Summary
Abbiamo simulato un sistema di risalita marino ferruginosa Precambriano in una colonna a flusso continuo verticale la produzione su scala. L'obiettivo era quello di capire come i profili geochimici di O 2 e Fe (II) evolversi come cianobatteri producono O 2. I risultati mostrano l'istituzione di un chemoclino a causa di Fe (II) l'ossidazione da parte fotosinteticamente prodotte O 2.
Abstract
Un concetto convenzionale per la deposizione di alcuni Precambriani a banda ferro Formazioni (BIF) parte dal presupposto che il ferro ferroso [Fe (II)] risalita da fonti idrotermali nell'oceano Precambriano stato ossidato dall'ossigeno molecolare [O 2] prodotto da cianobatteri. I BIFs più antichi, depositati prima del grande evento di ossidazione (GOE) a circa 2,4 miliardi di anni (Gy) fa, avrebbero potuto formata da ossidazione diretta di Fe (II) anoxygenic photoferrotrophs in condizioni anossiche. Come metodo per testare i modelli geochimiche e mineralogiche che si sviluppano in diversi scenari biologici, abbiamo progettato una colonna a flusso verticale lunga 40 cm per simulare un anossica Fe (II) -rich rappresentativo di un antico oceano sistema di risalita marino su scala di laboratorio . Il cilindro è stato confezionato con una matrice di perle di vetro poroso per stabilizzare i gradienti geochimici, e campioni di liquido per la quantificazione di ferro potrebbe essere presa in tutta la colonna d'acqua. Ossigeno disciolto erarilevato in modo non invasivo tramite optodes dall'esterno. I risultati di esperimenti biotici che coinvolgevano flussi risalita di Fe (II) dal basso, una luce diversa pendenza dall'alto, e cianobatteri presenti nella colonna d'acqua, mostrano chiara evidenza la formazione di Fe (III) precipitati minerali e sviluppo di un chemoclino tra Fe (II) e O 2. Questa colonna consente di testare ipotesi per la formazione delle BIFs coltivando cianobatteri (e in futuro photoferrotrophs) in condizioni Precambriani marine simulate. Inoltre si ipotizza che il nostro concetto di colonna permette la simulazione di diversi ambienti chimici e fisici - tra cui i sedimenti marini o lacustri poco profonde.
Introduction
Il Precambriano (4,6-,541 Gy fa) atmosfera vissuto un graduale accumulo di fotosinteticamente prodotte ossigeno (O 2), forse punteggiato da cambiamenti passo alla cosiddetta "Grande Oxidation Event" (GOE) a circa 2,4 Gy fa, e di nuovo in Neoproterozoic (1-,541 Gy fa) come O 2 atmosferica abbiano raggiunto livelli moderni 1. I cianobatteri sono i resti evolutivi dei primi organismi capaci di fotosintesi oxygenic 2. Studi e prove modellazione geochimica supportano il ruolo di ambienti costieri poco profondi a ospitare comunità attive di cianobatteri o di organismi capaci di fotosintesi oxygenic o fototrofi oxygenic, generando oasi di ossigeno locali nella superficie dell'oceano sotto di un ambiente prevalentemente anossico 3-5.
La deposizione di a banda Formazioni ferro (BIFs) dall'acqua di mare attraverso i punti Precambriano al ferro (II) (Fe (II)) quale principale geochimica constituent di acqua di mare, almeno localmente, durante la loro deposizione. Alcuni dei più grandi BIFs sono depositi di acque profonde, formando al largo della piattaforma continentale e la pendenza. La quantità di Fe depositato è incompatibile da un saldo punto di vista di massa con prevalentemente continentale (ad esempio agenti atmosferici,) fonte. Pertanto, gran parte della Fe devono essere stati forniti da alterazione idrotermale di mafico o ultramafico fondo marino crosta 6. Le stime del tasso di Fe depositati fuoribordo di ambienti costieri sono coerenti con Fe (II) in dotazione alla superficie dell'oceano via upwelling 7. Al fine di Fe per essere trasportato in correnti di upwelling, deve essere stata presente nella ridotta, forma mobile - come Fe (II). Lo stato di ossidazione medio del Fe conservato in BIF è 2.4 8 ed è generalmente che BIF preservare Fe depositato come Fe (III), formata quando spinta statica Fe (II) è stato ossidato, eventualmente ossigeno. Pertanto, esplorando i potenziali meccanismi di ossidazione Fe (II) lungo pendio environmeNTS è importante per capire come BIF formata. Inoltre, raffinata caratterizzazione geochimica dei sedimenti marini ha individuato che le condizioni ferruginose, dove (II) era presente in una colonna d'acqua anossica Fe, erano una caratteristica persistente degli oceani di tutto il Precambriano, e potrebbero non si sono limitati a solo il tempo e il luogo dove BIF sono stati depositati 9. Pertanto, per almeno due miliardi di anni di storia della Terra, le interfacce tra redox Fe (II) e O 2 negli oceani poco profondi erano probabilmente all'ordine del giorno.
Numerosi studi utilizzano siti moderni che sono analoghi chimici e / o biologici di diverse caratteristiche del mare Precambriano. Un buon esempio sono i laghi ferruginose dove Fe (II) è stabile e presente nelle acque superficiali illuminate dal sole mentre l'attività fotosintetica (anche per cianobatteri) è stato rilevato 10-13. I risultati di questi studi forniscono comprensione delle caratteristiche geochimiche e microbiche di un ossica per anossico / ferchemoclino ruginous. Tuttavia questi siti sono generalmente fisicamente stratificati con poco mescolamento verticale 14, piuttosto che le interfacce chimici che si verificano in un sistema risalita, e sono pensati per sostenere la produzione più ossigeno nel tempo Precambriano 4.
Un analogo naturale per esplorare lo sviluppo di un ossigeno oasi marina sotto un'atmosfera anossica, e ad un (II) Sistema -rich upwelling Fe in colonna d'acqua di superficie illuminata dal sole non è disponibile sulla moderna Terra. Pertanto, è necessario un sistema di laboratorio in grado di simulare una zona di risalita ferruginosa e anche sostenere la crescita di cianobatteri e photoferrotrophs. La comprensione e l'identificazione dei processi microbici e la loro interazione con un mezzo acquoso risalita di acque profonde che rappresenta l'acqua di mare Precambriano promuove la comprensione e possono integrare le informazioni acquisite dal disco rock, al fine di comprendere appieno i processi biogeochimici distintivi sulla Terra antica. A questo scopo, una colonna su scala di laboratorio è stato progettato in cui Fe (II) -rich media dell'acqua di mare (pH neutro) è stata pompata nella parte inferiore della colonna, e pompato fuori dalla parte superiore. L'illuminazione è stata fornita in alto per creare una vasta 4 cm "zona fotica" che ha sostenuto la crescita dei cianobatteri nei primi 3 cm. ambienti naturali sono generalmente stratificate e stabilizzato da gradienti fisico, come salinità o temperatura. Per stabilizzare la colonna d'acqua su una scala di laboratorio, il cilindro della colonna era imballato con una matrice porosa perle di vetro che ha contribuito a mantenere la creazione di modelli geochimici sviluppatisi durante l'esperimento. Un flusso continuo di gas N 2 / CO 2 è stato applicato per svuotare lo spazio di testa della colonna per mantenere un'atmosfera anossico riflettente di un oceano prima della GOE 15. Dopo stato stabilito un flusso costante di Fe (II), cianobatteri sono stati inoculati tutta la colonna, e la loro growth è stata monitorata dal conteggio delle cellule su campioni prelevati attraverso i porti di campionamento. L'ossigeno è stata monitorata in situ inserendo lamine optode sensibili all'ossigeno sulla parete interna del cilindro della colonna e le misurazioni sono state effettuate con una fibra ottica dall'esterno colonna. Acquosa Fe speciazione è stato quantificato da campioni rimozione dai porti di campionamento orizzontale profondità risolta e analizzata con il metodo Ferrozine. Gli esperimenti di controllo abiotici e risultati dimostrano proof-of-concept - che un analogo scala di laboratorio della colonna d'acqua antica, tenuto in isolamento dall'atmosfera, è realizzabile. Cianobatteri cresciuto e prodotti di ossigeno, e le reazioni tra Fe (II) e l'ossigeno fosse risolvibile. Qui, la metodologia per la progettazione, la preparazione, il montaggio, l'esecuzione e il campionamento di una colonna sono presentati, insieme ai risultati di una corsa 84 ore della colonna, mentre inoculato con il cianobatterio marino Synechococcus sp. PCC 7002.
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Protocol
1. Preparazione di coltura medio
Nota: Le informazioni sulle attrezzature necessarie, prodotti chimici e materiali di consumo per la preparazione del terreno di coltura è elencato nella tabella 1 italiche codici alfanumerici tra parentesi si riferiscono alle apparecchiature dettagliati nella tabella 2 e mostrato in Figura 1..
- Preparare 5 L di media Marine phototroph (MP) (di seguito indicato come "media") seguendo il protocollo di Wu et al. 16. Regolare il pH a 6,8 utilizzando anossica e sterile 1 M HCl o 0,5 M Naco 3. Come fonte di Fe (II), aggiungere 3,5 ml di 1 M anossica e sterile FeCl 2 -solution per ottenere un Fe finale (II) concentrazione di 500 pM dopo filtrazione della soluzione media nel passaggio successivo.
- Conservare la soluzione mezzo a 5 ° C per 48 ore per precipitare Fe (II) carbonato e fosfato minerali. Fe (II) addizione e Fe risultati precipitazioni minerale in un pH cambiamento, quindi regolare nuovamente il pH torna a 6,8. Filtrare il mezzo in un anossica (100% N 2) cassetto portaoggetti attraverso un'unità filtro 0,22 micron. Distribuire il terreno filtrato in una bottiglia sterile 5 L vetro (E.'1) all'interno di un cassetto portaoggetti, e cappuccio con un tappo di gomma butilica sterile.
- Lavare il spazio di testa della bottiglia mezzo con N 2 / CO 2 (v / v, 90/10) inserendo un ago monouso collegato alla linea del gas nel tappo, e un secondo ago che agisce come uno sfiato. Assicurarsi di modificare il volume dello spazio di testa per 10 volte. Ad esempio, con un flusso di gas costante di 10 ml / sec, lavare il volume dello spazio di testa da 50 ml per almeno 50 sec (confrontare Hungate & Macy 17).
- Coprire la bottiglia medio (E) che è ora pronto per l'uso con un foglio di alluminio e conservare a temperatura ambiente in condizioni di oscurità per prevenire fotoossidazione di Fe (II). Consentire 3 giorni per la preparazione di media.
2. Preparazione del Culture
"> Nota:.. La cultura di Synechococcus sp PCC 7002 che viene utilizzato nell'esperimento colonna è descritto come unicellulari marini photoheterotrophic cianobatteri genere 18 E 'stato fornito dal Dr. M. Eisenhut (Istituto per la pianta Biochimica, Università di Dusseldorf, Germania) . Per questo studio la cultura titolo è stato coltivato su terreno anossico MP senza ulteriore Fe (II).- Preparare 100 ml di mezzo MP seguendo il protocollo di Wu et al. 16, ma il cloruro ferrico sostituto di 1 ml / L citrato ammonico ferrico a 6 mg / ml.
- In condizioni anossiche (cassetto portaoggetti, 100% N 2), Distribuire il terreno in uno 120 ml bottiglia di siero sterile, berretto con un tappo di gomma butilica sterile e piegatura con capsula di alluminio. Cambiare la spazio di testa di N 2 / CO 2 (v / v, 90/10) (confrontare Hungate & Macy 17) e inoculare con il 5% della coltura madre. Successivamente, conservare in un incubatore di luce a 25 ° C e 600 Lux da una Tungsten lampadina.
- Dal momento che Synechococcus sp. PCC 7002 è fotosensibile, dopo il trasferimento, coprire la bottiglia di siero con un sottile tovagliolo di carta per le prime 24 ore all'interno dell'incubatore luce. Lasciare che la cultura a crescere per 6-8 giorni. attività fotosintetica comporterà l'ossidazione di Fe (II) e Fe (II) non sarà statica per i tempi di crescita cellulare, quindi trasferire la coltura dopo 7 giorni per mantenere Fe (II) nel mezzo e le cellule atto a Fe (II).
- Monitorare la densità cellulare prendendo campioni per densità ottica misure (OD): La densità delle cellule (cellule / ml) della coltura può essere determinato mediante l'assorbanza del campione sospensione cellulare in una foto-spettrofotometro alla lunghezza d'onda di 750 nm 19. Una relazione lineare tra OD 750 e conta di cellule microscopiche diretti di una cultura in fase di log determina la densità di cella assoluto 20.
- Non appena una densità cellulare di 10 8 cellule / ml è raggiunto,avvolgere la bottiglia siero con un foglio di alluminio per fermare la produzione di ossigeno dalla fotosintesi.
- Rimuovere l'O 2 nella sospensione cellulare utilizzando un filtro di 0,22 micron siringa sterile attaccato ad una lunga (100 mm) ago monouso inserito nel mezzo liquido. Lavare spazio di testa e bolla la cultura con N 2 / CO 2 per 5 min (confrontare Hungate & Macy 17). Conservare il campione in buio fino inoculazione nella colonna.
3. Preparazione di elementi e componenti individuali per set-up sperimentale
Nota: Informazioni sul materiale necessario per il set-up sperimentale, quantità e specifiche sono elencate in Tabella 2. Parti delle voci che saranno utilizzati per il set-up sperimentale vengono preparati in anticipo e sono etichettati individualmente con una lettera maiuscola singola (AG), elencati nella tabella 2 e mostrati come i primi piani in figura 1 pure. italico codici alfanumerici tra parentesi nel protocollo riferiscono agli allestimenti dettagliati nella Tabella 2 e sono mostrati in figura 1.
- Al fine di preparare i porti di campionamento (D) per la colonna, chiudere le porte con attillati tappi di gomma butilica (A.3). Inserire un ago in acciaio inossidabile (D. ') nel tappo di gomma butilica. Assicurarsi che la punta dell'ago sia al centro della colonna.
- Collegare l'ago a un tubo di gomma (D.2) e sigillare il collegamento con un tubo termoretraibile (D.3). Attaccare l'altra estremità del tubo ad un piccolo connettore Luer tubo di bloccaggio ( 'D.5), sigillare il collegamento con un tubo termoretraibile (D.3) e coprire il connettore del tubo con un tappo di plastica appropriata (D.6) .
Nota: A seconda del numero desiderato di porte di campionamento è necessario fornire una porta principale con varie porte di campionamento - therefori inserire gli aghi di acciaio inossidabile (D.1) in un angolo obliquo nel tappo di gomma butile.
- Collegare l'ago a un tubo di gomma (D.2) e sigillare il collegamento con un tubo termoretraibile (D.3). Attaccare l'altra estremità del tubo ad un piccolo connettore Luer tubo di bloccaggio ( 'D.5), sigillare il collegamento con un tubo termoretraibile (D.3) e coprire il connettore del tubo con un tappo di plastica appropriata (D.6) .
- Per collegare le bottiglie di media e di scarico alla colonna, modificare tappi di gomma butilica di seguito i passi successivi:
- Inserire due capillari in acciaio inox (E.3; E.4) nel tappo di gomma butilica (E.2). Collegare i tubi di gomma appropriati (E.6) a questi capillari e sigillare il collegamento con i tubi termoretraibili (E.5).
- Aggiungere un connettore del tubo (E.7) all'altra estremità del tubo del capillare più lungo (E.3) e anche correggere questo connettore con un tubo termoretraibile (E.5).
- Collegare un ago in acciaio inox (E.11) all'estremità libera dell'altro tubo collegato al capillare corta (E.4), sigillare le connessioni con termoretraibile tubi (E.5), e inserire l'altra estremità del ago in acciaio inox in un tappo di gomma butilica più piccolo (E.10). Inserire due capillari in acciaio inox (G.3) in un tappo di gomma butilica di grandi dimensioni (G.2) e collegare i tubi in gomma appropriate (G.4; G.5). Collegare l'estremità libera del tubo di gomma più corto (G.4) per una bottiglia capillare mezzo di scarico (w2). Dotare l'estremità libera del tubo più lungo (G.5) con un piccolo connettore del tubo (G.6). Ripetere questi passaggi al fine di preparare un altro tappo di gomma butilica per una seconda bottiglia di scarico.
- Preparare il tappo per il pannello di distribuzione di media (F) inserendo due aghi di acciaio inossidabile (F.3) in un tappo di gomma butilica (F.2) per produrre linee di alimentazione due supporti per la colonna. Attaccare un tubo di gomma (F.4) a ciascuno degli aghi e collegare un capillare bottiglia medio (c1) ad uno dei tubi di gomma, rispettivamente.
- Per preparare le ghiandole per la linea di mezzo di alimentazione (B), collegare un mezzocapillare alimentazione (c2) per un piccolo connettore del tubo (B.3) con un tubo di gomma (B.4). Ripetere questo passaggio per un'altra ghiandola fornitura di media.
- Utilizzare il capillare di scarico più media (w1) invece di preparare ghiandole per la linea di scarico medio e seguire i passi precedenti (confrontare (B) in Figura 1).
Nota: E 'utile per etichettare ingresso e di uscita con colori diversi di nastro per aiutare nella corretta di assemblaggio.
- Utilizzare il capillare di scarico più media (w1) invece di preparare ghiandole per la linea di scarico medio e seguire i passi precedenti (confrontare (B) in Figura 1).
- Montare le parti per il pannello di scambio di gas spazio di testa (C) inserendo due lunghi Luer Lock aghi in acciaio inox (C.2) in un tubo di gomma (C.1) e fare in modo che le punte degli aghi raggiungono 4 cm al di fuori l'altra estremità del tubo. Riempire il tubo con polimeri colla (C.8) e consentire il montaggio asciugare per almeno 6 ore.
- Liberamente riempire due siringhe Luer vetro blocco (C.3) con cotone (C.4).
- A parte preparare due butile rubber tappi (C.5), una con un ago in acciaio inox inserito (C.6) e l'altra con un ago in acciaio inossidabile (C.7). Non collegare alle siringhe di vetro, ancora.
- Preparare una siringa di vetro (E.8) riempito di cotone (E.9) per un uso successivo in linea con la bottiglia e gas pacchetto media (gp).
- Montare l'apparecchiatura per una confezione di gas 10 L (gp) collegando un tubo di gomma (gp.1) sulla valvola del pacco gas. Inserire un connettore del tubo (gp.2) nell'estremità libera del tubo di gomma. Ripetere questa procedura per un secondo pacchetto di gas 10 L.
4. Sterilizzazione della colonna e l'apparecchiatura
Nota: A seconda delle proprietà del materiale, l'apparecchiatura è sterilizzata con uno dei seguenti tre metodi:
- Sterilizzare le attrezzature di vetro dal forno a secco (180 ° C per 4,25 ore):
- Sterilizzare l'apparecchiatura per la fabbricazione di media (vedi
- Sterilizzare l'apparecchiatura per la colonna allestito in una seconda fase. Avvolgere le siringhe di vetro (C.3; E.8; F.1 - preparato nella sezione 3), con un foglio di alluminio e fare in modo che i corrispondenti tappi di gomma butilica sono stati rimossi.
- Posizionare le perle di vetro (A.2) in un bicchiere di vetro e coprire la parte superiore con un foglio di alluminio. Coprire anche il piatto di vetro trasparente (A.4), 4 x grandi connettori per tubi (B.2) e il connettore a 3 vie (G.7), con un foglio di alluminio e forno a sterilizzare tutto.
- Sterilizzare l'apparecchiatura per la fabbricazione di media (vedi
- Sterilizzare plastiche autoclavabile e liquidi in autoclave (120 ° C, 10 bar, 20 min):
- Nella prima fase, sterilize matraccio Widdel con il mezzo, la soluzione -buffer NaHCO 3 e tappi di gomma butile 2 per la bottiglia di vetro 5 L.
Nota: tappi di gomma butilica vengono prima preparate facendo bollire in acqua ultrapura 3 volte e poi in autoclave in un bicchiere di vetro con un po 'di acqua, coperto con un foglio di alluminio. I tappi bagnati sono più facili da inserire in bottiglie di vetro. - In una seconda fase sterilizzare l'apparecchiatura per la colonna set up sperimentale. Per preparare la colonna per la sterilizzazione in autoclave, avvolgere l'apertura superiore, le aperture di alimentazione supporti, le aperture di scarico media, e lo spazio di testa vent con un foglio di alluminio prima autoclave.
- Coprire le porte di campionamento (D.'5) con i tappi di plastica appropriate (D.'6) e assicurarsi di rimuovere i morsetti (D.4) prima di autoclave.
- Avvolgere i tappi di gomma butilica e le corrispondenti capillari per le bottiglie di media e di scarico (E.2; 2 x G.2 - ho preparatoSezione n 3), i tappi più piccoli per le siringhe di vetro (2 x C.5; E.'10 '; F.'2 - preparata al punto 3) ed i capillari collegati alle ghiandole mezzo di alimentazione e di scarico (S2; W1 - predisposta nella sezione 3.4) in un foglio di alluminio e sterilizzare tutte le attrezzature in autoclave.
- Dopo la sterilizzazione, asciugare la colonna sterilizzato e usate in stufa a 60 ° C per altri 4 ore.
- Nella prima fase, sterilize matraccio Widdel con il mezzo, la soluzione -buffer NaHCO 3 e tappi di gomma butile 2 per la bottiglia di vetro 5 L.
- Poiché il tubo della pompa (pt) non è autoclavabile, sterilizzarli in una soluzione di etanolo (EtOH) (80% EtOH, 20% di acqua). Riempire un beaker appropriata con EtOH-soluzione e posizionare il tubo della pompa in esso, assicurando che il tubo è completamente riempito con EtOH-soluzione. Estrarre dopo 3 ore e avvolgere direttamente in un foglio di alluminio pre-sterilizzati (forno-sterilizzato) e lasciare asciugare a temperatura ambiente per 2 ore.
5. Montaggio della colonna e l'apparecchiatura
- Porre la colonna (A) su una superficie piana e stabilizzare con uno stand laboratorio e morsetti. Assicurati di lavorare in condizioni sterili (ad esempio, entro 40 cm di un becco Bunsen o sotto una cappa a flusso laminare). Rimuovere con attenzione il foglio di alluminio da apertura superiore e compilare il vetro perline sterilizzati (A.2).
- Preparare il vetro d'orologio (A.4) per chiudere ermeticamente la colonna applicando il collante Polymers (A.5) alla superficie interna della zona dove sarà in contatto con la colonna. Premere leggermente il vetro da orologio in posto nella parte superiore della colonna per incollare le due parti strettamente insieme. Lasciare almeno 6 ore per l'installazione si asciughi.
Nota: è possibile inserire una sterile filo sottile flessibile tra il bordo colonna e il vetro da orologio, per rimuovere facilmente il vetro da orologio dopo l'esperimento.
- Preparare il vetro d'orologio (A.4) per chiudere ermeticamente la colonna applicando il collante Polymers (A.5) alla superficie interna della zona dove sarà in contatto con la colonna. Premere leggermente il vetro da orologio in posto nella parte superiore della colonna per incollare le due parti strettamente insieme. Lasciare almeno 6 ore per l'installazione si asciughi.
- Mentre si lavora in condizioni sterili allegare i seguenti componenti alla colonna:
- Collegare i tubi di gomma (B.1) ed i connettori dei tubi corrispondenti (B.2) verso le aperture di alimentazione e scarico medie (confrontare (B) in Figura 1).
- Collegare i connettori dei tubi delle ghiandole (B.3) per la fornitura di mezzi di comunicazione e di scarico (preparato nella sezione 3.4) per i connettori corrispondenti alla colonna (confronto (B) nella figura 1).
- Attaccare il pannello scambio di gas nello spazio di testa (confronta (C) in Figura 1 - preparata nella sezione 3.5) allo spazio di testa sfogo alla colonna e collegare le siringhe di vetro (C.3) ai corrispondenti aghi acciaio inox (C.2) e inserto i tappi di gomma butilica appropriate (C.6; C.7 - preparati nel paragrafo 3.5.2) nelle siringhe di vetro cotone-riempita (C.3).
- Inserire i tappi di gomma butilica per le bottiglie di scarico (2 x G.20; - preparato in sezione 3.2) in due 3 bottiglie di vetro L sterili (G.1), e collegare i connettori dei tubi delle bottiglie (G.6) al connettore a 3 vie (G.7).
- Collegare l'estremità libera della ghiandola capillare mezzo di scarico (w1) all'estremità libera di un capillare bottiglia di scarico (w2) con tubazione della pompa (pt). Ripetere questa procedura per il secondo capillare ghiandola scarico media e la seconda bottiglia di scarico.
- Collegare l'estremità libera di una capillare flacone medio (s1) all'estremità libera della ghiandola capillare mezzo di alimentazione (s2) con il tubo della pompa (pt). Ripetere questa procedura per il secondo capillare bottiglia medio e il secondo capillare ghiandola fornitura di media.
- Montare il pannello di distribuzione di media inserendo il tappo con i capillari corrispondenti (F.2 - redatto in sezione 3.3) nella siringa di vetro del mezzopannello di distribuzione (F.1).
- Collegare il pannello di distribuzione di media al connettore del tappo di gomma butilica per la bottiglia medio (E.7 - confrontare F di figura 1).
- Collegare l'N 2 / CO linea 2 gas al pannello scambio di gas nello spazio di testa al Luer ago in acciaio inox (vedi posizione (LLF) in figura 1), e lavare la installazione della colonna e del sistema capillare con N 2 / CO 2 a bassa pressione (<10 mbar). Mantenere un deflusso di gas alle estremità aperte del capillare flacone medio (E.3), il connettore a 3 vie (G. 7), e le porte di campionamento (D.5). Pertanto, assicurarsi di avere i tappi delle porte di campionamento (D.6) leggermente aperta, per mantenere condizioni sterili attraverso una sovrapressione di gas che fluisce fuori.
- Lavare l'installazione completa per almeno 20 min.
Nota: Inoltre, è possibile chiudere il outgassing ago (C.6) del pannello scambio di gas nello spazio di testa con un tubo di gomma appropriato e un morsetto per aumentare l'efficienza del lavaggio dell'impianto completo.
- Lavare l'installazione completa per almeno 20 min.
- Nel frattempo, riempire un sacchetto gas 10 L (gp) con N 2 / CO 2 (v / v, 90/10), dopo 10 cicli di riempimento e degasaggio (utilizzando una pompa a vuoto) l'intero volume di assicurare la borsa è completamente anossico . Assicurarsi di chiudere la valvola del pacco gas dopo il riempimento finale. Ripetere questa procedura con un secondo pacchetto di gas, ma chiudere la valvola di sfiato dopo (cioè, lasciare vuoto).
Nota: Il pacco riempito di gas N 2 / CO 2 sarà collegato al flacone mezzo per compensare il volume dello spazio di testa aumentando a causa della perdita media pompando. L'N 2 / CO 2 arrossato, ma pacchetto vuoto di gas, verrà poi collegato alle bottiglie di scarico per consentire la fuoriuscita di gas nello spazio di testa a causa della crescente volume di scarico di liquido. - Inserire tegli butile tappo di gomma (E.10 - preparata al punto 3.2.3) nella siringa sterile in vetro riempita con cotone (E.8 - preparato in sezione 3.6).
- Posizionare la bottiglia mezzo riempito e chiuso (E - preparata al punto 1) sul banco di laboratorio accanto al tappo per il mezzo flacone (E.2), e preparare per collegare il tappo alla bottiglia mezzo utilizzando la seguente procedura:
- Chiudere il flusso di gas N 2 / CO 2 nel capillare (E.3) chiudendo il tubo di gomma corrispondente (E.5) con una fascetta.
- Leggermente sollevare il tappo di gomma butilica fuori la bottiglia di medie e lavare lo spazio di testa con N 2 / CO 2 (50 mbar) per impiccagione un sterilizzato, di cotone siringa -filled con un piegato, ago lungo metallo (1mm x 140 mm) nel collo di bottiglia della bottiglia media (confrontare Hungate & Macy 17).
- Cambiare l'ago metallico lungo della siringa (precedentemente utilizzato per il lavaggio spazio di testa) ad un ago monouso (0,9 mm x 45 mm, ampiamente disponibili) e iniettare nel tappo per svuotare lo spazio di testa della bottiglia mezzo con N 2 / CO 2.
- Assicurarsi di avere una leggera fuoriuscita di gas alla estremità aperta della siringa gas (E.8 - assemblati in sezione 5.10) collegato al tappo della bottiglia mezzo. Lavare il spazio di testa della bottiglia mezzo (E) e la siringa di vetro (E.8) per almeno 4 min.
Nota: Se necessario, aprire ilago degassamento (C.6) del pannello scambio di gas nello spazio di testa di nuovo al fine di mantenere un deflusso di gas alla estremità aperta dell'ago.
- Aprire rapidamente la valvola del pacco gas e premere leggermente sul sacchetto di mantenere un deflusso di N 2 / CO 2 per lavare il tubo e il connettore del pacco gas.
- Non appena la sovrapressione viene rilasciato dalla bottiglia medium, collegare rapidamente il connettore del pacco gas (gp.3) al corrispondente connettore della siringa di vetro (E.8).
- Aprire la valvola del pacco gas (gp)collegato alle bottiglie di scarico (G) per permettere all'aria di essere rilasciato nel pacco gas, mentre le bottiglie di scarico riempiono mezzo deflusso.
6. L'inoculazione di batteri nella colonna
Nota: Per un esperimento di controllo abiotico viene saltato questo passaggio.
- Poiché la coltura cellulare viene iniettato direttamente nella colonna attraverso i tappi di gomma butilica dei principali porti campionamento lungo il lato della colonna, assicurarsi di aver preparato sei siringhe con aghi che sono abbastanza lunghi per raggiungere il centro del corpo della colonna.
- Sterilizzare l'esterno di tappi di gomma butilica delle sei porte di campionamento principali la colonna (A.3) con una soluzione EtOH (80%).
- Avere la bottiglia di siero con la cultura per l'inoculazione pronto (preparato in sezione 2) e sterilizzare il tappo di gomma butilica da fiamme alcune gocce di soluzione di EtOH. Lavare la siringa con sterili N 2 / CO 2 prima di prendere una aliquota della cultura. Prendere 1 ml of la soluzione di cellule anossica e iniettarlo nel centro della colonna attraverso i tappi di gomma butilica dei principali porti campionamento (A.3).
Nota: A seconda della crescita batterica, può essere necessario regolare la velocità di pompaggio (o addirittura interrompere pompaggio) nei primi giorni del lag-fase per la crescita cellulare e sviluppo per evitare che le colture di essere lavato fuori.
7. campionatura
Nota: Al fine di raccogliere campioni attraverso i gradienti chimici che si sviluppano all'interno della colonna, è necessario avviare il campionamento dalle porte campionamento migliori precedenti ai porti profondi, come si verifica perdita di volume. Assicurarsi di mantenere condizioni sterili (ad esempio, lavorando entro 40 cm di un becco Bunsen o sotto una cappa a flusso laminare).
- Raccogliere i primi campioni 24 ore dopo l'inoculazione. Lavare la siringa che verrà utilizzato per il campionamento con N sterile 2 / CO 2, al fine di evitare l'iniezione di ossigeno nella saporte mpling (D). Assicurarsi di riempire la siringa con N 2 / CO 2 prima del campionamento.
- Rimuovere rapidamente il tappo di plastica (D.6) e inserire la siringa di campionamento nel connettore tubo (D.5). Mantenere un piccolo spazio tra la siringa e connettore del tubo. Rilasciare il gas dalla siringa e lavare il connettore del tubo con N 2 / CO 2.
- Collegare saldamente la siringa al connettore del tubo. Rimuovere la fascetta (D.4) e iniziare a prendere un campione di circa 1 ml.
- Dopo l'estrazione del campione e prima di rimuovere la siringa, collegare il morsetto (D.4). Quindi rimuovere la siringa di campionamento e saldamente chiudere il connettore del tubo (D.5) con il tappo di plastica corrispondente (D.6).
- Immediatamente ripetere i passaggi 7.1-7.3 per il campionamento da ogni porta.
- Raccogliere la prossima serie di campioni ogni 24 ore.
Nota: Per ulteriori campioni a differenti intervalli di tempo, è necessario rimuovere una piccola amount di campione (ad esempio, 0,2-0,4 ml) può essere assunto inizialmente prima del campione, al fine di rimuovere i supporti residui all'interno del tubo di campionamento e di ottenere campioni rappresentativi dall'interno della colonna.
8. Metodi di analisi
- Quantificazione Ossigeno:
Nota: La concentrazione di ossigeno entro il mezzo a flusso e lo spazio di testa della colonna viene quantificato in modo non invasivo e non distruttivo utilizzando i sensori di ossigeno ottici e patch stagnola fluorescenti ossigeno sensibile di 0,5 x 0,5 cm (cosiddetti optodes), incollato lungo la parete di vetro interna della colonna utilizzando colla silicio (A.6). Si è assicurato che i cerotti foglio sensibili all'ossigeno sono insensibili per Fe specie, per ottenere letture affidabili.- Assicurarsi di calibrare il software con i parametri di calibrazione appropriati per le optodes che vengono utilizzati nella colonna. I sensori di ossigeno ottici sono dotati di una specifica calibration per la misurazione con una corrispondente fibra ottica misuratore di ossigeno controllato da PC.
- Avviare la misura e prendersi cura di tenere la fibra ottica polimerica del misuratore di ossigeno ad angolo retto alla foglia sensibile ossigeno che viene incollato all'interno della parete di vetro trasparente della colonna.
- Ripetere la misura per ogni singolo punto di misura O 2 in tutta la colonna.
- Fe (II) e l'analisi totale Fe di campioni acquosi:
- Poiché Fe (II) viene rapidamente ossidato dall'ossigeno in aria a pH neutro, stabilizzare i campioni liquidi per acquosa Fe (II) quantificazione immediatamente in soluzione 1 M HCl. Per un volume di campione finale di 1 ml della miscela 0,5 ml campione liquido con 0,5 ml di 2 M HCl.
- Quantificare totale Fe dopo incubando una aliquota del campione M HCl stabilizzato 1 con cloridrato di idrossilammina (10% peso / v, in 1 M HCl) per 30 min. Questo reagente riduce tutti Fe (III) a Fe (II), che può essere quantificato mediante saggio Ferrozine
- Eseguire un test Ferrozine utilizzando un lettore di piastre di micro-titolazione. Misurare l'assorbanza alla lunghezza d'onda di 562 nm. Assicurarsi di avere gli standard all'interno della gamma per rilevabile Fe (II) e le concentrazioni totali Fe.
Nota: Se la concentrazione di Fe nel campione liquido superano tarature standard, è necessario diluire il campione stabilizzato con 1 M HCl.- Calcolare la concentrazione di Fe (III) dalla differenza tra totale Fe e Fe (II).
- Eseguire un test Ferrozine utilizzando un lettore di piastre di micro-titolazione. Misurare l'assorbanza alla lunghezza d'onda di 562 nm. Assicurarsi di avere gli standard all'interno della gamma per rilevabile Fe (II) e le concentrazioni totali Fe.
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Representative Results
esperimento di controllo
Esperimenti di controllo abiotici (10 giorni) hanno dimostrato concentrazioni costantemente basse di ossigeno (O 2 <0,15 mg / L) senza variazioni significative del Fe (II) -profile nella colonna d'acqua risalita. La formazione di precipitati (presumibilmente Fe (III) (oxyhydr-) ossidi) nel serbatoio medio e la leggera diminuzione del (II) concentrazione complessiva Fe da 500 mM a 440 mM oltre 10 gg indicano alcuni diffusione dell'ossigeno attraverso connessioni di gomma (ad esempio, E.6; gp.1 in figura 1) 22 in questo esperimento, le concentrazioni di ossigeno più basse che erano ragionevolmente ottenibile erano ≤0.15 mg / L ed è nell'intervallo di quantificazione ossigeno sensibile e sopra del limite di rilevamento di. 0,03 mg / L. valori di ossigeno inferiori a 0,15 mg / L sono per il remainder di questo documento denominato "anossico".
esperimento biotico
Parametri visibili, la crescita delle cellule, e cambiamenti nella colonna d'acqua
Prima dell'inoculazione il giorno 0 senza precipitati erano visibili (Figura 2). Ciò indica che la colonna era impostato correttamente e che nessun ossigeno era presente (confronta figura 3 A), che potrebbe portare alla ossidazione di Fe (II) e la formazione di Fe (III) precipitati. Come risultato, il Fe (II) concentrazione era costante in tutta la colonna d'acqua risalita come mostrato nel profilo in Figura 4A. Figura 2 A mostra che il gradiente di luce è stata ristretta alle superiori 6 cm all'internocolonna d'acqua utilizzando la matrice di perline di vetro nel cilindro colonna.
Il colore verde entro i primi 2,0 cm della colonna d'acqua 84 ore dopo l'inoculazione indica la crescita dei cianobatteri (Figura 2 B). La notevole banda arancione chiaro ad una profondità di -3 cm (indicato dalla freccia in figura 2 B) sotto la banda verde è dovuto ai Fe-precipitati che formano durante Fe (II) ossidazione dall'ossigeno molecolare, prodotto da cianobatteri. precipitati simili sono anche visibili sulla superficie della colonna d'acqua. Schiuma arancione chiaro formato alla colonna d'acqua di superficie 84 ore dopo l'inoculazione (Figura 2 B) che indica la produzione di O 2 da cianobatteri. I precipitati sulla superficie della colonna d'acqua presumibilmente formata a causa dell'ossigeno che degassamento alsuperficie. Residuo Fe (II) è stato infine ossidato in superficie e precipitati sulla matrice perle di vetro formata.
gradiente di ossigeno
Prima dell'inoculo al giorno 0, l'iniziale concentrazione O 2 nel mezzo liquido è stato determinato. Figura 3 Una mostra chiaramente che la concentrazione di O 2 nella colonna d'acqua complesso era costantemente inferiore alla concentrazione presente nel esperimento di controllo. Il pre-inoculazione O 2 -concentration non ha mai superato i valori di 0,13 mg / LO 2 (O 2 media = 0,099 ± 0,002 mg / L). Ciò indica che la colonna era anossico prima dell'inoculo.
Figura 3 B mostra un aumento della concentrazione di O 2 al84 ore dopo l'inoculazione con cianobatteri. Questo, insieme con la biomassa verde visibile (Figura 2 B) sono coerenti con la produzione fotosintetica e l'accumulo di O 2 nella colonna. La concentrazione di O 2, dopo 84 ore ha raggiunto una concentrazione massima di O 2 = 29.87 mg / L in una profondità di -0.5 cm sotto la superficie colonna d'acqua. I O 2 valori in Figura 3 B indicano che gli O 2 livelli erano sempre sopra concentrazione di fondo nelle superiori 8,5 cm all'interno della colonna d'acqua (O 2> 0,15 mg / L). Notevolmente alta O 2 concentrazioni (> 0,50 mg / L) sono stati rilevati da -0.5 a -5.5 cm di profondità sotto la superficie colonna d'acqua. Le concentrazioni più basse per O 2 ≤ 0,15 mg / L a profondità inferiori a -10.5 cm, insieme con il valore misurato più basso per O 2 = 0,09 mg / L a una profondità di -20.5 cm indicano che thesaree e sono stati anossico.
Fe (II) gradiente
Figura 4 mostra che il Fe (II) concentrazione al giorno 0, prima dell'inoculo con cianobatteri, è costante per tutta la colonna d'acqua con una concentrazione di Fe (II) = medio di 282,6 ± 6,8 mM. La concentrazione nel serbatoio mezzo al giorno 0 è Fe (II) Serbatoio = 320,4 ± 11,6 pM.
84 ore dopo l'inoculazione con cianobatteri il Fe (II) concentrazione diminuita notevolmente superiori 9 cm all'interno della colonna d'acqua. Figura 4 B mostra una distinta Fe (II) gradiente, dove le concentrazioni di Fe (II) diminuiscono alla superficie superiore della colonna d'acqua. Tuttavia, Fe (II) era ancora rilevabile sulla superficie della colonna d'acqua. th e disponibilità Fe (II) concentrazione rilevata sia direttamente sotto la superficie mezzo liquido ad una profondità di -0.9 cm. Fe (II) concentrazioni aumenta con profondità da Fe (II) = 9,9 ± 2,8 micron a -0.9 cm a Fe (II) = 258,6 ± 3,1 mM a una profondità di -8.9 cm, formando un lineare positiva ripida Fe (II) gradiente sulla profondità ([Fe (II) d] = (d + 1.278) ∙ 0,031 -1; d: profondità (cm) ; R 2 = 0,9694) limitato alle superiori 6,8 cm. Aree nel mezzo liquido sotto -9 profondità cm rimangano chiaramente costante e non mostrano significativa diminuzione dei loro concentrazioni di Fe (II) rispetto ai valori iniziali per Fe (II) al giorno 0 (T-test; p> 0.05).
Figura 1. Esperimento schematica istituito. Codici alfanumerici per gli articoli si riferiscono alle parti elencate nella tabella 2.href = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/54251/54251fig1large.jpg" target = "_ blank"> Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. Cambiamenti visibili nella matrice perle di vetro in tutto il cilindro di colonna prima e 84 ore dopo l'inoculazione con cianobatteri. Piazze rosa sono sensori di ossigeno. (A) Primo piano delle superiori 6 cm di colonna impostato prima dell'inoculazione. La colonna di liquido riempito che mostra un gradiente di luce visibile. La matrice perle di vetro restringe il gradiente di luce visibile in alto a 6 cm. (B) Primo piano della parte superiore del 6 centimetri 84 ore dopo l'inoculazione. Verde indica biomassa visibile, più densa nella parte superiore della colonna dove l'intensità della luce è più alta. La freccia indica una banda arancione debolmente visibile, che ha portato dalla formazione di Fe(III) precipita a causa di Fe (II) ossidazione da O molecolare 2 prodotta dalla cianobatteri. Faintly visibile schiuma arancione sulla parte superiore della superficie di colonna d'acqua indica Fe (III) è anche precipitando lì. O 2 degassamento attraverso la superficie provoca la formazione di schiuma del Fe (III) precipitati. (C) Presentazione del cilindro colonna riempita. Crescita visibile di cianobatteri è limitata alla parte superiore del 4 cm a causa della limitata disponibilità di luce con la profondità. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3. profilo di ossigeno all'interno della colonna d'acqua prima e 84 ore dopo l'inoculazione con cianobatteri. Zero cm la profondità sul l'asse y indica il colu acquadi superficie mn. I valori positivi per profondità riferiscono allo spazio di testa al di sopra del livello del liquido, mentre valori negativi rappresentano profondità all'interno della colonna d'acqua. Si noti la scala logaritmica per O 2 concentrazione sul asse x. La linea tratteggiata verticale indica la soglia per condizioni anossiche (O 2 ≤ 0,15 mg / L). (A) del profilo di ossigeno [0h] prima dell'inoculazione. Valori per O 2 erano costantemente sotto 0,13 mg / L nella colonna d'acqua. (B) il profilo di ossigeno 84 ore dopo l'inoculazione. O 2 era superiore a 0,5 mg / L nelle superiori 5,5 cm di colonna d'acqua. O 2 concentrazioni erano superiori a concentrazioni di fondo (≥ 0,15 mg / L, linea tratteggiata) nelle zone di cui sopra -8.5 cm di profondità. Zone più profonde erano anossica con O 2 ≤ 0,15 mg / L. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. 
Figura 4. Fe (II) profilo all'interno della colonna d'acqua prima e 84 ore dopo l'inoculazione con cianobatteri. Nota: Le barre di errore rappresentano replicati tecnici desunti dalle misurazioni in triplicato su un campione nel test Ferrozine. (A) Fe (II) profilo [0h] prima dell'inoculazione. Valori per Fe (II) erano costanti nella colonna d'acqua con un valore medio per Fe (II) = medio di 282,6 ± 6,8 mM. Variazioni nella Fe (II) risultato profilo dal singolo campione Fe (II) quantificazioni. Fe (II) la quantificazione su triplicati campione sarebbe probabilmente portare a meno variazioni. (B) Fe (II) del profilo 84 ore dopo l'inoculazione. Notevolmente inferiore Fe (II) le concentrazioni in alto a 6,8 cm all'interno della colonna d'acqua. Fe (II) valori inferiori a -8.9 cm profondità mostrano maggiore Fe(II) le concentrazioni che non differiscono in modo significativo dai valori iniziali Fe (II) prima inoculazione con cianobatteri (T-test; p <0.05). Fate clic qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| attrezzatura | Quantità | Descrizione dell'articolo | dettagli informazioni | ||
| Marca | Numero di ordinazione | Riferimento indirizzo | |||
| 1 | pallone Widdel (5 L) | Ochs | 110015 | labor-ochs.de | |
| 2 | Bottiglie di vetro (5 L) | Rotilabo | Y682.1 | carlroth.com | |
| 3 | pipette di vetro (5 ml) | 51714 | labor-ochs.de | ||
| 1 | 0,22 micron unità filtrante Steritop (0,22 micron Polietersulfone membrana) | Millipore | X337.1 | carlroth.com | |
| 0,5 m 2 | Foglio di alluminio | - | |||
| Supplies | - | N 2 - vano portaoggetti (100% N 2) | - | ||
| - | N 2 / CO 2 - gas (90/10, v / v; 50 mbar) | - | |||
| 1 | Sterile siringa di vetro Luer Lock, pieno di cotone | C681.1 | carlroth.com | ||
| 1 | Luer Lock aghi in acciaio inox (150 mm, 1,0 millimetri ID) | 201015 | labor-ochs.de | ||
| Sostanze chimiche | 4.8 L | MQ-acqua | - | ||
| per soluzione media 5 L | 100 grammi | NaCl | 433209 | sigmaaldrich.com | |
| 34 g | MgSO 4 | 208.094 | sigmaaldrich.com | ||
| 7,5 g | CaCl 2 | C4901 | sigmaaldrich.com | ||
| 1,25 g | NH 4 Cl | A9434 | sigmaaldrich.com | ||
| 0,34 g | KH 2 PO 4 | P5655 | sigmaaldrich.com | ||
| 0,45 g | KBr | P3691 | sigmaaldrich.com | ||
| 3,3 g | KCl | P9541 | sigmaaldrich.com | ||
| 200 ml | Anossico Na 2 HCO 3 soluzione -buffer (22 mm) | - | |||
| 15 mg | Selenio e la soluzione tungstato (comp. Wu et al., 2014) | - | |||
| 5 ml | Na 2 S 2 O 3 soluzione (1 M) | - | |||
| 2,5 ml | Soluzione vitamina Marine phototroph (MP) (comp. Wu et al., 2014) | - | |||
| 5 ml | MP traccia elemento solution (comp. Wu et al., 2014) | - | |||
| Riferimento | |||||
| Wu, W., Swanner, ED, Hao, LK, Zeitvogel, F., Obst, M., Pan, YX, e Kappler, A. (2014). Caratterizzazione della fisiologia e cellula-minerali interazioni della marina fototrofi anoxygenic Fe (II) ossidante Rhodovulum iodosum - implicazioni per Precambriano Fe (II) ossidazione. Fems Microbiologia Ecologia, 88 (3), 503-515. | |||||
Tabella 1. Media Preparazione. Elenco attrezzature, forniture e prodotti chimici per la preparazione del terreno di coltura.
| Quantità. | Ref. | Descrizione dell'articolo | dettagli informazioni | ||||
| per | 1 | (UN) | cilindro di vetro | Y310.1 | carlroth.com | * Personalizzato modificato da impianto di produzione di vetro | |
| 2 g | (A.1) | Lana di vetro | 7.377,2 | carlroth.com | |||
| 1.03 L | (A.2) | Perle di vetro (ø ,55-,7 mm) | 11079105 | biospec.com | |||
| 6 | (A.3) | tappo in gomma butilica (ø 1,2 centimetri) | 271.024 | labor-ochs.de | |||
| 1 | (A.4) | Piastra Petri, in vetro (ø 8,0 centimetri) | T939.1 | carlroth.com | |||
| 40 ml | (A.5) | colla polimeri | OTTOSEAL S68 | adchem.de | |||
| 11 | (A.6) | Ottica di ossigeno stagnola sensore (per l'analisi di ossigeno, vedi sotto) | - su richiesta - | presens.de | |||
| per | 4 | (B) | Media Ghiandole | ||||
| 4 | (B.1) | tubo di gomma (35 mm, 7 millimetri ID) | 770.350 | labor-ochs.de | |||
| 4 | (B.2) | connettore del tubo Luer Lock (3,0 mm Luer lock maschio = LLM) | P343.1 | carlroth.com | |||
| 4 | (B.3) | connettore del tubo Luer Lock (3,0 mm Luer lock femmina = LLF) | P335.1 | carlroth.com | |||
| 4 | (B.4) | tubo di gomma (25 mm, 0,72 millimetri ID) | 2600185 | newageindustries .com | |||
| per | 1 | (C) | Pannello Headspace Gas Cambio | ||||
| 1 | (C.1) | tubo di gomma (50 mm, 7 millimetri ID) | 770.350 | labor-ochs.de | |||
| 2 | (C.2) | Luer Lock ago in acciaio inox (150 mm, 1,0 millimetri ID) | 201015 | labor-ochs.de | |||
| 2 | (C.3) | vetro Luer Lock siringa (10 ml) | C680.1 | carlroth.com | |||
| 2 g | (C.4) | cotone sciolto | - | ||||
| 2 | (C.5) | tappo in gomma butilica (ø 1,75 centimetri) | 271.050 | labor-ochs.de | |||
| 1 | (C.6) | Ago in acciaio inox (40 mm, 1,0 millimetri ID) | Sterican | 4665120 | bbraun.de | ||
| 1 | (C.7) | Luer Lock ago in acciaio inox (150 mm, 1,5 millimetri ID) | 201520 | labor-ochs.de | |||
| (LLF) | Posizione: Luer Lock Connecto femminiler parte a C.7 | ||||||
| 10 ml | (C.8) | colla polimeri | OTTOSEAL S68 | adchem.de | |||
| per | 1 | (D) | Port campionamento | ||||
| 1 | (D.1) | Ago in acciaio inox (120 mm, 0,7 millimetri ID) | Sterican | 4665643 | bbraun.de | ||
| 1 | (D.2) | tubo di gomma (40 mm, 0,74 millimetri ID) | 2600185 | newageindustries .com | |||
| 2 | (D.3) | termorestringente (35 mm 3 mm ID ristretto) | 541.458-62 | conrad.de | |||
| 1 | (D.4) | morsetto del tubo | STHC-C-500-4 | tekproducts.com | |||
| 1 | (D.5) | connettore del tubo Luer Lock (1,0 millimetri, LLF) | P334.1 | carlroth.com | |||
| 1 | (D.6) | tappo di plastica Luer Lock (LLM) | CT69.1 | carlroth.com | |||
| per | 1 | (E) | bottiglia Media | ||||
| 1 | (E.1) | Bottiglia di vetro (5 L) | Rotilabo | Y682.1 | carlroth.com | ||
| 1 | (E.2) | tappo di gomma butilica (per GL45) | 444704 | labor-ochs.de | |||
| 1 | (E.3) | capillare in acciaio inox (300 mm, 0,74 millimetri ID) | 56736 | sigmaaldrich.com | |||
| 1 | (E.4) | capillare in acciaio inox (50 mm, 0,74 millimetri ID) | 56737 | sigmaaldrich.com | |||
| 4 | (E.5) | Shrink tubo (35 mm 3 mm ID ristretto) | 541.458-62 | conrad.de | |||
| 2 | (E.6) | tubo di gomma (100 mm, 0,74 millimetri ID) | 2600185 | newageindustries .com | |||
| 1 | (E.7) | connettore del tubo Luer Lock (1,0 millimetri, LLF) | P334.1 | carlroth.com | |||
| 1 | (E.8) | vetro Luer Lock siringa (10 ml) | C680.1 | carlroth.com | |||
| 1 g | (E.9) | cotone sciolto | - | ||||
| 1 | (E.10) | tappo in gomma butilica (ø 1,75 centimetri) | 271.050 | labor-ochs.de | |||
| 1 | (E.11) | Ago in acciaio inossidabile (40 mm, 0,8 millimetri ID) | Sterican | 4657519 | bbraun.de | ||
| per | 1 | (F) | Pannello di distribuzione medio | ||||
| 1 | (F.1) | vetro Luer Lock siringa (5 ml) | <td>C679.1 | carlroth.com | |||
| 1 | (F.2) | tappo in gomma butilica (ø 1,75 millimetri) | 271.050 | labor-ochs.de | |||
| 2 | (F.3) | Ago in acciaio inox (40 mm, 0,8 millimetri ID) | Sterican | 4657519 | bbraun.de | ||
| 2 | (F.4) | tubo di gomma (40 mm, 0,74 millimetri ID) | 2600185 | newageindustries .com | |||
| per | 2 | (G) | bottiglie di scarico | ||||
| 2 | (G.1) | Bottiglia di vetro (2 L) | Rotilabo | X716.1 | carlroth.com | ||
| 2 | (G.2) tappo di gomma butilica (per GL45) | 444704 | labor-ochs.de | ||||
| 4 | (G.3) | capillare in acciaio inox (50 mm, 0,74 millimetri ID) | 56736 | sigmaaldrich.com | |||
| 2 | (G.4) | tubo di gomma (30 mm x 0,74 mm ID) | 2600185 | newageindustries .com | |||
| 2 | (G.5) | tubo di gomma (100 mm x 0,74 mm ID) | 2600185 | newageindustries .com | |||
| 2 | (G.6) | connettore del tubo Luer Lock (1,0 millimetri, LLF) | P334.1 | carlroth.com | |||
| 1 | (G.7) | Luer Lock connettore a 3 vie (LLF, 2x LLM) | <td>6134 | cadenceinc.com | |||
| equipaggiamento aggiuntivo | |||||||
| 1 | (L) | Fonte di luce | Samsung | SI-P8V151DB1US | samsung.com | ||
| 1 | (P) | Pompa peristaltica | Ismatec | EW-78.017-35 | coleparmer.com | ||
| 4 | (Pt) | tubo di pompaggio (0,89 millimetri ID) | EW-97.628-26 | coleparmer.com | |||
| 4 | (S1 / 2) | capillare in acciaio inox (200 mm, 0,74 millimetri ID) | 56736 | sigmaaldrich.com | |||
| 4 | (W3 / 4) | Staicapillare in acciaio lla (400 mm, 0,74 millimetri ID) | 56737 | sigmaaldrich.com | |||
| 2 | (Gp) | Supel-inerte Foil (Tedlar - PFC) confezione di gas (10 L) | 30240-U | sigmaaldrich.com | |||
| con | 2 | (Gp.1) | tubo di gomma (30 mm, 6 mm ID) | 770.300 | labor-ochs.de | ||
| 1 | (Gp.2) | connettore del tubo Luer Lock (3,0 millimetri, LLM) | P343.1 | carlroth.com | |||
| 1 | (Gp.3) | connettore del tubo Luer Lock (3,0 millimetri, LLF) | P335.1 | carlroth.com | |||
| Supplies | 2 | - | N 2 / CO 2 - linea del gas (90/10, v / v; 50mbar) | - | |||
| 2 | - | A tenuta di gas siringa (20 ml) | C681.1 | carlroth.com | |||
| 1 | - | becco Bunsen | - | ||||
| 1 | - | Fibra ottica misuratore di ossigeno per la quantificazione di ossigeno | Presens | TR-FB-10-01 | presens.de | ||
| 1 | - | Pompa a vuoto | - | ||||
| 1 | - | colla in silicone per optodes ossigeno | Presens | PS1 | presens.de | ||
| -: Voci contrassegnate con un trattino (-) sono generalmente disponibili e non comevoce pecifici | |||||||
Tabella 2. Colonna di set-up. Le quantità, i numeri di riferimento alfanumerici e descrizioni degli articoli di attrezzature per set-up sperimentale.
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Discussion
comunità microbiche nel mare Precambriano sono stati regolati da, o modificati a seguito della loro attività e le condizioni geochimiche prevalenti. In interpretare le origini di BIF, ricercatori generalmente dedurre la presenza o l'attività dei microrganismi basato sulla sedimentologia o geochimica BIF, ad esempio, Smith et al. 23 e Johnson et al. 24. Lo studio degli organismi moderni in ambienti moderni che hanno analoghi geochimici per ambienti antichi è anche un valido approccio, ad esempio, Crowe et al. 11 e Koeksoy et al. 14. Un terzo approccio è l'utilizzo di organismi in sistemi di laboratorio ingegnerizzati che simulano i processi che si svolgono in mare Precambriano, ad esempio, Krepski et al. 25. Questo tipo di approccio è utile per verificare ipotesi specifiche, e rimuovere fattori biologici che potrebbero essere presenti nei sistemi moderni chimica o, ma non eranoparte dell'oceano Precambriano (ad esempio, piante acquatiche e animali). Pertanto presentiamo un metodo proof-of-concept per un sistema di risalita dinamico, di laboratorio, in cui l'attività di batteri (Cyano-) e la loro influenza sulla risultante profili geochimiche può essere valutata in condizioni di laboratorio. La nostra colonna può essere usato per testare ipotesi circa gli organismi ei processi che contribuiscono alla deposizione di BIF, e le biosignatures trattenuti in BIF.
Abbiamo ottimizzato il protocollo per la messa a punto colonna in modo che il montaggio è comprensibile e facilmente conducibili. Tuttavia devono essere affrontati con attenzione e, idealmente, condotta con l'aiuto di una persona che assiste alcuni passi nel protocollo. In particolare, il collegamento delle bottiglie medie al cilindro colonna deve essere eseguita rapidamente al fine di evitare la contaminazione della soluzione mezzo con ossigeno. L'uso di attrezzature sterili o lavorare in condizioni di laboratorio non sterili comporta in per la contaminazione dell'esperimento e risultati non affidabili. Pertanto è assolutamente necessario sterilizzare l'attrezzatura e mantenere condizioni sterili (lavora in una cappa a flusso laminare o 40 cm prossimi ad un bruciatore Bunsen) durante la configurazione dell'esperimento e raccolta di campioni. Inoltre, alcuni parametri chimico-fisici della colonna materiale causato cambiamenti chimici nel lungo tempo di set-up nell'esperimento colonna. Parti che sono fatti di tubi in gomma sembrano avere un coefficiente di diffusione di ossigeno che è abbastanza alto per influenzare significativamente la bottiglia serbatoio medio e portare a ossidazione di Fe (II) e la precipitazione minerale nella soluzione mezzo. Il consumo abiotici di> 10% Fe (II) a causa di precipitazioni durante l'esperimento abiotici più di 10 giorni (confrontare: I risultati rappresentativi) deve essere presa in considerazione per i futuri esperimenti a lungo termine. La sorgente di luce che è stato utilizzato in questo studio ha creato un gradiente di luce downwelling all'interno della parte superiore 6 centimetridella colonna. Gli spettri di luce coperto le lunghezze d'onda fotosinteticamente attiva di clorofilla A e B in Synechococcus e lasciata crescita e l'attività fotosintetica. Infatti, la sorgente di luce è uno dei parametri più importanti riguardanti organismi fototrofi da entrambi, la qualità e quantità di luce possono influenzare fortemente batteri fototrofi 11,13. Variazioni di lunghezze d'onda e intervalli spettrali, considerando anche le radiazioni UV più alto durante il Precambriano, possono consentire ulteriori approfondimenti di luce reazioni biogeochimici dipendenti. Durante gli esperimenti di incubazione luce, abbiamo notato che la luce è stata condotta attraverso la parete di vetro della colonna, che emette luce attraverso le porte di campionamento e nella parte inferiore della colonna. Per gli esperimenti futuri, il vetro nella parte superiore della colonna deve essere sostituito da luminoso non-conduttivo vetro. Il gradiente luce deve essere misurato in un finto set-up, in quanto non vi era alcun modo facile ed economico per misurare il gradiente di luce all'interno delsistema di colonne chiuso disponibile. Assumiamo un cambiamento significativo nel tempo la massima profondità di penetrazione della luce a causa dell'assorbimento della luce da cellule e minerali. Misurare il gradiente di luce in situ durante l'esperimento sarà di interesse per gli esperimenti futuri. L'uso di perline diffusione luminosa nella matrice perline di vetro e la quantificazione di luce diffusa dall'esterno potrebbe essere una possibilità per quantificare la disponibilità relativa luce in determinate profondità nel tempo. Un ulteriore miglioramento potrebbe includere una copertura che non ha bisogno di essere incollato, ma potrebbe essere facilmente attaccata e rimossa con una flangia e morsetto circonda. Una porta di alimentazione supporti e scarico 4-point comporterebbe un campo di flusso più omogeneo all'interno della colonna. Più stretto posizionamento dei principali porti campionamento per campioni liquidi comporterebbe una risoluzione maggiore di campionamento dei gradienti biologici e geochimici all'interno della colonna.
Tuttavia, i primi risultati dimostranod che la colonna a flusso verticale può essere considerata come un adeguato set-up sperimentale per studiare processi microbici e variazioni geochimiche in un sistema di risalita. Sosteniamo che questa colonna serve come prototipo per provare la funzionalità complessiva del sistema. Ipotesi Inoltre, i nostri risultati confermano largamente diffusa, risultati di modellazione, e deduzioni da geochimica sedimentaria che un chemoclino tra i risultati Fe (II), l'ossigeno e se cianobatteri sono presenti in un Fe (II) ricchi di sistema 20 upwelling. Le condizioni anossiche prima di inoculazione riflettono un oceano Precambriano prima di colonizzazione da parte di cianobatteri o organismi capaci di fotosintesi oxygenic. Con l'aumento dell'ossigeno nelle acque superficiali, upwelling Fe (II) si ossida e precipita come Fe (III) minerali, come verificato durante la deposizione dei BIF 26 .La creazione di un chemoclino e la formazione minerale può essere valutata estrapolare geochimica processi in ambiente più larga scalaS. Tuttavia, per upscaling i risultati valutati a (antichi) ambienti naturali, processi fisici supplementari devono essere considerati. Advective trasporto laterali, per esempio, potrebbe turbare la realizzazione di un chemoclino, uguale a turbolenze indotte dal vento nelle acque superficiali.
L'estrazione di campioni liquidi dalla colonna d'acqua per Fe (II), misura totale del Fe, e non invasiva O 2 quantificazione stati in grado di seguire l'evoluzione di un fronte reazione tra queste specie chimiche in modo semplice, veloce, affidabile . La bassa concentrazione di Fe (III) in campioni prelevati dalla colonna allestito in esperimenti di controllo abiotici indicano chiaramente che, anche se un po 'di ossidazione si è verificato nella bottiglia media, la colonna stessa è stata chiusa ermeticamente a O esterna 2 afflusso. Inoltre, questi risultati indicano che il protocollo di campionamento mantenuto campioni anossiche per Fe (II) quantificazione. Le variazioni di pH non sono stati registrati durante le speri colonnat e può avere un effetto dominante Fe-speciazione. Tuttavia, il sistema a flusso di corrente è stato tamponato da 22 mM NaHCO 3, che è in equilibrio con la anossico N 2 / CO 2 atmosfera nello spazio di testa e permette di mantenere un pH circum neutro per almeno 84 ore. Tuttavia, la quantificazione in situ del pH può essere un parametro importante per comprendere appieno i processi geochimici a potenziali esperimenti di lungo periodo e l'estrapolazione di (antichi) Sistemi di mare aperto. La matrice perle di vetro, per stabilizzare i stabiliscono gradienti geochimici nel cilindro della colonna, ha portato ad un accumulo di Fe-precipitati nel sottosuolo della colonna d'acqua. Ipotizziamo che i precipitati accumulati non hanno un effetto dominante sul nostro esperimento 84 hr. Tuttavia, degradante biomassa potrebbe indurre processi redox di Fe-precipitati che si traducono in Fe ciclismo. Questo deve essere considerato per quanto riguarda i potenziali di lungo periodo esperimenti (<84 h). In effetti, luceindotta Fe-redox in bicicletta e un rilascio di Fe al pool di ferro ferroso potrebbero essere osservate e quantificate in replica a lungo termine (21 giorni) esperimenti (Wu, W., Maisch, M., Kappler, A., Pan, Y. , e Swanner, ED fotochimica Fe (III) riduzione stabilizzato Fe (II) nelle oasi di ossigeno Archeano. Geologia. (in prep.)).
Esperimenti colonna future incorporare entrambi vari microrganismi e le variazioni nella composizione terreno di coltura. Questo permette la simulazione di diverse condizioni ambientali che sono rappresentativi diverse fasi durante la trasformazione della Ocean Precambriano. Per esempio, la silice può essere aggiunto al mezzo di simulare le concentrazioni di 0,67 a 2,2 mM che erano presenti nell'acqua marina Precambriana 27. Inoltre, la concentrazione di solfato nella soluzione mezzo potrebbe essere modificato per affrontare variazioni nella composizione dell'acqua di mare Precambriano. Variazioni del mezzo di coltura probabilmente influenzare il physiology e l'effetto dei microrganismi sui modelli geochimici nella colonna d'acqua 19 che la configurazione colonna corrente ci permette di indagare in situ. In aggiunta a ciò, esperimenti previsti comporteranno comunità microbiche più complessi come fototrofi Fe batteri (II) -oxidizing (ad esempio, Kappler et al.) 28, microaerofili Fe (II) batteri -oxidizing (ad esempio, Krepski et al.) 29 e cianobatteri. Gli esperimenti colonna aiuteranno a prendere in giro a parte il contributo individuale di questi processi microbici alla deposizione delle Banded Formazioni ferro. Tuttavia, per l'interpretazione e l'estrapolazione di antichi (e moderni) ambienti deve essere derivato con molta attenzione. L'habitat microbica che viene simulato nei modelli di studio in corso solo le caratteristiche di base di un potenziale colonna d'acqua Precambriano risalita dell'oceano: fondenti verticali Fe (II), un photic pendenza leggera zona, atmosfera anossica e cianobatteri. in annunciocondizione, le condizioni del sistema di risalita artificiale potenzialmente favorire la crescita di cianobatteri, a causa di temperature costanti e 24 le condizioni di luce ora che possono portare a più alti O 2 tassi di produzione, mentre la O elevata 2 concentrazioni porta in seguito a maggiori Fe (II) i tassi di ossidazione . Pertanto, il presente studio non può essere interpretato come un esperimento-fits-all ipotesi relative all'origine BIF.
Tuttavia, l'installazione consente l'indagine in situ di vari processi geochimici e la variazione e la simulazione di determinate condizioni al contorno (disponibilità di luce, la composizione media, flussi). La quantificazione dei singoli parametri e le interazioni geochimici in condizioni di laboratorio controllate può dare intuizioni in ambienti antichi e moderni. Inoltre, il sistema di colonne ci permette di verificare le ipotesi su come le condizioni geochimiche regolati attività microbica. Per esempio, è stato ipotizzared che alte concentrazioni Fe (II) nei sistemi upwelling Precambriani possono avere limitata produzione fotosintetica di ossigeno a causa della tossicità di Fe (II) in soleggiato, ambienti ossigenati 20. indagini future inoltre integrare flussi chimici e tariffe volumetriche che permettono calcoli stechiometrici qualitativi e quantitativi della cinetica di reazione nella colonna d'acqua artificiale. Valori puntuali saranno poi collegati a valutare un modello per i singoli simulazioni ambientali. Con la colonna istituito, siamo ora in grado di investigare la risposta allo stress diretta dei batteri (Cyano-) per flussi di alta Fe (II) e la luce in un sistema di risalita in situ che rappresenta le condizioni marine Terra primitiva 20. La colonna può essere utilizzato anche per verificare ipotesi riguardanti le firme geochimiche prodotte dall'attività microbica, per esempio l'evoluzione di Fe composizioni isotopiche lungo un sistema di risalita dove Fe (II) viene ossidato (ad esempio, Czaja etal.) 30. Inoltre, le perle di vetro che stabilizzano i gradienti chimici all'interno della colonna potrebbe essere sostituito con sabbia o sedimenti. E 'quindi possibile applicare questa colonna per simulazioni dei gradienti geochimici che potrebbero svilupparsi in marini o d'acqua dolce sedimenti abitati da microrganismi (ad esempio, Melton et al.) 31.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Mark Nordhoff assistito nella progettazione e realizzazione di collegamenti dei tubi. Ellen Struve ha contribuito a selezionare e acquisire le attrezzature utilizzate.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Widdel flask (5 L) | Ochs | 110015 | labor-ochs.de |
| Glass bottles (5 L) | Rotilabo | Y682.1 | carlroth.com |
| Glass pipettes (5 ml) | 51714 | labor-ochs.de | |
| 0.22 µm Steritop filter unit (0.22 µm Polyethersulfone membrane) | Millipore | X337.1 | carlroth.com |
| Aluminum foil | |||
| Sterile Luer Lock glass syringe, filled with cotton | C681.1 | carlroth.com | |
| Luer Lock stainless steel needles (150 mm, 1.0 mm ID) | 201015 | labor-ochs.de | |
| NaCl | Sigma | 433209 | sigmaaldrich.com |
| MgSO4 | Sigma | 208094 | sigmaaldrich.com |
| CaCl2 | Sigma | C4901 | sigmaaldrich.com |
| NH4Cl | Sigma | A9434 | sigmaaldrich.com |
| KH2PO4 | Sigma | P5655 | sigmaaldrich.com |
| KBr | Sigma | P3691 | sigmaaldrich.com |
| KCl | Sigma | P9541 | sigmaaldrich.com |
| Glass cylinder | Y310.1 | carlroth.com | |
| Glass wool | 7377.2 | carlroth.com | |
| Glass beads (ø 0.55 - 0.7 mm) | 11079105 | biospec.com | |
| Butyl rubber stopper (ø 1.2 cm) | 271024 | labor-ochs.de | |
| Petri Dish, glass (ø 8.0 cm) | T939.1 | carlroth.com | |
| Polymers glue | OTTOSEAL S68 | adchem.de | |
| Optical oxygen sensor foil (for oxygen analysis, see below) | – on request – | presens.de | |
| Rubber tubing (35 mm, 7 mm ID) | 770350 | labor-ochs.de | |
| Luer Lock tube connector (3.0 mm, Luer lock male = LLM) | P343.1 | carlroth.com | |
| Luer Lock tube connector (3.0 mm, Luer lock female = LLF) | P335.1 | carlroth.com | |
| Rubber tubing (25 mm, 0.72 mm ID) | 2600185 | newageindustries.com | |
| Rubber tubing (50 mm, 7 mm ID) | 770350 | labor-ochs.de | |
| Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.0 mm ID) | 201015 | labor-ochs.de | |
| Luer Lock glass syringe (10 ml) | C680.1 | carlroth.com | |
| Loose cotton | – | ||
| Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm) | 271050 | labor-ochs.de | |
| Stainless steel needle (40 mm, 1.0 mm ID) | Sterican | 4665120 | bbraun.de |
| Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.5 mm ID) | 201520 | labor-ochs.de | |
| position: Luer Lock female connector part at C.7 | |||
| Polymers glue | OTTOSEAL S68 | adchem.de | |
| Stainless steel needle (120 mm, 0.7 mm ID) | Sterican | 4665643 | bbraun.de |
| Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID) | 2600185 | newageindustries.com | |
| Heat shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk) | 541458 - 62 | conrad.de | |
| Tube clamp | STHC-C-500-4 | tekproducts.com | |
| Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) | P334.1 | carlroth.com | |
| Luer Lock plastic cap (LLM) | CT69.1 | carlroth.com | |
| Glass bottle (5 L) | Rotilabo | Y682.1 | carlroth.com |
| Butyl rubber stopper (for GL45) | 444704 | labor-ochs.de | |
| Stainless steel capillary (300 mm, 0.74 mm ID) | 56736 | sigmaaldrich.com | |
| Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID) | 56737 | sigmaaldrich.com | |
| Shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk) | 541458 - 62 | conrad.de | |
| Rubber tubing (100 mm, 0.74 mm ID) | 2600185 | newageindustries.com | |
| Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) | P334.1 | carlroth.com | |
| Luer Lock glass syringe (10 ml) | C680.1 | carlroth.com | |
| Loose cotton | – | ||
| Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm) | 271050 | labor-ochs.de | |
| Stainless Steel needle (40 mm, 0.8 mm ID) | Sterican | 4657519 | bbraun.de |
| Luer lock glass syringe (5 ml) | C679.1 | carlroth.com | |
| Butyl rubber stopper (ø 1.75 mm) | 271050 | labor-ochs.de | |
| Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID) | 2600185 | newageindustries.com | |
| Glass bottle (2 L) | Rotilabo | X716.1 | carlroth.com |
| Butyl rubber stopper (for GL45) | 444704 | labor-ochs.de | |
| Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID) | 56736 | sigmaaldrich.com | |
| Rubber tubing (30 mm x 0.74 mm ID) | 2600185 | newageindustries.com | |
| Rubber tubing (100 mm x 0.74 mm ID) | 2600185 | newageindustries.com | |
| Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) | P334.1 | carlroth.com | |
| Luer Lock 3-way connector (LLF, 2x LLM) | 6134 | cadenceinc.com | |
| Light source | Samsung | SI-P8V151DB1US | samsung.com |
| Peristalic pump | Ismatec | EW-78017-35 | coleparmer.com |
| Pumping tubing (0.89 mm ID) | EW-97628-26 | coleparmer.com | |
| Stainless steel capillary (200 mm, 0.74 mm ID) | 56736 | sigmaaldrich.com | |
| Stainless steel capillary (400 mm, 0.74 mm ID) | 56737 | sigmaaldrich.com | |
| Supel-Inert Foil (Tedlar - PFC) gas pack (10 L) | 30240-U | sigmaaldrich.com | |
| Rubber tube (30 mm, 6 mm ID) | 770300 | labor-ochs.de | |
| Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLM) | P343.1 | carlroth.com | |
| Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLF) | P335.1 | carlroth.com | |
| Gas-tight syringe (20 ml) | C681.1 | carlroth.com | |
| Bunsen burner | – | ||
| Fiber optic oxygen meter for oxygen quantification | Presens | TR-FB-10-01 | presens.de |
| Vacuum pump | – | ||
| Silicone glue for oxygen optodes | Presens | PS1 | presens.de |
References
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