Summary
Os macrófagos são células plasmáticas do sistema hematopoiético que desempenham um papel crucial na imunidade protetora e na homeostase. Neste relatório , descrevemos técnicas otimizadas in vitro para caracterizar fenotípica e funcionalmente macrófagos reguladores infiltrantes de enxerto que se acumulam no órgão transplantado em condições tolerogênicas.
Abstract
A acumulação de macrófagos em órgãos transplantados tem sido reconhecida como uma característica da rejeição de aloenxerto 1 . Os monócitos imunogênicos infiltram o aloenxerto logo após o transplante, montam uma resposta reativa do enxerto contra o órgão transplantado e iniciam a rejeição dos órgãos 2 . Dados recentes sugerem que os macrófagos supressivos facilitam o transplante de longo prazo com êxito 3 e são necessários para a indução de tolerância ao transplante 4 . Isso sugere um conceito multidimensional de ontogenia, ativação e função de macrófagos, que exige um novo roteiro para isolamento e análise da função de macrófagos 5 . Devido à plasticidade dos macrófagos, é necessário fornecer uma metodologia para isolar e caracterizar macrófagos, dependendo do ambiente de tecido, e definir suas funções de acordo com diferentes cenários. Aqui, nós descrevemosSeja um protocolo para a caracterização imune de macrófagos infiltrados por enxerto e os métodos que usamos para avaliar funcionalmente sua capacidade de inibir a proliferação de CD8 + T e promover a expansão de Treg de CD4 + Foxp3 + in vitro .
Introduction
Este protocolo descreve técnicas in vitro para estudar a função de macrófagos infiltrantes de tecidos isolados de aloenxertos cardíacos, de acordo com sua capacidade de modular as respostas de células T. Amplamente descritos na literatura, corantes de rastreamento de células fluorescentes em combinação com citometria de fluxo, são ferramentas poderosas para estudar a função supressiva de tipos celulares específicos in vitro e in vivo. Nosso protocolo segue o método do éster de succinimidil de carboxifluoresceína (CFSE) para monitorar a proliferação de linfócitos in vitro .
Quando uma célula marcada com CFSE se divide, sua progênie adquire metade do número de moléculas marcadas com carboxifluoresceína 6 . A diminuição correspondente na fluorescência celular por citometria de fluxo pode ser usada para avaliar a divisão celular, monitorando a capacidade de macrófagos supressivos para modular as respostas imunes das células T. Como o CFSE é um corante à base de fluoresceína, é compatível com um brGama de outros fluorocromos, tornando-o aplicável à citometria de fluxo multicolorida. A escolha apropriada de fluorocromos para fenotípulos também é importante para evitar a sobreposição espectral excessiva e a incapacidade de reconhecer células positivas a anticorpos, particularmente com corantes proteicos visíveis, como o CFSE 7 .
Existem muitas vantagens de usar corantes fluorescentes em técnicas alternativas que medem a proliferação celular, como o ensaio de incorporação de timidina, que usa a timidina radiomarcada (TdR) 8 . Este ensaio utiliza timidina tritiada (3H-TdR) que é incorporada em novas cadeias de DNA cromossómico durante a divisão de células mitóticas. Uma preocupação de segurança associada a este ensaio é o uso de radioisótopos, uma vez que um contador beta de cintilação é usado para medir a radioatividade no DNA recuperado das células para determinar a extensão da divisão celular. Metodologicamente, o burro de timidina tritiadoAy não é flexível o suficiente para se adequar às importantes restrições de laboratório clínico, como o baixo número de células e a análise tardia após a coloração. Pelo contrário, a coloração com CFSE demonstrou prevenir a proliferação celular e interferir com marcadores críticos de ativação, como CD69, HLA-DR e CD25 9 . Portanto, a compreensão de vantagens e limitações de cada metodologia, particularmente em estudos multicoloridos, onde corantes múltiplos são usados para rastrear diferentes tipos de células, é fundamental para obter resultados precisos e reprodutíveis.
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Protocol
Neste estudo, os camundongos são alojados de acordo com as diretrizes do Departamento de Agricultura dos Estados Unidos e as recomendações do Guia do Serviço de Saúde Pública para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. Todas as técnicas experimentais envolvendo uso animal foram realizadas de acordo com os protocolos aprovados pelo Comitê de Utilização e Cuidados de Animais Institucionais (IACUC) da Faculdade de Medicina Mount Sinai.
1. Preparação de mídia
- Prepare o meio RPMI 1640 completo com 10% de FBS e 1% de penicilina-estreptomicina (10 000 U / mL) usando L-glutamina 2 mM, piruvato de sódio 1 mM, aminoácidos não essenciais 0,1 mM, HEPES 5 mM e 0,05 mM 2 -mercaptoetanol.
2. Isolamento de aloenxerto e suspensão de célula única
NOTA: A técnica de transplante e anastomose da artéria pulmonar e da veia de cava inferior foi inicialmente descrita por Corry e colaboradores e pode ser visualizada em Liu & KangS = "xref"> 10 , 11 ( Figura 1A ).
- Anestesiar um rato transplantado com 4-5% de isoflurano numa câmara de indução. Sacrifique-o pela luxação cervical.
- Faça uma incisão abdominal na linha média com tesoura padrão e remova o conteúdo abdominal para localizar a aorta.
NOTA: O coração transplantado estará no lado direito da aorta abdominal do receptor ( Figura 1B ). - Retire o enxerto suavemente usando pinças finas de dentes afiados e coloque-o imediatamente em meio RPMI gelado.
NOTA: O uso de uma tesoura cirúrgica para separar o enxerto da aorta pode danificar o enxerto e fazer com que algum tecido permaneça aderido ao destinatário. - Depois de todos os enxertos terem sido coletados, mova-os para uma capa de cultura estéril para o processamento de tecidos. Coloque o enxerto em uma placa de Petri e corte o tecido em pequenos pedaços (1 mm) usando tesoura de microcirurgia estéril e contundente.
- Com dentes afiados forcEps, transfira as peças para um tubo de 50 mL com 5 mL de colagenase A (0,1 mg / mL de colagenase em 1x PBS estéril). Incubar durante 1 h em um banho de 37 ° C.
- Adicione 5 mL de meio RPMI para neutralizar a colagenase e transferir a amostra através de um filtro de 100 μm com a ajuda do êmbolo de uma seringa de 1 ml.
- Gire a amostra para baixo a 400 xg durante 5 min a 4 ° C.
- Ressuspender o sedimento em 1 mL de tampão de lise de ACK. Misture bem e incube durante 5 min a 4 ° C.
- Adicione 1 mL de meio RPMI para neutralizar o tampão de lise e gire a amostra para baixo a 400 xg durante 5 m a 4 ° C.
- Ressuspender o sedimento celular em 200 μL de meio RPMI e transferi-lo para um tubo redondo de fundo de polipropileno de 5 mL.
NOTA: Os tubos de polipropileno suportam menos aderência. Além disso, manter as células a baixa temperatura, como 4 ° C, reduz a adesão.
3. Isolamento de macrófagos infiltrantes de enxerto usando células ativadas por fluorescênciaIng
- Bloqueie a ligação específica indesejada em células mieloides utilizando o mAb de bloqueio do receptor Fc (CD16 / 32 de rato anti-mouse). Adicione 1-2 μL por amostra, 15 min antes da coloração da superfície.
- Mancha com o CD11b Percp / Cy5.5 anti-mouse (concentração final de 0,6 μg / μL no meio RPMI), APC / eFluor780 anti-mouse (0,6 μg / μL), APC Ly6C anti-mouse (2 μg / μL) E Ly6G Pe / Cy7 anti-mouse (2 μg / μL). Cubra os tubos com papel alumínio para proteger os anticorpos fluorescentes da luz e incubar os tubos na geladeira a 4 ° C durante 45 min.
NOTA: Para compensações de manchas únicas, prepare um tubo de controle negativo (sem mancha) e tubos com células rotuladas individualmente com cada um dos fluorocromos. Para ajudar a configurar o portão, os controles do isotipo podem ser usados especialmente para Ly6C (IgG2a) e Ly6G (IgG2b). - Lave as células duas vezes com meio RPMI e gire-as a 400 xg durante 5 min a 4 ° C. Conte as células usando azul de tripano e um hemocitomeR e diluí-los em 1 mL de meio RPMI por 1 x 10 6 células. Antes de ordenar, transfira as amostras através de uma tampa de tubo de filtro de células de 5 mL, 70 μm. Adicionar DAPI (1 μg / mL) como marcador de viabilidade celular e proceder a ordenar.
- Como os macrófagos são células sensíveis e frágeis, defina as condições de classificação para 20 psi e use um tamanho de bico de 100 μm para isolar macrófagos usando um modo de pureza de 4 vias.
- Prepare tubos de coleta com 1 mL de meio RPMI em um tubo de polipropileno de 5 mL.
- Usando o software classificador, abra uma nova experiência e selecione uma experiência em branco com um painel em branco para definir as configurações.
- Configure um gráfico de pontos que exiba a dispersão de frente (FSC) versus (lado a lado) e o portão em todos os leucócitos, excluindo detritos e aglomerados com a menor dispersão para frente e para o lado. A partir deste gate principal, crie um novo gráfico de pontos que exiba SSC vs. DAPI e gate em células DAPI.
- Sobre esta população recém-gated, crie anúnciosOt plot que exibe CD11b vs. CD45 e portão em macrófagos e neutrófilos de dois positivos (CD11b + CD45 + ).
- A partir daqui, crie um traço de pontos final que exiba Ly6C vs. Ly6G e administre as populações desejáveis: Ly6C oi Ly6G - , Ly6C lo Ly6G - e Ly6C int Ly6G + ( Figura 2 ).
- Após a triagem, verifique se há pureza e viabilidade celular (> 90%) e gire os tubos de recolha a 400 xg durante 5 min a 4 ° C. Contar as células usando azul de tripano e um hemocitômetro e ressuspendê-las na concentração desejada ( por exemplo, 1 x 10 6 macrófagos / mL) em meio RPMI completo.
- Placa 50 x 10 3 macrófagos por poço em uma placa de fundo redondo de 96 poços com um volume final de 100 μL de meio RPMI completo. Deixe as células inalteradas durante pelo menos 24 h a 37 ° C e 5% de CO 2 .
4. IsolatioN de células T usando a classificação celular celular ativada por fluorescência
NOTA: C57BL / 6-Foxp3tm1Flv / Jn é uma linhagem de mouse knock-in segmentada em X que co-marca células que expressam o gene Foxp3 (forkhead box P3) com proteína fluorescente vermelha monomérica (mRFP).
- Anestesiar e sacrificar ratinhos C57BL / 6 e C57BL / 6-Foxp3tm1Flv / J (H-2b) como descrito anteriormente no passo 2.1. Isolar o baço e os linfonodos (LN: inguinal, lombar, axilar, braquial e cervical) e colocá-los rapidamente em meio RPMI gelado.
- Para isolar o LN, coloque o mouse em posição supina, faça uma incisão da pele da linha média de baixo para cima, cortando cuidadosamente o peritoneu e espalhando suavemente a pele. Uma vez que todos os LN inguinal, lombar, axilar, braquial e cervical são coletados ( Figura 1C , coloridos em vermelho), cortar o peritoneu e isolar o baço no lado superior esquerdo do intestino.
- Desagregar o baço e LN usando um filtro de 100 μm colocadoEm cima de um tubo de 50 mL. Usando o êmbolo de uma seringa de 1 mL, pressione suavemente o tecido. Enxaguar o filtro com o meio RPMI quantas vezes for necessário até ficar limpo.
NOTA: LN e baço de cada mouse podem ser agrupados no mesmo tubo. - Gire para baixo a 400 xg durante 5 min a 4 ° C.
- Ressuspender o sedimento em 2 mL de tampão de lise ACK. Misture bem e incube durante 5 min a 4 ° C.
- Adicione 2 mL de meio RPMI para neutralizar o tampão de lise. Gire para baixo a 400 xg durante 5 min a 4 ° C.
- Ressuspender o sedimento celular em 200 μL de meio RPMI e transferi-lo para um tubo de fundo redondo de poliestireno de 5 ml.
- Mancha para APC CD4 anti-mouse (0,6 μg / μL) e / ou CD8 PeCy7 anti-mouse (2 μg / μL). Cubra os tubos com papel alumínio para proteger os anticorpos fluorescentes da luz e incubar os tubos na geladeira a 4 ° C durante 45 min.
NOTA: Para compensações de mancha única, prepare um tubo de controle negativo (sem mancha) eTubos com células rotuladas individualmente com cada um dos fluorocromos. - Lave as células duas vezes com meio RPMI e gire-as a 400 xg durante 5 min a 4 ° C. Conte as células usando azul de tripano e um hemocitômetro.
NOTA: O corante CFSE é fornecido como pó de éster succinimidílico de diacetato de carboxifluoresceína normalmente a 50 μg. Adicione 18 μL de DMSO a um frasco de CFSE para uma solução de reserva final de 5 mM e armazene a -20 ° C durante vários meses. - Para a marcação CFSE, ressuspenda as células coradas CD8 a uma concentração de até 10 6 células por mL em PBS a uma concentração final de trabalho de 5 μM CFSE da solução de reserva. Incubar em um banho a 20 ° C durante 5 min como descrito anteriormente 6 .
NOTA: (PASSO CRÍTICO) Para células com baixa concentração (≤10 6 por mL), é essencial que as células sejam rotuladas na presença de proteína adicionada para amortecer os efeitos tóxicos do CFSE. Portanto, PBS pode conter 5% de FBS. Note que, se euO dium é usado, os aminoácidos livres podem reduzir a eficiência de rotulagem ao competir pelo CFSE. - Neutralize o CFSE com 2 mL de meio RPMI. Girar a 400 xg durante 5 min a 4 ° C. Adicione 1 mL de meio RPMI por 1 x 10 6 células T CD8.
- Antes da triagem, transfira a amostra através de um filtro de células de 70 μm numa tampa de tubo de 5 mL. Adicionar 50 μL de 1x DAPI (1 μg / mL) como marcador de viabilidade celular e proceder à triagem.
NOTA: 1x significa proporção 1: 1 do reagente em relação a outro constituinte. - Defina as condições de classificação a 20 psi e 100 μm do tamanho do bocal para isolar células T CD8 + CFSE + de duplo positivo ( Figura 3A ).
- Prepare tubos de coleta com 1 mL de meio RPMI em um tubo de polipropileno de 5 mL e proceda a ordenar.
- Usando o software classificador, abra uma nova experiência e selecione uma experiência em branco com um painel em branco para definir as configurações.
- Para o isolamento de células T CD4 + , configure um gráfico de pontos que sejaToca o FSC vs. SSC e o portão em linfócitos, excluindo detritos, bem como grandes células granulares, como células dendríticas.
- A partir deste gate principal, crie um novo gráfico de pontos que exiba SSC vs. DAPI e gate em células DAPI.
- Sobre esta população recém-gated, crie um gráfico de pontos que exiba SSC vs. CD4 para isolar todas as células CD4 + ( Figura 3B ). Alternativamente, um mAb anti-CD3 pode ser usado para garantir o isolamento de populações de células T puras.
NOTA: Uma pequena fração de todas as células T CD4 + (5-10%) deve ser Foxp3 + mRFP + .
- Após a triagem, verifique se há pureza e viabilidade celular (> 90%) e gire os tubos de recolha a 400 xg durante 5 min a 4 ° C. Conte as células usando azul de tripano e um hemocitômetro. Ressuspender usando 1 mL de meio RPMI completo por 2 células de células T 6 .
- Configure o teste de supressão cultivando células T com macrófagos previamente classificados. Placa 10 x 10 4 CD4 + T e 10 x 10 4 CD8 + células CFSE + T no mesmo poço em um volume final de 100 μL de meio RPMI completo. Incubar a 37 ° C e 5% de CO 2 durante 96 h.
NOTA: Macófagos e células T foram utilizados em uma proporção de 1: 4. - Estimule a divisão de células T por lavagem de esferas magnéticas CD3 / CD28 activadoras de células T em 2 mL de PBS antes de usá-las para limpar o tampão contendo azida. Adicione 5 μL de células CD3 / CD28 de células T de mouse por poço.
NOTA: Os grânulos de magnetismo são de tamanho semelhante às células apresentadoras de antígeno e são acoplados a mAb anti-CD3 e anti-CD28, oferecendo um método simples para a ativação e expansão de células T.
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Representative Results
Os resultados representativos mostram a estratégia de bloqueio descrita no protocolo acima. Os resultados também exibem a análise da atividade de proliferação de células T após a co-cultura com macrófagos infiltrados por enxerto. A capacidade supressiva in vitro de subconjuntos de macrófagos foi analisada na Figura 4 . Os resultados indicam que o Ly6C lo Ly6G - macrófagos obtidos de receptores tolerados são supressivos. Os resultados também indicam que as células Ly6C int Ly6G + apresentam uma capacidade de supressão modesta. Somente as células Ly6C lo Ly6G promoveram a expansão da Treg de CD4 + Foxp3 + in vitro . Juntos, os dados sustentam a conclusão de que os linfócitos CD6b + Ly6C lo Ly6G infiltrados pelo enxerto possuem muitas das propriedades relatadas como associadas a células supressoras derivadas de monócitos 12 , emIncluindo a sua capacidade de inibir a proliferação de células T CD8 13 e promover a expansão de Treg de CD4 + Foxp3 + 14 .
Figura 1: modelo animal. ( A ) Os corações Balb / c (H2-d) foram transplantados para C57BL / 6 (H2-b) totalmente alogénicos como anteriormente descrito 10 . Anastomose, da veia cava do receptor e aorta abdominal com a artéria pulmonar do doador e aorta ascendente, respectivamente, é mostrada. Os ratinhos receptores foram tratados com 250 μg de mAb anti-CD40L (clone MR1) para indução de tolerância nos dias 0, 2 e 4, como relatamos recentemente 4 . A função do enxerto foi monitorada a cada dois dias por palpação abdominal. A rejeição foi definida como a cessação completa de um batimento cardíaco palpável e foi confirmada por visualização direta em Laparotomia. ( B ) Imagem representativa e ( C ) ilustração da localização anatômica do LN e do baço (colorido no vermelho) e do aloenxerto (colorido no roxo) Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Estratégia de classificação de macrófagos. A partir da parte superior esquerda, os leucócitos são primeiro fechados por tamanho e, em seguida, as células singulares são discriminadas de detritos e aglomerados. A partir de solteiros, células mortas estão excluídas de bloqueio na fração negativa DAPI. A partir de células vivas, CD45 + CD11b + é usado para identificar células mieloides. Três populações de células mielóides são ainda identificadas com base na expressão de Ly6C e Ly6G.= "_ Blank"> Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 3: Estratégia de classificação de linfócitos. Resultados citométricos de fluxo representativos para a estratégia de classificação de linfócitos. Do alto esquerdo, portão na população de linfócitos de acordo com a dispersão direta e lateral. Excluir detritos e aglomerados. Do single, as células mortas são excluídas por gating na fração negativa DAPI. A partir de células vivas, ( A ) CD8 + CFSE + células duplas positivas e ( B ) todas as células T CD4 + , que contêm uma fração de células positivas Foxp3 + , são fechadas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
![Figura 4]("/files/ftp_upload/54242/54242fig4.jpg")
Figura 4: Ensaio de supressão. ( A ) Capacidade de supressão in vitro de cada subconjunto mielóide. A proliferação de células T CD8 + foi monitorizada por diluição de CFSE após 96 h de co-cultura com subconjuntos mielóides. ( B ) Expansão in vitro de Treg de cada subconjunto mielóide. Análise de citometria de fluxo da expressão de Foxp3 em células T CD4 + após 96 h de co-cultura com subconjuntos mielóides. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Este protocolo descreve os métodos que usamos para imuno-caracterizar subconjuntos de células mieloides infiltradas por enxerto em um modelo experimental murino de transplante cardíaco, que também é aplicável a outros tecidos em diferentes modelos experimentais murinos. A classificação de células de baixa pressão a 20 psi foi o método preferido para isolar um bom rendimento de subconjuntos de células puras. Manter a pureza de cada subconjunto mielóide é fundamental para estabelecer resultados conclusivos da capacidade de supressão entre as diferentes populações mielóides. No entanto, outros métodos podem ser utilizados para o isolamento de várias populações leucocitárias, como kits de enriquecimento comercial. Independentemente da população celular de interesse, é necessária a obtenção de suspensões viáveis de célula única a partir do tecido transplantado para obter resultados óptimos de coloração superficial e citometria de fluxo. A manipulação incorreta de tecido pode causar perda de células e, portanto, um baixo rendimento de subconjuntos mielóides. Para aumentar o rendimento, certifique-se de processar a amostra.Cante buffers frios e para manter as células em recipientes com baixa adesão celular (tubos de polipropileno). Neste protocolo , utilizamos colagenase A de C. histolyticum , que é amplamente utilizado para a desagregação de vários tipos de tecidos ( por exemplo , pulmão, coração, músculo, osso, adiposo, fígado, rim, cartilagem, glândula mamária, placenta, sangue Vaso, cérebro e tumor). Para evitar a perda de células durante a triagem, é altamente recomendável otimizar os anticorpos e gerar uma estratégia de bloqueio eficiente. Neste protocolo, caracterizamos os macrófagos murinos utilizando os anticorpos fluorescentes conjugados CD11b-Percp / Cy5.5, CD45-APC / eFluor780, Ly6C / APC e Ly6G Pe / Cy7 e citometria de fluxo. Uma vez que os epítopos Ly6C / G não existem em humanos, é necessário o uso de CD14 / CD15 / CD16 para classificar células mieloides humanas 15 .
Na análise de citometria de fluxo multicolorida, podem ocorrer possíveis sobreposições espectrales dos fluorocromos escolhidos. Portanto, como observado a seguirAs compensações de uma única mancha são muito úteis para evitar problemas sobrepostos. Além disso, a titulação de anticorpos é altamente recomendada para reduzir a fluorescência de fundo e obter resultados ótimos. Outra consideração importante para reduzir a ligação não específica é o uso de corantes de viabilidade. Neste protocolo, DAPI é usado como corante de viabilidade. DAPI (4 ', 6-diamidino-2-fenilindole) é uma mancha fluorescente azul que se liga fortemente às regiões ricas em AT no DNA. O máximo de excitação para DAPI ligado ao DNA é de 358 nm e o máximo de emissão é de 461 nm. Quando usado de acordo com o protocolo, DAPI mancha os núcleos especificamente, com pouca ou nenhuma marcação citoplasmática, excluindo células mortas na análise de fluxo. No entanto, dependendo do painel de anticorpos escolhidos, podem ser utilizados outros corantes de viabilidade, tais como 7-Aminoactinomycin D (7-AAD) e iodeto de propídio (PI). Exclusão precisa de células mortas e identificação de células vivas é um pré-requisito para monitorar com sucesso as células T in vitro , pois é importantePara ter procedimentos que podem acompanhar a proliferação de linfócitos com uma interrupção mínima da viabilidade celular e da função.
Conforme mencionado acima, existem etapas críticas para a marcação celular e análises de proliferação com corantes de rastreamento celular, como CFSE. Como um exemplo descrito na literatura, deve ser dada uma atenção especial à exclusão de células mortas / moribundas, a fim de obter distribuições uniformes e picos filha distintivos ao usar CFSE 16 . Existem muitos corantes de rastreamento celular comercialmente disponíveis para escolher, dependendo dos painéis de coloração. Como alternativa aos corantes de rastreamento celular, o ensaio titulizado com timidina é realizado para avaliar a proliferação de linfócitos e outras células em estudos de câncer 13 , 14 . Os protocolos de incorporação de timidina avaliam a replicação de DNA durante a divisão celular pela medida de 3H- ou 14C-timidina radiomarcados. Embora este método euÉ bastante sensível e bem estabelecido, as principais desvantagens para a técnica de timidina titulada é que envolve a radioatividade e não fornece informações no nível de célula única. Por outro lado, a análise de citometria de fluxo CFSE fornece informações claras sobre subconjuntos de linfócitos respondentes e tem menor variabilidade inter e intralaboratório.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Reconhecemos as contribuições técnicas dos Centros de Citometria de Fluxo, Microcirurgia e Biopositório / Patologia de Excelência em Pesquisa no Monte Sinai. Este trabalho foi apoiado pela Ação COST BM1305: Ação para Focar e Acelerar Terapêuticas Tolerogênicas Celulares (A FACTT), os fundos de desenvolvimento do Mount Sinai Recanati / Miller Transplantation Institute, Ministério da Ciência e Inovação SAF2013-48834-R e SAF2016-80031-R JO
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| RPMI 1640 Media | Life Technologies | 11875119 | |
| 10% FBS | Life Technologies | 26140-079 | |
| 1,000x 2-mercaptoethanol | Life Technologies | 21985023 | |
| 100x Pen/Strep | Life Technologies | 15140122 | |
| 100x L-glutamine | Life Technologies | 25030081 | |
| 100x Non Esential amino acids | Corning | 25025039 | |
| 1 M HEPES buffer | Corning | 25060CL | |
| 100 mM Sodium Pyruvate | ThermoScientific | SH30239.01 | |
| Penicilin/Streptavidyn | ThermoScientific | 15140122 | |
| Collagenese A | Roche | 70381322 | |
| DPBS (w/o calcium&magnesium) | Corning | 21031CV | |
| 70 µm Cell strainer | Fisher | 22363548 | |
| ACK lysis buffer | Life Technologies | A10492-01 | |
| DAPI | Sigma | 32670-5mg-F | |
| CFSE-FITC | Invitrogen | C34554 | |
| Dynabeads Mouse T cell activator CD3/CD28 | Life Technologies | 11452D | |
| 96 well U-bottom plate | Corning | 353077 | |
| Antibodies: | |||
| anti-Ly6C-APC | eBioscience | 175932-80 | |
| anti-Ly6G-Pe/Cy7 | Biolegend | 127617 | |
| anti-CD11b-Percp/Cy5.5 | eBioscience | 45011282 | |
| anti-CD45-APC/Cy7 | eBioscience | 47045182 | |
| anti-CD4-APC | eBioscience | 17004181 | |
| anti-CD8-P/ Cy7 | eBioscience | 25008181 | |
| LSRII Flow Cytometer | BD Bioscience | ||
| FACSDiva Software | BD Bioscience | ||
| C57BL/6-Foxp3tm1Flv/J | The Jackson Laboratory | 008374 | |
| C57BL/6 | The Jackson Laboratory | 000664 | |
| Balb/c | The Jackson Laboratory | 000651 |
References
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