Abstract
Kraften i Drosophila genetikk blir i økende grad anvendt på spørsmål om hormon signalering og metabolisme, og for å utvikle modeller av human sykdom i denne organisme. Følsomme metoder for måling av parametere slik som metabolic rates er nødvendig for å drive forståelsen av fysiologi og sykdom hos små dyr som bananflue. Metoden som beskrives her vurderer drivstoff oksydasjon i små antall voksne fluer ble matet mat som inneholder spormengder av 14C-merkede substrater som for eksempel glukose eller fettsyre. Etter at foringsperioden og eventuelle ytterligere eksperimentelle manipulasjoner, er fluer overføres til korte rør avkortet med duker, som deretter blir plassert i glassflasker inneholdende KOH-mettet filtrerpapir som feller utåndet, radiomerket CO 2 genereres fra oksydasjon av radioaktivt merkede substrater som kaliumbikarbonat, KHCO tre. Dette radiomerket bikarbonat ble målt ved scintillasjonstelling. Dette er aqKVANTITATIV, reproduserbar, og enkel metode for studiet av drivstoff oksydasjon. Bruken av radioaktivt merket glukose, fettsyrer, eller aminosyrer som tillater bestemmelse av bidraget fra disse forskjellige drivstoff kilder for energimetabolisme under forskjellige forhold, for eksempel foring og faste og i forskjellige genetiske bakgrunner. Dette utfyller andre tilnærminger som brukes til å måle in vivo energiomsetningen og skal fremme forståelse av metabolsk regulering.
Introduction
Arbeid i modellorganisme Drosophila melanogaster har bidratt sterkt til forståelsen av genetiske prinsipper, utviklingsprosesser, vekst, aldring, atferd, immunitet og sykdom hos mennesker 1,2. En myriade av genetiske og cellebiologiske tilnærminger i Drosophila har drevet fremgang på disse områdene. Imidlertid har studier av metabolismen i bananflue utviklet saktere, skyldes i stor grad til vansker med å måle metabolske parametre i et så lite dyr. Interessen for å bruke Drosophila som en modell for å studere menneskelige sykdommer som diabetes og for å forstå bidrag av metabolismen til vekst og ulike patologier har presset feltet for å utvikle og tilpasse metabolske teknikker for denne organismen 3,4.
Pålitelige fremgangsmåter er nå tilgjengelige for måling av en rekke metabolske parametre i bananflue. For eksempel, er det enkelt å vurdere matinntak
Målingen av totale CO 2 produksjon, spesielt når kombinert med måling av O 2 forbruk, gir verdifull innsikt i hele kroppen energi metabolisme. Imidlertid dette tiltaket ikke identifiserer næringsstoffet blir oksydert for adenosin trifosfat (ATP). Tre viktige klasser av næringsstoffer kan komme inn i sitronsyresyklusen etter overgang til acetyl CoA: karbohydrater, fettsyrer og proteiner. Glukose-6-fosfat, glukose avledet fra kosten eller lagres glykogen, kan omdannes til pyruvat som blir dekarboksylert ved pyruvat dehydrogenase for dannelse av acetyl CoA. Nedbryting av fettsyrer som stammer fra dietten eller fra lagrede triglyserider med ß-oksidasjons utbytter acetyl-CoA som deretter kommer inn i sitronsyresyklusen. EndeligEt flertall av aminosyrer som kan komme inn i sitronsyresyklusen følgende omdannelse til pyruvat, acetyl-CoA eller sitronsyresyklusen mellomprodukter så som alfa-ketoglutarat.
Nutrient-spesifikk bidrag til energiomsetning under basal og stimulert betingelser kan overvåkes ved bruk av radioaktive tracere. Protokollen som presenteres her er tilpasset for bruk i Drosophila fra en protokoll som brukes for å vurdere oksydasjon i celler dyrket i kultur 12,13. I denne tilnærmingen, fruktfluer er matet 14 C-radioaktivt merket metabolske substrater (karbohydrater, fettsyrer eller aminosyrer) i dietten for en kort (timer) eller lengre (dager) puls, renset på umerket mat, og deretter utsatt for en kammer som inneholder kaliumhydroksid (KOH) mettet filterpapir for fangst utåndet CO 2 som bikarbonat. Radiomerket bikarbonat kan kvantifiseres ved scintillasjonstelling. Forskjeller i radiomerket-CO 2 produksjon mellom eksperimental grupper av fluer kan reflektere bruk av ulike brensel for ATP produksjon i løpet av en langvarig rask eller iboende forskjeller i drivstoff stoffskiftet mellom genotyper, for eksempel.
Protocol
1. Utarbeidelse av Fly mat som inneholder Radiomerkede metabolske substrater
- I et mikrosentrifugerør, bland 1 - 2 uCi radiomerket substrat (D- [6- 14C] -glukose, D- [1- 14C] -glukose eller [1- 14C] -palmitic syre, 40 - 60 mCi / mmol) med 15 ul FD & C No. 1 blått fargestoff mat og H 2 O til sammen et totalt volum på 25 pl.
FORSIKTIG: Karbon-14 er en lav-energi beta emitter og har kort rekkevidde i luft. Men ta vare å hindre smitte av radiomerkede molekyler eller utilsiktet inntak av eksperimentator. Fly mat ampuller velte lett; sørg for å huse dem i en container som vil hindre dem fra tipping, spesielt når radiomerket er i flytende form (trinn 1.2) eller i ustørknet mat (trinn 1.4). Fluer som blir matet eller har blitt matet radiomerkede substrater vil begynne å puste ut små mengder radiomerket CO 2. Disse fluene bør holdes i akryl bokser i avtrekksskap, og en liten skål av KOH can settes i boksen for bruk som en CO 2 skrubber. - Pipette alle av de radiomerkede substratet og blått fargestoff blandes inn i bunnen av en tom flue mat hetteglass (høyde: 9,4 cm, bredde: 2,2 cm).
- Heat standard fly mat i mikrobølgeovn før maten er bare flytende (15 - 20 sek på effektnivå høyt for et hetteglass med 10 ml mat).
- Legg 975 mL smeltet mat til den radiomerkede underlaget / blått fargestoff mix og raskt virvel, overvåking ensartethet av blå farge for å sikre fullstendig blanding.
- Tillat mat avkjøles og størkne fullstendig ved RT i 20 - 30 For min.
2. Fôring Radiomerket metabolske substrater til Adult fruktfluer
- Bedøve voksne fluer ved anvendelse av en CO 2 bedøvelse apparat som består av porøs polyetylen kondensert til en akrylbase og som er koblet til en CO 2-tank med en trykkregulator. Strømme CO 2 inn i bedøvelse anordningen ved 5 l / min.
- Transfer Anesthetized flyr til hetteglass som inneholder radiomerket, blå-farget mat (n = 15 - 30 fluer per hetteglass). Cap hetteglass med en skumpropp og hvile horisontalt før fluene våkner. Overfør hetteglass til et lokk akryl container (180 cm x 180 cm x 240 cm høy).
- For kortsiktige fôring, sulte fluer for 18 - 24 timer før du overfører fluer til den radiomerkede mat for en 2 -. 3 hr fôring skritt T han sult trinnet er viktig fordi matet fluer ikke vil pålitelig spise en ny kilde til mat presentert for dem . For langvarig mating i løpet av 5 - 7 dager, behøver fluer ikke være utsultet, men experimenter bør overvåke vanninnholdet i det radiomerkede mat i ampullene fluene er plassert i og bruke en nål og sprøyte til å tilsette vann til ampuller med tørr mat.
- Overføring flyr til umerket mat med "banke" dem inn i en ny beholder. En innledende chase periode på 2-4 timer gjør fluene til å rense radiomerkede matpartikler fra sine neglebåndene og tillater fordøyelsen av radiomarkøred mat som er igjen i tarmen. Overvåke fremdriften av mat gjennom tarmen ved visuell inspeksjon av fluer å se etter blå underlivet.
- Deretter flyr overføring til ulike typer mat (12-24 timer på standard mat eller 1% agar for måling av effekter av matet versus fastende på åndedrett) eller omgivelsestemperaturer (12-96 timer ved 18 ˚C eller 30 ˚C for genetisk manipulasjoner ved hjelp av temperaturfølsom GAL80 (GAL80 ts), for eksempel).
Merk: Lengden på denne perioden vil variere chase med forsøket blir utført. For eksempel kan en 96-timers jakt på 30 ˚C være nødvendig i eksperimenter med GAL80 ts for å fullt ut aktivere GAL4 avhengige transgene uttrykk.
3. Utarbeidelse av CO 2 -collection Apparatus
- Monter materialer for å konstruere "flyr pods", mesh-lukkede rør som skal inneholde fluer merket med 14 C-glukose eller 14 C-palmitinsyre og that vil forbli åpen til atmosfæren. Skjær av toppen 50 mm 12 mm x 75 mm polypropylen-rør, slik at 25 mm lange, runde bunn rør. Forbered 35 mm x 35 mm kvadrater av 130 mikrometer nylon mesh. Dessuten får gjennomsiktige tapen på en tape dispenser.
- Monter materialer for CO 2 -collection apparater. For hvert fly pod, montere et 20 mL scintillasjonsglass, en gummipropp med en ikke-sentrert hull, et senter vel å innføres gjennom hullet i den øvre stopperen, karakter GF / B-glassmikrofiberfilterpapir (2,1 cm diameter sirkel, en mikrometer pore). GF / B filterpapir blir brukt på grunn av sin høye våtstyrke og høy lastekapasitet.
- Fremstille 5% KOH friskt på bruksdagen. Like før trinn 3.4, brett og plassere den sirkulære GF / B filter papir i sentrum vel som tres gjennom hullet i gummipropp og mette den med 100 ul 5% KOH. Se figur 1.
- Etter inkubering (e) på umerkede media, ennesthetize fluer med CO 2. Brush flyr inn i polypropylen cutoff tube, caps med nylon mesh, og bruke gjennomsiktige tapen til å følge mesh til røret. Arbeid raskt for å unngå fluer våkne opp og rømmer før maskene er forsvarlig festet til røret. Et likt antall fluer skal brukes i hver flue pod for et spesielt eksperiment; 10 - 20 fluer per fly pod produsere tilstrekkelig radiomerket-CO 2 for måling av scintillasjonstelling (trinn 4.1 nedenfor).
- Overfør fly soren til et 20 mL scintillasjonsglass. Cap hetteglass med gummipropp som holder et senter brønn som inneholder KOH-mettet GF / B filter papir. Fold den brede toppen av gummiproppen over kanten av den scintillasjonsglass. Se figur 1.
- Sett hetteglass som inneholder fluer i en lokk, akryl container, og inkuber i varierende perioder (2-12 t fungerer bra).
4. Analyse av resultater
- Påslutten av inkubasjonen korken glassampuller, og overføring KOH-mettet GF / B filterpapir til en 6 ml plast scintillasjonsglass inneholdende 4 ml scintillasjonsvæske.
- Hvis det er nødvendig, fryse fluer i flue pods på tørris og oppbevares ved -80 ° C for senere å bestemme lagres underlag. Merk at disse prøvene er radioaktivt, og må lagres deretter.
- Fremstille ytterligere scintillasjonsampuller: en inneholdende ubrukt GF / B filterpapir for å tjene som bakgrunn og en til to andre inneholdende 0,1 - 0,5 uCi radioaktivt merket substrat for å bestemme cpm / uCi.
- Mål cpm for hver prøve ved anvendelse av en scintillasjonsteller i henhold til produsentens protokoll.
- Beregn pmol 14 CO 2 / kopier og pmol 14 CO 2 per fly per time. Trekk bakgrunnen cpm fra CPM-verdi for hver prøve. Fra de pene radiomerkede underlaget data, beregne bakgrunnskorrigerte kpm / uCi prøven telles.
- Brukeprodusent gitt spesifikk aktivitet og radiokjemiske konsentrasjon av radiomerket substrat (for eksempel, 50 uCi / umol og 0,1 pCi / pl, henholdsvis) for å beregne pmol / cpm. Bruk denne faktoren for å konvertere bakgrunnskorrigerte fly pod data fra kpm 14 CO 2 / prøve å pmol 14 CO 2 / prøve. Deretter dele med antall fluer og antall timer i fly pod.
Representative Results
Mengden av utåndet og fanget radiomerket CO 2 som er produsert fra metabolismen av et radioaktivt substrat bør korrelerer med antallet fluer i et fly pod, samt hvor lang tid dyrene tilbringer i CO 2 samling apparat. For å teste dette, ble fluer som ble fastet i 18 timer matet radiomerket palmitinsyre (0,02 pCi / mikroliter mat) for 2 timer og deretter testet for radiomerket CO 2 produksjon i grupper på 12 eller 25 dyr for 3 eller 6 timers inkubasjon. Mengden av CO 2 som produseres av 25 fluer var nesten dobbelt produsert av 12 fluer beløp, og beløpet for hver gruppe doblet da inkubasjonstiden ble økt fra 3 timer til 6 timer (Figur 2A). Den pmol 14 CO 2 / fly / t var nesten tilsvarende i hver gruppe.
Fasting stimulerer nedbrytningen av fettsyrer av ß oxidation; derfor CO 2 produksjon fra forbrenning av fett bør være forhøyet hos fastende dyr sammenlignet med matet dyrene. For å finne ut om dette var tilfelle, 18-timers fastet fluer ble matet radiomerket palmitinsyre i 2 timer. Etter denne korte mate puls, ble fluene delt i to grupper og overført til umerket flue mat eller 1% agar i 3 timer og deretter overført til fly pods i 2 timer. I to separate forsøk, flyr jaget på agar produsert betydelig mer radiomerket CO 2 sammenlignet med fluer jaget på mat (figur 2B), som indikerer at ß oksidasjon ble økt i fastende dyr.
Figur 1. Apparat for å samle Utåndingsluft, Radiomerket CO 2.
Fluer som har spist radiomerkede metabolske substrater erplasseres i en "fly pod" (FP), en sentrifuge cutoff rør lukket med mesh (M). Fluesoren er plassert i et 20 mL scintillasjonsglass og lukket med en gummipropp (S) inneholdende et ikke-sentrert hull, gjennom hvilket er plassert en senterbrønn (CW) som inneholder GF / B filterpapir mettet med 100 ul 5% KOH. Utåndet CO2 reagerer med KOH og fanges opp på filterpapiret som bikarbonat. Fanget, kan radiomerket CO 2 kvantifiseres ved scintillasjonstelling av mettet filterpapiret. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2. 14 CO 2 Produksjons korrelerer med tid og antall flyr i enFly Pod og reagerer på Fed og fastende.
(A) Mengden 14 CO 2 produsert i fluer matet radiomerket palmitate korrelerer med antall fluer testet (n = 12 (åpne søyler) eller 25 (stengt barer)) og tid tilbrakt i et fly pod (3 eller 6 timers ). På en per-fly basis, fluer produsert 0,99, 1,13, 1,10 og 1,01 pmol 14 CO 2 / time (data oppført i samme venstre mot høyre som grafdata).
(B) Fluer som ble jaget på agar oksidert mer radiomerket palmitate enn fluer som ble jaget på mat. Dataene er hentet fra to eksperimenter og rapporteres som betyr standardavvik, n = 16 - 17 fluer / gruppe (eksperiment 1); n = 10 fluer / gruppe (eksperiment 2). * P = 0,017, t-test. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Discussion
Denne protokollen beskriver en fremgangsmåte for å måle den spesifikke oksydasjon av radioaktivt merkede substrater i voksen Drosophila melanogaster. Denne teknikken er grei, kvantitativ, reproduserbar og følsom, og det utfyller eksisterende metoder som måler total CO 2-produksjon og O 2 forbruk, fordi den kan brukes til å identifisere den næringsstoff (er) blir oksidert for ATP produksjon.
Måling av CO 2 frigjøres fra oksydasjon av spesifikke radioaktivt merkede substrater ved hjelp av fremgangsmåten som er beskrevet her er komplementær til teknikker som måler total CO 2 produksjon. Totale CO 2 produksjon (V CO2) tillater estimering av metabolic rate, og når total O 2 forbruk (V O2) er kjent, kan metabolic rate beregnes og drivstoff kilde for oksidasjon kan estimeres basert på luft bytteforhold (V CO2 / V O2 = RER). Nårkarbohydrater er den eksklusive substratet, RER = 1, men når fettsyrer er den eksklusive kilde, RER = 0,7, på grunn av støkiometrien av reaksjoner av glukose og fettoksidasjon. I fravær av utstyr for å måle oksygenforbruk i Drosophila 14, kan den oksidative brennstoffkilde ikke bli identifisert. Men ved merking flyr med spormengder av en radioaktiv substrat eller en annen og måle forekomst av radiomerket CO 2 produksjon, kan man trekke konklusjoner om muligheten av fluer til å oksidere et gitt substrat ved ulike tidspunkt i løpet av en stimulus eller om virkningene av en gitt mutasjon på drivstoff oksidasjon.
Det finnes en rekke kritiske trinn i denne protokollen. Først bør man være forsiktig ved bruk av radioaktive materialer for å unngå søl og forurensning av forskningsområder. For det andre, når bedøvelse fluene i løpet av trinn 2.1 og 3.4, bør experimenter arbeide raskt for å unngå virkningene av langvarig CO toeksponering på stoffskiftet og atferd. En gruppe på 20 fluer kan bedøves og overført til en ny beholder, eller til en flue pod i 20 sek eller mindre. Når overført fra en anestesiapparat til en mat hetteglass, skal hetteglasset hvilte på sin side for å hindre bedøvede fluer fra å bli sittende fast på maten overflaten. Når fluene er lei radiomerket mat i løpet av flere dager som i trinn 2.2, bør eksperimentator sikre at maten ikke tørker ut som fluer er følsom for dehydrering.
Matet eller fastet tilstand før merking, valg av etiketten, lengden av merking tid, lengden av tid i flue pod, og fremgangsmåten for anestesi er parametere som kan utsettes for feilsøking og modifikasjon ved bruk av denne teknikken. Først flyr utsatt for korte merking perioder (2-3 t) er usannsynlig å konsumere betydelige mengder radiomerket mat med mindre utsatt for en fasteperiode på forhånd. For det andre, valg av etiketten cen innvirkning konklusjonene man er i stand til å trekke om metabolske fenotyper. For eksempel, radiomerket CO 2 produksjon fra D- [1- 14C] -glukose kan reflektere oksydasjon gjennom sitronsyresyklusen eller pentose-fosfat shunt, mens det radiomerkede CO 2 produksjon fra D- [6- 14C] -glukose reflekterer oksydasjon inn i sitronsyresyklusen bare 12,15,16. Fôring fluer med en radiomerket tracer for en essensiell aminosyre 17,18 ville være en god strategi for å vurdere oksidasjon av aminosyrer som stammer fra proteiner. Til slutt, lange perioder merking med radioaktivt merket glukose også øke muligheten for inkorporering av denne forløper inn i andre klasser av molekyler slik som triglyserider 19 og aminosyrer slik som alanin, som lett interconverts med pyruvat. Dette kan bli vurdert ved å måle radioaktivitet inkorporert i disse forskjellige klasser av molekyler 6. Faktisk kan separate årskull av fluer mates radiolabeled substrater på samme måte, og deretter anvendt for flue pod eksperimenter eller måling av radiomarkør som er lagret og forblir i glykogen og triglyserider i foret og fastende betingelser 6, for eksempel. En annen strategi er å bruke kort-merking perioder som er sannsynlig å avsløre oksidasjon av radiomerkede kosttilskudd næringsstoffer seg selv og ikke lagrings former av disse næringsstoffene. For det tredje er det også mulig at to grupper av fluer kan ha identiske priser av 14 CO 2 produksjon over en gitt tidsperiode, men svært ulike priser i utgangspunktet. Derfor varierende hvor mye tid som flyr tilbringe i flue pod kan være en viktig parameter for å endre ved vurdering av fenotypisk variasjon. Endelig krever denne protokoll for anvendelse av en kort periode på CO 2 anestesi ved å sette fluer i fly pod apparat. Det er mulig at CO 2 anestesi kan påvirke metabolske funksjon i løpet av flua pod eksperiment. En alternativ enpproach er å bruke nitrogen narkose som ikke påvirker metabolic rate 20.
Som med en hvilken som helst teknikk som måler et slikt komplekst system som brensel oksidasjon og metabolske rate, idet fremgangsmåten som er beskrevet her har begrensninger. For det første er det mulig at fluer i forskjellige grupper kan inntar forskjellige mengder av radiomerket mat og dermed ville gå inn i CO 2 samling fasen av analysen med forskjellige utgangsmengder av substratet. Dette kan styres for til en viss grad ved å utføre eksperimentet med store utvalgsstørrelser og ved å mate fluer en masse. For korte merking perioder, fluer med liknende blå-farget guts vil ha konsumert radiomerkingen og kan fremføres til forfølgelse del av forsøket. Mengden av radiomarkør som er igjen i en gruppe av fluer kan også måles ved slutten av forsøket, og i separate kullet fluer etter enden av mate og innledende chase periode. For det andre, aktivitetsnivå mellomgrupper av fluer i flue pods kan variere. Dette må bestemmes eksperimentelt og tas i betraktning ved tolkning av data. For det tredje tillater denne teknikken ikke måle total CO 2 produksjon, bare produksjonen fra en bestemt næringsstoff eller lagring form (er) av det næringsstoffet. Denne protokollen er ikke en erstatning for, men i stedet er komplementær til målinger av VCO 2 fordi det gir annerledes og mer informasjon.
Metoden som beskrives her måler pustes ut, ble radiomerket CO 2 som er et produkt av oksydasjonen av spormengder av bestemte metabolske substrater. Ved å variere den anvendte markør - glukose, fettsyre, eller aminosyre - man kan utforme stadig mer sofistikerte eksperimenter for å vurdere bidragene fra forskjellige substrater til forbrenningen under forskjellige fysiologiske tilstander som sult og på forskjellige genetiske bakgrunner. Fremtidige anvendelser av denne teknikken omfatter måling av metabolism på larve og pupal stadier av utviklingen, to stadier av Drosophila livssyklus som er preget av ekstrem nærings lagring og sammenbrudd, henholdsvis.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PALMITIC ACID, [1-14C]-, 50 µCi | PerkinElmer | NEC075H050UC | |
| GLUCOSE, D-[6-14C]-, 50 µCi | PerkinElmer | NEC045X050UC | |
| Glucose, D-[1-14C]-, 50µCi | PerkinElmer | NEC043X050UC | |
| Drosophila Vials, Narrow, Polystyrene | Genesee Scientific | 32-116 | |
| Round-Bottom Polypropylene Tubes, 12 x 75 mm | Fisher Scientific | 14-959AA | |
| Mesh, nitex nylon, 120 µm | Genesee Scientific | 57-102 | |
| 20 ml borosilicate glass scintillation vials | Fisher Scientific | 03-337-15 | |
| Flask top stopper with off-center hole | Fisher Scientific | K882310-0000 | |
| Polypropylene center well | Fisher Scientific | K882320-0000 | |
| Whatman GF/B glass microfiber filter paper, circle, 2.1cm diameter | Fisher Scientific | 09-874-20 | |
| Ecoscint A | National Diagnostics | LS-273 | |
| 6 ml Scintillation Vials with Push-On/Twist-Off Caps | National Diagnostics | SVC-06 |
References
- Wangler, M. F., Yamamoto, S., Bellen, H. J.
- Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6 (1), 9-23 (2005).
- Owusu-Ansah, E., Perrimon, N. Modeling metabolic homeostasis and nutrient sensing in Drosophila: implications for aging and metabolic diseases. Dis Model Mech. 7 (3), 343-350 (2014).
- Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68 (1), 105-115 (2014).
- Deshpande, S. A., Carvalho, G. B., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat methods. 11 (5), 535-540 (2014).
- Bland, M. L., Lee, R. J., Magallanes, J. M., Foskett, J. K., Birnbaum, M. J. AMPK supports growth in Drosophila by regulating muscle activity and nutrient uptake in the gut. Dev biol. 344 (1), 293-303 (2010).
- Hulbert, A. J., Clancy, D. J., Mair, W., Braeckman, B. P., Gems, D., Partridge, L. Metabolic rate is not reduced by dietary-restriction or by lowered insulin/IGF-1 signalling and is not correlated with individual lifespan in Drosophila melanogaster. Exp Geront. 39 (8), 1137-1143 (2004).
- Van Voorhies, W. A. Metabolic function in Drosophila melanogaster in response to hypoxia and pure oxygen. J. Exp. Biol. 212 (19), 3132-3141 (2009).
- Montooth, K. L., Marden, J. H., Clark, A. G. Mapping determinants of variation in energy metabolism, respiration and flight in Drosophila. Genetics. 165 (2), 623-635 (2003).
- Yatsenko, A. S., Marrone, A. K., Kucherenko, M. M., Shcherbata, H. R. Measurement of metabolic rate in Drosophila using respirometry. JoVE. (88), e51681 (2014).
- Icreverzi, A., de la Cruz, A. F., Van Voorhies, W. A., Edgar, B. A. Drosophila cyclin D/Cdk4 regulates mitochondrial biogenesis and aging and sensitizes animals to hypoxic stress. Cell cycle. 11 (3), 554-568 (2012).
- Tuttle, S., Muschel, R., Bernhard, E., McKenna, W. G., Biaglow, J. Decreased ability of cells overexpressing MYC proteins to reduce peroxide and hydroperoxides. Br J Cancer. 27, 140-144 (1996).
- Ontko, J. A., Jackson, D. Factors affecting the rate of oxidation of fatty acids in animal tissues. Effect of substrate concentration, pH, and coenzyme a in rat liver preparations. J Biol Chem. 239, 3674-3682 (1964).
- Vincent, A., Briggs, L., et al. parkin-induced defects in neurophysiology and locomotion are generated by metabolic dysfunction and not oxidative stress. Hum Mol Gen. 21 (8), 1760-1769 (2012).
- Katz, J., Abraham, S., Hill, R., Chaikoff, I. L. The occurrence and mechanism of the hexose monophosphate shunt in rat liver slices. J Biol Chem. 214 (2), 853-868 (1955).
- Katz, J., Wood, H. G. The use of glucose-C14 for the evaluation of the pathways of glucose metabolism. J Biol Chem. 235 (8), 2165-2177 (1960).
- Piper, M. D. W., Blanc, E., et al. A holidic medium for Drosophila melanogaster. Nat methods. 11 (1), 100-105 (2014).
- Sang, J. H., King, R. C. Nutritional Requirements of Axenically Cultured Drosophila Melanogaster Adults. J Exp Biol. , (1961).
- Chernick, S. S., Chaikoff, I. L. Insulin and hepatic utilization of glucose for lipogenesis. J Biol Chem. 186 (2), 535-542 (1950).
- Van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. Testing the "rate of living" model: further evidence that longevity and metabolic rate are not inversely correlated in Drosophila melanogaster. J Appl Phys. 97 (5), 1915-1922 (2004).
