Abstract
Pollinisateurs généralistes comme le bumble bee chamois à queue, Bombus terrestris, rencontrent les nutriments et les toxines dans le nectar floral qu'ils recueillent de plantes à fleurs. Seules quelques études ont décrit les réponses gustatifs des abeilles vers les toxines dans les aliments, et ces expériences ont principalement utilisé la réponse d'extension du proboscis sur les abeilles sobres. Ici, un nouveau test de comportement est présenté pour mesurer les réponses d'alimentation de librement mobile, travailleur individuel bourdons des nutriments et des toxines. Ce test mesure la quantité de solution ingérée par chaque abeille bumble et identifie comment sapides dans les aliments influencent la microstructure du comportement alimentaire.
Les solutions sont présentées dans un tube microcapillaire pour les bourdons individuels qui ont déjà été affamés pendant 2-4 heures. Le comportement est capturé sur vidéo numérique. La structure fine du comportement alimentaire est analysée en marquant en permanence la position du proboscis (pièces buccales) à partir des enregistrements vidéo en utilisant le logiciel d'enregistrement des événements. La position du proboscis est définie par trois catégories comportementales différentes: (1) proboscis est étendue et en contact avec la solution, (2) proboscis est prolongée, mais pas en contact avec la solution et (3) proboscis est rangé sous la tête. En outre, la vitesse de la trompe rétractant loin de la solution est également estimée.
Dans le présent essai le volume de solution consommé, le nombre de périodes d'alimentation, la durée des épisodes d'alimentation et la vitesse de rétraction de l'appendice, après le premier contact est utilisé pour évaluer l'phagostimulatory ou de l'activité de dissuasion des composés testés.
Ce nouveau test de goût permettra aux chercheurs de mesurer comment les composés trouvés dans le nectar influencent le comportement alimentaire des abeilles et seront également utiles aux biologistes de pollinisation, toxicologues et neuroethologists étudient le système de goût du bourdon.
Introduction
Interactions plantes-pollinisateurs sont complexes. Les pollinisateurs visitent les fleurs pour obtenir le nectar et le pollen comme aliment; à son tour, les pollinisateurs facilitent la reproduction sexuée chez les plantes. Bien que cette relation est surtout mutualisme, nectar de fleurs et de pollen contiennent parfois des toxines ou des composés autres plantes 1-5 qui peut nuire à pollinisateurs. La justification écologique pour la présence de ces composés dans le nectar et le pollen est pas clair dans tous les milieux. Une question en suspens dans ce domaine est de savoir comment les pollinisateurs tels que les abeilles peuvent détecter et éviter des fleurs avec nectar contenant des toxines.
Les espèces de bourdons, Bombus terrestris (Linnaeus, 1758), est un pollinisateur généraliste qui visite les fleurs de nombreuses espèces de plantes , y compris celles produisant du nectar contenant des toxines 6. Bourdons On a montré que des solutions pour éviter de consommer contenant de fortes concentrations de toxines dans un essai de 24 heures à deux choix 7. ce dosagede la consommation alimentaire décrite par Tiedeken et al. 7 ont révélé que les abeilles peuvent détecter des composés amers dans les solutions. Cependant, ce test a été incapable de distinguer le goût des processus post-ingestifs tels que malaise qui pourrait également affecter le comportement alimentaire sur cet intervalle de temps 8-10.
Les abeilles possèdent sensilla gustatifs sur leurs antennes, buccales et tarses pour détecter des composés 11-13. Le réflexe d'extension du proboscis (PER) des expériences impliquent retenir les abeilles individuelles dans un harnais et stimulant sensilla antennaire de l'abeille pour produire l'alimentation réflexe 14-17. Les abeilles peuvent être immobilisés dans des faisceaux individuels, puis stimulés pour produire le réflexe d'alimentation comme un test de leur capacité à goûter des composés 18,19. D' autres ont modifié le test PER pour étudier la sensibilité des antennes ou buccales à des toxines 9,20. Cependant, les abeilles sont soumis à un stress pendant exploiter. Cela pourrait affecter la façon dontils répondent à des composés 21.
Ici, un nouvel essai est décrit pour évaluer la réponse du goût comportemental librement déplacer les bourdons à saccharose et la quinine, un alcaloïde qui a déjà été rapporté pour être dissuasif 9 et toxique 10 pour les abeilles (Apis mellifera) et les bourdons (Bombus terrestris) 7, 22. Bien que la quinine n'a pas été trouvé dans le nectar des plantes, cet alcaloïde est souvent utilisé comme un stimulus aversif dans des études comportementales et physiologiques chez les abeilles 7,9,12,13,22. La méthode consiste à enregistrer les pièces buccales des bourdons vidéo à grande résolution pendant le contact proboscis initial avec les solutions d'essai. Plus précisément, la structure fine de la réponse d'alimentation est examinée en marquant en continu le comportement sur un intervalle de 2 min. Le volume de solution consommé est mesurée pendant la période d'alimentation, et donc la quantité de nourriture consommée peut être corrélée avec la microstructurele comportement alimentaire. En outre la vitesse de rétraction de la trompe est mesurée, comme indicateur d'un évitement actif et, par conséquent la détection de pré-ingestion.
Protocol
1. Capturer les abeilles de la colonie et la période Starvation
Note: Les expériences décrites ici ont été réalisées à l' Université de Newcastle, au Royaume - Uni avec Bombus terrestris audax. Multiples (2-3) achetés dans le commerce des colonies ont été utilisés par traitement. Les colonies ont été maintenus sur un banc dans des conditions de laboratoire (25 ± 2 ° C et 28 ± 2% d' humidité relative) dans l' obscurité constante et ont été nourris avec du miel d' abeille pollen récolté et des solutions de sucre ad libitum.
- Collecter des travailleurs individuels bourdons en utilisant un flacon en plastique (7 cm de long, 2,8 cm de diamètre intérieur) avec un bouchon en plastique perforé, après avoir ouvert la porte à la colonie juste assez longtemps pour une abeille à quitter et être pris au piège.
- Avant l'expérience, mourir de faim individuellement toutes les bourdons pour 2-4 heures dans les flacons en plastique et conserver à la température ambiante dans l'obscurité totale.
2. Transfert des abeilles dans les tubes de maintien et la Habituation Phase
- Après la période de famine, transférer un bourdon directement à partir du flacon en plastique dans un tube de maintien. Le tube de retenue est un tube de 15 ml de centrifugeuse modifié (longueur: 119 mm, diamètre 17 mm), avec un trou de 4 mm foré à la pointe et un morceau de treillis en acier (de base: 8 mm, hauteur 30 mm) fixée à l'intérieur par la fusion la matière plastique du tube avec une aiguille en acier chauffé à dissection.
- Fixer le tube de retenue contenant le bourdon sur un support en polystyrène avec de la cire dentaire. Fixer les deux morceaux de carton de chaque côté du tube de maintien. Ceci est de protéger l'abeille à partir des stimuli visuels qui pourraient interférer avec l'expérience.
- Placer une caméra microscopique numérique 5 cm au-dessus de la pointe du tube de maintien et connecter l'appareil photo à un ordinateur portable compatible.
- Ajuster le tube de retenue de sorte qu'au moins les 18 premiers mm de la pointe du tube de maintien est dans le cadre de la vidéo. Avant l'expérience, commencer la période d'habituation 3 min.
3.Phase pré-test: Présenter une baisse de sucrose
- Connecter une seringue à un adaptateur femelle contenant une gouttelette de solution de saccharose (~ 3,5 pi, 500 mM de saccharose dissous dans de l'eau déminéralisée). Présenter le sucrose intérieur de la pointe du tube de retenue pour motiver l'extension de la trompe.
- Donnez le bourdon à 5 min de consommer la gouttelette de saccharose. Si la gouttelette ne se consomme pas, retirez le bourdon de l'expérience.
- Commencez l'enregistrement vidéo après la période d'habituation. Dans cette étude, l'activité proboscis a été enregistré à 26,7 images / s -1 avec un taux de grossissement 25X.
4. Phase Test: Présentation de la solution de test
- Remplir un tube microcapillaire 100 ul avec la solution d'essai. Connectez-le à un morceau de tube en silicone (6 cm de longueur, 1 mm de diamètre intérieur) et le fixer à un micro manipulateur.
- Connectez le tube via un adaptateur mâle à un autre tube de silicone (6 cm de longueur, 4 mm de diamètre intérieur), which agit comme un bulbe de la pipette.
- Positionner le microcapillaire tube de 5-10 mm de la pointe du tube de retenue. Appuyez doucement sur le tube pour maintenir la solution d'alimentation à l'extrémité du tube microcapillaire.
- Après le bourdon consomme la gouttelette de saccharose, retirer immédiatement la seringue contenant la solution de saccharose 500 mM.
- Commencez la phase de test de 2 min lorsque proboscis les contacts de l'abeille bumble, la solution à l'intérieur du tube microcapillaire.
- Afin de contrôler une éventuelle évaporation, remplir deux tubes microcapillaires supplémentaires avec du saccharose ou de l'eau et de le manipuler exactement comme lors de la phase de test.
- Avant et après chaque essai balayer les niveaux de liquide dans le tube microcapillaire en utilisant un scanner à 600 dpi pour mesurer la quantité de nourriture consommée (figure 4A).
5. Analyses image
- Déterminer le volume de la consommation de solution en utilisant ImageJ (version 1.48), un proc d'imageesser logiciel.
- Téléchargez le fichier image et zoomer dans l'image (~ 400%). Pour définir l'échelle de référence, sélectionnez l'outil de ligne droite et tracer une ligne entre les deux extrémités du tube microcapillaire. Sélectionnez 'Analyser' puis 'Échelle Set'. Entrer la longueur totale du tube sous la «distance connue» et l'unité correspondante sous la rubrique «Unité de longueur».
- Sélectionnez l'outil en ligne droite à nouveau et tracer une ligne entre les deux extrémités du niveau de liquide. Sélectionnez 'Analyser' puis 'Mesure'. Dans la fenêtre des résultats de la longueur du liquide est donnée dans la colonne «Longueur».
- Calculer le volume de la consommation de solution en utilisant la formule:
où
est la longueur du tube microcapillaire et 
et
est la longueur du tube microcapillaire et 
et 6. Analyses vidéo
- Note les comportements alimentaires au cours de la phase de test de 2 min de chaque vidéo à l' aide d' un logiciel d'enregistrement des événements (voir le tableau Matériaux).
- Dans un premier temps , définir les comportements alimentaires (ie. Les éléments) dans le menu des classes de comportement du logiciel d'enregistrement. Les comportements alimentaires sont comme suit: (1) rostre, en dehors / contact: le rostre prolonge et est en contact avec la solution à l'intérieur du tube microcapillaire (2) rostre, en dehors / sans contact: l'proboscide prolonge et n'a pas en contact avec la solution à l'intérieur du tube microcapillaire, (3) proboscis arrimés: la trompe ne sont pas prolongés mais rangés sous la tête et (4) hors de la vue: le bourdon est hors de l'image vidéo.
- Définissez chaque comportementcomme un «état» et «mutuellement exclusifs» dans le menu des propriétés et de faire des enregistrements continus pour un intervalle de 2 min. Rejouer les vidéos en mode ralenti (2 fois plus lent) pour plus de précision.
- Mesurer la vitesse de proboscis retrait de la solution d'essai après le premier contact entre deux trames consécutives (séparés par 37.5 msec dans les enregistrements vidéo présentés ici) en utilisant un logiciel de suivi de mouvement vidéo (Voir tableau des matériaux).
- Téléchargez le fichier vidéo et passez à l'image où les proboscis premiers contacts de la solution.
- Pour définir l'échelle de référence, sélectionnez l'outil de ligne et tracer une ligne sur la largeur du tube microcapillaire dans l'image vidéo. Faites un clic droit sur la ligne et sélectionnez «Calibrer mesure». La largeur d'entrée du tube capillaire et l'unité correspondante.
- Sélectionnez 'Image' puis 'Coordonner l'origine du système ». Sur la nouvelle fenêtre cliquez sur le bout de la trompe et sélectionnez9; Appliquer '.
- Sélectionnez l'outil de déplacement de la main, clic droit sur le bout de la trompe sur l'image vidéo et sélectionnez 'Track Path'. Déplacer vers l'image suivante et réajuster le point de suivi à la pointe de la trompe.
- Faites un clic droit sur le point de suivi et sélectionnez 'Configuration'. Sélectionnez 'Chemin complet' et sélectionnez 'Speed' dans la mesure. Sélectionnez 'Appliquer'. La vitesse est alors affichée.
Representative Results
Le nouveau test est utilisé pour tester les réponses d'alimentation à 1 M de saccharose, 1 M de solution de saccharose ainsi que 1 mM de quinine et de l'eau déminéralisée seule. Les réponses d'alimentation immédiates pour chaque traitement sont déterminées par quantification de la durée des contacts proboscis avec la solution d'essai, la fréquence des épisodes d'alimentation et la vitesse de la trompe rétractant l'écart de la solution d'essai après le premier contact pendant la phase de test 2 min. Le volume de solution consommé est également mesurée après la phase de test. Dans cette étude, nous avons choisi un intervalle de 5 secondes critère de combat (Figure 1, voir fichier supplémentaire) sur la base des travaux antérieurs par le français et al. 25 qui a utilisé un seuil de 5 sec pour caractériser le comportement proboscis de rétraction par la drosophile en réponse à dissuasives composés 25. Ainsi, nous avons défini un combat d'alimentation comme un contact entre les proboscis étendues et la solution net interrompu par l'absence de contacts de 5 s ou plus.
En comparaison avec le saccharose et de l' eau déminéralisée seule, en ajoutant de la quinine à une solution de saccharose dissuade évidemment l' alimentation par les bourdons comme ils vont rapidement se éloigner si elles détectent une substance aversif (vidéo Figure 1).
Dans cette expérience, les traitements ont un effet significatif sur la durée cumulée des contacts proboscis pendant la phase de test (ANOVA sur les données transformées en log, F 2,31 = 41, p <0,001). La durée cumulée de temps de contact avec le saccharose contenant de la quinine est significativement réduite par rapport au saccharose seul (p <0,001) , mais pas à l' eau déminéralisée seul (p = 0,219) (figure 2). De même, les traitements ont un effet significatif sur la durée cumulée des épisodes d'alimentation (ANOVA sur les données transformées en log, F
c 2: p = 0,450). Aucun effet des traitements se trouve sur le temps d'attente entre les premiers contacts antennaires et la solution d'essai et les premiers contacts du rostre (médiane: 2,67 s pour le saccharose; 1,10 s pour le saccharose ainsi que la quinine; 0,80 s pour l'eau déminéralisée, ANOVA le les données log-transformées, F 2,13 = 0,620, p = 0,550). De plus, le pourcentage des bourdons étendant la trompe à goûter la solution d'essai reste constante à travers les traitements (saccharose: 66,7%; teneur en saccharose plus quinine: 50,0%; eau déminéralisée: 52,2%; binomiale GLM, changement de déviance par rapport à la distribution c 2: p = 0,840). Ensemble, ces résultats suggèrent que les antennes jouent un rôle mineur dans la détection des toxines dans cet essai.
Une expérience séparée examine s'il est nécessaire de tester les abeilles pendant une période de temps de 2 min. La quantité de nourriture consommée par les abeilles est testée avec le saccharose 1 M ou 1 mM de quinine dans 1 M de saccharose dans des solutions de deux conditions: d'une période d'essai de 2 minutes et une période d'essai de 10 min. Pour les deux traitements, la consommation alimentaire totale ne diffère pas pour les périodes d'essai et aucune interaction significative se produit entre la période d'essai et le traitement (N = 6-13, ANOVA sur les données de transformation logarithmique; effet des traitements: F 1,31 = 54,8, p <0,001; effet de la période d'essai: F 1,31 = 0, p = 0,979; effet de l'interaction: F = 0,1, p = 0,457). En résumé, un2 période de test min est suffisante pour évaluer l'effet de la solution sur la quantité totale de nourriture consommée par les bourdons et les effets dissuasifs de substances toxiques ou répulsives dans cet essai. Ainsi, en mesurant la consommation alimentaire et le dosage du comportement alimentaire, il est possible d'établir une corrélation entre la consommation totale des produits alimentaires à la structure fine de l'alimentation pendant l'essai.
Figure 1: Périodes Latence entre les Proboscis contacts pendant la Première 2 Min du dosage de l' alimentation des parcelles de densité des périodes de latence de temps séparant chaque contact proboscis avec la solution 1 M de saccharose, la solution de quinine saccharose 1 M + 1 mM et de l' eau.. Les données cumulatives de 13, 10 et 11 abeilles sont représentées respectivement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. </ P>
Figure 2: Proboscis Contacter Durées pendant la Première 2 Min du dosage de l' alimentation des parcelles de densité des durées de contact proboscis par bourdons se nourrissant de 1 M de saccharose, 1 M de saccharose + 1 quinine mM ou de l' eau.. Taille de l' échantillon comme dans la figure 1. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3: Activité Proboscis de bourdons Alimentation sur 1 M sucrose, 1 M sucrose + 1 mM quinine ou de l' eau (A) La durée cumulée de périodes d'alimentation pendant la phase de test (B) la fréquence de l' alimentation combats et (C) la vitesse. de la re proboscistraction après le premier contact. Lettrage indique une différence significative: les traitements avec des lettres différentes indiquent P <0,05. Box parcelles représentent la médiane (barres noires), le points de données les plus élevés le plus bas et encore moins de 1,5 de la gamme interquartile (moustaches) et les valeurs aberrantes (cercles). Taille de l' échantillon comme dans la figure 1. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4:. Supresses Quinine alimentation par les bourdons (A) Les images numérisées des tubes microcapillaires montrant le niveau du saccharose 1 M ou de la solution de quinine 1 M de saccharose plus 1 mM (indiqué par une ligne noire) avant et après la phase de test respectivement. (B) La consommation de saccharose 1 M, 1 M de saccharose plus 1 mM de quinine ou de l' eau déminéralisée seul par les abeilles bourdons après la phase de test. Lettrage indique une différence significative: les traitements avec des lettres différentes indiquent P <0,001. Box parcelles représentent la médiane (barres noires), le points de données les plus élevés le plus bas et encore moins de 1,5 de la gamme interquartile (moustaches) et les valeurs aberrantes (cercles). Taille de l' échantillon comme dans la figure 1. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Vidéo Figure 1: les enregistrements vidéo de l'activité Proboscis vers (A) 1 M sucrose , (B) 1 M sucrose Plus 1 mM Quinine et (C)d / 54233 / Video_figure_1C_Water.m4v "target =" _ blank "> Eau déminéralisée pendant la phase de test.
Discussion
Avec ce test de comportement roman, la quinine est indiquée pour dissuader l'alimentation de l'bumble bee chamois à queue. Le temps de contact de proboscis réduite et l'alimentation fréquence de combat avec l'eau ou la solution de saccharose lacées avec de la quinine est interprétée ici comme un refus d'engager l'alimentation plus sur les solutions non-nutritives ou potentiellement toxiques. Lorsque la quinine est ajouté à une solution 1 M de saccharose, les bourdons non seulement de réduire le volume de la solution qu'ils consomment, ils se rétractent également les proboscis plus rapide, réduisant ainsi le temps de contact entre les pièces buccales et la solution contenant une toxine. Ensemble, ces résultats suggèrent que la quinine est perçue par les cellules réceptrices gustatifs sur les pièces buccales du bourdon, comme déjà mentionné auparavant lors de l'abeille 9. La quinine est une toxine pour les insectes qui induit un comportement de malaise semblable à l'abeille 10 et effet de choc dans le moustique du paludisme (Anopheles gambiae) 23. Ce test pourrait bien conduire à l'identification de certains composés de dissuasion et potentiellement toxiques qui sont perçus par les cellules réceptrices du goût sur les pièces buccales dans les bourdons.
Il est essentiel pour le tube microcapillaire pour être rempli d'un volume suffisant de solution d'essai pour durer pendant toute la phase de test. Il est recommandé qu'au moins les trois quarts environ du tube microcapillaire (par exemple 70-80 ul) est rempli. Cependant, il faut prendre soin de ne pas remplir complètement le tube microcapillaire pour réduire le risque de déversement au cours du processus de numérisation et de fixer le tube microcapillaire à l'appareil expérimental. Des précautions doivent également être prises lors de la présentation de la gouttelette mM de saccharose 500 à l'abeille bumble, de sorte que l'expérimentateur évite les fuites de la gouttelette dans le tube de maintien.
Le trou de 4 mm à l'extrémité du tube de maintien est assez grand pour un adulte travailleur bumble bee d'étendre naturellement sa trompe vers la solution de test. Cependant, il est possible quebourdons peuvent goûter la solution avec leurs antennes avant d'étendre leurs trompes. Cela pourrait influer sur la probabilité de l' extension du proboscis comme PER pouvait être obtenue chez les bourdons en stimulant leurs antennes avec une solution de sucre 15. En fait , les antennes des hyménoptères comme la guêpe parasitoïde (Trissolcus brochymenae) 24 ou le miel d' abeille 13 sont équipés avec goût sensilla, leur permettant de goûter les sucres et les toxines comme la quinine. Par conséquent, les contacts antennaires initiaux avec des solutions contenant des composés hautement dissuasives comme la quinine pourrait également réduire la motivation d'un bourdon d'étendre sa trompe et donc influer sur le taux de succès expérimental. Bien que le contact antennaire avec la solution de test ne peut pas être contrôlée, dans la présente étude n'a été trouvé aucun effet significatif contact antennaire sur l'extension du proboscis vers la solution de test. Dans cet essai, la mise en place immédiatement le tube microcapillaire après la phase pré-test when les antennes des abeilles bourdons sont encore à l'intérieur du tube de retenue peut réduire la possibilité pour les bourdons de goûter à la solution d'essai avec leurs antennes.
La principale limitation de ce test se pose lors de la poursuite de la rétraction du proboscis loin de la solution d'essai après le premier contact du proboscis en utilisant le logiciel mouvement suivi vidéo. La vidéo affiche uniquement le mouvement 2D de la trompe, de sorte que la sortie donnée de la mesure de la vitesse peut être inférieure ou supérieure estimée. Cependant, avec certaines modifications, cet aspect de l'essai pourrait être améliorée.
Ce test peut être utilisé pour observer les réponses d'alimentation naturelle vers des solutions contenant différents composés, y compris métabolites secondaires végétaux naturels qui se produisent. Observer les réponses alimentaires immédiates avec cet essai donne des informations détaillées sur la façon dont les bourdons détecter ces composés. Ceci est avantageux par rapport existant 'go-no go' méthodes comme PER 18,19 7 parce que cette méthode produit plusieurs mesures d'intervention de comportement , y compris la consommation alimentaire lors d' un combat d'alimentation discrète.
Mesure de plusieurs paramètres permet simultanément une meilleure évaluation de la sapidité d'un composé. Par exemple, dans notre analyse, les bourdons évitent l'eau ou la solution de saccharose lacées avec de la quinine consommer. Rétractation de la trompe peut être causé par un changement dans les réponses des cellules réceptrices de sucre 12,13. Notre analyse montre que les bourdons se rétractent les proboscis plus rapidement après la mise en contact de la solution de saccharose, plus quinine que l'eau seule; cela pourrait suggérer que la quinine affecte un ensemble distinct de neurones en plus d'inhiber les neurones de détection du sucre 9,12,13,25.
Notre test permet l'analyse de la structure temporelle des réponses comportementales lors de l'alimentation. Un protocole similaire où le temps de la consommation et le nombre de combats est mesurée a alprête été mis en œuvre pour évaluer la réponse de l' alimentation de la drosophile aux sucres nutritifs et non nutritifs 26. Nous prévoyons que les abeilles présentent une réponse plus fiable à l' alimentation des stimulants dans notre analyse que dans d' autres méthodes telles que PER parce que les abeilles sont libres de se déplacer dans le tube de maintien 21. Cette technique permettra une analyse exhaustive des seuils de goût pour les nutriments et les toxines pour éclairer les mécanismes de l'alimentation dans les bourdons et potentiellement d'autres espèces d'abeilles.
Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêt.
Acknowledgments
Ce travail a été financé par la subvention Leverhulme Trust (RPG-2012-708) et une subvention BBSRC (BB / M00709X / 1) à VAG.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bumblebee colonies | Koppert Biological Systems | NATUPOL Beehive | |
| Digital microscopic camera | Dino-lite Europe | AM4815ZT | Dino-Lite Edge |
| 100 μl microcapillary tube | Blaubrand IntraEND | 709144 | |
| 15 ml polypropylene centifuge tube | Fisher Scientific | 11849650 | |
| 1 ml disposable plastic luer slip syringe | BD | 300013 | |
| Dell Latitude 3550 laptop | Dell | Check for compatibility with video software | |
| Canon CanoScan LiDE 120 | Canon | Check for compatibility with the computer/laptop | |
| Observer software version 5.0.25 | Noldus | ||
| Kinovea software version 0.8.15 | Kinovea | ||
| silicone tubing | 6 cm length, 1 mm inside Ø & 6 cm length, 4 mm inside Ø | ||
| Male luer x1/16" standard hose barbed polypropylene adapter | Cole-Parmer | TW-45518-22 | |
| Female luer x 1/16" standard hose barbed polypropylene adapter | Cole-Palmer | TW-45508-12 | |
| Steel mesh | 0.5 mm mesh size | ||
| Sucrose (grade II) | Sigma-Aldrich | S5391 | |
| Quinine hydrochloride dihydrate | Sigma-Aldrich | Q1125 | |
| ImageJ software version 1.48 | ImageJ |
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