Labor Simulation eines Eisen (II) -reichen Präkambrium Meeres Upwelling-System das Wachstum von Bakterien zu erkunden Photosynthetic

Summary

Wir simulieren einen Präkambrium eisenhaltig marine Auftriebssystem in einem Labormaßstab vertikalen Flow-Through-Säule. Ziel war es , zu verstehen , wie geochemische Profile von O ₂ und Fe (II) entwickeln , wie Cyanobakterien produzieren O _2. Die Ergebnisse zeigen , die Einrichtung eines Chemokline wegen Fe (II) Oxidation von photosynthetisch hergestellte O _2.

Abstract

Ein herkömmliches Konzept für die Abscheidung von einigen Präkambrium Bändererz (BIF) geht davon aus, dass Eisen - II [Fe (II)] upwelling aus hydrothermalen Quellen in der präkambrischen Ozean durch molekularen Sauerstoff oxidiert [O _2] von Cyanobakterien produziert. Die ältesten BIFs, abgeschieden vor der Großen Oxidation Ereignis (GOE) bei etwa 2400000000 Jahre (Gy) vor, könnte durch direkte Oxidation von Fe (II) durch anoxygenen photoferrotrophs unter anoxischen Bedingungen gebildet. Als Verfahren zur Herstellung der geochemischen und minera Muster zu testen, die unter verschiedenen biologischen Szenarien entwickeln, haben wir eine 40 cm lange vertikale Durchflusssäule mit einem anoxischen Fe (II) -reichen marine upwelling System Vertreter eines alten Ozean im Labormaßstab zu simulieren . Der Zylinder wurde mit einer porösen Glasperlen gepackte Matrix die geochemische Gradienten zu stabilisieren und flüssigen Proben für Eisen Quantifizierungs könnten in der gesamten Wassersäule entnommen werden. Gelöster Sauerstoff wurdenicht-invasiv mittels Optoden von außen erkannt. Die Ergebnisse aus biotischen Experimente, die upwelling Flüsse von Fe (II) aus dem Boden beteiligt sind, eine deutliche Lichtgradienten von oben, und Cyanobakterien in der Wassersäule, zeigen deutliche Hinweise auf die Bildung von Fe (III) mineralische Ausfällungen und Entwicklung einer Chemokline zwischen Fe (II) und O _2. Diese Spalte ermöglicht es uns, Hypothesen für die Bildung der BIFs zu testen, indem Cyanobakterien Kultivierung (und in der Zukunft photoferrotrophs) unter simulierten Meeres Präkambrium Bedingungen. Darüber hinaus vermuten, dass wir unsere Säulenkonzept für die Simulation von verschiedenen chemischen und physikalischen Umgebungen ermöglicht - einschließlich flachen Meeres oder Seesedimente.

Introduction

Das Präkambrium (4,6-,541 Gy vor) Atmosphäre einen allmählichen Aufbau von photosynthetisch hergestellten Sauerstoff erfahren (O _2), vielleicht für Schritt Veränderungen unterbrochen an der sogenannten "Great Oxidation Event" (GOE) bei etwa 2,4 Gy vor, und wieder in Neoproterozoikum (1-,541 Gy vor) als atmosphärischen O genähert ₂ moderne Stufen ^1. Cyanobakterien sind die evolutionären Reste der ersten Organismen, die von oxygenic Photosynthese ^2. Geochemische Beweise und Modellierungsstudien unterstützen die Rolle der flachen Küstengebiete in beherbergen aktive Gemeinschaften von Cyanobakterien oder Organismen, die von oxygenic Photosynthese oder oxygenic phototrophs, ^3-5 unter einer überwiegend anoxischen Atmosphäre im Oberflächenozean lokalen Sauerstoff Oasen zu erzeugen.

Die Ablagerung von Bändererz (BIFs) aus dem Meerwasser in den präkambrischen Punkte zu Eisen (II) (Fe (II)) als eine wichtige geochemische constituent von Meerwasser, zumindest lokal, während ihrer Abscheidung. Einige der größten BIFs sind Tiefwasserablagerungen, die Kontinentalsockel und Steigung bilden ab. Die Menge an Fe abgeschieden ist unvereinbar aus einer Massenbilanz Standpunkt mit überwiegend kontinental (dh Verwitterung) Quelle. Daher ein großer Teil der Fe wurden , müssen ⁶ von hydrothermalen Veränderungen von mafischen oder ultramafischen seafloor Kruste geliefert. Die Schätzungen der Rate von Fe abgeschieden außenbords der Küstengebiete im Einklang mit Fe (II) an die Oberfläche Ozean über upwelling ⁷ geliefert. Um für Fe in Aufwärtsströmungen transportiert werden, müssen in der reduzierten, mobile Form vorhanden gewesen - als Fe (II). Die durchschnittliche Oxidationsstufe von Fe in BIF erhaltenen 2,4 ⁸ , und es wird allgemein angenommen , dass BIF erhalten Fe als Fe (III) abgeschieden wird , gebildet wird, wenn Fe aufsteigendes (II) oxidiert, gegebenenfalls durch Sauerstoff. Daher erforschen Potential Fe (II) Oxidationsmechanismen entlang Hang environments ist wichtig, zu verstehen, wie BIF gebildet. Darüber hinaus verfeinert geochemische Charakterisierung von marinen Sedimenten hat festgestellt, dass eisenhaltig Bedingungen, in denen Fe (II) in einer anoxischen Wassersäule war, ein hartnäckiges Merkmal der Ozeane auf der ganzen Präkambrium waren und nicht nur auf die Zeit und den Ort beschränkt waren wo BIF wurden ⁹ abgeschieden. Daher ist für mindestens zwei Milliarden Jahre Erdgeschichte, Redox - Schnittstellen zwischen Fe (II) und O ₂ in den flachen Meeren waren wahrscheinlich alltäglich.

Zahlreiche Studien nutzen moderne Websites, die chemische und / oder biologische Analoga von verschiedenen Merkmalen des präkambrischen Ozeans sind. Ein gutes Beispiel sind eisenhaltig Seen , in denen Fe (II) in sonnendurchfluteten Oberflächenwasser stabil und vorhanden ist , während die photosynthetische Aktivität (einschließlich von Cyanobakterien) wurde ^10-13 nachgewiesen. Die Ergebnisse dieser Untersuchungen geben einen Einblick in den geochemischen und mikrobiellen Eigenschaften eines oxischen zu anoxischen / ferruginous Chemokline. Allerdings sind in der Regel diese Seiten physisch geschichtet mit wenig vertikal ¹⁴ Mischen, anstatt die chemischen Schnittstellen in einem upwelling System auftreten, und dachte , sind ⁴ die meisten Sauerstoffproduktion in präkambrischen Zeit zu unterstützen.

Ein natürliches Analogon die Entwicklung eines marinen Sauerstoff Oase unter einer anoxischen Atmosphäre und bei einem Fe (II) -reichen Auftriebssystem in sonnendurchfluteten Oberflächenwassersäule ist nicht verfügbar auf der modernen Erde zu erkunden. Daher ist ein Laborsystem, das eine ferruginous upwelling Zone simulieren kann und auch das Wachstum von Cyanobakterien und photoferrotrophs Unterstützung benötigt wird. Das Verständnis und die Identifizierung von mikrobiellen Prozesse und deren Wechselwirkung mit einem upwelling wässrigen Medium, das Präkambrium Meerwasser darstellt, fördert das Verständnis und kann die Informationen aus dem Rock-Platte gewonnen, um zu ergänzen, um in vollem Umfang die unverwechselbaren biogeochemische Prozesse auf alten Erde zu verstehen. Mit diesem Ziel wurde in dem Fe (II) -reichen Seewassermedium (pH neutral) wurde gepumpt, um eine im Labormaßstab Säule entwickelt, um in den Boden der Säule und abgepumpt von oben. Beleuchtung wurde an der Spitze vorgesehen, um eine 4 cm breite "photic Zone" zu schaffen, die das Wachstum von Cyanobakterien in den Top 3 cm unterstützt. Natürliche Umgebungen sind in der Regel geschichtet und durch physikalisch-chemischen Gradienten stabilisiert, wie Salinität oder Temperatur. Um die Wassersäule auf einem Labormaßstab, der Säulenzylinder wurde gepackt mit einer porösen Glasperlen Matrix zu stabilisieren, das die Einrichtung von geochemischen Muster zu halten half, die während des Experiments entwickelt. Ein kontinuierlicher N ₂ / CO ₂ Gasfluss wurde angelegt , um den Kopfraum der Kolonne , um zu spülen , eine anoxische Atmosphäre reflektierende eines Ozeans vor der GOE ¹⁵ aufrechtzuerhalten. Nachdem ein konstanter Fluss von Fe (II) hergestellt wurde, Cyanobakterien wurden überall in der Säule inokuliert und ihre growth wurde durch Zellzählungen an Proben überwacht Sampling-Ports entfernt durch. Sauerstoff wurde in situ überwacht durch sauerstoffempfindliche Optode Folien auf die Innenwand des Säulenzylinders und Messungen Plazieren von außerhalb der Säule mit einer optischen Faser hergestellt wurden. Wässrige Fe Speziation wurde durch Entnahme von Proben aus tiefenaufgelösten Horizontalabtastpuffers Ports und analysiert mit dem Ferrozine Verfahren quantifiziert. Die abiotische Kontrolle Experimente und Ergebnisse zeigen, Proof-of-concept -, dass ein Labormaßstab analog der alten Wassersäule, in Isolation von der Atmosphäre gehalten, erreichbar ist. Cyanobakterien wuchs und erzeugt Sauerstoff, und die Reaktionen zwischen Fe (II) und Sauerstoff wurden auflösbar. Hierbei ist die Methodik zur Konstruktion, Herstellung, Montage, Ausführung und Probenahme von solchen Säule präsentiert, zusammen mit den Ergebnissen aus einem 84 h Lauf der Säule , während mit dem Cyanobakterium Synechococcus sp marine inokuliert. PCC 7002.

Protocol

1. Herstellung von Kulturmedium

Hinweis: Informationen zu den erforderlichen Geräte, Chemikalien und Verbrauchsmaterialien für die Herstellung des Kulturmediums ist in Tabelle 1 aufgeführt sind kursiv alphanumerical Codes in Klammern beziehen sich auf die Ausrüstung in Tabelle 2 und in Abbildung 1 aufgeführt..

1. Bereiten Sie 5 L Marine phototroph (MP) Medium ( im Folgenden als "mittel" bezeichnet) nach dem Protokoll von Wu et al. ^16. Stellen Sie den pH - Wert auf 6,8 unter Verwendung von anoxischen und sterilem 1 M HCl oder 0,5 M NaCO _3. Als Quelle für Fe (II), fügen Sie 3,5 ml einer 1 M anoxischen und sterilem FeCl ₂ -Lösung eine endgültige Fe (II) -Konzentration von 500 um nach dem Filtrieren der Mediumlösung in den nächsten Schritt zu erreichen.
2. Lagern Sie die mittlere Lösung bei 5 ° C für 48 Stunden, um Fe (II) Carbonat und Phosphat Mineralien zu fällen. Fe (II) und zusätzlich Fe mineral Präzipitation resultiert in einem pH Änderung nachstellen daher den pH-Wert wieder auf 6,8. Filtern Sie das Medium in einer anoxischen (100% N ₂₎ Glovebox durch ein 0,22 um - Filtereinheit. Dispense das gefilterte Medium in ein steriles 5 L Glasflasche (E.'1) innerhalb einer Glovebox und Kappe mit einem sterilen Butylgummistopfens.
3. Spülen des Kopfraumes des Mediums Flasche mit N ₂ / CO ₂ (v / v, 90/10) durch eine Einwegnadel Einsetzen mit der Gasleitung in den Stopfen, und eine zweite Nadel, die als Entlüftung dient. Stellen Sie sicher, dass das Raumvolumen 10-mal zu ändern. Zum Beispiel mit einem konstanten Gasfluss von 10 ml / sec, spülen Sie das Raumvolumen von 50 ml für mindestens 50 sec (vergleiche Hungate & Macy ^17).
4. Decken Sie die Mediumflasche (E) , die nun bereit ist , mit Aluminiumfolie und lagern bei RT unter dunklen Bedingungen zu verwenden , Photooxidation von Fe (II) zu verhindern. Lassen Sie 3 Tage Medium Vorbereitung.

2. Herstellung der Kultur

"> Hinweis:.. Die Kultur der Synechococcus sp PCC 7002, die in der Spalte Experiment verwendet wird , wird als einzellige marine photoheterotrophen Cyanobakterien Gattung ¹⁸ beschrieben Es wurde von Dr. M. Eisenhut (Institut für Pflanzenbiochemie, Universität Düsseldorf, Deutschland) zur Verfügung gestellt wurde die aktuelle Studie. Für die Stammkultur auf anoxischen MP Medium ohne zusätzliche Fe (II) angebaut wurde.

1. Herstellung von 100 ml MP - Medium nach dem Protokoll von Wu et al. ¹⁶ , jedoch Ersatz Ferrichlorid mit 1 ml / l Eisenammoniumcitrat bei 6 mg / ml.
2. Unter anoxischen Bedingungen (Glovebox 100% N _2), verzichtet das Medium in einem 120 ml sterilen Serumflasche, die Kappe mit einem sterilen Gummistopfen Butyl und Kräuselung mit einer Aluminiumkappe. Ändern Sie den Luftraum zu N ₂ / CO ₂ (v / v, 90/10) (vergleiche Hungate & Macy ¹⁷⁾ und impfen mit 5% der Stammkultur. Anschließend speichern Sie die Kultur in einem hellen Inkubator bei 25 ° C und 600 Lux von einem Tungsten Glühbirne.
3. Da Synechococcus sp. PCC 7002 ist lichtempfindliche, nach der Übertragung, decken Sie die Serumflasche mit einem dünnen Papiertuch für die ersten 24 Stunden im Licht Inkubator. Lassen Sie die Kultur für 6-8 Tage wachsen. Photosyntheseaktivität wird bei der Oxidation von Fe führen (II) und Fe (II) wird nicht für die Zeitskala des Zellwachstums statisch sein, damit übertragen die Kultur nach 7 Tagen Fe (II) in dem Medium und den Zellen zu Fe angepasst zu halten (II).
4. Überwachen der Zelldichte von Proben für die optische Dichte (OD) Messungen: Die Zelldichte (Zellen / ml) der Kultur kann über die Extinktion der Zellsuspensionsprobe in einem Photospektrometer bei einer Wellenlänge von 750 nm ¹⁹ bestimmt werden. Eine lineare Beziehung zwischen OD ₇₅₀ und direkte mikroskopische Zellzählungen von einer Kultur in der log - Phase wird die absolute Zelldichte ²⁰ bestimmen.
5. Sobald eine Zelldichte von 10 ⁸ Zellen / ml erreicht ist ,wickeln die Serumflasche mit Aluminiumfolie, um die Sauerstoffproduktion durch Photosynthese zu stoppen.
6. Die O ₂ in der Zellsuspension durch einen 0,22 & mgr; m sterilen Spritzenfilter an einem langen (100 mm) Einwegnadel in das flüssige Medium eingeführt wird . Spülen Sie den Luftraum und Blase die Kultur mit N ₂ / CO ₂ für 5 min (vergleiche Hungate & Macy ^17). Halten Sie die Probe in der Dunkelheit bis Inokulation in die Spalte.

3. Herstellung von Einzelteile und Einzelteile für Versuchsaufbau

Hinweis: Informationen über die erforderliche Ausrüstung für den Versuchsaufbau, Mengen und Spezifikationen sind in Tabelle 2.   Teile der Elemente, die für den Versuchsaufbau verwendet werden , sind im Voraus vorbereitet und werden individuell mit einem einzelnen Großbuchstaben (AG), die in Tabelle 2 und bei Nahaufnahmen in Abbildung 1 gezeigt beschriftet auch. Kursiv alphanumerical Codes in Klammern im Protokoll beziehen sich auf die in der Tabelle aufgeschlüsselt Ausrüstung 2 und sind in Abbildung 1 dargestellt.

1. Um die Sampling - Ports (D) für die Spalte, schließen Sie die Ports mit eng anliegenden Butylgummistopfen (A.3) herzustellen. Legen Sie eine Nadel aus rostfreiem Stahl (D. ') in den Butylgummistopfen. Stellen Sie sicher, dass die Spitze der Nadel in der Mitte der Kolonne.
   1. Schließen Sie die Nadel an einem Gummischlauch (D.2) entfernen und die Verbindung mit einem Schrumpfschlauch (D.3). Schließen Sie das andere Ende des Rohrs zu einem kleinen Luer - Lock - Rohrverbinder ( 'D.5), Siegel die Verbindung mit einem Schrumpfschlauch (D.3) und decken den Rohrverbinder mit einem geeigneten Kunststoffkappe (D.6) .
      Hinweis: Je nach der gewünschten Anzahl von Sampling-Ports es notwendig ist, ein Haupthafen mit verschiedenen Sampling-Ports zur Verfügung zu stellen - therefowieder die Nadeln aus rostfreiem Stahl (D.1) in einem schrägen Winkel in den Butylgummistopfen einsetzen.
2. Um die mittel- und Entladung Flaschen an die Säule zu verbinden, zu modifizieren Butylgummistopfen nach den nächsten Schritten:
   1. Legen Sie zwei Edelstahl - Kapillaren (E.3; E.4) in den Butylgummistopfen (E.2). Schließen Sie die entsprechenden Gummischläuche (E.6) an diese Kapillaren und versiegeln Sie die Verbindung mit Wärmeschrumpfschläuche (E.5).
   2. Fügen Sie einen Schlauchanschluss (E.7) mit dem anderen Ende des Rohres der längeren Kapillare (E.3) und befestigen Sie auch diesen Anschluss mit einem Schrumpfschlauch (E.5).
   3. Schließen Sie eine Nadel aus rostfreiem Stahl (E.11) auf das freie Ende des anderen Rohr an die kürzere Kapillare (E.4), Siegel die Verbindungen mit Wärmeschrumpfschläuche (E.5) und das andere Ende des Edelstahl Nadel in einen kleineren Butylgummistopfens (E.10). Legen Sie zwei Edelstahl - Kapillaren (G.3) in einen großen Butylgummistopfens (G.2) und befestigen Sie die entsprechenden Gummischläuche (G.4; G.5). Verbinden Sie das freie Ende des kürzeren Gummischlauch (G.4) auf eine mittlere Abgabe Flasche Kapillare (w2). Rüsten Sie das freie Ende des längeren Rohres (G.5) mit einem kleinen Rohrverbinder (G.6). Wiederholen Sie diese Schritte, um ein anderes Butylgummistopfen für eine zweite Spenderdose herzustellen.
3. Bereiten Sie den Stopper für die mittlere Verteilungsplatte (F) durch Einfügen von zwei Nadeln aus rostfreiem Stahl (F.3) in einem Butylgummistopfen (F.2), um zwei für die Spalte Medienversorgungsleitungen zu erzeugen. Bringen Sie einen Gummischlauch (F.4) an jede der Nadeln und schließen Sie ein Medium Flasche Kapillare (c1) mit einem der Gummischläuche sind.
4. Um die Drüsen für die mittlere Versorgungsleitung (B) herzustellen, Schließen Sie ein MediumVersorgungs Kapillare (c2) zu einem kleinen Rohrverbinder (B.3) mit einem Gummischlauch (B.4). Wiederholen Sie diesen Schritt für ein anderes Medium Versorgungsdrüse.
   1. Verwenden Sie die längere mittlere Entladungs ​​Kapillare (w1) statt Drüsen für die mittlere Abflussleitung vorzubereiten und die vorherigen Schritte folgen (vgl (B) in Abbildung 1).
      Hinweis: Es ist hilfreich, Einlass zu beschriften und den Auslass mit verschiedenen Farben der Band in die richtige Montage zu unterstützen.
5. Montieren Sie die Teile für den Luftraum Gasaustauschplatte (C) durch Einfügen von zwei langen Luer Edelstahl Nadeln sperren (C.2) in einem Gummischlauch (C.1) und stellen Sie sicher , dass die Spitzen der Nadeln erreichen 4 cm außerhalb des anderen Ende des Schlauchs. Füllen Sie das Rohr mit Polymers Leim (C.8) und lassen Sie die Montage trocken für mindestens 6 Stunden.
   1. Füllen lose zwei Luer - Lock - Glasspritzen (C.3) mit Baumwolle (C.4).
   2. Vorbereitung Getrennt zwei Butyl reibenber Stoppern (C.5), eine mit einer Nadel aus rostfreiem Stahl eingeführt (C.6) und das andere mit einer Edelstahlnadel (C.7). Sie nicht auf die Glasspritzen, noch anschließen.
6. Bereiten Sie eine Glasspritze (E.8) , gefüllt mit Baumwolle (E.9) für die spätere Verwendung im Einklang mit dem Mediumflasche und Gaspackung (gp).
7. Montieren Sie das Gerät für einen 10 L Gaspackung (gp) durch einen Gummischlauch (gp.1) auf das Ventil der Gaspackung verbindet. Setzen Sie einen Schlauchanschluss (gp.2) in das freie Ende des Gummischlauchs. Wiederholen Sie diesen Vorgang für eine zweite 10 L Gaspackung.

4. Sterilisation der Säule und der Ausrüstung

Hinweis: Je nach den Materialeigenschaften, die Ausrüstung von einer der folgenden drei Methoden sterilisiert wird:

1. Sterilisieren Anlagen aus Glas durch Trockenofen (180 ° C für 4,25 h):
   1. Sterilisieren Sie die Ausrüstung für die Herstellung von Medium (siehe Abschnitt 1.2) getrennt und im Voraus. Daher bereiten 2 x 5 L Glasflaschen und decken die Öffnung und den Engpass mit Aluminiumfolie. Pack 4 x 5 ml und 5 x 2 ml Glaspipetten in einen hitzebeständigen Behälter und im Ofen sterilisieren alle Geräte aus.
   2. Sterilisieren Sie die Ausrüstung für die Spalte in einem zweiten Schritt aufgebaut. Wickeln Sie die Glasspritzen (C.3; E.8; F.1 - hergestellt in Abschnitt 3) mit Aluminiumfolie und stellen Sie sicher , dass die entsprechenden Butylgummistopfen entfernt werden.
   3. Legen Sie die Glasperlen (A.2) in einem Becherglas und decken Sie die Oberseite mit Aluminiumfolie. Auch decken die transparente Glasplatte (A.4), 4 x große Rohrverbinder (B.2) und das 3-Wege - Anschluss (G.7) ​​mit Aluminiumfolie und im Ofen sterilisieren alles.
2. Sterilisieren autoklavierbaren Kunststoff und Flüssigkeiten im Autoklaven (120 ° C, 10 bar, 20 min):
   1. Im ersten Schritt, sterilize den Widdel Kolben mit dem Medium, das NaHCO ₃ -Puffer - Lösung und 2 Butylgummistopfen für den 5 - l - Glasflasche.
      Hinweis: Butylgummistopfen werden zuerst hergestellt, indem man in Reinstwasser 3 mal Kochen und dann in einem Becherglas autoklaviert mit ein wenig Wasser, mit Aluminiumfolie abgedeckt. Die nassen Stopper sind leichter einzusetzen in Glasflaschen.
   2. In einem zweiten Schritt die Ausrüstung für die experimentelle Säule sterilisieren eingerichtet. Um die Säule für die Sterilisation im Autoklaven, wickeln Sie die obere Öffnung, die Medienversorgung Belüftungsöffnungen, die Medien Entladung Öffnungen und den Luftraum vent mit Aluminiumfolie vor dem Autoklavieren vorzubereiten.
   3. Decken Sie die Sampling - Ports (D.'5) mit den entsprechenden Kunststoffkappen (D.'6) und stellen Sie sicher , dass die Klemmen (D.4) vor dem Autoklavieren zu entfernen.
   4. Wickeln Sie die Butylgummistopfen und die entsprechenden Kapillaren für die mittleren und Entladung Flaschen (E.2; 2 x G.2 - vorbereitet in Abschnitt 3), die kleineren Stopper für die Glasspritzen (2 x C.5; E.'10 '; F.'2 - hergestellt in Abschnitt 3) und den angeschlossenen Kapillaren mit der Medienversorgung und Entladung Drüsen (s2; w1 - hergestellt in Abschnitt 3.4) in Aluminiumfolie und sterilisieren alle Geräte im Autoklaven.
   5. Nach der Sterilisation Trocknen der sterilisierten Säule und Geräte in einem Ofen bei 60 ° C für weitere 4 Std.
3. Da der Pumpenschlauch (pt) nicht autoklavierbar ist, sterilisieren in einem Ethanol (EtOH) Lösung (80% EtOH, 20% Wasser). Füllen Sie einen geeigneten Becher mit EtOH-Lösung und legen Sie den Pumpenschlauch darin, sicherzustellen, dass das Rohr vollständig mit EtOH-Lösung gefüllt ist. Nehmen Sie nach 3 Stunden und wickeln direkt in vorsterilisiert Aluminiumfolie (ofen sterilisiert) und trocknen lassen bei RT für 2 Stunden.

5. Montage der Säule und der Ausrüstung

1. Die Säule (A) auf einer ebenen Fläche und zu stabilisieren , mit einem Laborständer und Klemmen. Stellen Sie sicher , unter sterilen Bedingungen zu arbeiten ( zum Beispiel innerhalb von 40 cm eines Bunsenbrenners oder unter einer Laminar-Flow - Haube). Entfernen Sie vorsichtig in den sterilisierten Glasperlen (A.2) , um die Aluminiumfolie von oben öffnen und zu füllen.
   1. Bereiten Sie das Uhrglas (A.4), um dicht an dicht die Säule durch die Polymere Klebstoffauftrag (A.5) an der inneren Oberfläche in dem Bereich , wo es in Kontakt mit der Säule sein wird. Drücken Sie leicht das Uhrglas an Ort und Stelle an der Spitze der Kolonne, um beide Teile fest miteinander zu verkleben. Lassen Sie mindestens 6 Stunden für die Installation zu trocknen.
      Hinweis: Es ist möglich, eine sterile, feinen biegsamen Draht zwischen der Spaltenrand und dem Uhrglas zu legen, um auf einfache Weise die Uhrglas nach dem Versuch zu entfernen.
2. Während unter sterilen Bedingungen arbeiten fügen Sie die folgenden Teile an der Säule:
   1. Schließen Sie die Gummischläuche (B.1) und die entsprechenden Rohrverbinder (B.2) zu den Mittelversorgung und Druckdüsen (vergleiche (B) in Abbildung 1).
   2. Schließen Sie die Schlauchanschlüsse der Drüsen (B.3) zur Medienversorgung und entladen (hergestellt in Abschnitt 3.4) zu den entsprechenden Anschlüssen an der Säule (vergleiche (B) in Abbildung 1).
   3. Bringen Sie den Luftraum Gasaustauschplatte (vergleiche (C) in Abbildung 1 - hergestellt in Abschnitt 3.5) in den Kopfraum an der Säule Entlüftung und schließen Sie die Glasspritzen (C.3) an die entsprechenden Nadeln aus rostfreiem Stahl (C.2) und Einsatz die entsprechenden Butylgummistopfen (C.6; C.7 - hergestellt in Abschnitt 3.5.2) in die Baumwolle gefüllten Glasspritzen (C.3).
3. Setzen Sie die Butylgummistopfen für die Entladung Flaschen (2 x G.20, - hergestellt in Abschnitt 3.2) in zwei sterile 3 - l - Glasflaschen (G.1), und schließen Sie die Schlauchanschlüsse der Flaschen (G.6) mit dem 3-Wege - Anschluss (G.7).
4. Verbinden Sie das freie Ende des Mediums Entladung Drüse Kapillare (w1) mit dem freien Ende einer Entladungs ​​Flasche Kapillare (w2) mit Pumpschlauch (pt). Wiederholen Sie diesen Vorgang für das zweite Medium Entladung Drüse Kapillare und der zweite Entladungs ​​Flasche.
5. Verbinden Sie das freie Ende einer Mediumflasche Kapillare (s1) mit dem freien Ende des Mittelversorgung Drüse Kapillare (s2) mit dem Pumpenschlauch (pt). Wiederholen Sie diesen Vorgang für das zweite Medium Flasche Kapillare und der zweite Mittelversorgung Drüse Kapillare.
6. Bauen Sie die mittlere Verteilungsplatte durch den Anschlag mit den entsprechenden Kapillaren Einfügen (F.2 - hergestellt in Abschnitt 3.3) in die Glasspritze des MediumsVerteilerfeld (F.1).
7. Schließen Sie die mittlere Verteilungsplatte an den Anschluss des Butylgummistopfen für die mittlere Flasche (E.7 - vergleichen F in Abbildung 1).
8. Schließen Sie das N ₂ / CO ₂ Gasleitung zu dem Luftraum Gasaustausch Tafel an den Luer - Lock - Nadel aus rostfreiem Stahl (siehe Position (LLF) in Abbildung 1), und die Säule für die Installation und Kapillarsystem mit N ₂ / CO ₂ bei niedrigem Druck (<10 mbar). Pflegen Sie einen Abfluss von Gas an den offenen Enden des Mediums Flasche Kapillare (E.3), das 3-Wege - Anschluss (G. 7) und die Sampling - Ports (D.5). Stellen Sie daher sicher , dass die Kappen der Probenahme Ports zu haben (D.6) leicht geöffnet, sterilen Bedingungen durch einen Überdruck von Gas zu halten fließt aus.
   1. Spülen Sie die komplette Installation für mindestens 20 min.
      Hinweis: Zusätzlich ist es möglich, die outgassi zu schließenng Nadel (C.6) des Kopfraumgasaustauschplatte mit einer entsprechenden Gummischlauch und eine Klammer, um die Wirksamkeit der Spülung die komplette Installation zu erhöhen.
9. Inzwischen füllen 10 L Gassack (gp) mit N ₂ / CO ₂ (v / v, 90/10), nach 10 Runden von Abfüll- und Entlüftungs das gesamte Volumen ( mit einer Vakuumpumpe) , um die Tasche , um sicherzustellen , ist vollständig anoxischen . Achten Sie darauf, das Ventil der Gaspackung nach der letzten Füllung zu schließen. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit einem zweiten Gaspackung aber schließen Sie das Ventil nach der Entlüftung (dh, lassen Sie es leer).
   Hinweis: Die N ₂ / CO ₂ gefüllt Gaspackung wird auf die Mediumflasche angeschlossen werden , um den steigenden Raumvolumen aufgrund Medium Verlust zu kompensieren durch Pumpen. Die N ₂ / CO ₂ gespült, aber leere Gaspackung, wird später zu den Entladungs ​​Flaschen , um Gas durch den Luftraum entweichen zu lassen verbunden werden , um Flüssigkeit Abgabevolumen zu erhöhen.
10. Insert ter Butylgummistopfens (E.10 - hergestellt in Abschnitt 3.2.3) in die sterile Glasspritze mit Baumwolle gefüllt (E.8 - hergestellt in Abschnitt 3.6).
11. Legen Sie die gefüllten und verschlossenen Mediumflasche (E - hergestellt in Abschnitt 1) auf dem Labortisch neben dem Stopper für die Mediumflasche (E.2), und bereiten den Anschlag auf das Medium Flasche zu verbinden mit dem folgenden Verfahren:
    1. Schließen des N ₂ / CO ₂ Gasstrom in die Kapillare (E.3) , indem die entsprechenden Gummischlauch (E.5) mit einer Schlauchschelle zu schließen.
    2. Heben Sie leicht die Butylgummistopfens aus dem Medium Flasche und spülen Sie den Luftraum mit N ₂ / CO ₂ (50 mbar) durch eine sterilisierte, Baumwolle -gefüllten Spritze mit einem gebogenen, langen Metall Nadel (1 mm x 140 mm) in den Flaschenhals hängen des Mediums Flasche (vergleiche Hungate & Macy ^17).
    (E.2) in die mittlere Flasche (E) einsetzen.
    3. Ändern des langen Metall Nadel der Spritze (vorher zum Spülen des Kopfraums verwendet wird ) zu einer Einwegnadel (0,9 mm x 45 mm; weithin verfügbar) und Injizieren in den Stopfen, um den Kopfraum des Mediumflasche mit N ₂ / CO zu spülen _2.
    4. Achten Sie darauf , einen leichten Abfluss von Gas am offenen Ende der Gasspritze zu haben (E.8 - montiert in Abschnitt 5.10) mit dem Stopfen des Mediums Flasche verbunden. Spülen Sie den Luftraum des Mediumflasche (E) und der Glasspritze (E.8) für mindestens 4 min.
12. Inzwischen ziehen Sie die Kunststoffkappen (D.6) der Probenahme Ports (D.'5) und schließen Sie die entsprechenden Gummischlauch (D.2) mit einer Klammer (D.4).
    Hinweis: Öffnen Sie bei Bedarf dieAusgasungsverhalten Nadel (C.6) des Kopfraumgasaustauschplatte wieder um ein Ausströmen von Gas an dem offenen Ende der Nadel zu halten.
13. Legen Sie die 10 L Gaspackung, gefüllt mit N ₂ / CO ₂ (hergestellt in Abschnitt 5.9), auf dem Labortisch. Neben dem offenen Ende der Glasspritze (E.8) , die mit dem Medium - Flasche sicherzustellen , dass der Rohrverbinder in einer Position befindet.
14. Nach dem Spülen der Injektionsnadel aus dem Stopper (E.2) , um den Luftraum des Mediumflasche (E) für mindestens 4 min, schließen Sie die N ₂ / CO ₂ Gasleitung der Spritze Spülen und schnell ziehen. Der verbleibende Überdruck des Gases im Kopfraum der Flasche Medium wird durch die Glasspritze (E.8) freigegeben werden.
    1. Schnell öffnen Sie das Ventil der Gaspackung und leicht auf der Tasche drücken , um einen Abfluss von N ₂ / CO ₂ zu halten , um das Rohr und den Stecker des Gaspackung zu spülen.
    2. Sobald der Überdruck aus dem Medium Flasche freigesetzt wird, schnell den Stecker des Gaspackung (gp.3) an den entsprechenden Anschluss der Glasspritze (E.8) verbinden.
15. Schließen Sie eine leere 10 - l - Gaspackung (gp) , die zuvor war gerötet 10 mal mit N ₂ / CO ₂ (hergestellt in Abschnitt 5.9) an den freien Port des 3-poligen Stecker (G.7) ​​, die mit den Entladungs ​​Flaschen. Achten Sie darauf, das Ventil der Gaspackung geschlossen zu halten.
16. Reduzieren Sie den Druck des N ₂ / CO ₂ Gasleitung (<0,1 mbar) im Luftraum Gasaustauschplatte (C in 1; Position LLF) ein Ausströmen von Gas aus der Ausgasung Nadel (C.6) zu halten.
17. Legen Sie den Pumpenschlauch (pt) in die Pumpe (P) und die Schlauchschelle aus dem entsprechenden Gummischlauch (E.6) des Mediums Flasche (E) entfernen.
    1. Öffnen Sie das Ventil der Gaspackung (gp)verbunden mit den Entladungs ​​Flaschen (G) , damit die Luft in den Gas Pack freigegeben werden , während die Entladungs ​​Flaschen mit Abfluss Medium füllen.
18. Starten Sie die Pumpe und überwachen die mittlere Verteilungsplatte (siehe (F)) Füllung mit Medium auf. Stellen Sie sicher, das restliche Gas in der Platte zu entfernen, da es durch Halten sie in einer umgekehrten Position füllt. Gas wird durch die Kapillare freigesetzt, die mit der Pumpe verbunden sind.
19. Überwachen Sie die Spalte , wie es mit Medium füllt, und stellen Sie die Pumpe auf eine geeignete Pumprate von 0,45 l / Tag, was einer vertikalen Fluß von 10 mM Fe umgewandelt werden können (II) / m ² / d, um zu simulieren , die chemische Fluss von Interesse.
20. Installieren der Lichtquelle (L) 2 cm über dem oberen Ende der Kolonne und bedecken die oberen 10 cm um die Säule mit einem dunklen Band und / oder Aluminiumfolie, um das Licht daran zu hindern abstrahlenden aus dem oberen Ende der Säule und Beleuchten des unteren Teils der Säule. Decken Sie die ganzeInstallation mit einem dunklen Textilbezug, um Beleuchtung der Säule von externen Lichtquellen zu verhindern.

6. Inokulation von Bakterien in die Spalte

Hinweis: Für eine abiotische Kontrolle Experiment dieser Schritt übersprungen.

1. Da die Zellkultur direkt in die Kolonne durch die Butylgummistopfen der Hauptprobenahme Häfen entlang der Seite der Säule eingespritzt wird, stellen Sie sicher, dass sechs Spritzen mit Nadeln vorbereitet haben, die lang genug sind, um die Mitte des Säulenkörpers zu erreichen.
2. Sterilisieren außen Butylgummistopfen der sechs Hauptsampling Ports an der Säule (A.3) mit einer EtOH - Lösung (80%).
3. Haben die Serumflasche mit der Kultur für die Impfung bereit (hergestellt in Abschnitt 2) und sterilisieren den Butylgummistopfen durch mehrere Tropfen EtOH Lösung flammend. Spülen Sie die Spritze mit sterilem N ₂ / CO ₂ vor einen aliquoten Teil der Kultur nehmen. Nehmen Sie 1 ml of der anoxischen Zelle Lösung und injizieren sie in die Mitte der Säule durch die Butylgummistopfen der Haupt Sampling - Ports (A.3).
   Hinweis: Je nach dem Bakterienwachstum, es kann notwendig sein, um die Pumprate (oder sogar stoppen Pumpen) während der ersten Tage der lag-Phase für das Zellwachstum und die Entwicklung anzupassen, die Kulturen zu verhindern, dass ausgewaschen.

7. Sampling

Hinweis: Um Proben für die chemische Gradienten zu sammeln, die im Inneren der Säule entwickeln, ist es notwendig, Probenahme aus den oberen Sampling-Ports vor den tieferen Ports zu starten, als Volumenverlust auftritt. Stellen Sie sicher , sterilen Bedingungen zu halten (zB durch innerhalb von 40 cm von einem Bunsenbrenner arbeiten oder unter einer Laminar-Flow - Haube).

1. Sammeln Sie die ersten Proben 24 Stunden nach der Impfung. Spülen Sie die Spritze , die für die Probenahme wird mit sterilem N verwendet werden ₂ / CO _2, um Sauerstoffinjektion in die sa zu vermeidenmpling Ports (D). Achten Sie darauf , die Spritze mit N ₂ / CO ₂ vor der Probenahme zu füllen.
2. Schnell die Kunststoffkappe entfernen (D.6) und legen Sie die Probenspritze in den Rohrverbinder (D.5). Pflegen Sie eine kleine Lücke zwischen Spritze und Schlauchanschluss. Lassen Sie die Luft aus der Spritze und spülen Sie den Schlauchanschluss mit N ₂ / CO _2.
   1. Fest die Spritze mit dem Rohrverbinder verbinden. Entfernen Sie die Klammer (D.4) und starten Sie eine Probe von etwa 1 ml nehmen.
3. Nach der Probenahme und vor der Spritze zu entfernen, bringen Sie die Klammer (D.4). Entfernen Sie dann die Probenspritze und fest den Schlauchanschluss (D.5) mit der entsprechenden Kunststoffkappe (D.6) schließen.
4. wiederholen sofort Schritte 7,1-7,3 für die Probenahme von jedem Hafen.
5. Sammeln Sie den nächsten Satz von Proben alle 24 Stunden.
   Hinweis: Weitere Proben zu verschiedenen Zeitschritten ist es notwendig, eine kleine Uhr zu entfernen,ount der Probe (beispielsweise 0,2-0,4 ml) anfänglich , bevor die Probe entnommen werden, um restliches Medium im Inneren des Probennahmerohr zu entfernen , und zu erreichen , repräsentative Proben aus dem Inneren der Säule.

8. Methoden zur Analyse

1. Sauerstoff - Quantifizierung:
   Anmerkung: Die Sauerstoffkonzentration innerhalb des Durchflussmediums und der Kopfraum der Säule wird quantifiziert nicht-invasiv und zerstörungsfrei mit Hilfe der optischen Sauerstoffsensoren und sauerstoffempfindliche Fluoreszenzfolie Flecken von 0,5 x 0,5 cm (sog Optoden), geklebt an die innere Glaswand der Säule Silikonkleber verwenden (A.6). Es wurde darauf geachtet, dass die sauerstoffempfindliche Folie Patches für Fe-Spezies, um unempfindlich sind zuverlässige Messwerte zu erzielen.
   1. Achten Sie auf die Computer-Software mit den entsprechenden Kalibrierungsparameter für die Optoden zu kalibrieren, die in der Spalte verwendet werden. Die optischen Sauerstoffsensoren kommen mit einem bestimmten calibratIon für die Messung unter Verwendung eines entsprechenden PC-gesteuerten LWL-Sauerstoffmessgerät.
   2. Starten Sie die Messung und sorgen die Polymer optische Faser der Sauerstoffmessgerät in einem rechten Winkel zu der sauerstoffempfindliche Folie zu halten, die innerhalb des transparenten Glaswand der Säule geklebt.
   3. Wiederholen Sie die Messung für jeden einzelnen O ₂ Messpunkt in der gesamten Kolonne.
2. Fe (II) und Fe Gesamt Analyse wässriger Proben:
   1. Da Fe (II) durch Sauerstoff in Luft bei neutralem pH-Wert rasch oxidiert wird, stabilisieren die flüssigen Proben für wässrige Fe (II) Quantifizierung sofort in 1 M HCl-Lösung. Für eine endgültige Probenvolumen von 1 ml 0,5 ml flüssige Probe mit 0,5 ml 2 M HCl mischen.
   2. Quantifizieren von Gesamt-Fe, nachdem ein Aliquot der 1 M HCl-stabilisierte Probe mit Hydroxylaminhydrochlorid Inkubieren (10% wt / v, in 1 M HCl) für 30 min. Dieses Reagenz reduziert alle Fe (III) zu Fe (II), die dann über den Ferrozine Assay quantifiziert werden
   3. Führen Sie eine Ferrozine Assay eine Mikrotiterplatte Leser. Messen der Extinktion bei einer Wellenlänge von 562 nm. Stellen Sie sicher, Standards im Bereich zu haben, für nachweisbare Fe (II) und Gesamt-Fe-Konzentrationen.
      Hinweis: Wenn Fe-Konzentrationen in der flüssigen Probe Standardkalibrierungen überschreitet, ist es notwendig, die stabilisierte Probe mit 1 M HCl zu verdünnen.
   4. Berechnen der Konzentration von Fe (III) durch die Differenz zwischen Gesamt-Fe und Fe (II).

Representative Results

Kontrollversuch

Abiotische Kontrollexperimente (10 Tage) zeigten konstant niedrige Sauerstoffkonzentrationen (O ₂ <0,15 mg / L) ohne nennenswerte Schwankungen in der Fe (II) -profile ganzen upwelling Wassersäule. Die Bildung von Niederschlägen (vermutlich Fe (III) (oxyhydr-) oxide) in dem Medienspeicher und der leichten Abnahme der Gesamt Fe (II) -Konzentration von 500 & mgr; M bis 440 & mgr; M über 10 Tage eine Sauerstoffdiffusion durch Verbindungen zeigen aus Gummi (zB E.6; gp.1 in Abbildung 1) ²² für dieses Experiment wurden die niedrigsten Sauerstoffkonzentrationen , die vernünftigerweise erreichbar waren , waren ≤0.15 mg / l und im Bereich für eine empfindliche Sauerstoff Quantifizierung und über der Nachweisgrenze von. 0,03 mg / L. Sauerstoffwerte unter 0,15 mg / l sind für die remainder dieses Papiers bezeichnet als "anoxischen".

biotische Experiment

Visible Parameter, Zellwachstum, und Veränderungen in der Wassersäule

Vor am Tag 0 keine Ausfällungen sichtbar waren Inokulation (Abbildung 2 A). Dies zeigte , dass die Spalte richtig eingestellt war , und daß kein Sauerstoff vorhanden war (Figur 3 A Vergleich), die auf die Oxidation von Fe (II) und die Bildung von Fe (III) ausfällt führen könnte. Als Ergebnis war der Fe (II) -Konzentration in der gesamten Wassersäule upwelling konstant , wie es in dem Profil in 4A gezeigt ist, Fig . 2 A zeigt , dass die Licht Gradienten auf die oberen 6 cm innerhalb der verengte wurdeWassersäule durch die Glasperlen-Matrix in der Säule Zylinder verwendet wird.

Die grüne Farbe in den oberen 2,0 cm von der Wassersäule 84 h nach der Inokulation zeigt das Wachstum der Cyanobakterien (Figur 2 B). Die bemerkenswerte hellorangefarbene Band in einer Tiefe von -3 cm (durch den Pfeil in Abbildung 2 B hervorgehoben) unter dem grünen Band ist auf die Fe-Ausscheidungen durch die während der Fe (II) die Oxidation durch molekularen Sauerstoff gebildet wird, durch den Cyanobakterien produziert. Ähnliche Niederschläge wurden auf der Oberfläche der Wassersäule ebenfalls sichtbar. Licht orange Schaum auf der Wassersäule Fläche 84 Stunden nach der Inokulation (Abbildung 2 B) gebildet , welche die Produktion von O ₂ durch Cyanobakterien. Die Präzipitate auf der Oberfläche der Wassersäule vermutlich aufgrund der Sauerstoff gebildet, die an der Ausgasung wirdOberfläche. Rest Fe (II) wurde schließlich an der Oberfläche oxidiert und Präzipitate auf der Glasperlenmatrix gebildet.

Sauerstoff - Gradienten

Vor der Inokulation am Tag 0 der anfängliche O ₂ Konzentration in dem flüssigen Medium bestimmt. Abbildung 3 A zeigt klar , dass die Konzentration von O ₂ in der gesamten Wassersäule konstant unter der Konzentration in dem Kontrollexperiment war. Die Pre-Inokulation O ₂ -Konzentration überschritten nie Werte von 0,13 mg / LO ₂ (O _{2 Mittelwert} = 0,099 ± 0,002 mg / L). Dies zeigt an, dass die Spalte der Inokulation anoxischen vor war.

Abbildung 3 B zeigt eine Erhöhung der O ₂ -Konzentration an84 Stunden nach der Inokulation mit Cyanobakterien. Dies, zusammen mit dem sichtbaren grünen Biomasse (Figur 2 B) sind konsistent mit der photosynthetische Produktion und Anhäufung von O ₂ in der Spalte. Die O ₂ -Konzentration nach 84 h erreicht eine maximale Konzentration für O ₂ = 29,87 mg / L in einer Tiefe von -0,5 cm unter der Wassersäulenoberfläche. Die O & _sub2 ; -Werte in Abbildung 3 B zeigen , dass die O ₂ Ebenen in den oberen 8,5 cm innerhalb der Wassersäule (O _2> 0,15 mg / L) immer über dem Hintergrundkonzentration waren. Merkbar hohe O ₂ Konzentrationen (> 0,50 mg / L) wurden von -0,5 bis -5,5 cm Tiefe unter der Wassersäulenoberfläche detektiert. Niedrigere Konzentrationen für O ₂ ≤ 0,15 mg / L in Tiefen unterhalb -10,5 cm, zusammen mit dem niedrigsten gemessenen Wert für O ₂ = 0,09 mg / L bei einer Tiefe von -20,5 cm zeigen, dass these Bereiche waren anoxischen.

Fe (II) -Gradienten

Figur 4 A zeigt , daß die Fe (II) -Konzentration am Tag 0 vor der Inokulation mit Cyanobakterien, war konstant über der Wassersäule mit einer mittleren Konzentration von Fe (II) _Mittelwert = 282,6 ± 6,8 uM. Die Konzentration in dem Medienspeicher am Tag 0 war Fe (II) _Reservoir = 320,4 ± 11,6 uM.

84 Stunden nach der Inokulation mit Cyanobakterien der Fe (II) -Konzentration deutlich in den oberen 9 cm in der Wassersäule verringert. Figur 4 B zeigt eine deutliche Fe (II) Gradienten, wobei Konzentrationen von Fe (II) zu der oberen Oberfläche der Abnahme Wassersäule. Jedoch, Fe (II) war noch nachweisbar an der Oberfläche der Wassersäule. th e niedrigsten Fe (II) -Konzentration festgestellt wurde in einer Tiefe von -0,9 cm unterhalb der Flüssigkeitsmediumoberfläche direkt. Fe (II) -Konzentrationen erhöht mit der Tiefe von Fe (II) = 9,9 ± 2,8 uM bei -0.9 cm zu Fe (II) = 258,6 ± 3,1 uM in einer Tiefe von -8,9 cm, eine steile positive lineare Fe (II) Gradienten über der Tiefe ([Fe (II) _d] Bildung = (d + 1,278) ∙ 0.031 ^-1; d: Tiefe (cm) ; R ² = 0,9694 zu den oberen 6,8 cm begrenzt). Bereiche in dem flüssigen Medium unter -9 cm Tiefe bleiben merklich konstant und zeigen keine signifikante Abnahme in ihrer Konzentrationen für Fe (II) im Vergleich zu ihrer Anfangswerte für Fe (II) am Tag 0 (T-Test; p> 0,05).

Abbildung 1. Schematische Experiment eingerichtet. Alphanumerischen Codes für Elemente Teile beziehen in Tabelle 2 aufgeführt.href = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/54251/54251fig1large.jpg" target = "_ blank"> Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 2. Sichtbare Veränderungen in der Glasperlenmatrix in der gesamten Säulenzylinder vor und 84 Stunden nach der Inokulation mit Cyanobakterien. Rosa Quadrate sind Sauerstoffsensoren. (A) Schließen Sie oben von den oberen 6 cm in der Kolonne vor der Impfung eingerichtet. Die Flüssigkeit gefüllte Säule ein sichtbares Licht Gradienten zeigt. Das Glasperlenmatrix verengt sich das sichtbare Licht Gradienten zu den oberen 6 cm.   (B) Schließen Sie oben von der oberen 6 cm 84 Stunden nach der Impfung. Grün bedeutet, sichtbar Biomasse, dichter in den oberen Teil der Säule, wo die Lichtintensität am höchsten ist. Der Pfeil zeigt auf ein schwach sichtbar orange Bande, die aus der Bildung von Fe resultierte(III) ausfällt aufgrund Fe (II) Oxidation mit molekularem O ₂ durch die Cyanobakterien produziert. Faintly sichtbar oranger Schaum oben auf der Wassersäule Oberfläche zeigt an Fe (III) auch dort ausfällt. Ausgasungsverhalten O ₂ durch die Oberfläche bewirkt , dass der Fe Aufschäumen (III) ausfällt. (C) Überblick über gefüllten Säulenzylinder. Sichtbares Wachstum von Cyanobakterien ist mit der Tiefe in die oberen 4 cm aufgrund der begrenzten Lichtverfügbarkeit begrenzt. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 3. Sauerstoffprofil in der Wassersäule vor und 84 Stunden nach der Inokulation mit Cyanobakterien. Null cm Tiefe auf der y-Achse gibt die Wasser column Oberfläche. Positive Werte für Tiefen beziehen sich auf den Luftraum über dem flüssigen Medium Ebene, während negative Werte Tiefen innerhalb der Wassersäule darstellen. Beachten Sie die logarithmische Skala für O ₂ -Konzentrationen auf der x-Achse. Die vertikale gestrichelte Linie gibt den Schwellenwert für die anoxischen Bedingungen (O ₂ ≤ 0,15 mg / L).   (A) Sauerstoffprofil [0h] vor der Impfung. Die Werte für die O ₂ waren konstant unter 0,13 mg / l in der gesamten Wassersäule. (B) Sauerstoffprofil 84 Stunden nach der Impfung. O ₂ wurde über 0,5 mg / L in den oberen 5,5 cm von der Wassersäule. O ₂ Konzentrationen waren höher als Hintergrundkonzentrationen (≥ 0,15 mg / l, gestrichelte Linie) in den Bereichen oberhalb -8,5 cm Tiefe. Tiefere Bereiche waren anoxischen mit O ₂ ≤ 0,15 mg / l. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 4 Fe (II) Profil innerhalb der Wassersäule vor und 84 Stunden nach der Inokulation mit Cyanobakterien . Hinweis: Die Fehlerbalken stellen technische abgeleitet Replikate aus dreifachen Messungen einer Probe in dem Assay Ferrozine. (A) Fe (II) Profil [0h] vor der Impfung. Die Werte für Fe (II) waren konstant in der gesamten Wassersäule mit einem Mittelwert für Fe (II) _Mittelwert = 282,6 ± 6,8 uM. Variationen in der Fe (II) Profil ergeben sich aus einzelnen Probe Fe (II) Quantifizierungen. Fe (II) Quantifizierung auf Probe Triplikaten würde wahrscheinlich zu weniger Schwankungen führen. (B) Fe (II) Profil 84 h nach der Inokulation. Spürbar niedrigere Fe (II) -Konzentrationen in den oberen 6,8 cm in der Wassersäule. Fe (II) Werte unter -8,9 cm Tiefe zeigen höhere Fe(II) Konzentrationen , die nicht wesentlich von der ursprünglichen Fe (II) Werte vor der Inokulation mit Cyanobakterien unterscheiden sich (T-Test, p <0,05). Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Ausrüstung	Menge	Artikelbeschreibung	Informationen Details
			Marke	Best.-Nr.	Referenz - mail
	1	Widdel Kolben (5 L)	Ochs	110015	labor-ochs.de
	2	Glasflaschen (5 L)	Rotilabo	Y682.1	carlroth.com
	3	Glaspipetten (5 ml)		51714	labor-ochs.de
	1	0,22 um Steritop Filtereinheit (0,22 um Polyethersulfon-Membran)	Millipore	X337.1	carlroth.com
	0,5 m 2	Aluminiumfolie		-
Vorräte	-	N 2 - Glovebox (100% N 2)		-
	-	N 2 / CO 2 - Gas (90/10, v / v; 50 mbar)		-
	1	Sterile Luer-Lock-Glasspritze, mit Baumwolle gefüllt		C681.1	carlroth.com
1	Luer-Lock-Edelstahl-Nadeln (150 mm, 1,0 mm ID)		201015	labor-ochs.de
Chemikalien	4.8 L	MQ-Wasser		-
5 L-Medium-Lösung	100g	NaCl		433209	sigmaaldrich.com
	34 g	MgSO 4		208094	sigmaaldrich.com
	7,5 g	CaCl 2		C4901	sigmaaldrich.com
	1,25 g	NH 4 Cl		A9434	sigmaaldrich.com
	0,34 g	KH 2 PO 4		P5655	sigmaaldrich.com
	0,45 g	KBr		P3691	sigmaaldrich.com
	3,3 g	KCl		P9541	sigmaaldrich.com
	200 ml	Anoxischen Na 2 HCO 3 -Puffer - Lösung (22 mM)		-
	15 mg	Selen und Wolframat - Lösung (vgl. Wu et al., 2014)		-
	5 ml	Na 2 S 2 O 3 -Lösung (1 M)		-
	2,5 ml	Marine - phototroph (MP) Vitaminlösung (vgl. Wu et al., 2014)		-
	5 ml	MP Spurenelement solution (vgl. Wu et al., 2014)		-
Referenz
Wu, W., Swanner, ED, Hao, LK, Zeitvogel, F., Obst, M., Pan, YX & Kappler, A. (2014). Die Charakterisierung der Physiologie und Zell-Mineral-Interaktionen der Meeres anoxygenen phototropher Fe (II) Oxidationsmittel Rhodovulum iodosum - Implikationen für Präkambrium Fe (II) Oxidation. FEMS Microbiology Ecology, 88 (3), 503-515.

Tabelle 1. Medium Vorbereitung. Benötigte Geräte, Verbrauchsmaterialien und Chemikalien für die Herstellung von Kulturmedium.

<td> <td>

	Anz.	Ref.	Artikelbeschreibung	Informationen Details
für	1	(EIN)	Glaszylinder		Y310.1	carlroth.com	* Custom durch Glasfertigungsanlage modifiziert
	2 g	(A.1)	Glaswolle		7.377,2	carlroth.com
	1,03 L	(A.2)	Glasperlen (ø 0,55-0,7 mm)		11079105	biospec.com
	6	(A.3)	Butylgummistopfen (ø 1,2 cm)		271024	labor-ochs.de
	1	(A.4)	Petrischale, Glas (ø 8,0 cm)		T939.1	carlroth.com
	40 ml	(A.5)	Polymere Leim		OTTOSEAL S68	adchem.de
	11	(A.6)	Optische Sauerstoffsensorfolie (für die Sauerstoffanalyse, siehe unten)		- auf Anfrage -	presens.de
für	4	(B)	Medium Glands
	4	(B.1)	Gummischlauch (35 mm, 7 mm ID)		770350	labor-ochs.de
	4	(B.2)	Luer-Lock-Schlauchanschluss (3,0 mm, Luer-Lock männlich = LLM)		P343.1	carlroth.com
	4	(B.3)	Luer-Lock-Schlauchanschluss (3,0 mm, Luer-Lock weiblich = LLF)		P335.1	carlroth.com
	4	(B.4)	Gummischlauch (25 mm, 0,72 mm ID)		2600185	newageindustries .com
für	1	(C)	Headspace - Gas Exchange - Panel
	1	(C.1)	Gummischlauch (50 mm, 7 mm ID)		770350	labor-ochs.de
	2	(C.2)	Luer-Lock-Nadel aus rostfreiem Stahl (150 mm, 1,0 mm ID)		201015	labor-ochs.de
	2	(C.3)	Luer-Lock-Glasspritze (10 ml)		C680.1	carlroth.com
	2 g	(C.4)	Lose Baumwolle		-
	2	(C.5)	Butylgummistopfen (ø 1,75 cm)		271050	labor-ochs.de
	1	(C.6)	Edelstahl-Nadel (40 mm, 1,0 mm ID)	Sterican	4665120	bbraun.de
	1	(C.7)	Luer-Lock-Nadel aus rostfreiem Stahl (150 mm, 1,5 mm ID)		201520	labor-ochs.de
		(LLF)	Position: Luer Lock weiblich connector Teil bei C.7
	10 ml	(C.8)	Polymere Leim		OTTOSEAL S68	adchem.de
für	1	(D)	Sampling - Port
	1	(D.1)	Edelstahl-Nadel (120 mm, 0,7 mm ID)	Sterican	4665643	bbraun.de
	1	(D.2)	Gummischlauch (40 mm, 0,74 mm ID)		2600185	newageindustries .com
	2	(D.3)	Schrumpfschlauch (35 mm, 3 mm ID geschrumpft)		541458-62	conrad.de
	1	(D.4)	Rohrschelle		STHC-C-500-4	tekproducts.com
	1	(D.5)	Luer-Lock-Schlauchanschluss (1,0 mm, LLF)		P334.1	carlroth.com
	1	(D.6)	Luer-Lock-Kunststoff-Kappe (LLM)		CT69.1	carlroth.com
für	1	(E)	Medium Flasche
	1	(E.1)	Glasflasche (5 L)	Rotilabo	Y682.1	carlroth.com
	1	(E.2)	Butylgummistopfen (für GL45)		444704	labor-ochs.de
	1	(E.3)	Edelstahl-Kapillare (300 mm, 0,74 mm ID)		56736	sigmaaldrich.com
	1	(E.4)	Edelstahl-Kapillare (50 mm, 0,74 mm ID)		56737	sigmaaldrich.com
	4	(E.5)	Schrumpfschlauch (35 mm, 3 mm ID geschrumpft)		541458-62	conrad.de
	2	(E.6)	Gummischlauch (100 mm, 0,74 mm ID)		2600185	newageindustries .com
	1	(E.7)	Luer-Lock-Schlauchanschluss (1,0 mm, LLF)		P334.1	carlroth.com
	1	(E.8)	Luer-Lock-Glasspritze (10 ml)		C680.1	carlroth.com
	1 g	(E.9)	Lose Baumwolle		-
	1	(E.10)	Butylgummistopfen (ø 1,75 cm)		271050	labor-ochs.de
	1	(E.11)	Edelstahl-Nadel (40 mm, 0,8 mm ID)	Sterican	4657519	bbraun.de
für	1	(F)	Mittelverteiler
	1	(F.1)	Luer-Lock-Glasspritze (5 ml)	C679.1	carlroth.com
	1	(F.2)	Butylgummistopfen (ø 1,75 mm)		271050	labor-ochs.de
	2	(F.3)	Edelstahl-Nadel (40 mm, 0,8 mm ID)	Sterican	4657519	bbraun.de
	2	(F.4)	Gummischlauch (40 mm, 0,74 mm ID)		2600185	newageindustries .com
für	2	(G)	Entlastung Flaschen
	2	(G.1)	Glasflasche (2 l)	Rotilabo	X716.1	carlroth.com
	2	(G.2) Butylgummistopfen (für GL45)		444704	labor-ochs.de
	4	(G.3)	Edelstahl-Kapillare (50 mm, 0,74 mm ID)		56736	sigmaaldrich.com
	2	(G.4)	Gummischlauch (30 mm x 0,74 mm ID)		2600185	newageindustries .com
	2	(G.5)	Gummischlauch (100 mm x 0,74 mm ID)		2600185	newageindustries .com
	2	(G.6)	Luer-Lock-Schlauchanschluss (1,0 mm, LLF)		P334.1	carlroth.com
	1	(G.7)	Luer-Lock-3-Wege-Anschluss (LLF, 2x LLM)	6134	cadenceinc.com
zusätzliche Ausrüstung
	1	(L)	Lichtquelle	Samsung	SI-P8V151DB1US	samsung.com
	1	(P)	Peristaltikpumpe	Ismatec	EW-78017-35	coleparmer.com
	4	(Pt)	Pumpschlauch (0,89 mm ID)		EW-97628-26	coleparmer.com
	4	(S1 / 2)	Edelstahl-Kapillare (200 mm, 0,74 mm ID)		56736	sigmaaldrich.com
	4	(W3 / 4)	StaiNless Stahl Kapillare (400 mm, 0,74 mm ID)		56737	sigmaaldrich.com
	2	(Gp)	Supeł-Inert-Folie (Tedlar - PFC) Gaspackung (10 L)		30240-U	sigmaaldrich.com
mit	2	(Gp.1)	Gummischlauch (30 mm, 6 mm ID)		770300	labor-ochs.de
	1	(Gp.2)	Luer-Lock-Rohrverbindungsstück (3,0 mm, LLM)		P343.1	carlroth.com
	1	(Gp.3)	Luer-Lock-Schlauchanschluss (3,0 mm, LLF)		P335.1	carlroth.com
Vorräte	2	-	N 2 / CO 2 - Gasleitung (90/10, v / v; 50mbar)		-
	2	-	Gasdichten Spritze (20 ml)		C681.1	carlroth.com
	1	-	Bunsenbrenner		-
	1	-	LWL-Sauerstoffmessgerät für Sauerstoff Quantifizierung	Presens	TR-FB-10-01	presens.de
	1	-	Vakuumpumpe		-
	1	-	Silikon-Kleber für Sauerstoff Optodenbasis	Presens	PS1	presens.de
-: Positionen markiert mit einem Bindestrich (-) sind allgemein verfügbar und nicht alspecific Artikel

Tabelle 2. Spalte Set-up. Die Mengen, alphanumerische Nummern und Artikelbeschreibungen von Anlagen für die Versuchsaufbau.

Discussion

Mikrobielle Gemeinschaften im Präkambrium Ozean wurden geregelt durch, oder als Folge von veränderten, ihre Aktivität und den vorherrschenden geochemischen Bedingungen. Bei der Interpretation der Ursprünge der BIF, Forscher schließen im Allgemeinen das Vorhandensein oder die Aktivität von Mikroorganismen auf der Sedimentologie oder Geochemie von BIF basiert, zum Beispiel Smith et al. ²³ und Johnson et al. ^24. Die Studie der modernen Organismen in modernen Umgebungen , die geochemischen Analoga zu alten Umgebungen haben , ist auch ein wertvoller Ansatz, zum Beispiel Crowe et al. ¹¹ und Koeksoy et al. ^14. Ein dritter Ansatz ist Organismen in engineered Laborsystemen , die die Vorgänge in der präkambrischen Ozean simulieren, zum Beispiel Krepski et al. ^25. Diese Art von Ansatz ist nützlich, bestimmte Hypothesen zu testen und chemischen oder biologischen Faktoren zu entfernen, die in modernen Systemen vorhanden sein können, waren aber nichtTeil des präkambrischen Ozeans (zB Wasserpflanzen und Tiere). Wir stellen daher ein Proof-of-concept-Verfahren für ein dynamisches, Labor upwelling System, in dem die Aktivität von (Cyano-) Bakterien und deren Einfluss auf die sich ergebende geochemische Profile können unter kontrollierten Laborbedingungen zu beurteilen. Unsere Spalte kann verwendet werden, Hypothesen über die Organismen und Prozesse zu testen, um die Ablagerung von BIF beiträgt und die in BIF beibehalten Biosignaturen.

Wir optimieren das Protokoll für die Säulenanordnung so dass die Montage verständlich und leicht leitfähig. Jedoch müssen einige Schritte in dem Protokoll sorgfältig zu richten, und idealerweise mit Hilfe einer Hilfsperson durchgeführt. Insbesondere muss die Verbindung der Medium-Flaschen auf die Säule Zylinder schnell ausgeführt werden, um eine Kontamination des Mediumlösung mit Sauerstoff zu vermeiden. Die Verwendung von nicht sterilen Geräten oder Arbeiten unter nicht sterilen Laborbedingungen werde ich führenn die Kontamination des Experiments und unzuverlässige Ergebnisse. Deshalb ist es eine absolute Notwendigkeit, die Ausrüstung und halten sterilen Bedingungen (Arbeits in einer Laminarströmungsabzug oder 40 cm neben einem Bunsenbrenner), während die Einrichtung des Experiments und Sammeln von Proben zu sterilisieren. Darüber hinaus verursacht einige physikalisch-chemischen Parameter des Säulenmaterial chemischen Veränderungen über die Langzeit-Set-up in der Säulenversuch. Teile, die der Gummischlauch bestehen scheinen einen Diffusionskoeffizienten für Sauerstoff zu haben, die hoch genug ist, signifikant die mittlere Vorratsflasche zu beeinträchtigen und um die Oxidation von Fe (II) und Mineral Fällung im Medium Lösung führen. Der abiotische Verbrauch von> 10% Fe (II) durch Niederschläge während des abiotischen Experiment über 10 Tage (vergleiche: Repräsentative Ergebnisse) muss für künftige Langzeitversuche berücksichtigt werden. Die Lichtquelle, die in der aktuellen Studie verwendet wurde, schuf eine abwärtsgerichtete Lichtgradienten innerhalb der oberen 6 cmder Kolonne. Die Lichtspektren bedeckt die photosynthetisch aktiven Wellenlängen von Chlorophyll a und b in Synechococcus und Wachstum und Photosyntheseaktivität erlaubt. In der Tat ist die Lichtquelle eine der wichtigsten Parameter in Bezug auf phototrophen Organismen , da beide können Licht Qualität und Quantität beeinflussen stark phototrophen Bakterien ^11,13. Variationen der Wellenlängen und spektralen Bereiche, auch die höhere UV-Strahlung während der Präkambrium Betrachtung erlauben kann weitere Einblicke in lichtabhängige biogeochemischen Reaktionen. Während Licht Inkubationsexperimente, bemerkten wir, dass das Licht durch die Glaswand der Kolonne durchgeführt wurde, die Licht durch die Probenahme Häfen und an der Unterseite der Säule. Für zukünftige Experimente sollte das Glas an der Spitze der Säule von nicht-lichtleitende Glaswaren zu ersetzen. Der Lichtgradienten muss in einem nachgebauten Set-up gemessen werden, da es keine einfache und kostengünstige Möglichkeit der leichten Steigung der Messung innerhalb desgeschlossene Säulensystem zur Verfügung. Nehmen wir an, eine signifikante Änderung im Laufe der Zeit in der maximalen Eindringtiefe des Lichts aufgrund der Absorption von Licht, das von Zellen und Mineralien. Messung der Licht Gradienten in situ während des Versuchs wird für zukünftige Experimente von Interesse sein. Die Verwendung von Lichtstreuungs-Perlen in der Glasperlen-Matrix und die Quantifizierung von gestreutem Licht von außen kann eine Möglichkeit sein, die relative Lichtverfügbarkeit in bestimmten Tiefen im Laufe der Zeit zu quantifizieren. Eine weitere Verbesserung würde eine Abdeckung, die nicht geklebt werden muss, aber könnte leicht befestigt und mit einem Flansch und umlaufenden Klammer entfernt. Ein 4-Punkt-Medienversorgung und Ausgabeöffnung in einer homogeneren Strömungsfeld innerhalb der Säule führen würde. Schmalere Positionierung der Haupt Sampling-Ports für flüssige Proben würden in einer höheren Auflösung der Abtastung der biologischen und geochemischen Gradienten innerhalb der Kolonne führen.

Dennoch sind die ersten Ergebnisse zeigen,d, die die vertikale Durchtrittsspalte kann als geeignete Versuchsaufbau angesehen werden mikrobielle Prozesse und geochemische Veränderungen in einem upwelling System zu untersuchen. Wir behaupten, dass diese Spalte als Prototyp dient die gesamte Funktionalität des Systems zu beweisen. Ferner validieren unsere Ergebnisse weit verbreiteten Annahmen, Ergebnisse der Modellierung und Schlüsse aus Sedimentgeochemie , dass eine Chemokline zwischen Sauerstoff und Fe (II) ergibt sich, wenn Cyanobakterien in einem Fe vorhanden sind (II) -reichen upwelling System ^20. Die anoxischen Bedingungen vor der Inokulation spiegeln eine Präkambrium Ozean vor Besiedelung durch Cyanobakterien oder Organismen, die von oxygenic Photosynthese. Mit dem Anstieg des Sauerstoffs in Oberflächengewässer, upwelling Fe (II) wird oxidiert und fällt als Fe (III) Mineralien wie trat während der Abscheidung von BIF ²⁶ .Die Einrichtung eines Chemokline und der Mineralbildung geochemischen Extrapolation ausgewertet werden Prozesse in größerem Maßstab Umgebungs. Doch für Upscaling die ausgewerteten Ergebnisse auf natürliche (ehemaligen) Umgebungen, zusätzliche physikalische Prozesse müssen berücksichtigt werden. Advektiver seitlichen Transport, zum Beispiel könnte die Einrichtung eines Chemokline, gleich wie windinduzierte Turbulenzen in den Oberflächengewässern stören.

Die Gewinnung von flüssigen Proben aus der Wassersäule für die Fe (II), Gesamt - Fe - Messungen und dem nicht-invasive Quantifizierung O ₂ waren in der Lage , die Entwicklung einer Reaktionsfront zwischen diesen chemischen Spezies zu verfolgen , auf einfache, schnelle und zuverlässige Art und Weise . Die geringe Fe (III) -Konzentration in Proben aus dem deutlich in abiotischen Steuersäule genommen Experimente aufgebaut zeigen , dass , obwohl einige Oxidation in der Medienflasche eingetreten ist , die Säule selbst hermetisch zu Zustrom externen O ₂ wurde geschlossen. Darüber hinaus zeigen diese Ergebnisse, dass unsere Probenahmeprotokoll anoxischen Proben für Fe (II) Quantifizierung gehalten. Änderungen des pH wurden während der Säule experimen aufgezeichnett und kann eine dominante Wirkung auf Fe-Speziation haben. Jedoch wurde die Stromdurchflusssystem von 22 mM NaHCO ₃ gepuffert, der mit dem anoxischen N ₂ / CO ₂ Atmosphäre in den Kopfraum im Gleichgewicht ist und ermöglicht mindestens 84 hr eine circum neutralen pH aufrechtzuerhalten. Dennoch kann die in-situ Quantifizierung des pH - Wertes ein wichtiger Parameter sein , um voll geochemischen Prozesse in potenziellen langfristige Experimente und die Extrapolation auf (alte) offenen Ozean Systeme zu verstehen. Das Glasperlenmatrix verwendet, um die Festlegung geochemischen Gradienten in der Säulenzylinder zu stabilisieren, führte zu einer Anhäufung von Fe-Ausscheidungen in der unter der Oberfläche der Wassersäule. Wir vermuten, dass die gesammelten Niederschläge keine beherrschende Einfluss auf unser 84 h Experiment haben. Allerdings könnte abbau Biomasse Redox-Prozesse auf Fe-Ausscheidungen induzieren, die in Fe Radsport führen. Dies muss in Bezug auf potenzielle Langlauf in Betracht gezogen werden (<84 h) Experimente. In der Tat, Lichtinduzierte Fe-Redox - Cycling und eine Freisetzung von Fe zu den Eisen - II - Pool könnte in replizieren langfristig (21 Tage) Experimente ^{(Wu, W., Maisch, M., Kappler, A., Pan, Y.} beobachtet und quantifiziert werden ^{& Swanner, ED Photochemisches Fe (III) Reduktion stabilisiert Fe (II) in Archean Sauerstoff Oasen. Geologie. (in prep.)).}

Zukunft Säulenversuche sowohl verschiedene Mikroorganismen und Variationen in der Zusammensetzung des Kulturmediums aufzunehmen. Dies ermöglicht die Simulation von verschiedenen Umgebungsbedingungen, die für die verschiedenen Stufen während der Umwandlung des präkambrische Ozean repräsentativ sind. So könnte beispielsweise Silika zu dem Medium zugegeben werden , um die Konzentrationen von 0,67 bis 2,2 mm zu simulieren , die in ²⁷ präkambrische Meerwasser vorhanden waren. Weiterhin können die Konzentration von Sulfat in dem Medium Lösung könnte geändert werden, um Variationen in der Zusammensetzung von Meerwasser präkambrische zu adressieren. Variationen des Kultivierungsmediums beeinflussen wahrscheinlich die physiology und Wirkung von Mikroorganismen auf den geochemischen Muster in der Wassersäule ¹⁹ , die die aktuelle Spalte Setup uns in situ zu untersuchen erlaubt. Zusätzlich dazu wird erwartet , beinhalten Experimente komplexere mikrobiellen wie phototrophen Fe (II) -oxidizing Bakterien (zB Kappler et al.) ^28, mikroaerophilen Fe (II) -oxidizing Bakterien (zB Krepski et al.) ²⁹ und Cyanobakterien. Die Säulenversuche wird helfen, den individuellen Beitrag dieser mikrobiellen Prozesse zur Abscheidung der Bändererz necken auseinander. Doch für die Interpretation und Extrapolation auf alten (und modern) Umgebungen muss sehr sorgfältig abgeleitet werden. Die mikrobielle Lebensraum, der nur die Grundmerkmale eines Potenzial in den aktuellen Studienmodelle simuliert Präkambrium upwelling Ozeanwassersäule: vertikal Fe (II) Flüsse, ein photic Zone Lichtgradienten, anoxischen Atmosphäre und Cyanobakterien. In der Werbungdition, die Bedingungen im künstlichen upwelling System möglicherweise das Wachstum von Cyanobakterien, durch konstante Temperaturen und 24 Stunden Licht Bedingungen begünstigen möglicherweise zu höheren O ₂ Produktionsraten führen, während die erhöhten O ₂ -Konzentrationen anschließend führt zu höheren Fe (II) Oxidationsraten . Daher stellt die vorliegende Studie kann nicht als ein Experiment-fits-all Hypothesen über BIF Herkunft interpretiert werden.

Dennoch ermöglicht die Einrichtung die in-situ Untersuchung verschiedener geochemischer Prozesse und die Variation und Simulation von bestimmten Randbedingungen (Lichtverfügbarkeit, mittlere Zusammensetzung, Flüsse). Die Quantifizierung der einzelnen Parameter und geochemische Wechselwirkungen unter Labor kontrollierten Bedingungen können Einblicke in alte und moderne Umgebungen geben. Darüber hinaus ermöglicht das Säulensystem uns Hypothesen über zu testen, wie die geochemischen Bedingungen mikrobielle Aktivität reguliert. Zum Beispiel hat es hypothesize gewesend, die eine hohe Fe (II) -Konzentrationen in präkambrische upwelling Systeme begrenzt photoSauerstoffProduktion aufgrund der Toxizität von Fe (II) in sonnendurchfluteten, oxygenierte Umgebungen ²⁰ haben. Zukünftige Untersuchungen werden zusätzlich chemische Flüsse und Volumenraten beinhalten, die qualitative und quantitative stöchiometrische Berechnungen der Reaktionskinetik in der künstlichen Wassersäule ermöglichen. Einzelne Beobachtungen werden dann ein Modell für die einzelnen Umweltsimulationen zu bewerten verknüpft werden. Mit der Spalte eingerichtet, sind wir nun in der Lage , die direkte Reaktion auf Stress von (cyano-) Bakterien Flüsse von hohen Fe (II) und Licht in einem in-situ Auftriebssystem zu untersuchen , die Meeres frühen Erde Bedingungen ²⁰ darstellt. Die Säule kann auch Hypothesen getestet werden , in Bezug auf die geochemische Signaturen durch mikrobielle Aktivität produziert, beispielsweise die Entwicklung von Fe Isotopenzusammensetzungen entlang eines upwelling System , bei dem Fe (II) oxidiert wird (beispielsweise Czaja etal.) ^30. Darüber hinaus werden die Glaskugeln, die die chemischen Gradienten innerhalb der Säule zu stabilisieren konnte mit Sand oder Sedimente abgelöst. Es ist daher auch möglich , diese Spalte für Simulationen der geochemischen Gradienten anzuwenden , die in Meeres- oder Süßwassersedimenten bewohnt von Mikroorganismen (zB Melton et al.) ³¹ entwickeln könnten.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Widdel flask (5 L)	Ochs	110015	labor-ochs.de
Glass bottles (5 L)	Rotilabo	Y682.1	carlroth.com
Glass pipettes (5 ml)		51714	labor-ochs.de
0.22 µm Steritop filter unit (0.22 µm Polyethersulfone membrane)	Millipore	X337.1	carlroth.com
Aluminum foil
Sterile Luer Lock glass syringe, filled with cotton		C681.1	carlroth.com
Luer Lock stainless steel needles (150 mm, 1.0 mm ID)		201015	labor-ochs.de
NaCl	Sigma	433209	sigmaaldrich.com
MgSO4	Sigma	208094	sigmaaldrich.com
CaCl2	Sigma	C4901	sigmaaldrich.com
NH4Cl	Sigma	A9434	sigmaaldrich.com
KH2PO4	Sigma	P5655	sigmaaldrich.com
KBr	Sigma	P3691	sigmaaldrich.com
KCl	Sigma	P9541	sigmaaldrich.com
Glass cylinder		Y310.1	carlroth.com
Glass wool		7377.2	carlroth.com
Glass beads (ø 0.55 - 0.7 mm)		11079105	biospec.com
Butyl rubber stopper (ø 1.2 cm)		271024	labor-ochs.de
Petri Dish, glass (ø 8.0 cm)		T939.1	carlroth.com
Polymers glue		OTTOSEAL S68	adchem.de
Optical oxygen sensor foil (for oxygen analysis, see below)		– on request –	presens.de
Rubber tubing (35 mm, 7 mm ID)		770350	labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, Luer lock male = LLM)		P343.1	carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, Luer lock female = LLF)		P335.1	carlroth.com
Rubber tubing (25 mm, 0.72 mm ID)		2600185	newageindustries.com
Rubber tubing (50 mm, 7 mm ID)		770350	labor-ochs.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.0 mm ID)		201015	labor-ochs.de
Luer Lock glass syringe (10 ml)		C680.1	carlroth.com
Loose cotton		–
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm)		271050	labor-ochs.de
Stainless steel needle (40 mm, 1.0 mm ID)	Sterican	4665120	bbraun.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.5 mm ID)		201520	labor-ochs.de
position: Luer Lock female connector part at C.7
Polymers glue		OTTOSEAL S68	adchem.de
Stainless steel needle (120 mm, 0.7 mm ID)	Sterican	4665643	bbraun.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID)		2600185	newageindustries.com
Heat shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk)		541458 - 62	conrad.de
Tube clamp		STHC-C-500-4	tekproducts.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF)		P334.1	carlroth.com
Luer Lock plastic cap (LLM)		CT69.1	carlroth.com
Glass bottle (5 L)	Rotilabo	Y682.1	carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45)		444704	labor-ochs.de
Stainless steel capillary (300 mm, 0.74 mm ID)		56736	sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID)		56737	sigmaaldrich.com
Shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk)		541458 - 62	conrad.de
Rubber tubing (100 mm, 0.74 mm ID)		2600185	newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF)		P334.1	carlroth.com
Luer Lock glass syringe (10 ml)		C680.1	carlroth.com
Loose cotton		–
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm)		271050	labor-ochs.de
Stainless Steel needle (40 mm, 0.8 mm ID)	Sterican	4657519	bbraun.de
Luer lock glass syringe (5 ml)		C679.1	carlroth.com
Butyl rubber stopper (ø 1.75 mm)		271050	labor-ochs.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID)		2600185	newageindustries.com
Glass bottle (2 L)	Rotilabo	X716.1	carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45)		444704	labor-ochs.de
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID)		56736	sigmaaldrich.com
Rubber tubing (30 mm x 0.74 mm ID)		2600185	newageindustries.com
Rubber tubing (100 mm x 0.74 mm ID)		2600185	newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF)		P334.1	carlroth.com
Luer Lock 3-way connector (LLF, 2x LLM)		6134	cadenceinc.com
Light source	Samsung	SI-P8V151DB1US	samsung.com
Peristalic pump	Ismatec	EW-78017-35	coleparmer.com
Pumping tubing (0.89 mm ID)		EW-97628-26	coleparmer.com
Stainless steel capillary (200 mm, 0.74 mm ID)		56736	sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (400 mm, 0.74 mm ID)		56737	sigmaaldrich.com
Supel-Inert Foil (Tedlar - PFC) gas pack (10 L)		30240-U	sigmaaldrich.com
Rubber tube (30 mm, 6 mm ID)		770300	labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLM)		P343.1	carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLF)		P335.1	carlroth.com
Gas-tight syringe (20 ml)		C681.1	carlroth.com
Bunsen burner		–
Fiber optic oxygen meter for oxygen quantification	Presens	TR-FB-10-01	presens.de
Vacuum pump		–
Silicone glue for oxygen optodes	Presens	PS1	presens.de