Summary
Nous montrons les procédures d'implantation et d'enregistrement chirurgicales pour mesurer des signaux électrophysiologiques visuels de l'oeil (électrorétinogramme) et le cerveau (visuel potentiel évoqué) chez des rats conscients, ce qui est plus analogue à la condition humaine où les enregistrements sont effectués sans anesthésie confond.
Abstract
L'électrorétinogramme-plein champ (ERG) et potentiel évoqué visuel (VEP) sont des outils utiles pour évaluer la rétine et de l'intégrité de la voie visuelle dans les deux paramètres cliniques et de laboratoire. Actuellement, les mesures ERG et VEP précliniques sont effectués avec l'anesthésie pour assurer des placements d'électrodes stables. Cependant, la présence de l'anesthésie a été montré pour contaminer les réponses physiologiques normales. Pour surmonter ces facteurs confusionnels d'anesthésie, nous développons une nouvelle plate-forme pour tester ERG et VEP chez des rats conscients. Les électrodes sont implantés chirurgicalement sous-conjonctivale sur l'oeil pour analyser l'ERG et épidurale sur le cortex visuel pour mesurer la VEP. Une gamme d'amplitude et de sensibilité / paramètres de synchronisation sont analysés à la fois l'ERG et VEP à accroître les énergies lumineuses. Les signaux ERG et VEP sont présentés pour être stable et reproductible pendant au moins 4 semaines après l'implantation chirurgicale. Cette capacité à enregistrer des signaux ERG et VEP sans anesthésie déconcerte dans les s précliniquesise devrait fournir une traduction de qualité supérieure à des données cliniques.
Introduction
L'ERG et VEP sont peu invasive dans des outils in vivo pour évaluer l'intégrité des voies rétiniennes et visuelles respectivement en laboratoire et en clinique. Le plein champ ERG donne une forme d' onde caractéristique qui peut être décomposé en différentes composantes, chaque élément représentant différentes classes de cellules de la voie 1,2 rétinienne. Le classique-plein champ ERG forme d' onde est constitué d'une pente initiale négative (a-ondes), qui a été montré pour représenter photorécepteur activité post exposition à la lumière 2-4. L'une onde est suivie par une forme d' onde positif substantiel (b-ondes) qui reflète l' activité électrique de la rétine centrale, principalement les cellules ON-bipolaires 5-7. En outre, on peut faire varier l' énergie lumineuse et inter-impulsion-intervalle pour isoler cône à partir des réponses de la tige 8.
Le flash VEP représente des potentiels électriques de la tige du cortex et du cerveau visuel en réponse à une stimulation lumineuse de la rétine9,10. Cette forme d' onde peut être décomposé en composants précoces et tardifs, avec le composant début reflétant l' activité des neurones de la voie rétino-geniculo-striée 11-13 et la fin du composant représentant le traitement cortical effectué dans diverses strates V1 chez le rat 11,13. Par conséquent la mesure simultanée de l'ERG et VEP renvoie l'évaluation complète des structures impliquées dans la voie visuelle.
À l'heure actuelle, afin d'enregistrer l'électrophysiologie chez l'animal, l'anesthésie est utilisé pour permettre le placement stable d'électrodes. Il y a eu des tentatives pour mesurer ERG et VEP chez des rats conscients 14-16 , mais ces études employé une installation filaire, ce qui peut être lourd et peut conduire à un stress des animaux en restreignant le mouvement des animaux et le comportement naturel 17. Avec les récents progrès dans la technologie sans fil, y compris l'amélioration de la miniaturisation et de la vie de la batterie, il est maintenant possible de mettre en œuvre une approche de télémétrie pour ERG und 'enregistrement de VEP, ce qui diminue le stress associé à des enregistrements filaires et l'amélioration de la viabilité à long terme. Entièrement intériorisées stables implantations de sondes télémétriques ont prouvé leur efficacité pour la surveillance chronique de la température, de la pression artérielle 18, l' activité 19 ainsi que l' électroencéphalographie 20. Ces avancées technologiques contribueront également à la répétabilité et la stabilité des enregistrements conscients, ce qui augmente l'utilité de la plate-forme pour les études chroniques.
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Protocol
Éthique déclaration: Les expérimentations animales ont été menées en conformité avec le Code australien pour le soin et l' utilisation des animaux à des fins scientifiques (2013). approbation éthique des animaux a été obtenue auprès du Comité d'éthique animale, Université de Melbourne. Les matériaux sont ici pour des expériences de laboratoire, et non destinés à un usage médical ou vétérinaire.
1. Electrodes Préparation
Remarque: un émetteur à trois canaux est utilisé pour l'implantation chirurgicale qui permet à deux ERG et l'enregistrement d'une VEP être réalisée simultanément. Les trois actifs et trois électrodes inactives doivent être pré-façonné en forme d'anneau avant l'implantation afin d'attacher à l'œil. Pour des fins d'identification, le fabricant a fermé électrodes actives dans la moitié blanche, gaines en plastique demi de couleur tandis que les électrodes inactives sont couverts dans des gaines colorées pleines. L'électrode de masse (gaine en plastique transparent) est laissée inchangée. Pour tous électr actifs et inactifsconduite odes étapes 1.1, 1.2, 1.3 et 1.7.
- Défaites la double électrode en acier inoxydable brin avec deux pinces à pointe fines.
- Coupez l'un des brins d'acier inoxydable (environ 1 cm de la pointe), laissant un seul brin plus droite reste à façonner l'électrode annulaire.
- Pliez le seul brin d'acier inoxydable sur lui-même et la torsion, formant un anneau lisse à la pointe de l'électrode.
- Pour l'ERG électrodes actives mode cette boucle ~ 0,2 - 0,5 mm de diamètre par torsion de la base de la boucle (aux fins décrites ici, la forme de deux électrodes actives dans cette façon d'enregistrer ERG des deux yeux), et pour l'ERG inactif et électrodes VEP font le diamètre de la boucle ~ 0,8 mm de diamètre (dans cet exemple, le faire pour une électrode de VEP active et les trois électrodes inactives).
- Accrocher la VEP électrode circulaire actif autour d'une vis en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm) pour l'électrode repose contre la tête de vis.
- Hook les 3 électrodes inactives (2 ERG, 1 VEP) autour d'une seconde vis en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm).
- Tirez le manchon en plastique vers l'avant sur les extrémités pointues du brin deux en acier inoxydable pour réduire l'irritation.
- Stériliser les émetteurs de télémesure par trempage dans glutaraldéhyde à 2% pendant plus de 10 heures à environ 25 ° C. Ensuite, rincez l'émetteur avec une solution saline stérile 3 fois.
2. Transmetteur Implantation
- Préparation des animaux
- Désinfecter la zone chirurgicale avant l'expérimentation par nettoyage à l'éthanol 70%. Autoclave tout le matériel chirurgical avant l'utilisation et l'entretien du matériel de chlorhexidine lorsqu'ils ne sont pas en cours d'utilisation lors de la chirurgie. Couvrir l'animal avec un drap chirurgical pendant une intervention chirurgicale afin de maintenir un environnement stérile. Vérifiez que tous les expérimentateurs portent des masques chirurgicaux, des gants et des blouses stériles.
- Induire une anesthésie avec 1,5 à 2% d'isoflurane, à un taux de 3 L / min et débit entretenir cetnis à 1,5 à 2% à 2 L / min tout au long de la chirurgie. Confirmer une profondeur suffisante de l'anesthésie par l'absence d'un réflexe de la pédale lors de pincer le muscle entre les orteils.
- Rasez 40 mm Surface x 30 mm sur l'abdomen au-dessus de l'aine au sternum.
- Rasez 30 mm Surface x 20 mm sur le front, postérieure aux yeux et antérieure aux oreilles.
- Désinfecter les deux zones rasées. Pour la zone de front désinfecter avec 10% de povidone-iode à trois reprises (éviter l'utilisation d'antiseptiques à base d'alcool pour la zone près de l'œil, étant compatible avec la norme de pratique établie par l'Association des technologues chirurgicaux). Sur l'abdomen désinfecter avec 10% de polyvidone iodée et 70% d'éthanol.
- Appliquer 1 goutte de proximétacaïne à la cornée pour l'anesthésie topique supplémentaire.
- Appliquer 1 goutte de carboxyméthylcellulose sodique à la cornée pour éviter le dessèchement des yeux.
- L' implantation chirurgicale
- Faire une incision de 10 mmsur la tête le long de la ligne médiane verticale entre les oreilles avec un scalpel chirurgical.
- Faire une incision de 5 mm sur l'abdomen à travers la couche de peau le long de la ligne médiane au-dessous du sternum.
- Tunnel à 5 mm de diamètre canule sous-cutanée de l'incision abdominale à l'incision de la tête.
- Passer les fils d'électrodes (3 actifs et inactifs) 3 de l'émetteur à travers la canule de l'abdomen à la tête.
- Laisser l'électrode de référence à la base de l'émetteur et couvrir la pointe de l'électrode avec de la gaze aseptique.
- Couvrir les pointes d'électrodes (3 actifs et inactifs) 3 avec de la gaze aseptique.
- Fixer la tête du rat à une plate-forme stéréotaxique.
- Prolongez l'incision de front à 30mm de longueur avec des ciseaux chirurgicaux.
- Exposer zone chirurgicale en rétractant la peau lâche avec 2 sutures (3 - 0) à ~ 3 et 9 heures.
- Grattez le périoste recouvrant le crâne à l'aide de gaze stérilisée pour exposer Bregma, lambda et midline sutures. Percez deux trous dans le crâne à la VEP active (7 mm ventral bregma 3 mm en dehors de la ligne médiane) et inactive (5 mm rostrale à bregma sur la ligne médiane) coordonnées stéréotaxiques.
- Fixer VEP électrodes actives et inactives avec des vis pré-joint en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm) au crâne avec un petit tournevis à ~ 1 mm de profondeur dans les trous préformés. Cette ancre la vis à l'os sans endommager le tissu cortical sous-jacent.
- Pour implanter les électrodes actives ERG utilisent un 8-0 suture de se rétracter temporairement la paupière supérieure.
- Insérez un 16 à 21 G canule sous-cutanée derrière l'oeil à travers le fornix conjonctival supérieur.
- Retirez l'aiguille de guidage.
- Nourrissez l'électrode active à travers le cathéter en plastique raccourci du front vers l'oeil. Ensuite, retirer le cathéter en plastique.
- Utiliser un fil de suture temporaire (8-0), qui est enfilée à travers la boucle d'électrode, afin d'empêcher les electrode de se rétracter de nouveau dans le tunnel.
- Faire une incision de 0,5 mm sur la conjonctive supérieure à 12 heures, de 1 mm en arrière du limbe. Utilisez dissection pour exposer la sclérotique sous-jacent.
- Implanter un 8 - 0 suture immédiatement derrière le limbe à la moitié de l'épaisseur scléral - 0 ou 9.
- Retirer suture temporaire ERG électrode active.
- Ancrer l'électrode active ERG à la demi-scléral épaisseur suture en liant 3 noeuds consécutifs assurant la pointe de l'électrode est situé à proximité du limbe.
- Fermez le volet conjonctival en utilisant 1 à 2 sutures interrompues (8 - 0 à 9 - 0). Assurez-vous que la conjonctive recouvre complètement l'électrode ERG pour améliorer le confort.
- Retirer la paupière rétracter suture.
- Répétez la procédure pour l'oeil controlatéral.
- Appliquer le gel de cyanoacrylate sur le crâne pour sécuriser toutes les vis en acier inoxydable et les fils d'électrodes. Assurer les électrodes actives ERG ne sont pas tirés trop serré avant de fixer à enmouvements oculaires capables.
- Fermez la blessure à la tête au moyen d'un non-absorbable 3-0 suture.
- Tournez rongeur pour exposer la zone abdominale. Allonger dermique incision abdominale à 40 mm le long de la ligne blanche avec des ciseaux chirurgicaux.
- Faire une incision de 35 mm à travers la paroi du muscle interne pour exposer la cavité abdominale intérieure.
- L'utilisation de deux sutures (3 - 0) fixer le corps de l'émetteur à droite paroi abdominale interne de l'animal. Éviter tout contact avec le foie.
- Boucle l'électrode de masse et de sécurité dans cette forme avec une suture (3 - 0). Placez-le flottant librement dans la cavité abdominale.
- Fermez le péritoine en utilisant une suture continue (3 - 0).
- Fermer l'incision de la peau en utilisant des sutures interrompues (3 - 0).
- Les soins post-opératoires
- Surveiller l'animal jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Maison de l'animal seul après la chirurgie.
- Administrer carprOfen sous-cutanée pour l'analgésie (5 mg / kg) une fois par jour pendant 4 jours.
- Ajouter des antibiotiques oraux prophylactiques (Enrofloxin, 5 mg / kg) à l'eau potable pendant 7 jours après la chirurgie.
- Appliquer une pommade anti-inflammatoire à des sites d'incision de la peau pour réduire l'irritation pour les 7 premiers jours après la chirurgie.
3. Conduite ERG et VEP Recordings chez des rats conscients
- adapter foncé animaux pendant 12 heures avant l'ERG et VEP enregistrements
- Effectuer toutes les manipulations expérimentales sous éclairage faible rouge (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
- Appliquer une anesthésie topique (0,5% de proximétacaïne) et dilatant (0,5% tropicamide) tombe à la cornée.
- Guide du rongeur conscient en fait sur mesure, restrainer claire.
Remarque: La longueur de ce tube en matière plastique peut être ajustée pour s'adapter à des rats de tailles différentes avec le diamètre global fixé à 60 mm. L'extrémité avant de l'appareil est effilée pour réduire au minimum la tête moDépla et contient des perforations pour permettre une respiration normale. Ce front conique permet un alignement et la stabilisation de la tête et les yeux du rat à l'ouverture de la sphère de Ganzfeld. A noter que le rongeur a été acclimatés au dispositif de retenue (3 à 5 fois) avant l'intervention chirurgicale. - Placer le rongeur en face de la cuvette Ganzfeld avec les yeux alignés avec l'ouverture de la cuvette.
- Allumez l'émetteur inhabitation en passant un aimant au sein de ~ 5 cm de l'émetteur. Vérifiez que l'émetteur est en vérifiant le voyant d'état LED sur la base du récepteur.
- Recueillir des signaux sur une gamme d'énergies lumineuses (ie, -5,6 à 1,52 log cd.sm -2) comme décrit précédemment 21. En bref, plusieurs signaux moyenne aux niveaux de gradateur de lumière (~ 80 répétitions) et moins aux énergies plus lumineux lumineuses (~ 1 répétition). Peu à peu, d'allonger l'intervalle de 1 à 180 secondes interstimulus de dimmest au niveau de lumière la plus brillante.
- Pour isoler la tige ERGet les réponses du cône utilisent un paradigme double flash 8. Par exemple, lancer deux flashs à 1,52 log cd.sm -2 avec un intervalle msec 500 inter-stimulus entre les deux.
- Pour enregistrer des signaux VEP, moyenne 20 répétitions aux énergies plus lumineux lumineux (ie, 1,52 log cd.sm -2, 5 sec d' intervalle inter-stimulus).
- Pour évaluer la stabilité des implants, qui est évaluée par le signal de la variabilité dans le temps, conduire ERG et VEP enregistrements 7, 10, 14, 21 et 28 jours après la chirurgie.
- Après la période expérimentale, les rats euthanasie par injection intracardiaque de pentobarbiturate (1,5 ml / kg) après la kétamine: anesthésie xylazine (12: 1 mg / kg).
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Representative Results
La réponse du photorécepteur est analysée en ajustant une gaussienne retardée du bord d' attaque de la branche descendante initiale de la réponse ERG aux 2 derniers énergies lumineuses (1,20, 1,52 log csm -2) pour chaque animal, basé sur le modèle de Lamb et Pugh 22, formulé par Hood et Birch 23. Cette formule renvoie une amplitude et d' un paramètre de sensibilité (figure 1C et 1D, respectivement). Une fonction hyperbolique a été ajusté à la réponse de l' énergie lumineuse des cellules bipolaires en forme de tige pour chaque animal, ce qui a également retourné une amplitude et d' un paramètre de sensibilité (figure 1E et 1F , respectivement). Cone amplitude de cellule bipolaire a été analysée comme une réponse de crête de la forme d' onde ( en haut de forme d' onde de la figure 1A et 1B), avec le temps implicite prise par le temps qu'il a fallu pour atteindre la réponse maximale. Pour plus de détails s'il vous plaît voir Charng et al 24.
Figure 1A et B montre ERG forme d' onde ± SEM (n = 8) chez les rats conscients au jour 7 et 28 post-chirurgie. Les formes d' onde semblent être légèrement plus grand au jour 28 par rapport au jour 7, mais linéaire analyse de modèle mixte révélé aucun effet de temps significatif (p = 0,14 à 0,67) pour photorécepteur (PIII adaptés à l' obscurité) amplitude (figure 1C) et de sensibilité (figure 1D ); tige cellule bipolaire (adapté à l' obscurité PII) amplitude (figure 1E) et de sensibilité (figure 1F); cône cellule bipolaire (PII lumière adapté) amplitude (figure 1G) et le temps implicite (Figure 1 H). De même, MEB de forme d'onde VEP (n = 8, la figure 2A) apparaissent comparables à 7 et 28 jours après la chirurgie, avec une amplitude (figure 2B et 2C) et le calendrier (Figure 2D - 2F) paramètresne montrant aucun effet temps significatif (p = de 0,20 à 0,93). Ces résultats indiquent robuste ERG et VEP stabilité du signal.
Moyenne signal sur bruit (SNR, n = 8) rapport des deux ERG (figure 3A) et VEP (figure 3B) retourne une bonne stabilité au cours des cinq séances d'enregistrement conscients. Dans ce scénario, le signal ERG est défini comme le que l'amplitude de la réponse ERG P2 alors que le bruit est le pic maximal au creux d'amplitude calculée à partir d'un intervalle de 10 ms pré-stimulus. Dans le VEP, P2-N1 amplitude est considéré comme le signal alors que le bruit est aussi retourné par le pic et le creux des 10 msec intervalle pré-stimulus. Il n'y avait pas d'effet de temps significatif à travers le SNR des deux ERG et VEP (p = 0,49 et 0,62 respectivement).
Figure 1: Conscious pièce électrorétinogramme Caractéristtic Waveforms et mesures répétables (A - B). formes d' onde ERG ± MEB (n = 8) à travers une large gamme d'énergies lumineuses au jour 7 (A) et 28 (B) post-chirurgie. Paramètres (CF) Rod et le cône ERG sont tracées en fonction du temps après l' implantation. Rod (adapté à l' obscurité PIII) amplitude photoreceptoral (C) et de sensibilité (D), la tige cellule bipolaire (PII adapté à l' obscurité) amplitude (E) et de sensibilité (F), et le cône cellule bipolaire (PII lumière adapté) amplitude (G ) et le temps implicite (H) ont tous montré des enregistrements stables au cours des sessions 5. Tous les symboles indiquent la valeur moyenne (± SEM). Ce chiffre a été modifié depuis Charng et al. 24 Figure 4. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Conscious visuels Potentiels évoqués La pièce Waveforms caractéristiques et mesures répétables formes d' onde (A) de VEP ± SEM (n = 8) sont tracées au jour 7 et après la chirurgie 28.. (B - F) paramètres d'amplitude de VEP et de synchronisation sont évalués sur 1 mois après l' implantation. P1-N1 (B) et P2-N1 (C) amplitude ainsi que P1 (D), N1 (E) et P2 (F) des paramètres de temps implicites étaient stables au cours des sessions d'enregistrement 5. Tous les symboles indiquent la valeur moyenne (± SEM). Ce chiffre a été modifié depuis Charng et al. 24 Figure 6. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. ontenu "fo: keep-together.within-page =" 1 ">
Figure 3:. Le Telemetry System Démontre Stable Ratio signal-bruit au fil du temps Le rapport signal-bruit de la (A) ERG et (B) VEP n'a pas été significativement modifiées au fil du temps (n = 8). Tous les symboles indiquent la valeur moyenne (± SEM). Ce chiffre a été modifié depuis Charng et al. 24 Figure S1. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
En raison de la nature très peu invasive de l'électrophysiologie visuelle, et VEP enregistrements d'ERG chez des patients humains sont effectuées dans des conditions conscientes et ne nécessitent l'utilisation d'anesthésiques topiques pour le positionnement des électrodes. En revanche, électrophysiologie visuelle dans des modèles animaux est classiquement réalisée sous anesthésie générale pour permettre le placement des électrodes stables en éliminant les mouvements oculaires volontaires et le corps. Cependant, les anesthésiques généraux couramment utilisés modifient les réponses ERG et VEP comme le montre notre publication précédente 24 et d' autres 25-27. En tant que tel développement d'une plate-forme ERG et VEP conscient dans un modèle de rongeur offre une représentation supérieure des réponses physiologiques dans des modèles animaux, ce qui peut à son tour permettre de mieux traductibilité du stade préclinique aux résultats cliniques. Un autre inconvénient de l'utilisation de l'anesthésie est de limiter la durée de l'expérience. Plus précisément, l'utilisation d'une anesthésie prolongée ainsi que administ répétéesration d'anesthésiques peut augmenter risque d'effets indésirables tels que la drogue et l' accumulation de problèmes respiratoires associés 28.
Cette étude a montré que le système de télémétrie chez des rats conscients retourné robuste ERG et VEP stabilité du signal pendant au moins 28 jours après la chirurgie. Notre groupe est le premier à effectuer des réponses ERG et VEP sans fil conscients simultanément 24 et ce manuscrit en détail les procédures chirurgicales et d' enregistrement impliqués. Comparaison avec d'autres interventions chirurgicales réalisées avec des enregistrements ERG et VEP conscients filaires illustrent une meilleure stabilité dans l'ERG et répétabilité équivalent dans les enregistrements VEP sur une période de 1 mois 15.
Les techniques chirurgicales et des enregistrements subséquents conscients ont le potentiel d'être appliquée à divers modèles animaux. La plate - forme a une utilité potentielle dans de nombreuses applications où il est avantageux d'éviter les facteurs de confusion associés à l' anesthésie 29. Ces inclla découverte de médicaments ude, l'amélioration de la traduction pour les études humaines et des expériences chroniques ou longitudinales.
Les modifications possibles à la technique comprennent la modification du nombre de canaux biopotentiel implantés et simultanément enregistrées. Cela peut varier de 1 à 4 fils de biopotentiel et pourrait donc mesurer visuelle électrophysiologie évoquée à partir de 1 oeil à 2 yeux et 2 corticales visuelles. Notez que la modification du nombre de canaux de biopotentiels conduit également à la modification de la largeur de bande enregistrée qui aura des conséquences pour les signaux électrophysiologiques haute fréquence. Par exemple, l'émetteur de biopotentiel 3 de canal utilisé dans cette étude (F50-EEE) a été choisie pour montrer qu'il est possible d'enregistrer simultanément les réponses évoquées visuellement à partir de la rétine et le cortex visuel d'un rat conscient. Cependant, ces 3 émetteurs de canal ont une largeur de bande de 1-100 Hz, qui peut enregistrer fidèlement ERG a et b-ondes, mais modifiera les potentiels oscillatoires dues à Their 24 fréquence plus élevée. En revanche, si elle était d'intérêt à l'étude pour enregistrer les potentiels oscillatoires puis un émetteur avec moins de canaux d'enregistrement ( par exemple, largeur de bande plus large) pourrait être employé. Il est également possible pour le stimulus lumineux à modifier, par exemple au lieu de mener-plein champ ERG et VEP, la physiologie visuelle en réponse à clignoter stimuli peuvent également être utilisés.
Une limitation majeure pour traduire cette technique pour d'autres modèles animaux est la taille de l'oeil de l'animal. On ne devrait pas avoir de problème implanter les électrodes oculaires à des animaux plus gros que des rats. Cependant, il serait difficile d'implanter l'électrode ERG sur un oeil de souris, en raison de la zone de travail plus faible. L'implantation cortical, d'autre part, doit être relativement simple à réaliser dans la plupart des animaux de laboratoire.
Il y a plusieurs aspects de la chirurgie qui doivent être étroitement surveillés pour assurer implantatio réussien. Il est impératif que l'anneau d'électrode ERG est formée dans un anneau lisse en raison de l'irritation qui peut être induite par les bords rugueux sur la boucle. L'implantation d'électrodes actives ERG est facilitée par deux expérimentateurs simultanés, l'un pour stabiliser l'oeil tandis que l'autre se fixe l'électrode à la sclérotique. Une attention particulière doit être prise pour assurer la suture sclérale (2.2.19) est seulement la moitié de l'épaisseur, comme un fil de suture scléral pleine épaisseur sera de percer le globe oculaire et provoquer une fuite du vitré. L'implantation d'électrodes sur le crâne (VEP actif et ERG / VEP électrodes inactives) est techniquement moins exigeante que celle des électrodes ERG. Néanmoins, il est impératif que, lorsque les électrodes sont ancrées dans le crâne, les fils sont autorisés à se raidir naturellement à réduire toute tension inutile. Acclimatation à l'restrainer d'enregistrement avant l'implantation chirurgicale est avantageux de réduire les mouvements excessifs au cours de l'ERG et VEP enregistrements.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
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- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
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