at avstanden fra innsettings til inngangen av portvenen til leveren er tilstrekkelig for nålen for å være i en stabil stilling og gjør at alle lapper å bli dynket. Nålen bør innføres i portvenen, mens parallelt med dens overflate, slik at risikoen for brudd i karveggen blir minimalisert. I rotter, mens innføring av en nål for å hale vena cava for innsamling av perfusatet, er det avgjørende for å opprettholde inngangspunktet så smal som mulig for å unngå en potensiell lekkasje av perfusat. I mus, er det viktig å precociously kutte Vena cava inne i brysthulen uten å briste andre blodårer eller i lungene, for å unngå unødvendig blodforurensning. Den store fordelen med anvendelse av en peristaltisk pumpe er en stabil kontroll over perfusjonshastighet, innenfor og mellomdyr. Det er viktig å opprettholde en lav strømningshastighet under hele prosedyren for å unngå brudd i portvenen. Som de første milliliter lever perfusate er forurenset med blod, bør de kastes som vist. For å oppnå standardisering mellom dyr, er kriteriet for å begynne å samle MH perfusatet basert på farge overgang fra mørk brun til lys brun (i stedet for innsamling av et bestemt volum).
Sammen gjennomfører prosedyren kan flere feil inntreffer, men de fleste er reversible. Hvis nålen gjennom hvilket PBS blir overført til leveren glipper ut, anbefales det å stoppe den peristaltiske pumpen suge området rundt tarmen (for å oppnå bedre synlighet), sett inn nålen i en litt mer rostralt posisjon, og re-starte pumpen.
Leveren perfusjon teknikken beskrevet heri muliggjør en selektiv uttak av den MH leukocytt-populasjonen i en forholdsvis enkel prosess. gittat denne populasjonen viser særpreg i forhold til leukocytter fra andre immun avdelinger, og kan ha biologisk og klinisk betydning for organismen, anbefaler vi bruk av denne metoden når det er mulig, som leukocytter fra andre avdelinger ikke kan gjenspeile profilen til MH befolkningen. I tillegg, som denne teknikk er ikke gjennomførbart i mennesker, vi foreslår videre anvendelse av det i dyr for å klargjøre bestemte sirkulerende biomarkører som korrelerer med de MH egenskaper, særlig når man vil studere hepatiske-relaterte prosesser og sykdommer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noe å avsløre.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclud Peristaltic pump | |||
| Butterfly needle | OMG | 26 G | |
| Butterfly needle | OMG | 21 G*3/4" | |
| Syringe | Pic solution | 1 ml | |
| Syringe | Pic solution | 2.5 ml | |
| Syringe | Pic solution | 5 ml | |
| Syringe | Pic solution | 10 ml | |
| Syringe | Pic solution | 25 ml | |
| Blunted-edged forceps | |||
| Scissors | |||
| hemostat | |||
| Tissue forceps | |||
| 22 W Fluorescent Daylight Magnifier Lamp |
References
- Melamed, R., et al. The marginating-pulmonary immune compartment in rats: characteristics of continuous inflammation and activated NK cells. J Immunother. 33, 16-29 (2010).
- Benish, M., Melamed, R., Rosenne, E., Neeman, E., Sorski, L., Levi, B., Shaashua, L., Matzner, M., Ben-Eliyahu, S. The marginating-pulmonary immune compartment in mice exhibits increased NK cytotoxicity and unique cellular characteristics. Immunologic Research. 58, 28-39 (2014).
- Wisse, E., van't Noordende, J. M., van der Meulen, J., Daems, W. T. The pit cell: description of a new type of cell occurring in rat liver sinusoids and peripheral blood. Cell Tissue Res. 173, 423-435 (1976).
- Vermijlen, D., et al. Hepatic natural killer cells exclusively kill splenic/blood natural killer-resistant tumor cells by the perforin/granzyme pathway. J Leukoc Biol. 72, 668-676 (2002).
- Gao, B., Radaeva, S., Park, O. Liver natural killer and natural killer T cells: immunobiology and emerging roles in liver diseases. J Leukoc Biol. 86, 513-528 (2009).
- Kaneda, K. Liver-associated large granular lymphocytes: morphological and functional aspects. Arch Histol Cytol. 52, 447-459 (1989).
- Podack, E. R., Hengartner, H., Lichtenheld, M. G.
- Kamada, M. M., et al. Identification of carboxypeptidase and tryptic esterase activities that are complexed to proteoglycans in the secretory granules of human cloned natural killer cells. J Immunol. 142, 609-615 (1989).
- Wisse, E., et al. On the function of pit cells, the liver-specific natural killer cells. Semin Liver Dis. 17, 265-286 (1997).
- Bouwens, L., Remels, L., Baekeland, M., Van Bossuyt, H., Wisse, E. Large granular lymphocytes or "pit cells" from rat liver: isolation, ultrastructural characterization and natural killer activity. Eur J Immunol. 17, 37-42 (1987).
- Vanderkerken, K., et al. Origin and differentiation of hepatic natural killer cells (pit cells). Hepatology. 18, 919-925 (1993).
- Luo, D., et al. The role of adhesion molecules in the recruitment of hepatic natural killer cells (pit cells) in rat liver. Hepatology. 24, 1475-1480 (1996).
- Shresta, S., MacIvor, D. M., Heusel, J. W., Russell, J. H., Ley, T. J. Natural killer and lymphokine-activated killer cells require granzyme B for the rapid induction of apoptosis in susceptible target cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 92, 5679-5683 (1995).
- Luo, D., et al. Involvement of LFA-1 in hepatic NK cell (pit cell)-mediated cytolysis and apoptosis of colon carcinoma cells. J Hepatol. 31, 110-116 (1999).
- Wiltrout, R. H., et al. Augmentation of mouse liver-associated natural killer activity by biologic response modifiers occurs largely via rapid recruitment of large granular lymphocytes from the bone marrow. J Immunol. 143, 372-378 (1989).
- Schluter, K., et al. Organ-specific metastatic tumor cell adhesion and extravasation of colon carcinoma cells with different metastatic potential. Am J Pathol. 169, 1064-1073 (2006).
- Wiltrout, R. H., et al. Augmentation of organ-associated natural killer activity by biological response modifiers. Isolation and characterization of large granular lymphocytes from the liver. J Exp Med. 160, 1431-1449 (1984).
- Winnock, M., et al. Functional characterization of liver-associated lymphocytes in patients with liver metastasis. Gastroenterology. 105, 1152-1158 (1993).
- Hata, K., et al. Isolation, phenotyping, and functional analysis of lymphocytes from human liver. Clin Immunol Immunopathol. 56, 401-419 (1990).
- Vanderkerken, K., Bouwens, L., Wisse, E. Characterization of a phenotypically and functionally distinct subset of large granular lymphocytes (pit cells) in rat liver sinusoids. Hepatology. 12, 70-75 (1990).
- Sorski, L., Melamed, R., Lavon, H., Matzner, P., Rosenne, E., Ben-Eliyahu, S. PNIRS Annual Scientific meeting, Seattle, , (2015).
